Yöntem makalesi

Depresyon ve Parkinson Hastalığı Fare Modelinde Ventromedial Prefrontal Korteksin Uyanık Elektrofizyolojik Profillenmesi

DOI:

10.3791/69366

⸱

30 Aralık 2025

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Research of Barcelona (IIBB), Spanish National Research Council (CSIC), 2August Pi i Sunyer Biomedical Research Institute (IDIBAPS), 3Biomedical Research Networking Center for Mental Health (CIBERSAM), ISCIII, 4Human Anatomy and Embryology Department, Faculty of Medicine, University of Valencia

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dorsal raphe çekirdeğinde (DR) mutant A53T α formunu aşırı eksprese eden Parkinson hastalığı (PD) benzeri bir fare modeli kullanarak, PD'de depresif/anksiyete bozukluklarında ventromedial prefrontal korteks (vmPFC)-DR devresinin rolünü araştırmak için elektrofizyolojik bir kayıt yöntemi geliştirdik.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Parkinson hastalığı (PD) öncelikle motor bozukluk olarak bilinirken, motor olmayan semptomlar genellikle motor bozukluklardan önce ortaya çıkar ve hastalığın ilerlemesini önemli ölçüde etkiler; tüm hastalık evrelerinde kritik öneme sahiptir. Bunlar arasında, depresyon ve anksiyete en yaygın belirtilerdir ve kadınlarda erkeklere göre daha yüksek semptom yükü oluşturur. Serotonerjik (5-HT) sistemdeki değişiklikler sıklıkla duygu durum bozukluklarıyla ilişkilendirilir ve Parkinson hastalığı (PD) ve depresyonlu hastaların 5-HT raphe çekirdeklerinde (RN) α-sinuklein (α-Syn) birikimleri gözlemlenmiştir. Bu nedenle, bu motor olmayan semptomların altında yatan sinir devrelerini anlamak kritik öneme sahiptir.

Burada, DR'de mutant A5 α α 3T formunu aşırı eksprese eden bir fare modeli kullanarak PD ile ilişkili duygu durum bozukluklarında ventromedial prefrontal korteks (vmPFC)-dorsal raphe çekirdeği (DR) rolünü inceleyen geliştirilmiş bir protokol sunuyoruz. Yöntemimiz, hem bazal koşullarda hem de aversif koşullanma ve yok oluş sırasında infralimbik (IL) ve prelimbik (PL) kortekslerde nöron aktivitesinin yüksek çözünürlüklü değerlendirilmesine olanak tanır. Uyanık, kafası sabit farelerde ton-ışık duyusal koşullandırma paradigması kullanarak, nöron yanıtlarını kaydetmek için çok kanallı elektrofizyolojik problar kullanıyoruz. Deneyler, sanal gerçeklik koridorlarında yapıldı; silindirik koşu bandı çift ekranlı görsel ekranla birleştirildi; böylece davranışsal etkileşim korundu ve duyusal uyaranların hassas kontrolü ile kayıt kararlılığı sağlandı.

Bu protokol, IL ve PL kortekslerinin korku koşullandırma ve yok oluşta yerleşik katılımına dayanır ve PD'de depresif ve anksiyete benzeri davranışlarda rol oynayan devrelerdeki dinamik sinirsel aktiviteyi incelemek için sağlam bir çerçeve sağlar. Kontrollü koşullar altında eşzamanlı davranışsal ve elektrofizyolojik ölçümleri mümkün kılarak, bu yaklaşım PD'de motor olmayan semptomların nörobiyolojik mekanizmalarını aydınlatmak ve potansiyel müdahaleleri test etmek için güçlü bir araç sunar.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Parkinson hastalığı (PD) motor bozukluktur, ancak motor olmayan semptomların motor belirtilerden önce geldiği bilinir ve hastalığıntüm evreleri 1,2,3,4 boyunca kritiktir. Bunlar arasında, depresyon ve anksiyete en yaygın nöropsikiyatrik semptomlardır; PD hastalarının yaşam kalitesini ciddi şekilde etkiler ve kadınlarda erkeklere göre daha yüksek semptom yüküoluşturur 5. Buna rağmen, genellikle yeterince tanılanmamış ve yetersiz tedaviedilmektedirler 6. Tüm bu nedenlerle, hastaları sınıflandırmak ve onlara daha kişiselleştirilmiş bakım sunmak için nörobiyolojiyi ve PD'nin nöropsikiyatrik semptomlarında yer alan devreleri anlamak çok önemlidir.

PD'nin etiyolojisi kısmen belirsiz olsa da, birkaç önemli nöropatolojik özellik tespit edilmiştir. Hastalık, nigrostriatal sistemde dopaminergik (DA) nöronlar ve liflerin ilerleyici dejenerasyonu ve kaybı ile karakterize edilir; bu da PD 7,8 ile ilişkili prototipik motor eksikliklere yol açar. PD'nin bir diğer ayırt edici özelliği ise Lewy cisimleri (LB) ve Lewy nöritlerinin — fibrillar protein agregatları tarafından oluşan hücre içi inklüzyonlar — ağırlıklı olarak α-synuclein (α-Syn)9,10 proteininden oluşan Lewy cisimlerinin (LB) varlığıdır. Nörogörüntüleme çalışmaları ayrıca, diğer nörotransmitter sistemlerinin de etkilendiğini ortaya koymaktadır — hatta DA'nın müdahalesinden önce bile — bunlar arasında serotonerjik (5-HT) sistemi 11,12,13 de vardır. Serotonerjik (5-HT) sistemindeki değişiklikler genellikle duygu durum bozukluklarıyla ilişkilidir ve Parkinson hastalığı (PD) ve depresyon14 tanısı konmuş bireylerin 5-HT raphe çekirdeklerinde (RN) α-sinuklein (α-Syn) birikimleri tespit edilmiştir.

