Yöntem makalesi

Ambystoma Mexicanum Modelinde kraniofasiyal doku yenilenmesinin incelenmesi için mandibular yaralanma modelinin tasarımı ve standartlaştırılması

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 Nisan 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışmanın amacı, Ambystoma mexicanum'da mandibulanın tam enine amputasyonu için güvenli ve tekrarlanabilir bir cerrahi yaklaşımı standartlaştırmaktı; böylece kraniofasiyal doku yenilenmesi incelendi.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kraniofasiyal kompleks, insanlarda gelişimsel malformasyonlar, travmalar ve kanser gibi patolojilerden etkilenebilen anatomik bir bölgedir ve etkilenen dokuların kaybına yol açar. Bu durum, bu kaybedilen dokuları yenilemek için stratejiler arama ihtiyacını artırır. Bu, yenilenen türlerde yaralı kraniofasiyal yapıların rejeneratif yanıtını düzenleyen hücresel ve moleküler mekanizmaların incelenmesini teşvik etmiştir; Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) büyük ilgi çekici bir türdür.

Yukarıdakilere uygun olarak, yaralı dokuların rejeneratif yanıtını incelemek ve insanlarda yapılan kritik bir kusuru simüle etmek için aksolotlların çenesinde tekrarlanabilir cerrahi lezyon modeli tasarlandı ve standartlaştırıldı. Bu nedenle, 12-15 cm arasındaki genç/yetişkin hayvanlar %0,1 trikain ile 20-30 dakika boyunca anestezi edildi. Daha sonra, çenenin dış üçte birinde, simfiseal ve parasimfiks bölgeleri dahil olmak üzere, dört elli bir teknikle tam enine amputasyon yapıldı; diş kemiğine ve Meckel kıkırdağına karşılık gelen iskelet yapıları ile kas, bağ dokusu, sinirler ve cilt gibi yumuşak dokular çıkarıldı. Daha sonra kemik kalıntıları düzenlendi ve %0,5 sülfamerazin uygulandı. Doku yanıtı hem makroskopik hem de diafanizasyon yoluyla değerlendirildi. Yapılan tüm işlemler, Kolombiya'daki Antioquia Üniversitesi hayvan deney komitesi tarafından onaylandı. Sonuçlar, ampute edilen hayvanların çıkarılan kraniofasiyal yapıları morfolojik, yapısal ve fonksiyonel olarak yenileyebildiklerini göstermektedir.

Büyük öneme sahip olan bu çalışma, yenilenen dokuların toplanması gerektiğinde ampute edilen ve yeniden ampute edilen hayvanların %100 hayatta kalmasını sağlayan tekrarlanabilir cerrahi bir teknik sunmaktadır. Bu nedenle, bu cerrahi tasarım, kraniofasiyal yapıları yenileyebilen diğer omurgalılarla karşılaştırmalı analizler yapmak ve gelecekte bu rejeneratif yanıtın altında yatan hücresel ve moleküler mekanizmaların incelenmesi için temel bir giriş niteliğindedir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dokuları, organları ve karmaşık yapıları yenileme yeteneği, hayvanlar aleminde yaygın olaraktanımlanmıştır 1,2,3. Bu nedenle, bu türlerin uzuvlar ve kuyruklar gibi uzuvlardaki çeşitli yapıların yaralanması veya amputasyonu sonrası yenileyici yanıtı nasıl aktive edip düzenleyebileceğini anlamaya yönelik ilgi, rejenerasyonbiyolojisi çalışmalarında 4,5,6,7,8 incelemesinde dikkat odak noktası olmuştur.

Bu çalışmayla büyük öneme sahip olan kraniofasiyal doku yenilenmesi çalışması, bu anatomik bölgenin yüz travması, kraniofasiyal gelişim bozuklukları, enfeksiyon hastalıkları ve ağız kanseri dahil tümör patolojilerinden yoğun şekilde etkilendiği için dünya çapında önemli ilgi alanıolmuştur. Tümörlerin varlığında, çenelerde veya diğer yüz bölgelerinde yapıların veya geniş doku alanlarının kesilmesi gerekir; bu da etkilenen bölgenin yeniden yapılandırılması ve onarımınıteşvik etme ihtiyacını doğurur 10,11,12. Sonuç olarak, son on yıllarda, kraniofasiyal doku yenilenmesi çalışmaları arttı; çünkü düşük rejeneratif kapasiteye sahip türlerde, örneğin insanlarda bu dokuların rejeneratif yanıtını artırabilecek hücresel ve moleküler mekanizmaların keşfedilmesi ve tanımlanması gerekliliğiarttı. Bu, çene gibi kraniofasiyal yapıları yenileme yeteneğine sahip hayvan modellerinin kullanılmasına yol açtı; böylece çene üzerinde küçük lezyonlar veya kritik kusurlar oluştuktan sonra rejeneratif yanıtın mekanizmalarını keşfetmek ve aydınlatmak içinkullanıldı.

