Yöntem makalesi

Odun Delici Böceklerle İlişkili Foretik Akarların Yetiştirilmesi

705 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2 Eylül 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

Bu makalede

Özet

Burada, deneysel veya uygulamalı araştırmalar için özelleştirilebilir gıda kaynaklarına ve ölçeklenebilir yöntemlere sahip bir yetiştirme ünitesi kullanarak, hem yırtıcı hem de mantarlı türler de dahil olmak üzere odun delici böceklerle ilişkili foretik akarların laboratuvar kültürlerini oluşturmak ve sürdürmek için bir protokol sunuyoruz.

Özet

Foretik akarlar, Coleoptera: Curculionidae ve Cerambycidae gibi çok çeşitli odun delici böceklerin ortak ortaklarıdır. Foretik akarlar, konakçılarının üreme alanlarına erişebilen birkaç organizma grubu arasındadır. Bu organizmalar çok küçüktür ve ahşap delici böceklerin galerilerindeki biyotik ve abiyotik koşullar için yakın ilişkiler ve afinite oluştururlar. Galerilerdeki varlıkları, böceğin davranışı ve üremesi üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir. Bazı türler, böceklerin ve karşılıklı mantarlarının doğal antagonistleri olarak hareket edebilir ve başarılarını garanti eden simbiyotik ilişkileri bozabilir. Bu özellikler, foretik akarları, odun delici zararlıları hedef alan biyolojik kontrol programları için umut verici adaylar haline getirir. Bununla birlikte, temel biyolojilerini ve ekolojilerini incelemek ve biyokontrol ajanları olarak potansiyellerini değerlendirmek için bu akarları yetiştirmek için tekrarlanabilir yöntemlere ihtiyaç vardır. Önemlerine rağmen, şu anda foretik akar popülasyonlarını esaret altında tutmak için ayrıntılı protokoller bulunmamaktadır. Bu çalışma, iki grup foretik akar, mantar vorları/detritivorlar (Acari: Astigmata) (yani, Histiogaster arborsignis) ve predatörler (Acari: Mesostigmata) (yani, Proctolaelaps spp.) yetiştirmek için pratik ve erişilebilir bir yaklaşım sunmaktadır. Bu akarlar için besin kaynağı olarak sırasıyla haddelenmiş arpa taneleri ve nematodların kullanılmasını öneriyoruz. Bu besin kaynakları pratik ve yaygın olarak erişilebilirdir, minimum bakım gerektirir ve hedef akar gruplarının beslenme gereksinimlerine göre uyarlanmış standart bir diyet sunar. Nem düzenleyici bir matris olarak alçı kömürü bazlı bir alt tabaka kullanılır. Bu kombinasyon, bu akarların uzun süreli bakımı ve çoğaltılması için hem gıda kaynakları hem de uygun bir mikro habitat sağlar. Açıklanan yöntem ölçeklenebilir olup, araştırmacıların yetiştirme birimlerini koloni büyüklüğü ve deneysel gereksinimlerle orantılı olarak genişletmelerini sağlar. Bu protokol, foretik akarların ekolojik rollerine ilişkin araştırmaları ilerletmek için kritik bir araç sunmaktadır. Deneysel olarak doğrulanmış bu sistem, laboratuvar koşullarında diğer akar taksonlarının yetiştirilmesi için uyarlanabilir kalırken, birkaç ay ve birden fazla nesil için uzun vadeli koloni canlılığı sağlar.