Dorsal raphe çekirdekleri (DR), RN15'teki en büyük 5-HT çekirdeğidir ve duygusal düzenleme, algı, ödül, saldırganlık ve sosyal etkileşimlerde kritik bir rol oynar. Sonuç olarak, DR'deki işlev bozukluğu stres, anksiyete ve depresyon gibi nöropsikiyatrik bozukluklarla ilişkilidir15,16. Bu noktada, DR ile prefrontal korteks (PFC) arasındaki güçlü, çift yönlü fonksiyonel ve anatomik bağlantıya vurgu yapmak önemlidir; bu bölge yüksek dereceli beyin fonksiyonları için hayati öneme sahiptir. PFC'nin daha dorsal bölgeleri bilişsel fonksiyonlarla ilişkili olsa da, daha ventromedial alanlar (vmPFC) duygusal düzenleme, eylem kontrolü, hafıza ve karar alma süreçlerinde temel bir rol oynar17,18. Bu nedenle, vmPFC ve DR birlikte ruh halini anlamlı şekilde etkiler ve bu devredeki değişen aktivite depresif semptomlarla ilişkilidir18. Ayrıca, RN'deki 5-HT nöronlarında toplanmış α-Syn formlarının birikmesinin anksiyete ve depresif benzerifenotipleri tetiklediği gösterilmiştir 19,20,21.

DR'de adeno-ilişkili viral (AAV) vektör aracılığıyla mutant insan α-syn (h-α-Syn) formunu aşırı eksprese eden depresif fenotipe sahip bir PD dişi fare modeli kullanarak, elektrofizyolojik bir kayıt yöntemi geliştirdik. Bu yöntem, vmPFC-DR devresinin PD'de depresif/anksiyete bozukluklarındaki rolünü araştırmayı amaçlamaktadır. Bu yaklaşım, uyanık farelerde infralimbik (IL) ve prelimbik (PL) kortekslerin nöronal aktivitesinin tek birimli ve yerel alan potansiyelleri (LFP) kayıtları aracılığıyla değerlendirilmesini içerir. Bu, sanal gerçeklik koşucusuyla birlikte çok kanallı bir prob kullanılarak gerçekleştirilir. PL ve IL kortekslerinin aversif koşullandırmadaki rolünü fark ederek, stresli durumlarda işlevlerini değerlendirmek için böyle bir paradigma sırasında aktivitelerini de ölçüyoruz. PL'nin öncelikle koşullu yanıtları yönlendirdiğini, IL korteksinin ise bu tepkilerin yok olmasında kilit bir rol oynadığını anlamakçok önemlidir 22,23.

Aşağıdaki protokol, bir baş-bar implantasyonu ve PL ile IL kortekslerinin elektriksel aktivitesinin in vivo olarak kaydedilmesi adımlarını açıklar. Bunu, kafa sabit fareler için silindirik bir koşu bandı ile çift ekranlı görsel ekranı birleştiren sanal gerçeklik koridoru kullanarak gerçekleştiriyoruz. Protokol dört ana aşamaya ayrılmıştır: (1) kafa-bar implantasyon ameliyatı, (2) alıştırma, (3) kayıt ve sinyal edinimi, ve (4) veri analizi: spike sıralama ve veri ön işleme.

Beyin 5-HT sisteminde h-α-Syn aşırı ekspresyonunu indükten üç hafta sonra, fareler baş-bar implantasyon ameliyatı yapılır ve bu ameliyat sonrasında baş sabitlenmesini sağlar. 1 haftalık bir iyileşme döneminden sonra, fareler hem deneyciyi hem de koşu bandı ve kafa fiksasyon sistemine 4 gün alıştırılır. Kayıt gününde, bu düzen PL ve IL kortekslerinden başlangıç koşullarında ve aversif koşullandırma sırasında sinirsel aktiviteleri kaydetmek için kullanılır. Ham sinir verileri, Kilosort4 ile otomatik spike sıralaması ve ardından Phy2'de manuel kürasyon ile işlenir; böylece yüksek kaliteli tek birimli kümeler daha fazla analiz için çıkarılır (Şekil 1).

Önerilen uyanık, kafa sabit çok kanallı vmPFC kayıt protokolü, anestezili veya ex vivo preparatlar ve serbest hareket eden hayvanlarda kablosuz kayıtlar gibi klasik alternatiflere kıyasla çeşitli avantajlar sunmaktadır. Anestezi veya ex vivo yaklaşımların aksine, bu yöntem vmPFC aktivitesinin sanal gerçeklik ortamında kontrollü görsel ve işitsel uyarım altında değerlendirilmesine olanak tanır ve bu da kaçınıcı koşullandırma paradigmalarının uygulanması için gereklidir24,25. Serbest hareket eden kayıtların aksine, kafa sabit konfigürasyonu duyusal girdiler ve görev olasılıkları üzerinde hassas deneysel kontrol sağlar, böylece değişkenliği azaltır ve tutarlı deneme yapılarını mümkün kılar. Ayrıca, kafa sabitleme, özellikle aversif uyarım altında serbest hareket eden paradigmalarda gözlemlenen görev kopma riskini azaltırken, yüksek verimli, stabil çok kanallı kayıtlara izinvermeye devam eder 26.

Pratik açıdan, bu protokol hayvanların kafa sabitleme ve koşu bandı koşmasına alışmasını gerektirir, ancak silindirik koşu bandı içeren ticari olarak sunulan, nispeten uygun fiyatlı kafa sabitleme sistemlerinden faydalanır. Bu yöntem, probların birden fazla kez (~10 yerleştirmeye kadar) tekrar kullanılabilmesi, kronik serbest hareket eden implantlara kıyasla maliyetleri önemli ölçüde azalttığı için bu yaklaşımı daha küçük laboratuvarlar için erişilebilir kılar. Sonuç olarak, bu yöntem deneysel kontrol, davranışsal önem ve maliyet etkinliği arasında bir denge sağlar. Dikkate alınması gereken bir diğer faktör ise aversif koşullandırma paradigmasının uygulanmasıdır. Bu çalışmada, kemirgenlerin ışığa doğal olarak karşı karşıtlığına dayanan deneysel bir tasarım kullandık: her biri 10 işitsel ton (koşullu uyaran) ardından yoğun ışığa kısa bir maruz kalma (koşulsuz uyarıcı) gerçekleşti. Bu desen, elektrik şoku gibi diğer klasik koşullandırma yöntemlerinden daha az stresli olsa da, gerçek dünyada daha benzer bir stres kaynağı oluşturur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm deneyler yaşa göre eşleştirilmiş kontrollerle yapıldı ve hayvan prosedürleri 3R'nin kurallarına uygun şekilde tasarlandı; AB Direktifi 2010/63 (22 Eylül 2010), İspanyol mevzuatı (RD 1201/2005, L.32/2007 ve L.6/2013) ve Generalitat Valenciana (ES462500001003; ref. 2023-VSC-PA-0073) ve Valencia Üniversitesi yerel Biyoetik Komitesi (ref. A20230214153605) tarafından onaylanan etik yönergeler doğrultusunda gerçekleştirilmiştir.

