Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Dopamin salınımının ex vivo kaydı için hızlı taramalı döngüsel voltametri

487 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

17 Mart 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Hızlı taramalı döngüsel voltamtri (FCV), karbon fiber mikroelektrotlar kullanarak saniye altı çözünürlükte hızlı dopamin dinamiklerini ölçür. Bu protokol, elektrot üretimi, dilim hazırlama, kalibrasyon ve kolinergik internöronların fizyolojik koşullarda striatal dopamin salınımını nasıl düzenlediğini incelemek için stimülasyon tabanlı testler dahil olmak üzere akut fare beyin dilimlerinde FCV'yi tanımlar.

Özet

Hızlı Tarama Döngüsel Voltametri (FCV), dopamin (DA), norepinefrin ve serotonin gibi oksitlenebilir nörotransmitterlerin gerçek zamanlı olarak tespit edilmesini sağlayan elektrokimyasal bir tekniktir; bu süreç saniye altı zamansal çözünürlüktedir. Karbon fiber mikroelektrotlara hızlı taramalı üçgen voltaj dalga formu uygulanarak, FCV, hücre dışı nörotransmitter konsantrasyonlarındaki hızlı, geçici değişimlerin yüksek hassasiyetle ölçülmesini sağlar. Bu durum, FCV'yi özellikle hızlı nöromodülatör sinyal olaylarının kaydı için uygun kılar. Bu makale, fare beyin dilimlerinde evoked DA salınımını ölçmek için FCV'nin uygulanmasını anlatır. Protokol, karbon-fiber mikroelektrot üretimi, akut beyin dilimi hazırlanması, elektrot koşullandırma, veri toplama ve akım sinyallerini mutlak DA konsantrasyonlarına dönüştürmek için sonradan kalibrasyon için temel adımları açıklar. Seçici β2 içeren nikotinik asetilkolin reseptörü (nAChR) antagonisti dihidro-β-eritroidin (DHβE) kullanarak, nAChR aktivitesinin striatal DA salınımında güçlü bir modülatör etkisi olduğunu gösterdik. Bu çalışma, FCV'yi beyin bölgeleri arasında monoamin iletimini araştırmak için güçlü bir yaklaşım olarak öne çıkarıyor.

Giriş

Hızlı taramalı siklik voltametri (FCV), elektroaktif nörotransmitterlerdeki hızlı dalgalanmaları izlemek için geliştirilmiş bir elektrokimyasaltekniktir 1. Yavaş taramahızları 1 kullanan geleneksel döngüsel voltamri aksine, FCV mikrometre ölçekli karbon fiber mikroelektrot aracılığıyla çok daha hızlı tarama hızında (genellikle 400 V/s) üçgen bir potansiyel dalga formu uygular ve nörotransmitterkonsantrasyonu 2'nin saniye altında ölçülmesini sağlar. Bu yüksek tarama hızları, nörotransmitterlerin oksidasyon ve indirgeme reaksiyonlarıyla üretilen faradaik akımları izole etmek için dijital olarak çıkarılabilen büyük ama stabil bir arka plan şarjakımı üretir 2,3.

FCV, belirli beyin bölgelerindeki hücre dışı nörotransmitter konsantrasyonlarının gerçek zamanlı ölçülmesini sağlar, yüksek zamansal çözünürlük ve orta düzeyde kimyasal seçiciliksağlar 4. Bu özellikler, FCV'yi hem in vivo hem de ex vivo preparatlarda hızlı nörokimyasal sinyalleri incelemek için çok uygun kılar; bunlar arasında serbest hareket eden veya anestezi edilmiş hayvanlar ve akut beyindilimleri 5,6,7 dahildir. Bu tekniğin birkaç avantajı vardır: (1) kontrollü uyarım protokolleri tanımlanmış dopaminergik yanıtları tetiklemek için kullanılabilir; (2) karbon fiber mikroelektrotların küçük çapı doku hasarını en aza indirir ve hassas mekansal kayıtlara olanak tanır; (3) FCV, farmakolojik manipülasyonlarla son derece uyumlu olup, monoamin salınımı ve alım kinetiklerinin etkin şekilde incelenmesini mümkün kılar; ve (4) kimyasal seçicilik ve yüksek zamansal çözünürlük kombinasyonu, amperometri gibi diğer elektrokimyasal yöntemlere ve mikrodiyaliz gibi örnekleme yöntemlerine kıyasla daha iyi tespit sağlar; bu yöntemler genellikle hızlı, geçici nörotransmitter olaylarını yakalama hızına sahip değildir veya belirli molekülleri tanımlama ve niceliklendirmede zorluklarlakarşılaşır. 5.

