Yöntem makalesi

Sakral ve çevresel sinir stimülasyonunun mesane fonksiyonu üzerindeki etkilerinin değerlendirilmesi için sıçan hayvan modelleri

DOI:

10.3791/70300

⸱

9 Haziran 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol, anestezi altındaki sıçanlarda sakral, tibial ve peroneal sinirlerin uyarılması için ayrıntılı cerrahi teknikleri açıklar. Bu modeller, nöromodülasyon etkilerinin mesane fonksiyonu üzerindeki incelenmesini sağlar, optimal uyarılma parametrelerinin belirlenmesine yardımcı olur ve sakral ile periferik sinir stimülasyon tedavilerinin etki mekanizmalarının incelenmesini sağlar.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nöromodülasyon, çeşitli organların işlev bozukluğuna yönelik terapötik bir yaklaşımdır ve alt idrar yolu işlev bozukluklarının tedavisinde etkili olduğu kanıtlanmıştır. Klinik başarısına rağmen, nöromodülasyonun altında yatan mekanizmalar henüz tam olarak anlaşılmamış durumda ve bu da standartlaştırılmış ve tekrarlanabilir hayvan modellerine olan ihtiyacı vurgulamaktadır. Sakral ve periferik sinir stimülasyonu kullanılarak idrar mesane nöromodülasyonunun preklinik modelleri yirmi yılı aşkın süredir oluşturulmuştur; ancak mevcut literatür, cerrahi işlemlerle ilgili sınırlı metodolojik detaylar sunmaktadır. Bu makale, sakral sinir stimülasyonu için iyi kurulmuş tekniklerin ayrıntılı bir tanımını ve görsel temsilini sunmaktadır. Ayrıca, tibial sinir stimülasyonuna yönelik değiştirilmiş bir yaklaşımı tanımlar ve bir fare modelinde peroneal sinir stimülasyonu kullanan yeni bir mesane nöromodülasyon yöntemi tanıtmaktadır. Modifiye edilen tibial sinir uyarımı yaklaşımı, önceki çalışmalarda tanımlandığı gibi medial ayak bileğinden ziyade, siyatik sinirin bir dalı olarak tibial sinirin başlangıcına maruz bırakılması ve uyarılmasını içerir. Klinik uygulamada mesane nöromodülasyonu için peroneal sinir stimülasyonunun yakın zamanda tanıtılması göz önüne alındığında, bu makale alt idrar yolu fonksiyonunun kontrolündeki mekanizmalarını incelemek için benzersiz bir fare modeli önermektedir. Sinir maruziyeti, elektrot yerleştirme ve karakteristik motor tepkilere dayalı başarılı elektrot yerleştirmesinin doğrulanması için üç nöromodülasyon yönteminin adım adım rehberliği sunulmaktadır. Peroneal sinir uyarımının mesane fonksiyonu üzerindeki etkisine dair temsil bir örnek, uygulanabilirliğini göstermek için bir fare modelinde asetik asit kaynaklı mesane aşırı aktivitesi ile dahil edilmiştir. Bu makale, mesane duyusal sinyallerindeki değişiklikler, omurilik ve supraspinal düzenleyici yollar, uyarlama parametrelerinin optimizasyonu ve farklı uyarı hedeflerinin etkinliğinin karşılaştırılması gibi nöromodülasyon mekanizmalarını incelemek için standartlaştırılmış ve teknik olarak erişilebilir bir protokol sunmaktadır.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nöromodülasyon, son organ1'in işlevini değiştirmek için düşük genlikli elektriksel uyarım kullanır. Aşırı aktif mesane sendromu (OAB), obstrüktif olmayan idrar tutma, nörojenik mesane ve mesane ağrısı sendromu gibi alt idrar yolu disfonksiyonu bağlamında, davranışsal terapi ve farmakoterapi başarısız olan hastalar için nöromodülasyon üçüncü sıradan tedavi olarak kullanılır. OAB hastalarında nöromodülasyon için, posterior tibial sinir stimülasyonu ve sakral sinir stimülasyonu (SNS) klinik uygulamada yaygın olarak kullanılmıştır. Pudendal ve peroneal sinirler dahil olmak üzere ek periferik sinirleri hedefleyen deneysel nöromodülasyonyaklaşımları incelenmektedir 3,4,5,6.