NOT: Güvenliği sağlamak ve kontaminasyonu önlemek için, tüm işlem boyunca tek kullanımlık eldiven ve patik giysi, laboratuvar önlüğü, maske ve saç ağı gibi kişisel koruyucu ekipman giyin. Kullanımından kaynaklanan kalıntıların bertaraf edilmesi için veteriner ilaçlarının geri alma sistemleri kullanılır; bu sistemler yerel düzenlemeler ve geçerli ulusal geri alım programlarına uygun olarak kullanılır.

1. Fare modeli üretimi

NOT: Yetişkin dişi C57BL/6J fareleri (9 haftalık) kontrollü çevresel koşullar altında (22 ± 1 °C; 12 saat ışık/karanlık döngü) ve yiyecek ile suya imkansız erişimle barındırıldı.

  1. Fare anestezi odasında izofluran anestezi altında (%4 indüksiyon, %2 bakım için) olarak, fareler DR'ye (bregmaya göre koordinatlar: anteroposterior [AP] −4,5 mm, mediolateral [ML] −1,0 mm, dorsoventral [DV] −3,2 mm; enjeksiyon açısı: 20°) otomatik mikroenjektör ile 0,4 μL/dakika akış hızında rastgele atandırın, Daha öncebelirtildiği gibi 19,27,28.
  2. Her fare, insan h-α-Syn'in A53T mutant formunu kodlayan rekombinant adeno-ilişkili virüs serotipi 1/2 (AAV1/2; konsantrasyon: 5.16 ×12 gp/mL) toplam 0,6 μL hacminde alındığından emin olun; bu da DR'nin 5-HT nöronları (n = 4) içinde aşırı ekspresyonu tetiklemek için veya kodlanmayan doldurucu DNA (AAV-EV) içeren boş bir AAV1/2 vektörünü içermektedir, kontrol grubu olarak kullanılır (n=5).
  3. Reflünü önlemek için, iğneyi 8 dakika daha yerinde tutun ve ardından yavaşça 320-400 μm/dakika hızında çekilin.
    NOT: Güvenlik için, herhangi bir stereotaksik ameliyattan önce anestezik buharları yakalamak için temizlik sistemlerinin düzgün çalıştığından emin olun (bölüm 1 ve 2). Buharlaştırıcıyı doldururken izofluran sızması durumunda, talaş gibi inert, emici bir malzemeyle hemen temizleyin. İzofloran filtreleri ve kullanımından kaynaklanan kalıntıların bertarafı için veteriner ilaçlarının geri alınması sistemleri yerel düzenlemelere uygun olarak kullanılmalıdır.

2. Kafa-bar implantasyonu ameliyatı

NOT: Fare modelini oluşturduktan 3 hafta sonra, aşağıdaki adımları takip ederek baş-bar implantasyon ameliyatını gerçekleştirin.

  1. Ameliyat öncesi hazırlık ve anestezi
    1. Hayvanı izofluran ile (indüksiyon için %4, bakım için %1,5-2) izofluran ile anestezi edin.
    2. Fareyi stereotaksik cihazda, işlem boyunca vücut sıcaklığını korumak için ısıtıcı pedin üzerine yerleştirin.
    3. Farenin ağzını nazikçe açın, dişlerini ısırma çubuğuna yerleştirin ve maskeyi stereotaksik bir cihaza bağlayarak anestezi bakımı için sürekli izofluran teslimatını sağlayın.
    4. Göz ülserini önlemek için göz damlası uygulayın.
    5. Bisterle kesilmeden en az 10 dakika önce, butorfanol (tuzlu çözelti 5 mg/kg) deri altı enjeksiyonuyla analjezi uygulanır.
    6. Kulak çubuklarından kaynaklanan rahatsızlığı azaltmak için iç kulakta bölgesel lidokain (her kulakta 0.03 mL, 4 mg/kg, maksimum doz 7 mg/kg veya lidokain/prilokain kremi [25 mg/g lidokain ve 25 mg/g prilokain]) uygulayın.
  2. Stereotaksik konumlandırma ve kafatası hazırlığı
    1. Kulak çubuklarını başı sağlam tutacak şekilde konumlandırın, böylece simetri ve minimal hareket sağlanır.
    2. Kesici dişlerini bregma ve lambda'yı aynı yatay seviyeye getirecek şekilde ayarlayın, böylece orta çizgide olduklarından emin olun.
    3. Anestezi indüksiyonunu pedal yoksunluğunun kaybı, palpebral refleksler, azalan solunum hızı ve bıyık hareketinin eksikliği kontrol ederek doğrulayın.
    4. Kulak çubuklarının dikkatlice ayarlanmış şekilde farenin stereotaksik çerçevede doğru konumlandırıldığından emin olun.
    5. Ameliyat bölgesini tıraş edin ve enfeksiyon riskini en aza indirmek için antiseptik bir çözelti (povidon-iyot ve %70 etanol) dezenfekte edin.