Giriş

Odun delici böceklerin çoğu, yaşam döngülerinin çoğunu, beslendikleri ve genellikle bitki patojenlerinin vektörleri olarak hareket ettikleri ağaçların içinde tamamlar ve tarım ve orman ekosistemleri için ciddi riskler oluşturur 1,2. En çok zarar veren gruplar arasında, dünya çapında yoğun ağaç ölümleri ve ekonomik kayıplarla bağlantılı olan Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae ve Curculionidae familyalarındaki istilacı böcekler bulunmaktadır3. Florida, 35'ten fazla ambrosia böceği türüne (Coleoptera: Curculionidae) ev sahipliği yapar ve en az 15'inin avokado ağaçlarını istila ettiği bilinmektedir 4,5. Meyve bahçelerindeki yaygın türler arasında Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) ve Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), genellikle aynı ağaçta birlikte görülür 4,6. Bu böcekler öncelikle zararlıdır çünkü bazıları bitkiler için patojenik olan simbiyotik mantarları vektörleştirirler7. En ciddi patojen, 2002 8,9 civarında birincil vektörü Xyleborus glabratus Eichhoff ile ABD'ye tanıtılan defne solgunluğunun nedensel ajanı Harringtonia lauricola'dır. Defne solgunluğu Florida'nın avokado endüstrisini ve yerli Lauraceae'yi harap etti ve yarım milyardan fazla ağacı öldürdü10,11. Ayrıca, H. lauricola şimdi, X. glabratus'un nadir olduğu avokado sistemlerinde alternatif vektörler olarak işlev gören çoklu ambrosia böceği türü ile birlikte ortaya çıkmaktadır 4,12.

Akarlar (Acari), çok çeşitli ekolojik nişleri işgal eden çok çeşitli eklembacaklılardır. Bunlar arasında, birkaç grup, yırtıcı davranışları, yüksek üreme oranları ve toprak, bitki yüzeyleri ve depolanmış ürünler dahil olmak üzere çeşitli ortamlarda gelişme yetenekleri nedeniyle biyolojik kontrol ajanları olarak potansiyelleri nedeniyle giderek daha fazla tanınmaktadır. Seralarda, fidanlıklarda ve tarım alanlarında haşere salgınlarını bastırma yetenekleri, entegre haşere yönetimi (IPM) programlarındaki önemlerinin altını çizmektedir13,14. Örneğin, Phytoseiidae familyası, sera ve tarla bitkilerinde örümcek akarlarının (Acari: Tetranychidae) ve tripslerin baskılanmasında yaygın olarak kullanılan Neoseiulus californicus Berlese ve Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot olmak üzere biyolojik mücadelede önemli öneme sahip birkaç tür içerir15. Benzer şekilde, laelapid akarı Stratiolaelaps scimitus, mantar, sivrisinek larvaları ve thrips pupa gibi toprakta yaşayan zararlıları hedef alan bir biyolojik kontrol ajanıdır ve geniş ölçüde entegre haşere yönetimi programlarına dahil edilmiştir16. Foretik akarlar bu bağlamda umut verici bir grubu temsil etmektedir. Bu akarlar, dağılmak için konakçılarıyla geçici ilişkilere güvenirler ve sıklıkla ağaç kabuğu ve ambrosia böcekleri gibi odun delici böceklerin galerilerinde veya kuluçka odalarında bulunurlar 17,18,19.

Foretik akarların çeşitliliği hem morfolojiye hem de ekolojiye kadar uzanır. Bazıları mantarlı ve zararlı beslenme davranışı sergilerken, diğerleri yırtıcıdır. Ev sahiplerine olan yakınlıkları göz önüne alındığında, foretik akarlar, yumurta ve larvaları önceden avlayarak, onları fiziksel olarak bozarak veya dolaylı olarak odun delici böceklerin simbiyotik ilişkilerini bozarak böcek popülasyonlarını doğrudan bastırma potansiyeline sahiptir 20,21,22,23.