Dopamin (DA), ödül, motivasyon, motor kontrol ve öğrenme ile hafızanın çok yönlü alanlarında rol alan önemli bir nöromodülatördür ve hızlı ve geçici salınımdinamikleriyle karakterize edilir 8. FCV'de, genellikle -0.4 V'dan +1.2 V'a kadar süpüren üçgen bir voltaj dalga formu, karbon fiber mikroelektrotlara tekrar tekrar uygulanır. Anodik (yukarıya) süpürme sırasında, elektrot yüzeyine yakın DA yaklaşık +0.6 V ile oksitlenir, iki elektron serbest bırakılır ve dopamin-o-kinon oluşur. Katodik (aşağıya) tarama sırasında, bu bileşik yaklaşık -0.2 V'da DA'ya indirgenir ve iki elektron9 alır. Ortaya çıkan akım-voltaj imzası, yüksek uzamsal ve zamansal çözünürlükle hızlı DA salınımı ve boşalmasını hassas tespit ve nicelikle sağlar ve hücre dışı DA seviyelerindeki saniyeler arası dalgalanmaları ortaya çıkarır. Deneylerimizde, FCV kayıtları 10 Hz'de 15-30 saniye boyunca toplandı ve bu, elektriksel uyarımla tetiklenen DA salınımını yakalamak için yeterliydi.

Striatum içinde, DA salınımı lokal kolinergik internöronlar (ChI) tarafından sıkı şekilde düzenlenir. ChI'ler striatal nöronların yalnızca %1-2'sini oluştursa da, geniş çapta arborit olurlar ve dopaminergik aksonlar üzerinde akso-akson etkileşimler yoluyla güçlü bir kontrolsağlarlar 10,11. Bu düzenleme, striatal öğrenmede kritik bir rol oynaması muhtemeldir. Öğrenme sırasında, orta beyin DA nöronları, ödüller veya ödül tahmini ipuçlarına yanıt olarak fazli ateşlemegösterirken, ChI'ler yüksek derecede senkronize olan, çok fazlı uyarılma-duraklama-geri dönüş ateşlemedesenini 13 gösterir. ChI duraklaması ile fazli DA aktivitesi arasındaki zamansal örtüşme, nikotinik asetilkolin reseptörleri (nAChR) aracılığıyla DA salınımının Kimyasal aracılı düzenlemesinin önemini daha da vurgulamaktadır14,15. DA salınımının düzenlenmesinin ötesinde, bu zamansal tesadüf striatum16'da öğrenmeye bağlı sinaptik plastisitenin indüklenmesi için gerekli olduğu gösterilmiştir ve bu da bu devrede ChIs ile DA sinyalizasyonu arasındaki etkileşimlerin netleştirilmesinin önemini göstermektedir.

ChI'ler, DA salınımını en az iki farklı mekanizma yoluyla etkiler. Birincisi, ChI'lerin senkron aktivasyonu, dopaminergik somatik ateşlemeden bağımsız olarak gerçekleşen hızlı, kısa gecikmeli DA salınımını tetikleyebilir; bu da DAaksonları 17,18,19 üzerinde nAChR'lerin aktivasyonu yoluyla gerçekleşir. Bu aksonal DA salınımının bu biçimi muhtemelen DA aksonları17 içinde ektopik aksiyon potansiyellerinin üretilmesiyle aracılık edilir. İkinci olarak, ChI aktivasyonu, DAaksonlarının 20'nin depolarizasyonunu engelleyerek sonraki DA salınımını derinden bastırabilir. Özellikle, bu baskılama çok kısa gecikmeyle gerçekleşir ve kendisi tespit edilebilir DA salınımını tetiklemeyen nispeten düşük ChI aktivite seviyeleriyle tetiklenebilir; bu da nAChR'ların aktivasyonunun devam eden DA salınımını bastırmada DA salınımını tetiklemekten daha etkili olduğunu gösterir. Bu nedenle, bu faktörler ChI'nin fizyolojik koşullarda DA salınımını genel olarak baskılayıcı etki gösterebileceğini göstermektedir. Ancak, daha ince bir mekânsal ölçekte, ChI'ler yerel olarak DA aksonal salınımını kolaylaştırabilir.