    6. Orta hatta bir saç derisi kesisi yapın ve alttaki dokuları nazikçe geri çekerek hemostazı koruyarak kafatasını açığa çıkarın. Derinin parietotemporal çıkıntıları görselleştirecek kadar açık olduğundan emin olun. Bunu başarmak için, derinin altındaki fasyaya dört ince bulldog kelepçesi yerleştirerek en yüksek maruziyeti artırın.
    7. Açık kafatasını temizleyin ve iyice kurutun; böylece anatomik simgeler (bregma ve lambda) net görülebilir.
    8. Kafatasını anteroposterior eksende düzleştirerek bregma ve lambda'yı aynı yatay düzlemde hizala.
    9. Kafatasını orta taraf ekseninde her iki parietotemporal sırtın derinliğiyle eşleştirerek düzleştirin.
  3. Delme ve implant yerleştirme
    1. VMPFC'nin üzerinde koordinatlarda 1 mm çapında bir delik açın: +1.75; ML: −0.4; DV: +3.1 (Şekil 2). Stereotaksik kolu kullanarak dört köşeyi mürekkeple işaretleyin ve kayıt gününde silikon probun yerleştirilmesini yönlendirin. Ayrıca, daha önce bahsedilen noktaları bir neşterle bağlayıp bol miktarda mürekkebi uygulayarak kesilerin stabil kalmasını sağlayarak haç çizin. Fazla mürekkebi %70 alkolle nemlendirilmiş pamuklu bir çubukla temizleyin.
    2. Beyincik üst kısmında arka kafatası bölgesinde iki ek delik aç. Her deliğe bir kablo manuel olarak takın, böylece gelecekte referans ve topraklama (Şekil 2) yapılabilir.
      1. Alternatif olarak, paslanmaz çelik vidalar (A2 paslanmaz çelik, M1 × 2 boyut veya 18-8 paslanmaz çelik, 0.061" çapı × 3/16" uzunluğu) veya paslanmaz çelik erkek jumperlar kullanın. Hangi seçimden bağımsız olun, elektrik teması sağlayan elementin beyin yüzeyiyle doğrudan temas halinde kalmasını sağlayarak doku hasarını önlemek, hayvan refahını tehlikeye atmak veya kayıt kalitesini olumsuz etkilemek için baskı uygulamadan emin olun.
    3. Daha iyi implant yapışması için yüzey alanını artırmak amacıyla bir skalpel ile açık kafatasında sığ oluklar açın.
    4. Temizlenmiş ve kurutulmuş kafatasına iki ardışık katmanda ara diş yapıştırıcı reçine uygulayın: önce taban-katalizör karışımı ile tamamen kurumasını sağlayın, ardından toz içeren karışımla tüm yüzeyi ve kafatası kenarlarını kaplayın. Devam etmeden önce cımbızla kafatası ile gelecekteki implant çimentosu arasındaki yapışkan bağın tamamen katılaştığını kontrol edin.
    5. PFC kayıt deliği ile referans/topraklama delikleri arasına paslanmaz çelik bir başlık çubuğu yerleştirin (Şekil 2). Kafa çubuğunu stereotaksik kolla hizalamak, böylece kafatası ile tamamen aynı seviyede olmasını sağlamak ve böylece kafa fiksasyonu ve ardından silikon prob yerleştirilmesi sırasında doğru stereotaksik koordinatlar korunur.
    6. Tüm metal bileşenleri diş çimento ile kafatasına yapıştırın, kayıt deliğine giren çimentodan dikkatlice kaçının.
    7. Kraniotomiyi iki bileşenli cerrahi silikonla kapatın.
      NOT: Tüm adımlar dikkatlice takip edilirse, baş-barın implantasyonu ve sonraki işlevselliğinin komplikasyon olmadan ilerlemesi beklenmektedir ve tahmini başarı oranı %95'in üzerindedir.
  4. Ameliyat sonrası bakım
    1. Beyin ameliyatı sonrası farenin iyileşmesini dikkatle izleyin; hayvanın bilinci kazanmasını, vücut sıcaklığını korumasını ve ağrı gidermesini sağlayın.
    2. Ev farelerini bireysel olarak kafeslerde ve tam iyileşmeye kadar izlerler.
    3. Ameliyattan sonra 3 gün boyunca her 12 saatte bir deri altı butorfanol (5 mg/kg salin çözeltisi) uygulanır.
      NOT: (KRITİK) Cerrahi işlem boyunca hayati belirtileri (kalp ve solunum hızı, oksijen doygunluğu ve kan basıncı) sürekli olarak takip edin. Korneanın kuruluğunu veya hasarını önlemek için gerekirse göz damlası uygulayın.