Nöromodülasyon mesane ve bağırsak hastalıklarının tedavisinde onlarca yıldır kullanılsa da, etki mekanizması tam olarak anlaşılmamaktadır. Çok disiplinli uzman grubu incelemesinde belirtildiği gibi, şu anda kullanılan uyarım parametreleri çoğunlukla üreticiler tarafından deneme-yanılma yaklaşımına göreseçilmiştir 7. Bu nedenle, altta yatan yolları aydınlatmak ve uyarma parametrelerini optimize etmek için hayvan modellerinin kullanılmaya devam etmesi önemlidir. Fareler, sıçanlar, koyunlar, köpekler ve kediler dahil uyanık ve anestezi edilmiş hayvanlar kullanılarak birkaç preklinik deney yapılmıştır4. Dünya genelinde etik yönergeler ve araştırma politikaları daha az karmaşık, daha küçük türlerin kullanımını teşvik ederken, son yıllarda en çok kemirgen modelleri kullanılmıştır.

Mesane disfonksiyonu fare modellerinde SNS ağırlıklı olarak iki metodolojik yaklaşım kullanmıştır. İlki, Zvara ve arkadaşları tarafından tanımlanan olup, anjiyokateter veya omurga iğnesi ile sakral foramen'e uyarıcı birelektrot yerleştirilmesini içerir 8. İkinci yaklaşım ise L6 sinir kökünün açığa çıkmasını ve L6 sinirlerinin altına uyarıcı elektrotların yerleştirilmesini gerektirir; elektrot ile sinirarasındaki teması sağlamak için silikon yapıştırıcı kullanılır 9. Sakral foramen'de elektrot yerleştirme tekniği klinik yaklaşımı yansıtır. L6 kökünün maruz kalmasını kullanan yöntem, teknik olarak zor olsa da, hassas lokalizasyon ve sinirin daha tutarlı erişimini sağlar.

Literatürde arka tibial sinir uyarısını taklit eden fare hayvan modelleri tanımlanmıştır. En sık kullanılan yöntem, bileğin üstündeki arka uzuvun medial tarafında tibial sinirincerrahi olarak maruz kalmasını içerir: 10,11,12,13,14,15,16. Bir diğer yöntem ise, tibial sinirin17 yakınında iğne elektrotlarının perkutan olarak yerleştirilmesini içerir. Bu makale, siyatik sinirin üç dala ayrıldığı gluteus maximus ile biceps femoris kasları arasında olan tibial sinir stimülasyonunun ayrıntılı bir tanımını sunmayı amaçlamaktadır; burada siyatik sinir üç dala ayrılır: tibial, common peroneal ve sural sinirler. Ayrıca, bu çalışma yeni bir nöromodülasyon yöntemini araştırmak için peroneal sinir stimülasyonunu yeni bir hayvan modeli olarak tanıtmaktadır. Bu fare modelinin translasyonel önemi, mesane nöromodülasyonu için peroneal sinir stimülasyonunun yakın zamanda tanıtılması iledesteklenmektedir 18,19.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hayvanlar, kurumsal yönergelere uygun olarak Güney Danimarka Üniversitesi Hayvan Bakım Tesisi'nde barındırıldı. Tüm hayvan deneyleri, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için Ulusal Sağlık Enstitüleri rehberine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Danimarka Hayvan Deneyleri Müfettişliği Etik Komitesi, çalışma prosedürlerini onayladı (Protokol No. 2022-15-0201-01158). Reaktifler ve kullanılan ekipmanlar Malzeme Tablosu'nda listelenmiştir.

1. Elektrotların hazırlanması

NOT: Tibial, peroneal ve L6 sinir stimülasyonu için bipolar kanca şeklindeelektrotlar kullanıldı 20. Aşağıdaki adımlar, elektrot tasarımı ve yapımının kısa bir tanımını sunar.

  1. İki eşit uzunlukta 125 μm politetrafloroetilen (PTFE) kaplı gümüş tel kesin ve birleştirin.
  2. Tellerin bir ucundan 4–5 mm PTFE ayırın, açıkta kalan uçları eşit şekilde kesin ve uçları 23 G'lik bir iğne üzerinde yukarı doğru bükülerek 2 mm aralıklı iki paralel kanca oluşturun.
  3. Elektrodu bir plakaya sabitleyin ve kancaları yukarı bakacak şekilde plakanın kenarına doğru yerleştirin.
  4. İki bileşenli silikon yapıştırıcıyı 5 saniye karıştırın. Kancalardan 1–2 mm mesafede bir damla uygulayın ve yaklaşık 5 dakika kurumasına izin verin.
  5. Elektrodun karşı ucundan PTFE kaplamasının 1–2 cm uzunluğundaki bir kesitini soyunarak stimulatöre bağlantı sağlanır.

