Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Araştırma makalesi

In Vivo'da Fare saç folikül döngüsü sırasında saç sapı, melanin ve kollajende dinamik değişikliklerin invaziv olmayan gözlemi

189 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/70144

⸱

28 Temmuz 2026

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences, 2Experimental Research Center, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3School of Life Science, Beijing University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

† These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu çalışma, iki foton ve ikinci harmonik nesil mikroskopisi kullanarak, saç sapı morfolojisini, melanin dinamiklerini ve dermal kollajen yoğunluğunu uzun ölçümle izleyen invaziv olmayan, in vivo bir yöntem sunar ve bu yöntem saç dökülmesi tedavi araştırmaları için sağlam bir metodolojik çerçeve sağlar.

Özet

Saç folikül döngüsünün geleneksel değerlendirmeleri, invaziv histolojik yöntemlere dayanır ve sürekli boylamasına gözlemi sınırlar. Özellikle iki foton uyarılmış floresans (TPEF) ve ikinci harmonik üretim (SHG) gibi invaziv olmayan optik görüntülemenin, çoklu saç folikül döngüleri boyunca saç şaftları, melanin ve kollajen dinamik değişikliklerini doğru şekilde takip edip niceleştirebileceği öne sürülmüştür. C57BL/6 farelerinin saç sapları, anajen, katajen ve telojen aşamalarında dermoskopi, fotoğrafçılık ve elektron mikroskopisi kullanılarak in vivo izlendi. Özellikle, 800 nm uyarılma ve görüntüleme altında TPEF melanin dinamiklerini nicelendirmek için kullanılırken, 950 nm uyarılma altında SHG interfoliküler kollajen değişikliklerini gözlemlemek için kullanıldı. Doğruluk sağlamak için in vivo optik ölçümler çapraz doğrulandı: melanin dinamikleri cilt fotoğrafçılığı ile genel doku görünümü ve saç ampulleri ifadesi için hematoksilin ve eozin (HE) boyama ile doğrulandı; kollajen değişiklikleri ise Sirius Red-boyalı bölümlerde sıvı kristal polarizasyon görüntüleme sistemi kullanılarak lif yoğunluğu ve yönelimi değerlendirilerek doğrulandı. Bulgular gözlemleri, anajen aşamasında saç sapı çapı ve melanin üretiminin kademeli olarak arttığını, ayrıca interfoliküler kollajen yoğunluğunda önemli bir azalma ile birlikte gerçekleştiğini gösterdi. Katajen ve telogen aşamalarında melanin seviyeleri kademeli olarak azaldı ve kolajen yoğunluğu yavaş yavaş başlangıç seviyelerine geri döndü. Bu proje, saç foliküllerinin kapsamlı dinamiklerini değerlendirmek için doğrulanmış, invaziv olmayan bir in vivo metodolojisi kurmakta ve saç dökülmesi tedavileri için aktif ajanların preklinik değerlendirmesi için sağlam bir deneysel çerçeve sunmaktadır.

Giriş

C57BL/6 farelerinin saç folikülleri senkronizasyon ve düzenlilik sergiler; bu da deneysel kolaylık sunar ve onları cilt hastalıklarının incelenmesinde yaygın bir hayvanmodeli haline getirir 1,2. Saç folikülleri, C57BL/6faresi 3'ün doğumundan sonraki yedinci haftada ikinci telojen aşamasına girer. Yapay müdahale olmadığında, bu telojen evresi doğumdan sonraki on ikincihaftaya kadar sürdürülür 4. Bu uzun telogen dönemi, saç folikül büyümedöngüsünü senkronize etmek için araştırmalarda yaygın kullanılan bir zaman noktasıdır 5. Farelerin yapay depilasyonundan sonra, saç folikülleri hemen anagenfaz 6'ya girmeye başlar.

Büyüme aşamasına girdikten sonra, şişkinlik bölgesindeki kök hücreler çoğalır ve dış kök kılıfına ayrılır, aşağıya doğru büyürken foliküluzunluğunu artırır 7. Saç sapının tabanı, folikül derinleştikçeyukarıya doğru uzanır 8. Soğanbalı içindeki kök hücreler sürekli olarak saç sapı ve iç kök kılıfınaayrılır. Ciltte kolajen ve melanin salgılanması da anajenfaz 10 sırasında hızla değişir ve saç foliküllerinin gelişiminde önemli bir roloynar 11,12. Saç dökülmesiyle ilgili çalışmalarda, melanin salgılanması genellikle cilt rengiyle değerlendirilir; bu da kesin nicelik yapılmasına izinvermez 13. Bugüne kadar, kolajen üzerine yapılan araştırmalar ağırlıklı olarak niceliklendirmenin döngüsel dinamiklerinden ziyade gelişim ve yaşlanmaya odaklanmıştır.