3. Alışkanlık

NOT: Farenler ameliyat öncesi kilolarını geri kazandıktan sonra (ameliyattan yaklaşık 5-7 gün sonra), hayvanları deneysel düzene kademeli olarak alıştırmak için 4 günlük bir alışkanlık protokolü başlatın.

  1. 1. Gün: İki adet 10 dakikalık işlem seansı yapın, seanslar arasında 1 saatlik dinlenme süresi ile fareleri deneyciyle tanıştırın. Fareyi ön koldayken nazikçe dokunarak deneyciyi deneyimlemeye çalışın.
  2. 2. Gün: İki 5 dakikalık tutma seansı yapın. Her seansın ardından, fareleri baş-barından nazikçe 10 saniyelik aralıklarla tutun, toplamda 5 dakika boyunca.
  3. 3. Gün: Kısa bir tutma seansının ardından, farelerin koşu bandında serbestçe koşmasına 7 dakika izin verin. Sonra kafayı sabitleyin ve fareleri 5 dakika boyunca kafa sabit pozisyonda tutun.
  4. 4. Gün: 15 dakikalık kafa sabit koşu bandı koşu seansı yapın.
    NOT: (KRITİK) Aşırı kilo kaybı, berberlik, azalmış keşif davranışı veya hareketliliği azalan hayvan refahı yönergelerine uygun olarak çalışmadan çekilmelidir. İmplant tamamen stabil kalmalıdır. Herhangi bir yer değiştirme, hayvanın çalışmadan çıkarılmasını gerektirir; çünkü bu kayıt sırasında çok kanallı proba zarar verebilir ve/veya dengesiz, gürültülü sinyallere yol açabilir.

4. Prob hazırlığı

NOT: Probu adaptörlere bağlamak için (Şekil 3A) şu adımları izleyin:

  1. Prob adaptörünü/konnektörünü stereotaksik kol adaptörüne takın.
  2. Prob adaptörüyle (Şekil 3A) 2 baş aşama adaptörü (her biri Om32) eşleştirin; böylece yönelimin eşleşmesini sağlar ve aşırı kuvveti önlersiniz.
  3. Probu adaptöre bağlayın (Şekil 3B). 64 farklı derinlikte IL ve PL bölgelerinden eşzamanlı kayıtlar yapılmasını sağlamak için tek saplı, 64 kanallı silikon prob kullanın (Şaft Uzunluğu: 8 mm; Şaft kalınlığı: 15 μm) (Şekil 4A).
  4. Probun sonraki lokalizasyonunu kolaylaştırmak için, probu histolojik olarak uyumlu bir floresan boya veya ferromanyetik parçacıklarla kaplayarak kayıt alanının sonradan doğrulanmasını mümkün kılar.
  5. Boyayı aşağıdaki yöntemlerden biriyle uygulayın:
    1. Tüm sapı çözeltiye batırın.
    2. Mikropipetten küçük bir damla çözeltiyi proba bırakın ve sap boyunca yayın.
    3. Probun arkasını boyaymak için ince bir fırça kullanarak çözeltiye batırın.
    4. 4.5.2 ve 4.5.3 adımlarında, sapın doğru şekilde kaplamasını sağlamak için en az üç darbe uygulayın.
      NOT: 4.1'den 4.3'e kadar olan adımlar yalnızca prob ilk kez kullanıldığında gereklidir, çünkü birden fazla kayıt oturumunda tekrar kullanılabilir. Kayıtlardan sonra, seri çevresel arayüz (SPI) kablolarını çekin, probu adaptöre bağlı tutarken ve adaptörler stereotaksik kol adaptörüne monte edilmiştir.