Çene amputasyonu üzerine önceki çalışmalar, farklı türlerin bu yapıyı yenileme yeteneğini zorlayan çeşitli cerrahi yaklaşımların tasarımını ortayakoymuştur 16. Zebrabalık örneğinde, çenenin distal üçte birinde ve çeneye lateral yaklaşımlarda alınan enine amputasyonlar, ampute edilen segmentin morfolojik ve histolojik olarak yeniden kazandığı rejeneratif bir yanıtortaya koymuştur 17,18. Öte yandan, Notophthalmus viridescens gibi amfibilerde yapılan öncü çalışmalar, amputasyon düzlemindeki dil ve faringeal apparat gibi yapıları içeren mandibulanın enine amputasyonundan sonra, diş kemiği, kas dokusu ve dişler dahil olmak üzere kaybedilen dokuların yenilenebildiğini göstermiştir. Ancak, dil yapısı ve faringeal aparat yenilenemez19,20. Buna rağmen, dil ve faringeal aparatlar aynı türde amputasyon düzlemine dahil edilmediğinde, tüm yenilenmiş dokular ampute edilen dokuların şeklini ve yapısınıözetler 21,22. Ayrıca, Cynops pyrrhogaster türünde dil amputasyon düzlemine dahil edilmeyen enine amputasyonlar, ampute edilmiş mandibular yapıların rejeneratifyanıtını gösterir 23. Diğer çalışmalar, Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata ve Ambystoma opacum gibi türlerde mandibulanın proksimal üçte birinde tam enine amputasyonların ve mandibulanın lateral çekilmelerinin yaralıdokuda yenileyici yanıtı teşvik ettiğini göstermektedir (24,25). Bu, amfibilerde rejeneratif yanıtın başarısının, amputasyon düzlemindeki dokuların tasarımı ve kapsamına bağlı olarak değişebileceğini göstermektedir.

Öte yandan, amfibiler arasında rejeneratif yanıtın altında yatan mekanizmaların incelenmesinde referans olarak kullanılan model türlerden biri olan urodel amfibi A. mexicanum 26,27'dir. Önceki raporlar, bu modelin, ağız tabanının yumuşak dokuları, diş kemiği, Meckel kıkırdak ve kas ile diş yapıları dahil olmak üzere kraniofasiyal yapıları yeniden üretebilen olağanüstü bir modelolduğunu göstermiştir (28,29,30,31). Bu bulgular, ağız tabanına punch yaralanması, diş ve diş kemiğinin bir kısmının dentektomisi ve mandibula 28,29,30,31 kısmının lateral amputasyonu gibi çeşitli cerrahi yaklaşımlardan kaynaklanmıştır. Ancak bugüne kadar, sol ve sağ hemimandibüllerin distal bölgesi, diş kemiği, Meckel kıkırdak, tam mandibular simfiz ve iki taraflı diş ve kas dokuları dahil olmak üzere kritik bir kusur yaratan tam bir transvers cerrahi yaklaşım tanımlanmamıştır.

Bu nedenle, bu makale, A. mexicanum'un çenesinin tam enine amputasyonunun aşama adım adım uygulanmasını açıklar; bu süreç, ampute edilen dokuların rejeneratif yanıtının ameliyat edilen hayvanlarda %100 canlılık oranıyla izlenmesini sağlar. Ayrıca, bu tür amputasyonun nasıl yapılacağına dair detayların olmaması nedeniyle, bu cerrahi rehber, aynı tür cerrahi yaklaşıma maruz kalan diğer türlerde morfolojik, doku, hücresel ve moleküler seviyelerde karşılaştırmalı analizler yapmayı planlayan araştırmacılar için bu tür cerrahi yaklaşımın tekrarlanabilirliğini sağlamayı amaçlar; ayrıca mandibulanın lateral amputasyonu da dahil olmak üzere diğer yaklaşımlar da vardır. Sonuç olarak, bu çalışma, kraniofasiyal doku rejeneratif tıbbında potansiyel uygulamalara sahip gelecekteki moleküllerin belirlenmesi için bir temel sağlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu projede kullanılan model organizma, Meksika'nın Xochimilco bölgesine özgü olan semender A. mexicanum'dur. Bu hayvan kolonisi, 2014 yılında Kentucky Üniversitesi'ndeki Ambystoma Genetik Stok Merkezi'nden ebeveyn semenderlerin ithalatıyla yasal olarak kurulmuş olup, şu anda 32 ebeveyni ve 200'den fazla genç hayvanı bulunmaktadır. Tüm prosedürler, 27 Mart 2023 tarihli 151 sayılı Yasa kapsamında Antioquia Üniversitesi (UdeA) Hayvan Deneyleri Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır; bu yasa 1989 tarihli 84 sayılı Yasa'nın VI Bölümü ve Kolombiya Sağlık Bakanlığı 32,33 tarihli 8430 sayılı Kararın V Başlığı gibi hayvan deneylerinde ulusal ve uluslararası etik standartları dikkate alınmıştır.