Akarlara ve potansiyel biyolojik kontrol ajanlarına olan ilginin artmasına rağmen, onlar için yetiştirme protokollerinin geliştirilmesi sınırlı kalmaktadır. Bazı çalışmalar, serbest yaşayan yırtıcı akarların (Acari: Mesostigmata) kültürlenmesi için yöntemler bildirmiştir24,25; Bununla birlikte, açıklamalar genellikle akar kolonilerinin ilk kuruluşu için talimatlardan yoksundur ve bu da yeni akrologlar için bir zorluk teşkil eder. Şu anda, uzun süreli laboratuvar kolonilerini korumak veya deneysel kullanım için foretik akarları yetiştirmek için yerleşik bir protokol mevcut değildir. Bu çalışmada sunulan protokol, hem yırtıcı (yani Mesostigmata) hem de mantar öldürücü/detritivore (yani Astigmata) akarlarının yetiştirilmesi için pratik, ölçeklenebilir ve tekrarlanabilir bir yöntem sunarak bu boşluğu ele almaktadır. Protokol foretik akarlar bağlamında tanımlanmış olsa da, diğer akarlara geniş ölçüde uygulanabilir ve çeşitli araştırma hedeflerine uyacak şekilde kolayca uyarlanabilir. Örneğin, bu yöntem kullanılarak yetiştirilen Astigmata akarları, yırtıcı akarlar için yapay bir av görevi görebilir26,27.

Bu çalışma, geniş çapta uygulanabilir bir substrat ve diyet kombinasyonunun çeşitli akar taksonlarında (Mesostigmata ve Astigmata) sürekli sağkalımı ve üremeyi destekleyebileceği hipotezi altında, foretik akarlar için standartlaştırılmış bir yetiştirme protokolü geliştirmeyi ve değerlendirmeyi amaçlamıştır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Burada açıklanan protokol, toprak eklembacaklıları24,25 için kütle yetiştirme tekniklerinin önceki tanımlarının yükseltilmiş bir uyarlamasıdır. Ayrıca, otoklavlanabilir plastik torbalar kullanarak mantar / detritivor foretik akarların (yani Astigmata) toplu olarak yetiştirilmesi için yeni bir yöntem içerir. Reaktifler ve kullanılan ekipman Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Yetiştirme ünitesi alt tabakasının hazırlanması

  1. 1-5 akarlı bir kültüre başlarken, koloni oluşumu sırasında akar görselleştirmesini kolaylaştırmak için 5 mL'lik vidalı kapaklı bir kavanoz kullanın. Başlangıç kavanoz boyutunu bilmek için, 30 mL kap hacmi başına yaklaşık 20 akar hesaplayın.
    NOT: Örneğin, 5-20 akarlı bir kültüre başlarken, 30 mL veya daha küçük vidalı kapaklı şeffaf bir kavanoz kullanın. 20-40 akarlı bir kültüre başlarken, bir sonraki kavanoz boyutunu (60 mL) kullanın.
  2. 500 mL otoklavlanabilir bir beherde 90 g Paris alçısı ve 10 g toz aktif kömür (9:1) kuru bir karışım hazırlayın. Otoklavlamadan önce tozu tamamen karışana kadar karıştırın.
  3. Otoklavlama işlemi sırasında kabın içine su girmesini önlemek için kabı alüminyum folyo ile örtün.
  4. Otoklavlanabilir bir beherde organik kabuk parçaları ve Sphagnum yosunu (2:1) karışımı hazırlayın. Yetiştirme kabının yaklaşık yarısını kaplayacak kadar hazırlayın.
    NOT: Örneğin, 120 mL'lik bir kap hazırlarken, yaklaşık 60 mL alt tabaka hazırlayın.
  5. Otoklavlama işlemi sırasında kabın içine su girmesini önlemek için kabı alüminyum folyo ile örtün.
  6. Otoklavlanabilir bir behere 500 mL damıtılmış su dökün.
  7. Beheri alüminyum folyo ile örtün.
  8. Kuru karışımı, kabuk-yosun karışımını ve damıtılmış suyu ayrı kapalı beherlerde otoklavlayın. Otoklavı 30 dakikalık kuruma süresi ile 121 °C ve 15 psi'de 30 dakikaya ayarlayın.
  9. Malzemelerin yaklaşık 1 saat oda sıcaklığına (25 °C) soğumasını bekleyin. Soğurken tüm malzemeleri folyo ile kapalı bırakın.
  10. Soğuduktan sonra, aktif kömür-sıva karışımına bir seferde 50 mL otoklavlanmış damıtılmış su dökün ve her seferinde daha fazla su eklendiğinde karışımı karıştırın. Kremsi bir kıvam elde edilene kadar işlemi tekrarlayın (ideal kıvam mayoneze benzer).
  11. Karışımı hemen kavanozun dibine dökün ve hava kabarcıklarını gidermek için düz bir yüzeye birkaç kez hafifçe vurun. Karışımın 1 cm'lik bir tabakasını oluşturacak kadar dökün.
    NOT: 30 mL'den küçük bir kavanoz kullanıyorsanız, katmanın kalınlığını kavanoz yüksekliğinin yaklaşık %25'ine ayarlayın.
  12. Karışımın tamamen kurumasını bekleyin (yaklaşık 6 saat) (Şekil 1A,B).
  13. Alt katmana daha koyu griye dönene kadar damıtılmış su ekleyin. Yüzeyi ıslatmadan bu tabakayı doyuracak kadar su ekleyin. Aşırı miktarda su dökülürse, fazla suyu emmek için bir parça kağıt havlu kullanın.
  14. Organik kabuk parçaları ve Sphagnum yosununun (2:1) otoklavlanmış karışımını yetiştirme ünitesine ekleyin. Yetiştirme ünitesinin yarısını veya daha azını kaplayacak kadar ekleyin (Şekil 1C).
    NOT: 1-5 akar ile bir kültüre başlıyorsanız, koloni oluşumu sırasında akar görselleştirmesini kolaylaştırmak için tek bir küçük kabuk parçası ve/veya bir tutam Sphagnum yosunu ekleyin (Şekil 2A).