5. Kayıt ve sinyal edinme

  1. Estrous döngüsü, vajinal smear'larda hücre tipolojisine dayalı invaziv olmayan bir protokol kullanarak dişilerin diestrusfaz 29,30 içinde olduğundan emin olmak için izleyin.
  2. Hayvanı, stereotaksik çerçeveyle entegre edilmiş silindirik bir koşu bandında kafa sabit pozisyonda sabitleyin (Şekil 4B). Koşu bandı ve çerçevenin doğru hizalandığından ve konular arasında denge ve karşılaştırılabilirlik sağlayacak şekilde emin olun.
  3. Sinyalleri kaydetmek ve almak için 5.3.1-5.3.15 adımlarını takip edin.
    1. İmplantın tamamen hareketsiz kalmasını sağlamak için büyütücü lens kullanın.
    2. Prob montajını — prob, adaptörler ve headstage adaptörlerinden — stereotaksik çerçevenin adaptör koluna monte edin.
    3. Daha önce satın alma kartına bağlı olan SPI kablolarını kafa aşamalarına bağlayın (Şekil 3B). Her başlık aşamasına hangi SPI kablosunun bağlı olduğunu kaydedin, çünkü bu yazışma, sonraki otomatik sivri sıralamasında elektrot düzeninin korunması için gereklidir.
    4. Prob adaptöründen gelen topraklama kablosunu, kayıtlı yarımküreye ipsilateral erkek köprüye ve referans kablosunu kontralateral tarafa bağlayın. Beyne gömülü kabloya az miktarda lehim tenesi uygulayın, ardından bağlantıyı sabitlemek için kısa bir süre ısı uygulayın. Alttaki dokuya veya adaptör elektroniğine zarar vermemek için aşırı ısıdan kaçının.
    5. PL ve IL kortekslerine prob yerleştirilmesi için açılan deliği görselleştirmek için büyütücük lens konumlandırın. İşlem sırasında kesin stereotaksik koordinatları korumak için mürekkep işaretlerinin her zaman net görünür olduğundan emin olun.
    6. Probu stereotaksik kol ve önceden işaretlenmiş işaretler kullanarak vmPFC deliğinin merkezine yönlendirin.
    7. Probu dikkatlice kraniotominin merkezine yerleştirin ve beyin yüzeyine nazikçe dokunun. Kurumayı önlemek için açık dokuya sıcak salin uygulayın.
    8. Doku iltihabını en aza indirmek için probu 4-5 dakika boyunca 50 μm/dakika hızla düşürmeye başlayın. Bu ilk yerleştirme sırasında sonda sapının bükülmediğinden emin olun.
    9. Kayıt noktalarının empedansını ölçün ve üreticilerin sağladığı değerlerle karşılaştırın. Bu ilk değerlendirme, beyne ilk erişim kanallarının yerleştirme sırasında zarar görmediğini veya tıkanmadığını garanti eder.
      NOT: (KRITİK) Elektrot empedansları üreticinin temel değerleriyle karşılaştırılmalıdır. ~%30'a kadar sapmalar genellikle kabul edilebilir ve kayıtlardan zarar görmez. %30-100 arası artışlar hâlâ kullanılabilir, ancak dikkatli ve daha yakından takip edilmesi gerekmektedir. %100'ü aşan değişiklikler genellikle hasar veya tıkanıklık anlamına gelir ve etkilenen bölgeler güvenilmez olarak değerlendirilmelidir. Böyle durumlarda, prob daha önce tarif edildiği gibi empedansı azaltmak için temizlenmelidir. Eğer empedanslar kabul edilebilir bir aralığa geri getirilemiyorsa, prob atılmalıdır. Ancak, sonda deney yapanların değerlendirmesi, sondanın atılmasından önce kaç tane güvenilmez kanalın tolere edilebileceğini değerlendirmesidir; Yaygın olarak uygulanan bir standart, kanalların ~%10'undan fazlasının tehlikeye girmemesi gerektiğidir.
    10. Probu 50 μm/dakika hızla düşürmeye devam edin ve beyne giren kanallardan gelen canlı sinyali izleyin. Bu sinyallerin daha önce değerlendirilen kanallara benzediğini doğrulayarak doğru yerleştirmeyi doğrulayın.
    11. Probu +3,1 mm DV derinliğine kadar ilerletin ve kraniotomiyi nemli tutarak sıcak salin uygulayarak indirme boyunca kullanın.
    12. Büyütücü lensi çıkarın ve odadaki diğer elektrik gürültü kaynaklarını ortadan kaldırın.
    13. Prob düşürme sırasında hiçbir kayıt noktasının tıkanmadığını doğrulamak için empedansı yeniden ölçün.
    14. Sinyali 4-5 ardışık kanaldan referans olarak izleyin ve prob sinyalinin stabilizasyonunu 90-120 dakika bekleyin. Bu stabilizasyon döneminden sonra, sinyal kaymasının minimum olduğundan emin olun, böylece sonraki otomatik spike sıralamasının tek birimli kümeleri güvenilir şekilde izole edebileceğini garanti edin.
    15. Veri toplamaya başlamadan önce empedansı yeniden ölçün, böylece doğru kayıt alanı koşullarını doğrulayın ve bir temel empedans ölçümü oluşturun. Dokunun kurumasını önlemek için düzenli olarak sıcak salin uygulayın. Kaydı, verinin sonraki ön işlenmesini kolaylaştırmak için ikili bir dosya olarak (örneğin .dat veya .bin) kaydedin.
  4. Stabil hale geldiğinde, 5.4.1-5.4.6 numaralı adımları izleyin.
    1. 30 dakika boyunca başlangıç sinirsel aktivitesini kaydedin (Şekil 4C).
    2. Başlangıç kaydından 30 dakika sonra Arduino kullanarak aversif koşullandırma protokolünü başlatın. Bu, dakikada bir kez 10 dakika boyunca verilen 10 işitsel tondan (10 s) oluşur. Her tonun hemen ardından sanal gerçeklik labirent ekranları aracılığıyla sunulan 10 saniyelik ışık uyarıcısı gelir (Şekil 4C).
    3. Herhangi bir koşullandırma uyarısı olmadan 10 dakika boyunca sinirsel aktiviteyi kaydet.
    4. Sönme protokolü sırasında PL ve IL kortikal aktivitesini kaydedin; bu protokolde 10 işitsel ton sonraki ışık uyaranı olmadan sunulur.
    5. Herhangi bir uyarıcı olmadan 10 dakika daha sinirsel aktiviteyi kaydedin.
    6. Kaydı durdurun.
  5. Kayıt sonrası prosedürler: Kayıt oturumu tamamlandıktan sonra 5.5.1 adımını takip edin.
    1. Prob çekilmesi: Sıcak tuzlu su uygulayın ve probu dikkatlice 100-150 μm/dakika hızında çekin, elektrot sinyallerini sürekli izleyerek probun mekanik hasarını ve dokunun gerilmesini önlemek için, bu da sonraki histolojik rekonstrüksiyonu tehlikeye atabilir.
    2. Prob beyinden çıkarıldıktan sonra, yapışkan dokunun kurumasını önlemek için sapı hemen 10 dakika boyunca damıtılmış suda bekletin.
    3. Hayvanı sodyum pentobarbital (100 mg/kg) ile anestezi yapın. Daha sonra, kimyasal bir duman başlığı içinde, fareyi transkardiyal olarak 80 mL tuzlu çözelti (%0,9) ile perfüzye edin, ardından 80 mL paraformaldehit %4 PB (0,1 M, pH 7,6) ile seyreltirilmiştir.
      1. Paraformaldehit, temas ve solumayı önlemek için göz/yüz koruyucu ekipman, kimyasal koruyucu eldiven ve toz maskesi kullanın. Perfüzyonun sonunda, kalan paraformaldehit halojensiz çözücüler için bir kaba bırakılır.
      2. Bir dökülme durumunda, toz yayılmasını önlemek için malzemeyi nemlendirin ve kapalı kaplara yerleştirin. Kirlenmiş alanları ve çalışma yüzeylerini paraformaldehiti nötralize etmek için çamaşır suyu ile temizleyin.
    4. Beyni çıkarın, gece boyunca 4 °C'de sabitleyin ve kriyokoruma için %30 sakarozda PB (0,1 M, pH 7,6) 4 °C'de saklanın. Dondurucu mikrotom kullanarak 30 μm koronal kesitler alın ve dilimleri jelatinize cam slaytlara monte edin.
      NOT: Bu bölümler, DR α-Syn aşırı ekspresyonunu immünohistokimya ile önceki 19,20,21 ve prob konumu olarak doğrulamak için kullanılacaktır.
    5. Prob temizliği: Probun implante edilebilir bölgesini %1 enzimatik deterjan çözeltisine damıtılmış suya 1 saat batırın.
    6. Prob sapını damıtılmış suda 10 dakika daha bekletin ve deterjan kalıntılarını çıkarın.
    7. Dik pozisyonda 20-30 dakika kurut. Kuruduktan sonra, probu mikroskop altında inceleyerek kayıt alanlarında herhangi bir doku veya kalıntı kalmadığından emin olun. Prob tamamen temizse, 1 dakika yüksek kaliteli izopropil alkole batırın ve orijinal antistatik kutusunda saklayın.