1. Hayvan yönetimi

NOT: Bu protokolü standartlaştırmak için yaklaşık 12 ila 15 cm uzunluğunda ve yabani fenotipli hayvanlar kullanılmıştır. Ancak, daha küçük hayvanlar ve diğer fenotiplere sahip hayvanlar da dışlanmamaktadır.

  1. Burundan kuyruğuna kadar yaklaşık 12-15 cm uzunluğunda aksolotlları seçin.
  2. Aksolotlları tek tek hareket etmeleri için yeterli büyüklükte, ideal olarak şeffaf ve dikdörtgen bir kaba yerleştirin.
  3. İşlemden önce hayvanları %20 Holtfreter çözeltisinde 19 °C ile 21 °C arasında sıcaklıkta tutun ve açık-karanlık döngüler (12:12).
    NOT: Mümkün olduğunda, işlemi uygulamadan 24 saat önce hayvanları aşırı beslemeden kaçının. Bu, emesisin ataklarını önlemek içindir.

2. Çeneğin distal üçte birinde tam enine amputasyon

  1. Hayvanlar için anestezi ve ameliyat öncesi hazırlık
    1. %0,1 trikain metansülfonat anestezik çözeltisi hazırlayın: 1 g trikain metansülfonat, 100 μL 1 M etilenediamintetraasetik asit (EDTA), pH 7,5, %0,5 fenol kırmızısı 50 μL karıştırın ve %40 Holtfreter çözeltisiyle 1 L'ye kadar yapın. NaOH ile pH 7,5'e ayarlayın.
    2. Tüm steril mikrocerrahi aletleri (makas, penset, cımbız, 7A spatula, 1,5 mL tüpler, dentimeter, Pasteur pipeti, Petri kabı ve daha sonra ameliyat edilecek hayvanı yerleştirmek üzere plastik bir tepsi) hazırlayın.
    3. Çalışma alanını %70 antiseptik alkolle temizleyin, doğrudan ışığı ameliyat alanına uygun şekilde ayarlayın ve konumlandırın.
  2. Anestezi
    1. Aksolotl, derin anestezi sağlamak için yaklaşık %500 mL 0,1 ml trikain metansülfonat anestezik çözeltisi içeren bir kaba 20-30 dakika boyunca yerleştirin.
      NOT: Hayvanın tamamen anestezik çözeltisine batırıldığından emin olun.
    2. Genel anestezi belirtilerini kontrol ederek solungaç hareketlerinin tamamen yokluğunu ve dokunsal uyaranlara yanıt vermeyi doğrulayın.
      NOT: Çene yenilenmesini izlemek için, hayvan anestezi edildikten sonra, bölüm 4'teki adımları takip ederek stereomikroskop ile ameliyat öncesi fotoğraflar alın.
  3. Çenenin tam enine amputasyonu
    NOT: Amputasyon, dört elli teknikle, yani iki cerrahla mümkün olduğunca dikkatli ve hızlı yapılmalıdır.
    1. Hayvanı dikkatlice plastik tepsiye sırtüstü (yüzü yukarı) konuma getirin.
    2. Ampute edilecek bölge, çenenin dış kenarından bu yapının proksimal ucuna doğru yaklaşık 2,5 mm olan çene/simfiz bölgesinde bir kaliper (endodontik diş ölçer) ile ölçün (Şekil 1A).
      NOT: Kaliper ile ölçüm hayvanın derisi üzerine (ekstraoral) uygulanır.
    3. Amputasyon düzleminin yörüngesini ve cerrahi kusurun boyutunu belirlemek için kırmızı bir mum kalemiyle işaret yapın.
    4. Aksolotlu dikkatlice kaldırın ve hayvanın operatörün tutuşundan kaymaması için bir elinizle sıkıca tutun.
      NOT: Bu işlem operatörlerden biri (operatör 1) tarafından yapılmalı, diğer operatör (operatör 2) ise cerrahi aletleri ele almaktan ve kesiyi yapmaktan sorumlu olacaktır.