Şu anda, saç folikül döngülerinin ve rejeneratif tedavilerin değerlendirilmesinde önemli bir sınırlama, yıkıcı histolojik sonlanışlara bağımlılıktır; bu da farklı hayvan gruplarının belirli zaman noktalarında ötenazi yapılmasını gerektirir14. Bu, aynı foliküler mikroortamın birden fazla döngü boyunca sürekli ve boyuna izlenmesini engeller. Ayrıca, dermatoskopi gibi geleneksel invaziv olmayan teknikler, derin folikül değişikliklerini görselleştirmek için yeterli doku nüfuzuna sahipdeğildir 15 ve makroskopik gözlem melanini tam olarak niceleştiremez; bu da kulüp tüyünün melanin eksikliği olan kökünü geç regresyon ve dinlenme evrelerinde tespit etmeyizorlaştırır 16,17. Çeşitli optik teknolojiler boylamasına in vivo gözlem18,19 gibi gelişmiş olup, kolajen liflerinin değerlendirilmesi için sıvı kristal polarimetri20,21, pigmentasyonun gözlemi için cilt konfokalmikroskopisi (22,24) ve cilt kalınlığını ölçmek için optik koherenstomografisi (25,26,27) gibi, çoklu foton mikroskopi benzersiz ve etkileyici bir çözüm sunar. İki fotonlu uyarılma floresansı (TPEF) ve ikinci-harmonik üretimin (SHG) birleşik kullanımı belirgin avantajlar sağlar: dermisin derinlerine etiketsiz, yüksek çözünürlüklü optik kesitleme mümkün olur ve melanin otofloresansı ile kollajen lif mimarisinin eşzamanlı in vivo nicelendirilmesini sağlar, dışsal boyalarolmadan 28,29. Bu çalışmada yazarlar, invaziv olmayan TPEF/SHG görüntülemenin bu yapısal değişiklikleri invaziv histolojik altın standartlara benzer bir doğrulukla dinamik ve hassas bir şekilde niceleştirebileceğini öne sürmektedir. Bu temel bilimsel sorunu ele alarak, bu çalışma, alopesi30 için terapütik ajanların invaziv olmayan değerlendirmesini desteklemek için sağlam, uzunlamasına in vivo görüntüleme çerçevesi oluşturmayı amaçlamaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Omurgalı deneklerin kullanılmasını içeren tüm yöntemler kurumsal yönergelere uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Tüm hayvan deney prosedürleri, Çin Çin Tıp Bilimleri Akademisi Deneysel Araştırma Merkezi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmıştır (Protokol Kodu: ERCCACMS11-2210-03). Bu çalışmada kullanılan tüm materyaller Materyaller Tablosu'nda listelenmiştir.

Hayvan hazırlığı ve makroskopik gözlem
6–7 haftalık ve 20 ± 2 g ağırlığında erkek C57BL/6 fareleri ticari bir tedarikçiden temin edildi. Fareler, histolojik analiz kohortu (n = 39) ve sürekli in vivo görüntüleme kohortu (n = 3) olarak ayrıldı. Tüm farelerin sırt tüyleri, saç folikül döngüsünü senkronize etmek için depilasyon yapıldı. Saç büyüme durumu, depilasyon sonrası 2. günden 26. güne kadar her iki günde bir incelendi. Görüntüleme grubundaki farelerin sırtları, 26. güne kadar her iki günde bir kamera kullanılarak fotoğraflandı. 15 cm sabit odak mesafesi korundu ve makroskobik değişiklikleri doğru şekilde belgelemek için tutarlı, standart ortam aydınlatma koşulları sağlandı.