Bu bulgular topluca, ChI'lerin striatal DA sinyalizasyonunu kontrol etmede ince ayarlanmış bir düzenleyicirolünü ortaya koymaktadır 20. FCV, yüksek zamansal çözünürlüğüyle DA salınımında ChI aktivitesinin hem kolaylaştırıcı hem de baskılayıcı etkilerinin hassas ölçülmesini sağladığı için bu Chl-DA etkileşimlerini incelemek için güçlü bir yaklaşım sunar.

Bu makale, karbon fiber mikroelektrodların üretimi ve FCV ile ekstrahücre DA konsantrasyonlarının ex vivo olarak ölçülmesi için temel prosedürleri özetlemektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan prosedürleri Exeter Üniversitesi Hayvan Refahı ve Etik İnceleme Kurulu tarafından onaylanmış ve İçişleri Bakanlığı Lisansı altında [PP262252] gerçekleştirilmiştir. Reaktifler ve kullanılan ekipmanlar Malzeme Tablosu'nda listelenmiştir.

1. Karbon fiber mikroelektrodların hazırlanması

  1. Temiz bir cam kabı asetonla doldurun. Cam kapillyarları asetona tamamen batırarak her kapillerin dolmasını sağlar.
  2. Cimset kullanarak, aseton dolu bir kapillara tek bir karbon lifi yerleştirin. Asetondan kapilyarları çıkarın ve tamamen hava ortamında kurumasına izin verin.
  3. Kurumuş kapiller tüpü dikey bir mikroelektrot çekiciye yükleyin ve tüpün orta noktası ısıtma filamentiyle hizalı konumlandırılır.
  4. Çekiciyi aktive edin ve ısıtıcı seviyesini 58.1'e ayarlayarak tek bir kapiller tüpten iki karbon fiber elektrot üretin. Çekilen elektrotları trim için toplayın.
    NOT: Isıtma sıcaklığı veya çekme kuvveti için evrensel bir ayar yoktur. Bu parametreler cihazlar arasında değişir ve her laboratuvar kurulumu için deneme yanılma yoluyla optimize edilmelidir.
  5. Çekilen elektrotu, 10× retikül ile donatılmış bir mikroskop altına yerleştirin. Bir bistüri kullanarak, lif ucunu ~100 μm uzunluğa kadar kesin (Şekil 1A).
  6. İletken telin her iki ucundan yaklaşık 1 cm yalıtım çıkarın. Açık bir uca ince bir iletken gümüş mürekkep tabakası uygulayın.
  7. Kablonun gümüş kaplamalı ucunu karbon fiber elektrodun arka ucuna yerleştirin, böylece tel ile fiber arasında sağlam temas sağlanır. Bağlantıyı süper yapıştırıcı ile mühürleyin ve tamamen kurumasına izin verin.