2. Hayvan hazırlığı

NOT: Steril koşullarda, ucu ısıyla genişleyen PE-50 kateterleri, dişi Sprague-Dawley farelerinin (250–300 g) mesane kubbesine yerleştirilir ve bir çanta ipi dikişiyle sabitlenir. Borunun distal ucu hayvanın sırtında dışa doğru hareket etmiş ve deri altı birkese 21 içinde kıvrılmıştı. Ameliyattan sonra mesanenin iyileşmesi için beş gün beklendi.

  1. Hayvanı üretan ile (1,5 g/kg, intraperitoneal) anestezi yapın (kurumsal onaylı protokollere uygun olarak). Üretan, deneyin başlamasından yaklaşık 2 saat önce, 15 dakikalık aralıklarla üç bölünmüş dozda verin.
  2. Hayvanı bir ısıtma pedine aktarın ve yatağa koyun.
  3. Tibial ve peroneal sinir stimülasyonu için, farenin arka ayağını uyluk bölgesinde ve sırtın alt yarısında tıraş edin. Kuyruğu ve 5 mL'lik bir şırıngeyi farenin sol arka uzağının altına yerleştirin ve kuyruk ile bacağı Şekil 1A'da gösterildiği gibi sabitleyin.
  4. SNS için, farenin sırtını kuyruğundan torakik omurgasına kadar tıraş edin ve karın altına 50 mL santrifüj borusu yerleştirerek bel ve sakral bölgeyi yükseltebilirsiniz.
    NOT: Tüm nörostimulasyon deneyleri, hayatta kalma dışı prosedürleri temsil eder. Temiz cerrahi teknikler kullanın.

3. Peroneal ve tibial sinirin diseksiyonu ve elektrotların implantasyonu

  1. Bir skalpel kullanarak diz eklemi ile iskiyal tüyroz arasında 3–3,5 cm uzunluğunda bir kesi açın (Şekil 1B).
  2. Makasları derinin altına kaydırarak ve bağ dokusunu keserek deriyi kastan ayırın.
  3. Deriyi retraktorlar kullanarak açın ve gluteus maximus'u biceps femoris kaslarına bağlayan fasyayı açığa çıkarın (Şekil 1C).
  4. Fasyayı kesmek için düz makasla kesin ve gluteus maximus ile biceps femoris arasındaki boşluğu siyatik sinir görselleştirene kadar kesin (Şekil 1D,E).
  5. Biceps femoris'teki retraktorları yeniden konumlandırarak siyatik sinir ve dallarının - tibial, peroneal ve sural sinirlerin - iyi bir şekilde maruz kalmasını sağlayacak şekilde konumlandırın (Şekil 2A). Bu bağlamda, "peroneal sinir" ortak peroneal siniri derin ve yüzeysel peroneal sinirlere ayrılmadan önce ifade eder. Tibial sinir en büyük daldır; Sural sinir en küçüğüdür ve peroneal sinir ara çaplıdır.
  6. Peroneal siniri çevresindeki bağ dokusundan eğimli forseps ve mikro makas ile ayırın. Sonra mikroforseps kullanarak dokuyu dikkatlice her iki tarafa ve altına yayarak 5 mm uzunluğunda bir sinir kesitini izole eder. Aynı işlemi tibial sinir stimülasyonu için tibial sinirle tekrarlayın (Şekil 2B).
    NOT: Siniri forsepsle alarak ezmekten kaçının ve siniri çekme hareketini minimuma indirin.
  7. Sırtın alt yarısında bir skarpel kullanarak 5 mm uzunluğunda bir kesi yapın ve kesiden derinin altına bir hemostat kaydırarak deri altı kanal oluşturun. Hemostatı dikkatlice ileri çekin, ucu arka uzuv kesisinde çıkana kadar (Şekil 2C).
  8. Hemostat kullanılarak, elektrodun açılan ucunu tutun ve aleti yavaşça arka tarafın alt yarısındaki kesiden çekin. İki forseps kullanarak, elektrodun diğer ucunu (kancalı ucu) deri altı düzlemine göre 90° açıya bükün ve elektrodun kancalarının sinirin bitişik ve dik konumunda olduğundan emin olun (peroneal veya tibial) (Şekil 2D).
    NOT: Elektrodun doğru konumlandırılması, sinirin gerilmesini önlemek için önemlidir.
  9. Siniri kaldırmak için eğri mikro forseps kullanın ve elektrodun kancalarını sinirin altına kaydırın. İki bileşenli silikon yapıştırıcıyı 5 saniye karıştırın, siniri kurutmak için bir Q-ucu kullanın ve kancaları ile sinirin bitişiğindeki alanı kapatacak kadar yapıştırıcı uygulayın (Şekil 2E–G).
    NOT: Yapıştırıcı uygulamadan önce, elektrotları uyarıcıya bağlayın ve siniri motor eşik seviyesinde uyararak elektrotun doğru yerleştirildiğini doğrulayın. Motor eşiği, tutarlı fazli ayak hareketini tetiklemek için gereken minimum voltaj olarak belirlendi. Peroneal sinirin uyarısı ayakta fazik dorsal fleksyon oluştururken, tibial sinir stimülasyonu plantar fleksyon oluşturur. Motorun uyarıya yanıt vermemesi durumunda, uyarıcıyla elektrot arasındaki bağlantıyı kontrol edin.
  10. Arka kesideki bağlantı dokusuna 5-0 naylon bir diş dikişi yerleştirin, her iki dikiş ucu da yeterince uzun bırakın. Bu uçlar, elektrodu yerinde sabitlemek için kullanılır ve sabit konumlandırma sağlanır.
  11. Arka uzuv kesisindeki deriyi 4-0 Vicryl dikiş ile kapatın.