In vivo TPEF ve SHG görüntüleme
Görüntüleme seansları, depilasyon sonrası 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24 ve 26. günlerde gerçekleştirildi. Fareler izofluran ile anestezi edildi. Tam bilinç kaybı, nefes hızı gözlemlenerek ve ayak refleksini nazikçe parmak sıkıştırmasıyla kontrol edilerek sağlandı. Anestezi altına alınan fare, iki fotonlu bir mikroskobin sahnesine sabitlendi. Melaninin TPEF görüntülemesi için mikroskop 25x suya batma objektif (sayısal açıklık = 1.05) ile donatıldı ve uyarılma dalga boyu 800 nm olarak ayarlandı. Melanin otofloresansının z-stack taraması yapıldı ve toplam tarama derinliği 45 μm oldu. Adım boyutu 2 μm, görüntü çözünürlüğü 1.024 piksel × 1.024 piksel, alım hızı ise 4 μs/piksel olarak ayarlandı. Kolajen liflerinin SHG görüntülemesi için, uyarılma dalga boyu aynı 25x suya daldırma objektif kullanılarak 950 nm'ye ayarlandı. Dermisin üst yüzeyinden toplam tarama derinliğine kadar 45 μm olan bir z-stack taraması başlatıldı; bu tarama 2 μm adım boyutu, 1.024 × 1.024 piksel görüntü çözünürlüğü ve 4 μs/piksel edinim hızı korundu. Görüntüleme seansının ardından fare dikkatlice mikroskop aşamasından çıkarıldı, izofluran üretimi durduruldu ve fare tamamen bilinç kazanana kadar ısıtma pedine kondu, ardından ev kafesine geri getirildi.

Doku toplama ve histolojik işleme
Histolojik gruptan ayrı ve ayrı üç fareden oluşan bir kohort, kurumsal yönergelere göre 2. günden 26. güne kadar her iki günde bir ötenazi yapıldı ve böylece hiçbir farenin uzunlamasına histolojik örnekleme için yeniden kullanılmamasını sağladı. Her farenin arkasında yatay ve dikey orta çizgilerin kesişim noktasında tam merkezde 2 cm × 2 cm uzunluğunda tam kalınlıktaki dorsal deri dokusu örneği cerrahi olarak çıkarıldı. Kesilen deri dokusu, kenarların kıvrılmasını önlemek için sert bir kartın üzerine düz bir şekilde yerleştirildi ve hemen %4 paraformaldehit içeren bir test tüpüne daldırıldı. Sabit dokular kurutulmuş ve 6 μm kalınlığında parafin kesitleri hazırlanmak için gömülülüp yerleştirilmiştir. Waxdan arındırmadan önce, parafin bölümleri sürgü ısıtıcısında 120 dakika ısıtıldı. Bölümler, üreticinin talimatlarına göre standart boyama kitleri kullanılarak hematoksilin ve eosin (HE) ile boyandı, ayrıca Sirius Red ile boyandı. Bölümler nötr sakızla monte edildi ve ters mikroskopla gözlemlendi. Sıvı kristal polarize görüntüleme için, balmumu arındırılmış ve Sirius Kırmızı boyalı bölümler polarize ışık mikroskobu altında fotoğraflandı. En fazla koyu arka plan (sönme durumu) elde etmek için polarizatör ve analizörün tam 90° çapraz çapraz olması sağlandı ve bu özel açı, sonraki tüm görüntü yakalamalarında tutarlı şekilde kilitlendi.

In vivo dermoskopi ve saç saplarının elektron mikroskopisi
Yırtmadan önce, dorsal saç büyüme alanı klinik dermatoskopla in vivo olarak 20x büyütme ile değerlendirildi. Saç rejenerasyonu, saç sapı çıkışı ve yoğunluğuna dayalı standart 0–3 puanlama sistemi kullanılarak nicelendirilmiştir (0 = görünür saç yok; 1 = seyrek saç çıkışı; 2 = orta saç yoğunluğu; 3 = yoğun, tam saç örtüsü). Tarafsız örnekleme sağlamak için, her farenin dorsal depilasyonlu alanı görsel olarak dört eşit dörtlüğe bölünmüştür. Her fare için iki kvadrant seçmek için rastgele sayı üreteci kullanıldı ve her seçilen bölgeden steril forseps kullanılarak beş yeni büyüyen tüy sapı sıkıca koparıldı. Çekilen saç sapları hemen daldırıldı ve ultrastrukturu korumak için 4 saat boyunca 4 °C'de 0,1 M fosfat tamponunda (pH 7,4) %2,5 glutaraldehit içine sabitlendi. Sabit saç sapları 0,1 M fosfat tamponu içinde üç kez yıkanmış ve her konsantrasyonda 15 dakika boyunca derecelendirilmiş etanol serisi (50%, 70%, 80%, %90 ve %100) ardından, ardından sıvıCO2 ile kritik noktada kurutulma işlemi yapılmıştır. Kurumuş saç sapları, alüminyum tüplere bağlı iletken çift taraflı karbon bantına yatay olarak monte edilmişti. Örnekler, elektron yükünü önlemek için 60 saniye boyunca vakum sputter kaplama kullanılarak 10 nm altın tabaka ile sputter kaplandı. Kaplanmış örnekler taramalı elektron mikroskobuna yerleştirildi ve saç sapları 5.0 kV hızlandırıcı voltajla gözlemlendi. Ultramikroskobik morfolojik değişiklikler, 500x ve 1.000x büyütmelerle görüntüler alınarak sistematik olarak değerlendirildi; özellikle saç sapı çapı ve kütiküler pulların yapısal bütünlüğü ve düzeni belgelendi.