2. Çözümlerin hazırlanması

  1. Sucrose bazlı kesim çözeltisi hazırlayın.
    1. 1 L sukroz bazlı kesme çözeltisi (pH 7.4, ~300 mOsm/L) hazırlamak için aşağıdaki bileşenleri (mM cinsinden) çözündürün: 85 NaCl, 25NaHCO 3, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 7 MgCl2, 10 glikoz ve 65 sukroz.
    2. 200 mL sukroz bazlı kesme çözeltisi temiz bir şişeye aktarın. 1 M CaCl 2· 200 μL ekleyin H2O ile birlikte 1 mM olan nihai CaCl2 konsantrasyonuna ulaşmak için kullanılır. Çözmeyi %95 O2 / %5CO2 karışımıyla en az 30 dakika boyunca köpükle kabarıştırın.
  2. Yapay beyin-omurilik sıvısı (aCSF, pH 7.4, 300 mOsm/L) kayıt için hazırlanın.
    1. 1 L damıtılmış suda şu şekilde çözülerek 10× aCSF stok çözeltisi hazırlayın: 1300 mM NaCl, 250 mMNaHCO 3, 25 mM KCl ve 12,5 mM NaH2PO4. Stok çözeltiyi 4 °C'de sakla.
    2. 1× aCSF hazırlamak için, 10× aCSF stok çözeltinin 100 mL'sini 52 mL 0,5 M NaHCO3 ile birleştirin. Karışımı distile suyla 1 litreye kadar seyreltin. 2 ml 1 M CaCl2· ekleyin H2O ile 2 mM CaCl2 nihai konsantrasyon elde edilir. Çözmeyi %95O 2/%5CO2 ile en az 30 dakika önce köpükle koyun.
  3. Kalibrasyon için 2,5 mM DA standart stok çözeltisi hazırlayın
    1. 0,1 mM perklorik asit, 20 μL 0,1 M perklorik asitin 20 mL damıtılmış suya çevrilmesiyle hazırlanır. Tam seyreltilmesi için iyice karıştırın.
    2. 9,48 mg DA hidroklorid tozunu tartın ve yukarıda hazırlanan 0,1 mM perklorik asitte çözerek nihai konsantrasyon 2,5 mM elde edin. Çözeltiyi 4 °C'de saklayıp oksidasyonu önlemek için ışıktan koruyun.

3. Beyin dilimi hazırlama

  1. Hayvanları ötenazi yapın, ardından beyni hızla çıkarıp hemen buz gibi sakroz bazlı kesme çözeltisine aktarın.
  2. Beyni vibratom platformuna monte edin ve bregmaya göre +1,5 mm ile +0,5 mm arasında 300 μm koronal dilimler kesin ve 0,34 mm/s kesme hızında kesin.
  3. Dilimleri, 32 °C'de tutulan aCSF içeren bir kurtarma odasına aktarın. Dilimleri 30-40 dakika kuluçka yapın.
  4. Geri kazandıktan sonra, dilimleri oda sıcaklığında sürekli oksijenli bir aCSF içinde daha fazla kullanıma kadar tutun.

4. Rig kurulumu ve elektrot koşullandırması

  1. Perfüzyon sistemini aç. Tüm sistemi en az 10 dakika boyunca damıtılmış su ile perfüze edin. Isıtma sistemini açın ve sıcaklığı 32 °C'ye ayarlayın.
    NOT: Isıtıcıyı aktive etmeden önce sıcaklık sensörünün tamamen çözeltinin içine batırıldığından emin olun.
  2. Uyarıcı jeneratör yazılımını, kamerayı, mikromanipülatörü ve mikroskop arka plan aydınlatmasını açın.
  3. FCV veri alımı için HDCV yazılımını açın. Gerilim parametrelerini, 10 Hz'de uygulanan 400 V/s tarama hızında -0.4 V'dan +1.2 V'a kadar süpüren üçgen bir dalga formuna ayarlayın.
  4. Beyin dilimini dilim odasının ortasına yerleştirin ve arp ile sabitleyin.
  5. Mikromanipülatörü kullanarak elektrot ucunu mikroskobin görüş alanına getirin.
  6. Elektrot ucunu mikroskop altında kontrol ederek sağlam olup olmadığını ve bozulmadığını kontrol edin.
  7. Veri toplamaya başlayın ve akım-voltaj grafikini kontrol edin.
  8. Yeni elektrodu kortikal dokuya yerleştirip kayıttan önce en az 30 dakika üçgen dalga formu döngüsü uygulayarak koşullandırın.
    NOT: Doğru bir döngüsel voltammogram, karakteristik bir şarj eğrisi göstermelidir (Şekil 1B). Voltammogram bozulmuşsa (Şekil 1C-E) veya arka plan akımı kararsızsa elektrodu değiştirin. Eğer istikrarsızlık devam ederse, topraklama bağlantısını kontrol edin.