6. Veri analizi: Spike sıralaması ve veri ön işleme

NOT: Hücre dışı sinir kayıtlarını analiz etmek ve bireysel spike'ları belirli nöronlara atfetmek için Kilosort431 spike sıralama algoritmasını kullanın.

  1. Kilosort431 kullanarak otomatik spike sıralaması gerçekleştirin. Kilosort4 arayüzünde, ikili kayıt dosyasını seçin ve prob düzenini üreticinin yapılandırma sayfasına göre belirtin. Spike sıralamasını, IL ve PL kortekslerinde kaydedilen dalga formlarını daha fazla ayarlama olmadan yakalamak için ideal olan varsayılan parametrelerle çalıştırın.
  2. Kilosort çıktısını Phy2 (kwikteam/phy) kullanarak ek manuel küralama için inceleyin. Topluluk tarafından geliştirilen eklentileri (petersenpeter/phy2-eklentileri; jiumao2/PhyWaveformPlugin) dahil ederek Phy2'ye ek işlevler ekleyin ve derlenmiş verilerin kalitesini artırın.
  3. Gürültü olarak etiketleyin ve frekansı <0.05 Hz veya 500'den az spike içeren kümeleri atabilirsiniz.
  4. Ayrıca, aşağıdaki kümeleri gürültü olarak işaretleyin:
    1. Üçgen şeklinde otomatik korrelogramlar gösterenleri gürültü olarak işaretleyin.
    2. Dalga şekli sivri uçlara benzemeyen şekilleri olanları gürültü olarak işaretleyin.
    3. Tek bir kayıt kanalında veya farklı genlikli tüm kanallarda tespit edilenleri gürültü olarak işaretleyin.
    4. Oto-korrelogramlarında güçlü periyodik gösterenleri gürültü olarak işaretleyin.
  5. Yalnızca fizyolojik olarak uygun dalga formları, otokorrelogramda refrakter vadi kanıtı, makul genlik değişimleri ve açıkça ayrılmış ana bileşenler gösteren kümeleri seçin.
  6. Mahalanobis mesafeye dayalı outlier kaldırma yöntemini uygulayarak her kümeyi manuel olarak temizleyin.
  7. El temizliğinin geçerliliğinin temel göstergeleri olarak dalga formu şekilleri ve genlik değişikliklerini incelemeye devam edin.
    NOT: Spike sıralaması tamamlandıktan sonra, vmPFC'nin nöronal aktivite desenleri Python'da uygulanan rutinler kullanılarak analiz edilebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Detaylı deneysel protokol kullanılarak yapılan PL ve IL kortikal aktivite kayıtları önemli bulgular ortaya koymaktadır: DR'de h-α-Syn aşırı ekspresyonu, dişi farelerde kaygı benzeri bir fenotip tetiklemekte ve ventromedial vmPFC aktivitesini de değiştirmektedir. Python tabanlı analizle, DR çekirdeğinin 5-HT nöronlarında α-Syn aşırı ekspresyonunun, vmPFC-DR devresinin ateşleme dinamiklerini ve fonksiyonel organizasyonunu değiştirdiğini, böylece nöronal alt tipler arasındaki elektrofizyolojik ayrımı azalttığını gösterdik. ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol, uyanık, kafa sabit farelerde PL ve IL kortekslerinin in vivo elektrofizyolojik değerlendirmesi için güçlü bir metodoloji, sanal gerçeklik koridor sistemi kullanılarak sunulmaktadır. Bu yöntemin önemi, bir PD modeli içinde uyanık, davranan fareleri doğrudan vmPFC-DR devresini inceleme yeteneğinde yatmaktadır. Baş takıntısı hayvan hareketlerini kısıtlasa ve stresli olsa bile, hassas uyarı kontrolü, kayıt kararlılığı sağlar ve algı ile bilişsel süreçleri incelemek için...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar rekabet eden çıkarlar belirtmemektedir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, 2023 BBRF Genç Araştırmacı Grant 31547 (MSA), MCIU/AEI/FEDER EU hibesi PID2022-141700OB-I00, MCIN/AEI/10 tarafından finanse edilmiştir. 13039/501100011033 (AB), AGAUR 2021-SGR-01358, Katalonya Hükümeti (AB) ve PID2022-141733NB-I00 (VT). Ayrıca İspanyol Stres Araştırma Ağı, MCIN/AEI/10.13039/501100011033 ve CB/07/09/0034 Biyomedikal Ruh Sağlığı Araştırma Merkezi (CIBERSAM) ile teşekkür etmek isteriz. MSA, Valencia Üniversitesi'nden (MS21-132) Margarita Salas Bursu (MS21-132) almıştır (İspanya Hükümeti Üniversiteler Bakanlığı'nın İspanyol Üniversite Sistemi'nin yeniden sınıflandırılması, Avrupa Birliği tarafından finanse edilen, Yeni Nesil AB).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
AAV1/2-CMV/CBA-Human A53T aSyn-WPRE-BGH-polyACharles NehriGD1001-RVİnsan A53T aSyn
AAV1/2-CMV/CBA-Null/Empty-WPRE-BGH-polyACharles NehriGD1004-RVBoş Vektör Kontrolü
ADPT A64-Om32x2Cambridge NeuroTechOmnetik 2228Adaptör
iki bileşenli cerrahi silikon Dünya Hassas AletleriKWIK-SIL
Butorphanol Torbugesic veteriner / cymit quí Mika67753-31-5
DuraLayReliance Dental Manufacturing / Kalma43640diş çimentosu 
H9 Çok Kanallı ProbCambridge NeuroTechASSY-77 H9
EMLA kremi (Lidokain / prikolen) Lirios Vañ ó Sempere Eczanesi679290
mikroenjektor Dünya Hassas EnstrümanKDS-310-PLUS
MSS İzofluran Buharlaştırıcı Tıbbi Malzemeler ve Hizmetler, Birleşik KrallıkMSSVAP02 
Açık Ephys Satın Alma KuruluOpen EphysOEPS-9029Satın alma kurulu; Open Ephys Acquisition Board, USB üzerinden bir bilgisayara 512 kanala kadar sinir veri akışı yapabilir
C& B MetaBond ParkellS380-RDHızlı yapıştırılan çimento
Pentobarbital Dolethal Vetoquinol /Merck Yaşam Bilimleri, S.L.U.P-010-1MLBarbitürat
RHD 32-kanal & nbsp; headstageIntan Teknolojileri#C3314baş aşama adaptörü 
SiccafluidThea S.A. Laboratuvarları / Lirios Vañ ó Sempere Eczanesi6515167Oftalmik Gel 
stereotaksik cihaz Stoelting51730U
stereotaksik çerçeveNarishigeSR-6N/SM-15R
Terg-a-zymeSigma AldrichZ273287Prob temizleme çözümü