    5. Doğrudan ışık, aksolotl'un baş bölgesine, özellikle ameliyat edilecek anatomik bölgeye yerleştirin.
    6. Diğer elinizde, 7A spatula'nın yuvarlak ve geniş tarafını kullanarak dili ağız tabanından ve ameliyat edilecek çene bölgesinden ayırın. (Şekil 1B).
      NOT: Dilin hafifçe üst çenenin üzerine yerleştirildiğinden emin olun.
    7. Öncelikle, (operatör 2) cerrahi forseps ile çenenin dış kenarından deri ve sert dokular (diş kemiği ve Meckel kıkırdak) üzerinden ilk bir kesik yapın (Şekil 1C).
      NOT: Doku keserken ve manipüle ederken daha fazla kontrol için aletlerin yeterince keskinleştirildiğinden emin olun.
    8. İnce cerrahi makasla enine kesim devam edin ki, kesi çenenin tüm genişliğini ilk kesik yerinden kontralateral tarafa kadar keserek planlanan amputasyon düzlemini (tam enine amputasyon) takip ederek çene distal dokusu tamamen çıkarılana kadar kesin (Şekil 1D).
      NOT: Daha sağlam çenelere sahip daha büyük aksolotllarda, iskelet yapılarının daha temiz ve daha az travmatik bir kesimi için kesme düzleminin forseps ile tamamlanması önerilir (Şekil 1E).
    9. Kalan yumuşak dokunun hemen geri çekilmesini gözlemleyin (Şekil 1F).
    10. Kesilmiş dokuyu diseksiyon forsepsiyle toplap, uygulanacak prosedüre göre istenen çözeltiyle birlikte 1,5 mL'lik bir tüpe daldırın: fiksasyon ve ardından histoteknoloji veya immünofluoresans için %4 paraformaldehit (PFA), daha sonra RNA, DNA veya protein ekstraksiyonu için Trizol veya RNA ile diğer teknikler (Şekil 1F).
      NOT: Bu doku, histolojik açıdan yenilenmiş doku ile karşılaştırma, bazal gen ekspresyonu veya nihai doku farklılaşma belirteçlerinin tespit edilmesi için yenilemeyen bir kontrol olarak kullanılabilir.
    11. Aksolotlu Petri kabına yerleştirin, stereomikroskop altında gözlemleyin ve açıkta kalan kemik ile kıkırdak dokusu kenarlarını forseps ile yeniden şekillendirin.
    12. Aksolotlu dikkatlice plastik tepsiye geri koyup %0,5 Sülfamerazin antibiyotik banyoları 12 saat uygulayın.

3. A. mexicanum'un ameliyat sonrası iyileşmesi

  1. Cerrahi işlemden sonra, aksolotlu %40 Holtfreter solüsyesinin bulunduğu şeffaf plastik kaba yerleştirin ve genel anesteziden iyileşme belirtileri gibi solungaç hareketleri, doğru refleks veya dokunsal uyaranlara yanıt gözlemleyin. Tam iyileşme yaklaşık 30-60 dakika sürer.
    NOT: %40 Holtfreter çözeltisini yaklaşık 4 °C ile 8 °C arasında sıcaklıkta soğuk tutun.
  2. Soğuk %40 Holtfreter çözeltiyi en az 8 gün boyunca her 24 saatte bir değiştirin.
    NOT: İlk 48 saat hayvanın iyileşmesinde en kritik anlardır, bu yüzden günlük gözlem altında olmalıdır.
  3. İşlemden 24-48 saat sonra, aksolotl'u daha kolay yakalanan ve hayvan için daha az travmatik olan yumuşak dokulu mama ile besleyin.
    NOT: Ameliyattan sonraki ilk 24 saat boyunca aksolotlu beslemeyin.

4. Rejeneratif yanıtın görüntü alımı ve izlenmesi

NOT: Tüm görüntüler yakın zamanda işletilen hayvanın uzun süreli ele alınmasını önlemek için mümkün olan en kısa sürede çekilmelidir.