5. Hücre dışı DA konsantrasyonunun ölçümü

  1. Mikromanipülatörü kullanarak, kayıt elektrotunu koşullandırma noktasından beyin dilimi içindeki hedef kayıt noktasına taşıyın.
  2. İstenilen kayıt noktasına konsantrik bipolar uyarıcı bir elektrot yerleştirin. Kayıt elektrotunu uyarım elektrodundan yaklaşık 50 μm uzaklığa yerleştirin (Şekil 2A,B).
  3. 0.65 mA'da 200 μs darbe genişliği ve 150 saniyelik uyarılar arası aralıkla tek darbeli elektriksel uyarım sunmak. Oksidasyon ve indirgeme zirvelerinin beklenen voltajlarda gerçekleştiğini (Şekil 2C) ve DA geçişinin tipik salınım ve boşalma kinetiklerini gösterdiğini doğrulayın (Şekil 2D).
  4. 10 temel DA sinyalini kaydedin ve son üç temel izi gözden geçirin. Bu sinyaller arasındaki varyasyonun %5'ten az olduğunu doğrulayın.
    NOT: Sinyal genliği düşükse veya azalmaya devam ediyorsa, karbogen kaynağını, sıcaklık stabilitesini ve aCSF'nin osmolaritesini ve pH'ını kontrol edin.
  5. Hem tek darbeli (1p) hem de dört darbeli (4p, 100 Hz) paradigmaları içeren pseudorandomize bir dizi kullanarak uyarım darbeleri iletin.
    NOT: 4p 100 Hz uyarım, DA nöronları11'in doğal yüksek frekanslı ateşlenmesini taklit eder ve genellikle ChI aktivasyonu20'den yaklaşık 7-8 ms sonra gerçekleşen ChI bağımlı depresyonun maksimum büyüklüğünü değerlendirmek için kullanılır. Kayıt boyunca uyarma kalıplarını değiştirerek dizis yanlılığını en aza indirin.
  6. İstenen farmakolojik ajanı aCSF'de çözün ve çözeltiyi %95 O2/5%CO2 ile en az 10 dakika köpükle doldurun.
  7. İlaçı banyo odasına uygulayın ve tam farmakolojik etki sağlanana kadar kuluçka yapın (örneğin, DHβE için 10-15 dakika). İlaçlı tedavi edilen koşullarda uyarma ve kayıt işlemlerini tekrarlayın.

6. Kalibrasyon

  1. 2,5 mM DA stokundan 20 μL salınarak 2,5 mM DA kalibrasyon çözeltisi hazırlanarak 25 mL oksijenli aCSF ile alın.
  2. Elektrodu girişe yakın konumlandırın. Mikroskop odakını girişin üst ve alt kenarlarını net görselleştirmek için ayarlayın. Giriş borusunun ortasına yeniden odaklanın ve mikromanipülatörü (yukarı veya aşağı indirme) ayarlayın, elektrot ucu net görünene kadar.
  3. Elektrodu oksijenli aCSF ile yaklaşık 10 saniye hızlı akış hızında perfüze ederek elektrot yüzeyi yıkanır. Anahtarı mikroskop altında izlerken, perfüzyon hattını aCSF'den DA kalibrasyon çözümüne değiştirin.
  4. DA çözeltisiyle perfüzyonu 30-60 saniye boyunca sürdürün. Tüpü tekrar aCSF'ye geçirin ve DA'yı yıkamak için perfüzyona devam edin. Tüm kalibrasyon prosedürünü üç kez tekrarlayın.
  5. Üç DA uygulamasından ortalama akım yanıtı (ΔI) kullanılarak kalibrasyon faktörünü (nA/μM) hesaplayın (Şekil 2E). Her uygulama için, ΔI'yi şu şekilde hesaplayın: ΔI = IDApeak− IDAbase. ΔI değerlerini ortalamanın ve bilinen DA konsantrasyonuna (2 μM) bölünerek elektrotun kalibrasyon faktörünü elde edin.
  6. Elektrotu deney tarihiyle etiketleyin ve tüm kalibrasyon veri dosyalarını gelecekte referans için kaydedin.
    NOT: Her kayıt elektrotu deneysel günün sonunda kalibre edilir ve optimum hassasiyet ve doğruluk için sonraki kayıtlarda tekrar kullanılmaz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