2. Havalandırmalı bir kapağın hazırlanması

  1. Kavanoz kapağının ortasına bir delik açın. 30 mL'lik bir kavanoz için 1 cm çapında bir delik açın. Daha büyük kaplar için, kabın hacmindeki her 30 mL'lik artış için deliğin boyutunu yaklaşık 2 mm çapında artırın (yani, 60 mL'lik bir kap için 1,2 mm çapında delik, 90 mL'lik bir kap için 1,4 mm çapında delik, vb.).
    NOT: 30 mL'den küçük bir kavanoz kullanırken, alt tabaka çabuk kuruyacağından kapakta bir delik açılması önerilmez (Şekil 2B). Hava değişimi için kabın 2 günde bir açıldığından emin olun.
  2. Deliğin üstüne akar geçirmez bir ağ (80 μm veya daha az açıklık) yapıştırmak için sıcak tutkal kullanın. Tüm çatlakların kapatıldığından emin olmak için kapağın her iki yanındaki deliğin etrafına sıcak yapıştırıcı uygulayın (Şekil 1D).

3. Besin kaynağı ve foretik akar transferi

  1. Yetiştirme ünitesinde küçük yamalar (yüzeyin yaklaşık %20'si) av/gıda maddelerini ayrı ayrı sunun.
    NOT: Yetiştirilen akarın beslenme alışkanlıklarına göre besin kaynağını belirleyin. Yırtıcı akarlar (yani Mesostigmata) için, nematodları ve / veya larvaları ve Astigmata akarlarının yumurtalarını sunun (yani, Aleuroglyphus ovatus veyaThyreophagus entomophagus)27. Yırtıcı akarları beslemek için en erişilebilir ve kültürü kolay nematod mikro kurtlardır (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), balık yavruları için bir besin kaynağı olarak kullanılmak üzere ticari olarak kolayca temin edilebilir. Alternatif olarak, Steinernema spp. ve Heterorhabditis spp.28 gibi ticari olarak temin edilebilen entomopatojenik nematodları kullanın. Mantar vorları/detritivorlar (yani Astigmata) için haddelenmiş arpa taneleri ve yulaf ezmesi sunun.
  2. Akarları ince bir boya fırçası kullanarak yetiştirme ünitesine aktarın.
  3. Kültürleri etiketleyin. Bilimsel ve yaygın adları (varsa), tarihi, koleksiyonun yerini ve ana bilgisayarı yazın.
  4. 24 saat sonra, hangi av / gıda maddesini tercih ettiklerini belirlemek için akarları stereomikroskop altında gözlemleyin.
  5. Kültürleri tamamen karanlıkta 25-27 °C sıcaklık aralığında tutun.