  1. Hayvan tamamen anestezi edildikten sonra, dikkatlice alıp stereomikroskop ve dijital kameraya götürerek amputasyon öncesi ve sonrası görüntüler elde etmek için Petri kabında alın.
    NOT: Stereomikroskopu önceden %70 alkolle temizleyin ve dezenfekte edin.
  2. Çene bölgesini daha iyi gözlemlemek için aksolotl'un başına doğru bir ışık kullanın.
  3. Aksolotl'un gövdesini bir elinizle güvenle tutarak görüntü alma alanından kaymasını önleyin.
    NOT: Gerçek boyutta bozulmaları önlemek için sulu bir ortamda fotoğraf çekmekten kaçının; sıvısız bir Petri kabı kullanın. Aksolotlu ara sıra %40 Holtfreter çözeltisiyle hafifçe nemlendirin.
  4. Çene bölgesini doğru şekilde belirleyin ve ona uygun şekilde odaklanın.
    NOT: İşlemi takip eden günlerde, erken evrelerde yenilenen doku genellikle çok ince ve bazı durumlarda fark edilmez olduğundan, doğru odaklanma ihtiyacını aklınızda bulundurun.
  5. Program araçlarını (kontrast, parlaklık, pozlama, kazanç, beyaz dengesi vb.) ayarlayarak görüntü alma parametrelerini optimize edin.
  6. Ölçüm yapmak ve yapının yenilenmesini izlemek için stereomikroskop (0.7x) kullanarak görüntü alın.
  7. Rejenerasyon dönemi tamamlandıktan sonra, yenilenmiş dokular daha önce bildirilenprotokol 34'e göre alcian mavisi ve alizarin kırmızısı kullanılarak boyandı.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A. mexicanum29 gibi türlerde amputasyon sonrası kraniofasiyal yapıların potansiyel rejeneratif yanıtını incelemenin önemi ve önemi göz önüne alındığında, sadece dokuların rejeneratif yanıtının değerlendirilmesine olanak tanıyan ve ameliyat yapılan hayvanlarda düşük veya sıfır ölüm oranı sunan güvenli ve tekrarlanabilir bir cerrahi tekniğe sahip olmak gereklidir. Sonuç olarak, bu çalışma, A. mexicanum'da iki hemimandibülün en uzak bölgesinin (iki ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu makale, A. mexicanum hayvan modelinde mandibulanın enine amputasyonunu tamamlamak için başarılı cerrahi yaklaşımı ve bu yapıların rejeneratif yanıtını izlemek için bu cerrahi modeli yeniden üretmek için gerekli birkaç öneriyi ve bu rejeneratif süreci düzenleyen faktörlerin potansiyel belirlenmesini sunmaktadır.

Bu çalışmada, A. mexicanum'un mandibulanın distal üçte birinde tam çapraz amputasyon yapıldı; bu yapıda deri, dermis, diş kemiği, ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını belirtir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Antioquia Üniversitesi Araştırma Rektör Yardımcısına, bağlı öğretmenler için ilk proje için fonun sağladığı kaynaklar için teşekkür etmek istiyoruz. Sistema General de Regalias de Colombia ve Antioquia Üniversitesi'nin 15. Burs Çağrısı'na Samanta Tarquino'nun yüksek lisans programını finanse eden kuruluşları için teşekkür etmek istiyoruz. Son olarak, laboratuvarımızda aksolotl kolonisine bakım yapan her bir öğrenciye de teşekkür etmek istiyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm ve 16 g - 22 g yabani tip
Kalsiyum Klorür dihidratDuksan1098CaCl2 2H2O
Dijital kamera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Sodyum tuzu, dihidratBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Cam petri kabıherhangi bir üreticiN/ABorosilikat cam
Magnezyum Sülfat 7-hidratITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Mikrocerrahi aletlerN/AN/AForseps, kelepçe, 7A spatula, detimetre ve makas
Pasteur pipetiherhangi bir üreticiN/ADüşük yoğunluklu polietilen
Potasyum KlorürDuksan372KCl
Kırmızı balmumu kalemherhangi bir üreticiN/A
Sodyum KlorürMerkK48297604 717NaCl
Yazılım Motic Images Plus-Versión 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
Stereo mikroskopOlympus SZX16 N/A
Sülfamerazin sodyum tuzuSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-metil-2-pirimidin) benzensulfonamid
Trikain metansulfonatSigma- AldrichE10521Etil 3-aminobenzoat metansulfonat
1,5 mL'lik tüplerAxygenMCT150CSaf polipropilen

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Kraniofasiyal RejenerasyonCerrahi Lezyon Modeliene Amputasyonuskelet RejenerasyonuKraniofasiyal Yap larRejeneratif Yan tKar la t rmal Rejenerasyon

İlgili makaleler