Veri ve istatistiksel analiz
Görüntü parametreleri, genel görüntü analiz yazılımı kullanılarak ölçülüp nicelendirilmiştir. Tüm istatistiksel analizler ve grafiksel temsiller standart istatistiksel analiz yazılımı kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Aynı hayvanlardan birden fazla zaman noktası boyunca elde edilen sürekli in vivo izleme verileri için, istatistiksel anlamlılık tekrarlanan ölçüm varyans analizi (RM-ANOVA) kullanılarak ve ardından Bonferroni'nin post-hoc testi kullanılarak belirlendi. Bağımsız hayvan örneklerini içeren histolojik veriler için, istatistiksel farklılıkları değerlendirmek için sıradan tek yönlü ANOVA ve ardından Tukey'nin post-hoc testi kullanıldı. Tüm sonuçlar ortalama ± standart sapma (SD) olarak ifade edildi. Farklar istatistiksel olarak anlamlı olarak kabul edildi; *p < 0.05, p < 0.01 ve ***p < 0.001 olarak değerlendirildi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Fare tüyleri gözlemi
Fare tüylerinin büyümesinin fotoğrafik gözlemleri Şekil 1A'da sunulmaktadır. Cilt yüzeyinden tüylerin çıkışı 10. günde başladı, gelişim ise 12. gün ile 16. gün arasında devam etti (< 0.05). Saç örtüsü daha sonra 18. günden 26. güne kadar durdu (> 0.05) (Şekil 1B). Ayrıca, dermoskopi saç büyüme dinamiklerinin invaziv olmayan in vivo gözlemini kolaylaştırmıştır. 2...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

C57BL/6 fare modeli, ikinci telojen evresinin 7. haftadan 12. haftaya kadar istikrarlı şekilde sürmesi nedeniyle seçildi. 26 günlük gözlem penceresi tamamen bu statik aşama içinde olduğundan, gözlemlenen derin dinamik değişiklikler açıkça depilasyondan kaynaklanan döngü ilerleyişiyle yönlendirilir ve doğal yaşa bağlı dalgalanmalar tamamen hariç tutulur. Telojen aşamasında depilasyon yapıldığında, saç folikülleri hemen anajen evresine girer. Yazarın bildiği kadarıyla, bu çalışma, iki foto...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, bu makalede yer alan çalışmayı etkileyebilecek bilinen hiçbir rekabet eden finansal çıkarları veya kişisel ilişkileri olmadığını belirtmektedir. Bu makalenin ön baskısı BioRxiv kamu deposunda aşağıdakireferans 42'de mevcuttur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Çin Tıp Bilimleri Akademisi İnovasyon Fonu (ID: CI2025C001), Çin Çin Tıp Bilimleri Akademisi'nin Bilimsel ve Teknolojik İnovasyon Projesi (Hibe No. NLTS2025004) ve merkezi kamu refahı araştırma enstitüleri için temel araştırma fonları (Hibe No. JJPY2025002).