DA salınım genlikleri, arka plandan çıkarılan FCV kayıtlarından nicel edilmiştir. Her deneme için, arka plan sinyali beş stabil ön uyarılma voltammogramının ortalamasıyla üretilerek oksidasyon zirvesinin net izolasyonu sağlandı. DA salınımı, yaklaşık +0.6 V olan pik oksidasyon akımı olarak ölçüldü. Her deneyin sonunda elektrotlar kalibre edildi ve pik oksidasyon akımları, elektrot-spesifik duyarlılık faktörü (nA/μM) kullanılarak DA konsantrasyonlarına dönüştürüldü. Durumlar arasında karş...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu protokol, akut fare beyin dilimlerinde FCV kullanılarak evoked DA salınımını ölçmek için temel prosedürleri tanımlar ve temel iş akışına kapsamlı bir rehber sunar. DA'ya özgü uygulamaların yanı sıra, FCV hem ex vivo hem de in vivo preparatlarda noradrenalin ve serotonin gibi diğer nörotransmitterleritespit etmek için kullanılabilir 21,22,23. Burada, yöntemin temel bileşenler...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yan-Feng Zhang, Oxbio'nun kurucusudur.

Teşekkürler

Bu çalışma, British Heart Foundation, Diabetes UK, Hükümet Bilim, İnovasyon ve Teknoloji Departmanı (DSIT) ve Wellcome to Y. -F. Z. tarafından desteklenen Tıp Bilimleri Akademisi Springboard ödülünden (SBF009\1125) bir hibe ile finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
AsetonSigma-Aldrich534064-500ml
Kalsiyum klorürSigma-Aldrich21115-100ml1M çözümü
Karbon FiberGoodfellow Cambridge LimitedLS596012 APB
Konsantrik Bipolar ElektrotFHC300197Uyarıcı Elektrot
Dihidro-β-eritroidin hidrobromidTocris Biosciences12A/295293
Dopamin HClapexbtB1482
Hızlı Tarama Döngüsel Voltametri Potentiostat SistemiWaveNeuroAF01FSCV1
Cam Kıvırıllar Harvard cihazıGC200F-10
GlikozSigma-AldrichSLCQ7550
Halogen Power SupplyOlympus TH4
İzole Akım UyarıcısıDigitimerDS3
Magnezyum klorür heksafiratSigma-AldrichM2670
Çok Çekirdekli Kablolar Multicomp Pro3372784
Perklorik asitBalıkçı bilimiUN29200.1M buzul asetik asitte
Peristaltik PompalarGilson MINIPLUS 3
Potasyum klorürSigma-AldrichP9541
Prime BSI ExpressTeledyne01-PRIME-BSI-EXP
Gümüş İletken BoyaRS BileşenleriRS 186-3600
Gümüş/Gümüş klorür referansıDünya Hassas Aletleri0226EReferans Elektrot
SliceScopeScientificaPro 2000
Sodyum bikarbonatSigma-AldrichS5761
Sodyum klorürBalıkçı bilimi2402665
Sodyum fosfat monobazıSigma-AldrichS5011
Uyarıcı ÜreticiÇok kanallı sistemlerSTG5 
SucroseMillipore84100
Dikey mikroelektrot çekicisi NarishigePC-100

Kaynaklar

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Karbon Fiber MikroelektrotBeyin Dilimi HazırlamaNörotransmitter TespitiElektrot KoşullandırmaVeri ToplamaMonoamin İletimiNikotinik Asetilkolin Reseptörü

Bu makale yayımlandı

Video yakında

Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.