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cooney, J. W., Stacy, M. Neuropsychiatric issues in Parkinson's disease. Curr Neurol Neurosci Rep. 16 (5), 49(2016).
  2. Schapira, A. H. V., Chaudhuri, K. R., Jenner, P. Non-motor features of Parkinson disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 435-450 (2017).
  3. Ahmad, M. H., Rizvi, M. A., Ali, M., Mondal, A. C. Neurobiology of depression in Parkinson's disease: Insights into epidemiology, molecular mechanisms and treatment strategies. Ageing Res Rev. 85 (1), 101840(2023).
  4. Absalyamova, M., Traktirov, D., Burdinskaya, V., Artemova, V., Muruzheva, Z., Karpenko, M. Molecular basis of the development of Parkinson's disease. Neuroscience. 565 (1), 292-300 (2024).
  5. Crispino, P., et al. Gender differences and quality of life in Parkinson's disease. Int J Environ Res Public Health. 18 (1), 198(2020).
  6. Chuquilín-Arista, F., Álvarez-Avellón, T., Menéndez-González, M. Prevalence of depression and anxiety in Parkinson's disease and impact on quality of life:A community-based study in Spain. J Geriatr Psychiatry Neurol. 33 (1), 207-213 (2020).
  7. Greffard, S., et al. Motor score of the Unified Parkinson Disease Rating Scale as a good predictor of Lewy body-associated neuronal loss in the substantia nigra. Arch Neurol. 63 (1), 584-588 (2006).
  8. Mamelak, M. Parkinson's disease, the dopaminergic neuron and gammahydroxybutyrate. Neurol Ther. 7 (1), 5-11 (2018).
  9. Wakabayashi, K., Tanji, K., Mori, F., Takahashi, H. The Lewy body in Parkinson's disease:Molecules implicated in the formation and degradation of alpha-synuclein aggregates. Neuropathology. 27 (5), 494-506 (2007).
  10. Sezgin, M., Bilgic, B., Tinaz, S., Emre, M. Parkinson's disease dementia and Lewy body disease. Semin Neurol. 39 (2), 274-282 (2019).
  11. Jellinger, K. A. The pathobiological basis of depression in Parkinson disease:Challenges and outlooks. J Neural Transm. 129 (12), 1397-1418 (2022).
  12. Wang, J., Sun, J., Gao, L., Zhang, D., Chen, L., Wu, T. Common and unique dysconnectivity profiles of dorsal and median raphe in Parkinson's disease. Hum Brain Mapp. 44 (1), 1070-1078 (2023).
  13. Miquel-Rio, L., Sarriés-Serrano, U., Pavia-Collado, R., Meana, J. J., Bortolozzi, A. The role of α-synuclein in the regulation of serotonin system: Physiological and pathological features. Biomedicines. 11 (2), 541(2023).
  14. Halliday, G. M., Blumbergs, P. C., Cotton, R. G., Blessing, W. W., Geffen, L. B. Loss of brainstem serotonin- and substance P-containing neurons in Parkinson's disease. Brain Res. 510 (1), 104-107 (1990).
  15. Ren, J., et al. Single-cell transcriptomes and whole-brain projections of serotonin neurons in the mouse dorsal and median raphe nuclei. Elife. 8 (1), e49424(2019).
  16. Huang, K. W., et al. Molecular and anatomical organization of the dorsal raphe nucleus. Elife. 8 (1), e46464(2018).
  17. Hiser, J., Koenigs, M. The multifaceted role of the ventromedial prefrontal cortex in emotion, decision making, social cognition, and psychopathology. Biol Psychiatry. 83 (1), 638-647 (2018).
  18. Alexander, L., Wood, C. M., Roberts, A. C. The ventromedial prefrontal cortex and emotion regulation: Lost in translation. J Physiol. 601 (1), 37-50 (2023).
  19. Miquel-Rio, L., et al. Human α-synuclein overexpression in mouse serotonin neurons triggers a depressive-like phenotype. Rescue by oligonucleotide therapy. Transl Psychiatry. 12 (1), 79(2022).
  20. Sarries-Serrano, U., Miquel-Rio, L., Surroca-Lopez, A., Paz, V., Meana, J. J., Bortolozzi, A. Sex-based modulation of endoplasmic reticulum stress and antidepressant response in a mouse model of α-synucleinopathy. Neuroscience Appl. 2 (1), 101028(2023).
  21. Miquel-Rio, L., et al. Early synaptic changes and reduced brain connectivity in PD-like mice with depressive phenotype. NPJ Parkinsons Dis. 11 (1), 242(2025).
  22. Vidal-Gonzalez, I., Vidal-Gonzalez, B., Rauch, S. L., Quirk, G. J. Microstimulation reveals opposing influences of prelimbic and infralimbic cortex on the expression of conditioned fear. Learn Mem. 13 (6), 728-733 (2006).
  23. Giustino, T. F., Maren, S. The role of the medial prefrontal cortex in the conditioning and extinction of fear. Front Behav Neurosci. 9 (1), 298(2015).
  24. Guo, Z. V., et al. Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice. PLoS One. 9 (2), e88678(2014).
  25. Nasr, A., Dominiak, S. E., Sehara, K., Nashaat, M. A., Sachdev, R. N. S., Larkum, M. E. Efficient training approaches for optimizing behavioral performance and reducing head fixation time. PLoS One. 17 (11), e0276531(2022).
  26. Bjerre, A. S., Palmer, L. M. Probing cortical activity during head-fixed behavior. Front Mol Neurosci. 13 (1), 30(2020).
  27. Alarcón-Arís, D., et al. Anti-α-synuclein ASO delivered to monoamine neurons prevents α-synuclein accumulation in a Parkinson's disease-like mouse model and in monkeys. EBioMedicine. 59 (1), 102944(2020).
  28. Pavia-Collado, R., et al. Intracerebral administration of a ligand-ASO conjugate selectively reduces α-synuclein accumulation in monoamine neurons of double mutant human A30PA53Tα-synuclein transgenic mice. Int J Mol Sci. 22 (6), 2939(2021).
  29. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. (67), e4389(2012).
  30. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  31. Pachitariu, M., Sridhar, S., Pennington, J., Stringer, C. Spike sorting with Kilosort4. Nat Methods. 21 (5), 914-921 (2024).
  32. Opitz, A., Falchier, A., Linn, G. S., Milham, M. P., Schroeder, C. E. Limitations of ex vivo measurements for in vivo neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (20), 5243-5246 (2017).
  33. Sorrenti, V., Cecchetto, C., Maschietto, M., Fortinguerra, S., Buriani, A., Vassanelli, S. Understanding the effects of anesthesia on cortical electrophysiological recordings: A scoping review. Int J Mol Sci. 22 (3), 1286(2021).
  34. Brown, E. N., Purdon, P. L., Van Dort, C. J. General anesthesia and altered states of arousal :A systems neuroscience analysis. Annu Rev Neurosci. 34 (1), 601-628 (2011).
  35. Sellers, K. K., Bennett, D. V., Hutt, A., Williams, J. H., Fröhlich, F. Awake vs. anesthetized: Layer-specific sensory processing in visual cortex and functional connectivity between cortical areas. J Neurophysiol. 113 (10), 3798-3815 (2015).
  36. Qiu, J., et al. The volatile anesthetic isoflurane differentially inhibits voltage-gated sodium channel currents between pyramidal and parvalbumin neurons in the prefrontal cortex. Front Neural Circuits. 17 (1), 1185095(2023).
  37. Windels, F. Neuronal activity: From in vitro preparation to behaving animals. Mol Neurobiol. 34 (1), 1-26 (2006).
  38. Belle, A. M., et al. Evaluation of in vitro neuronal platforms as surrogates for in vivo whole brain systems. Sci Rep. 8 (1), 10820(2018).
  39. Juczewski, K., et al. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method:Stress measurements, habituation dynamics, locomotion, and motor-skill learning in mice. Sci Rep. 10 (1), 12245(2020).
  40. Chen, P. C., Young, C. G., Schaffer, C. B., Lal, A. Ultrasonically actuated neural probes for reduced trauma and inflammation in mouse brain. Microsyst Nanoeng. 8 (1), 117(2022).
  41. Wang, S., et al. Mechanically adaptive and deployable intracortical probes enable long-term neural electrophysiological recordings. Proc Natl Acad Sci U S A. 121 (40), e2403380121(2024).
  42. Andermann, M. L., et al. Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms. Neuron. 80 (4), 900-913 (2013).
  43. Kondo, M., Kobayashi, K., Ohkura, M., Nakai, J., Matsuzaki, M. Two-photon calcium imaging of the medial prefrontal cortex and hippocampus without cortical invasion. Elife. 6 (1), e26839(2017).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Ventromedial Prefrontal CortexElectrophysiological ProfilingMouse Model DepressionParkinson s DiseaseDorsal Raphe NucleusSerotonergic SystemAversive ConditioningFear ExtinctionMultichannel ElectrophysiologyVirtual Reality Mice

İlgili makaleler