4. Konak ve foretik akar toplama

  1. Foretik konakları seçin ve bulun. Birçok odun delici böcek ve diğer böcekler, akarların foretik konakçıları olarak hizmet eder. Foretik konakçı tarafından işgal edilen keşif alanları ve belirli ekolojik nişler.
  2. Yemleme, tuzaklama, ağ toplama ve/veya elle toplama gibi foretik akarların toplandıktan sonra canlı kalmasına izin veren yöntemler kullanarak konakçıları toplayın. Öldürücü ajanlar kullanmaktan kaçının.
    NOT: Toplama yöntemi, foretik konağa bağlı olacaktır. Örneğin, kabuk ve ambrosia böcekleri, Lindgren huni tuzakları kullanılarak, kütükleri manuel olarak kazarak veya istila edilmiş kütükleri çıkış odaları29 olarak hizmet veren kaplara yerleştirerek toplanabilir.
  3. Foretik konakçıları laboratuvara aktarın.
  4. Konağın vücudundaki foretik akarları bulmak için bir stereomikroskop (40-200x) kullanın.
    NOT: Foretik akarlar genellikle böcek kanatlarına (elytra), yumuşak kütiküle (yani bacak ve vücut segmentleri arasında), toraksa ve elytra'nın altına bağlanır.
  5. Yetiştirme ünitesini hazırladıktan sonra (2. adım, 3. adım ve 4. adımları izleyerek), ince bir boya fırçası kullanarak akarları konakçıların vücudundan dikkatlice çıkarın.
  6. Yetiştirme ünitesine eklenen tüm akarların morfolojik olarak tek tip olduğunu doğrulamak için toplanan bireyleri stereomikroskop altında (40-200×) inceleyin. Birden fazla morfotip tespit edilirse, bunları ayırın ve her farklı morfotip için ayrı yetiştirme birimleri oluşturun.
  7. Foretik akarları ince bir boya fırçası kullanarak yetiştirme ünitesine aktarın.

5. Kültür bakımı

  1. Kültürleri 2 günde bir stereomikroskop altında (40-200×) gözlemleyin. Sporofitler (küf), diğer akarlar ve bakterilerle kontaminasyon belirtilerini kontrol edin.
  2. Forseps gibi sterilize edilmiş bir alet kullanarak kontaminasyonu manuel olarak ortadan kaldırın. Küçük küf büyümeleri, %70 EtOH'nin bir boya fırçası ile doğrudan hiflere nazikçe uygulanmasıyla yönetilebilir. Tanınmayan akarları ortadan kaldırın.
    NOT: Bazı akar yaşam evreleri morfolojik olarak diğerlerinden farklı görünür. Örneğin, birçok astigmatid akarı, diğer yaşam evrelerine benzerlik göstermeyen foretik deutonimphler (hippi) üretecektir. Yetiştirilen akarın yaşam evreleri arasındaki morfolojik farklılıklar için literatürü araştırın.
  3. Besin kaynağını yenileyin. Yetiştirme ünitesinin kirlenmesini önlemek için bir sonraki kültür bakımından önce tüketilecek kadar yiyecek ekleyin.
  4. Nemi yüksek tutmak için deney ünitesinin altına damıtılmış su ekleyin (% >75). 1 mL'lik artışlarla su eklemek için bir pipet kullanın. Yüzeyi ıslak (parlak) hale getirmeden bu tabakayı doyuracak kadar su ekleyin. Yüzey aşırı nemli hale gelirse, yüzey opak hale gelene kadar fazla suyu emmek için bir kağıt havlu kullanın.
    NOT: Katman suyu emdiği için daha koyu griye dönecektir.
  5. Haftada bir kez, alt tabaka sıkışmasını önlemek için yetiştirme ünitesini hafifçe sallayın. Bu adım, 500 mL'nin üzerindeki kaplarda tutulan kültürler için önemlidir.