Yazar Katkıları: kavramsallaştırma, Gaiying He ve Yi Wang; soruşturma, Menghua Liu, Xiaoyu Wang ve Fenglong Wang; veri küratörlüğü Menghua Liu; yazı—orijinal taslak hazırlığı, Menghua Liu; finansman satın alma, Yi Wang. Tüm yazarlar makalenin yayımlanmış versiyonunu okuyup kabul etti.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
C57BL/6 fareleri,Beijing Vital River Laboratory Animal TechnologySCXK (Jing) 2021-0006Hayvan modelleri için kullanılır
Dijital DSLR KameraCanonEOS 80DFare arkalarının fotoğraflarını çekmek için kullanılır
H&E Boyama KitiLtdSolarbio Science & Technology Co.G1120Dokun bölümlerini boyamak için kullanılır
Ters MikroskopOlympusBX51Fotoğraf çekmek için kullanılır
lsofluranRWD Life Science Co.R510-22-16Hayvanları anestezi altına almak için kullanılır
Mai Tai DeepSeeSpectraPhysicsMai Tai HPTPEF ve SHG için in vivo görüntülemede kullanılır
Medikal Elektronik DermatoskopChina Chuanghong Medical Technology Co.CH-DSIS-2000Cilt renginin in vivo görüntülemesinde kullanılır
Polarize Işık MikroskobuOlympusBX51-PSirius Red boyama görüntülemesinde kullanılır
Taramalı Elektron Mikroskobu (SEM)Hitachi High-Tech CorporationSU8010Kıl şaftı ultra yapı gözlemi için
Sirius Red boyama kitiSolarbioG1472Kollajen lifi boyama için
Küçük Hayvan Anestezi CihazıRWD Life Science Co.R500Hayvanları anestezi altına almak için kullanılır