6. Yırtıcı foretik akar kültürlerinin ölçeklendirilmesi

  1. Kültür oluşumundan 2-4 hafta sonra veya kültür akarlarla doyurulduğunda, yukarıda açıklanan adımları izleyerek avla donatılmış daha büyük boyutlu bir kavanoz hazırlayın. İhtiyaç duyulan kavanozun boyutunu bilmek için, aktarılan akar sayısını tahmin edin ve 30 mL'de 20 akar kuralını kullanın.
    NOT: Kültür akarlarla doyurulduğunda, alt tabakanın üzerinde ve kapakta sürünmeye başlarlar. Bu genellikle kültürü daha büyük bir konteynere yükseltmenin zamanıdır.
  2. Tüm alt tabakayı akarlarla birlikte eski kavanozdan yenisine aktarın.
  3. Eski kavanozu yeni kavanozun üzerine ters çevirin ve akarları eski arenadan yeni yetiştirme ünitesine çıkarmak için altına hafifçe vurun.
  4. Eski kavanozda önemli sayıda akar kalırsa, bunları ince bir boya fırçası kullanarak manuel olarak aktarın.

7. Mantar / detritivor kültürlerinin toplu yetiştirme plastik torbalarına ölçeklendirilmesi

NOT: Mantar öldürücü/detritivor akarları tahılları tüketirken, kabukları ve çürüyen organik maddeleri, yetiştirme substratını hızla kirletebilir ve koşulları akarlar için zararlı hale getirebilir. Bu nedenle, küçük mantarlı akar kolonilerini korumak için 120 mL'lik bir kavanoza kadar küçük yetiştirme üniteleri önerilir. Mantarlı akarların ölçeklendirilmesi veya toplu olarak yetiştirilmesi için, haddelenmiş arpa içeren otoklavlanabilir torbalar önerilir.

  1. 19 cm x 19 cm x 32 cm filtrelenmiş otoklavlanabilir bir torbaya (genellikle mantar yetiştiriciliği için kullanılır) 100 g haddelenmiş arpa veya yulaf ekleyin (Şekil 3).
  2. Tahıllara 25 mL damıtılmış su ekleyin.
  3. Otoklavda patlamaması için torbayı gevşek bir şekilde kapatın.
  4. Sıvı 30 döngüsü (121 °C) kullanarak torbayı otoklavlayın.
  5. Akarları eklemeden önce tahılların tamamen soğumasını bekleyin.
    NOT: Taneler otoklavlandıktan sonra yumuşak ve nemli olmalıdır. İlk su miktarı, işlenme şekillerindeki farklılıklar nedeniyle tahıl türüne ve markasına bağlı olabilir. Tahıllara eklenen su hacmi, protokol önerisinden (25 mL) 5-10 mL artırılarak veya azaltılarak ayarlanabilir. Örneğin, tahıllar tamamen kuru görünüyorsa, otoklavlamadan önce fazladan 5-10 mL su ekleyin. Torbanın dibinde görünür su varsa, otoklavlamadan önce eklenen su miktarını 5-10 mL azaltın.
  6. Akarları yetiştirme kavanozundan torbaya aktarın. Yüzeyden tüm yaşam evrelerinin bir karışımını almak için küçük bir çay kaşığı veya eşdeğeri kullanın. Sadece akarları tahıl substratı ile aktarın. Küf kontaminasyonu kaynağı oldukları için kabuk ve Sphagnum yosunu parçalarını aktarmayın.
  7. Torbayı bir ısı plastik torba kapatıcı kullanarak kapatın.
  8. Kültürleri 25-27 °C sıcaklık aralığında, tercihen karanlıkta tutun.

8. Plastik torbalarda mantar / detritivorlar kültür bakımı

  1. Akarlar tahılları tükettikçe toz haline gelirler ve sıkışma eğilimi gösterirler. Yiyecek substratının havalandırıldığından ve karıştırıldığından emin olmak için torbaları haftada iki kez çalkalayın.
  2. Tahılların çoğu (%>75) tüketildiğinde veya mantar veya bakteri kontaminasyonu varsa, 8. adımı izleyerek yeni bir torba hazırlayın.
  3. Akarları yeni torbaya aktarın. En yüksek akar konsantrasyonuna sahip olacağından, toz haline getirilmiş substratın aktarıldığından emin olun.
    NOT: Akarların yenisine aktarılmadan önce torbada bırakılması gereken süre, söz konusu akar türüne, verilen ilk akar sayısına ve tutuldukları sıcaklığa bağlı olacaktır. Çoğu durumda, torbalar değiştirilmeden önce yaklaşık üç hafta dayanır.

9. Aylık koloni denetimi

  1. Ayda bir kez, Hoyer'in orta30'unu kullanarak kolonideki 5-10 yetişkin akarın mikroskop slaytlarını hazırlayın.
  2. Yetiştirilen akar türünün bir kirletici madde ile değiştirilmediğinden emin olmak için numuneleri mikroskop altında (400-1000x) kontrol edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu el yazmasında anlatılan protokol, iki yırtıcı akar türü olan Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) ve Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae) ve bir mantar öldürücü/detritivore türü olan Histiogaster arborsignis'in (Astigmata: Acaridae) laboratuvar koşullarında büyümesini ve üremesini etkili bir şekilde desteklemiştir. Her akar türü için on koloni (kopya) hazırlandı. Her koloni, ilk 7 gün boyunca 5 mL'lik arenalarda (2, 3, 4 ve 5. adımlarda açıklandığı gibi) tutulan beş bir...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışma, önerilen yetiştirme protokolünün hem predatör akarların (Lasioseius safroi ve Proctolaelaps sp.) hem de mantarlı/detritivor bir türün (Histiogaster arborsignis) kontrollü laboratuvar koşullarında hayatta kalmasını ve üremesini etkili bir şekilde desteklediğini göstermektedir. 14 günlük süre boyunca önemli popülasyon artışları kaydedildi ve mL'den 120 mL arenalara geçişin ardından ortalama koloni büyüklükleri 200 kişiyi aştı. Bu sonuçlar, protokolün ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Kısmen, bu araştırma USDA kurum içi projesi (5010-22410-024-00-D) ve USDA NIFA hibesi 2024-51181-43302 kapsamında Ulusal Bitki Hastalıkları Kurtarma Sistemi tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
5 mL Şeffaf Kapaklı KaplarAmazon - Medsuo‎ Y-ZS-11-299
Detay İnce Boya Fırça Seti 6'lıAmazon - TransonSJGGX6
Günlük Alüminyum Folyo Reynolds Sargısıhttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Darbeli Isı Torbası MühürleyiciAmazon - runruii619438296390
Çoklu Filtre Şeritleri Otoklavlanabilir TorbaAmazon - Mikrosac torbalarıB076C2KTMD
Organik Hindistan Cevizi Aktif Kömür (Toz) Gıda SınıfıAmazon - Belle ChemicalAC - 01
Paris Alçısı (Toz)DAP10318
Repti KabuğuHayvanat Bahçesi MedRB4
Haddelenmiş arpa gevreğiAmazon - Dut Yolu ÇiftlikleriB015EURFTY
Yulaf ezmesiQuaker30000562314
Sphagnum YosunuAmazon - RiareB0B1TCJQ6R
Paslanmaz Çelik Dokuma Tel 200 HasırZAMAN SETİTXJ-484-ABD
Steris Amsco Laboratuvarı 250SterisRSLAB250
Walter Solucanı - Panagrellus silusioides KültürüAmazon - Josh'un KurbağalarıB08XY3LM46
Geniş Ağızlı Plastik Kavanozlar Siyah Kapaklı Yuvarlak ŞeffafAmazon - Ebedi An73417297318230 ila 250 mL kullanılabilir

Kaynaklar

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Akar Yeti tirmeBiyolojik M cadeleK nkanatl DavranFungal SimbiyozAl K m r SubstratArpa Tanesi DiyetiNematod BeslemeLaboratuvar Kolonisi Bak m

İlgili makaleler