Kaynaklar

  1. Müller-Röver S, et al. A comprehensive guide for the accurate classification of murine hair follicles in distinct hair cycle stages. J Invest Dermatol. 2001;117(1):3-15.
  2. Lin X, Zhu L, He J. Morphogenesis, Growth Cycle and Molecular Regulation of Hair Follicles. Front Cell Dev Biol. 2022;10:899095.
  3. Wang WH, et al. Studying Hair Growth Cycle and Its Effects on Mouse Skin. J Invest Dermatol. 2023;143(9):1638-1645.
  4. Stenn KS, Paus R. Controls of hair follicle cycling. Physiol Rev. 2001;81(1):449-494.
  5. Paus R, Cotsarelis G. The biology of hair follicles. N Engl J Med. 1999;341(7):491-7.
  6. Pineda CM, et al. Intravital imaging of hair follicle regeneration in the mouse. Nat Protoc. 2015;10(7):1116-30.
  7. Hu XM, et al. A systematic summary of survival and death signaling during the life of hair follicle stem cells. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):453.
  8. Greco V, et al. A two-step mechanism for stem cell activation during hair regeneration. Cell Stem Cell. 2009;4(2):155-69.
  9. Hsu YC, Li L, Fuchs E. Transit-amplifying cells orchestrate stem cell activity and tissue regeneration. Cell. 2014;157(4):935-49.
  10. Xing YZ, Guo HY, Xiang F, Li YH. Recent progress in hair follicle stem cell markers and their regulatory roles. World J Stem Cells. 2024;16(2):126-136.
  11. Raja E, Clarin MTRDC, Yanagisawa H. Matricellular Proteins in the Homeostasis, Regeneration, and Aging of Skin. Int J Mol Sci. 2023;24(18):14274.
  12. Ojeh N, et al. In vitro. skin models to study epithelial regeneration from the hair follicle. PLoS One. 2017;12(3):e0174389.
  13. Wang F, et al. Pilose antler extracts promotes hair growth in androgenetic alopecia mice by activating hair follicle stem cells via the AKT and Wnt pathways. Front Pharmacol. 2024;15:1410810.
  14. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan. Curr Biol. 2009;19(3):R132-42.
  15. Bardou D, Bouaziz H, Lv L, Zhang T. Hair removal in dermoscopy images using variational autoencoders. Skin Res Technol. 2022;28(3):445-454.
  16. Navarrete-Dechent C, Jaimes N, Marchetti MA. Unveiling melanomagenesis through the dermatoscope. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2021;35(5):1038-1039.
  17. Liatsopoulou A, et al. Handheld dermatoscope versus digital camera for hair counts in laser facial hair removal. J Cosmet Laser Ther. 2023;25(1-4):38-44.
  18. Bromage TG, et al. Circularly polarized light standards for investigations of collagen fiber orientation in bone. Anat Rec B New Anat. 2003;274(1):157-68.
  19. López De Padilla CM, et al. Picrosirius Red Staining: Revisiting Its Application to the Qualitative and Quantitative Assessment of Collagen Type I and Type III in Tendon. J Histochem Cytochem. 2021;69(10):633-643.
  20. Feng F, Mao H, Wang A, Chen L. Two-Photon Fluorescence Imaging. Adv Exp Med Biol. 2021;3233:45-61.
  21. Fernández-Domper L, Ballesteros-Redondo M, Vañó-Galván S. Trichoscopy: An Update. Actas Dermosifiliogr. 2023;114(4):T327-T333.
  22. Zhai X, Vyas S, Yeh JA, Luo Y. Two-photon fluorescence imaging of subsurface tissue structures with volume holographic microscopy. J Biomed Opt. 2020;25(12):123705.
  23. Dulebo A, et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 2009;109(8):1056-60.
  24. Zuhayri H, et al. In Vivo. Quantification of the Effectiveness of Topical Low-Dose Photodynamic Therapy in Wound Healing Using Two-Photon Microscopy. Pharmaceutics. 2022;14(2):287.
  25. Gerger A, Hofmann-Wellenhof R, Samonigg H, Smolle J. In vivo. confocal laser scanning microscopy in the diagnosis of melanocytic skin tumors. Br J Dermatol. 2009;160(3):475-81.
  26. Ilie MA, et al. Current and future applications of confocal laser scanning microscopy imaging in skin oncology. Oncol Lett. 2019;17(5):4102-4111.
  27. Al-Chaer RN, Bouazzi D, Jemec G, Mogensen M. Confocal microscopy and optical coherence tomography of inflammatory skin diseases in hairs and pilosebaceous units: A systematic review. Exp Dermatol. 2023;32(7):945-954.
  28. Graf BW, Boppart SA. Multimodal In Vivo. Skin Imaging with Integrated Optical Coherence and Multiphoton Microscopy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 2012;18(4):1280-1286.
  29. Urban G, et al. Combining Deep Learning With Optical Coherence Tomography Imaging to Determine Scalp Hair and Follicle Counts. Lasers Surg Med. 2021;53(1):171-178.
  30. Sagawa N, et al. Role of increased vascular permeability in chemotherapy-induced alopecia: In vivo. imaging of the hair follicular microenvironment in mice. Cancer Sci. 2020;111(6):2146-2155.
  31. Duverger O, Morasso MI. Epidermal patterning and induction of different hair types during mouse embryonic development. Birth Defects Res C Embryo Today. 2009;87(3):263-72.
  32. Liu M, et al. Pilose antler extract promotes hair growth in androgenic alopecia mice by promoting the initial anagen phase. Biomed Pharmacother. 2024;174:116503.
  33. He G, et al. Non-invasive assessment of hair regeneration in androgenetic alopecia mice in vivo .using two-photon and second harmonic generation imaging. Biomed Opt Express. 2023;14(11):5870-5885.
  34. Chu X, et al. Functional regeneration strategies of hair follicles: advances and challenges. Stem Cell Res Ther. 2025;16(1):77.
  35. Fu D, et al. Dihydrotestosterone-induced hair regrowth inhibition by activating the androgen receptor in C57BL6 mice simulates androgenetic alopecia. Biomed Pharmacother. 2021;137:111247.
  36. Köhler C, et al. Mouse Cutaneous Melanoma Induced by Mutant BRaf Arises from Expansion and Dedifferentiation of Mature Pigmented Melanocytes. Cell Stem Cell. 2017;21(5):679-693.e6.
  37. Nishimura EK, Granter SR, Fisher DE. Mechanisms of hair graying: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Science. 2005;307(5710):720-4.
  38. Driskell RR, et al. Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair. Nature. 2013;504(7479):277-281.
  39. Matsumura H, et al. Hair follicle aging is driven by transepidermal elimination of stem cells via COL17A1 proteolysis. Science. 2016;351(6273):aad4395.
  40. Sayama A, et al. Morphological and Biochemical Changes During Aging and Photoaging of the Skin of C57BL/6J Mice. J Toxicol Pathol. 2010;23(3):133-9.
  41. Lynch B, et al. How aging impacts skin biomechanics: a multiscale study in mice. Sci Rep. 2017;7(1):13750.
  42. Liu M, He G, Wang F, Wang Y. In vivo. non-invasive observation of dynamic changes in hair shaft, melanin, and collagen during the C57BL/6 follicle cycle [preprint]. bioRxiv. 2025. doi:10.1101/2025.09.15.676351.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

BiyolojiSayı 233Sayı 233Boş DeğerSayıİkinci harmonik üretimianajen fazC57BL/6 fareleralopesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.