4. L6 sinirinin maruz kalması ve elektrodun implantasyonu

  1. Bel bölgesi ve sakrum üzerinde 4–5 cm orta çizgi kesi yapmak için bir skarpel kullanın. Kesiyi açmak için retraktorlar yerleştirin, alttaki sırt kaslarını ve omurga omurgalarının uçlarını ortaya çıkarın (Şekil 3A).
  2. Iliak armasını palpasyon ile L6'nın dikenli süreçlerini bulmak için bir işaret olarak kullanın. İlak tepenin hemen altında bulunan ilk dikenli süreç olarak tanımlanabilir (Şekil 3B).
  3. Omurların üstündeki fasyaları L5'ten S2'ye kadar makasla çıkarın. Daha sonra paravertebral kasları dikkatlice izole edip iki taraflı olarak ayırarak dikenli süreçleri, laminaları ve eklem süreçlerini ortaya çıkarır. Kalan bağ dokusu ve kası mikro makasla çıkararak kemikli yapılar net görünür hale getirilir (Şekil 4A,B).
    NOT: Bu, simge işaretleri ortaya çıkaran ve L6 sinir gövdesine erişim sağlayan anatomik bir pencere oluşturur. L6'nın arka faset eklemini tanımlayın; L6 sinir gövdesi bu eklemde kuysal olarak uzanır. Ayrıca, sakrum ve sakroiliak eklemleri de belirleyin. L6 sinir gövdesi bu ekleme kuyruksal ve medial olarak uzanır (Şekil 4B).
  4. S1'in omurlu sürecini dikkatlice çıkarmak için rongeur kullanın ve S1 ile S2 omurları arasındaki bölgedeki sakral kemiğin küçük parçalarını kademeli olarak kırıp çıkararak L6 sinir gövdesini açığa çıkarın (Şekil 4C).
  5. L6 sinirini çevresindeki dokudan eğimsel forseps ve mikro makas ile ayırın. Siniri bipolar PTFE kaplı gümüş tel elektrotuna bağlayın ve çevresindeki dokudan biyouyumlu silikon yapıştırıcı ile izole edin; bu yöntem 3.9'da (Şekil 4D) açıklanmıştır.
    NOT: L6 sinirinin uyarılması pelvik taban kas kaslarının kasılması ve kuyruk seğirmesine neden olur.
  6. Aynı işlemi karşı tarafta da iki taraflı sinir stimülasyonu için tekrarlayın.
  7. Deriyi 4-0 Vicryl dikişiyle kapatın.

5. Sakral foramen'e uyarıcı bir elektrodun yerleştirilmesi

  1. Sakrum üzerinde orta hat kesisi yapmak için bir skarpel kullanın ve kesiyi açmak için retraktorlar kullanın, alttaki sırt kaslarını açığa çıkarın.
    NOT: L6/S1 simgelerini bulmak için 4.2. adımda belirtildiği gibi iliak tepesini palpe edin.
  2. Paravertebral kasları omurgalı süreçlerden künt diseksiyon yöntemiyle ayırın. Retraktorları kaslardaki yeniden konumlandırarak omurlu süreçlerin açığa çıkmasını ve S1 sakral foramen'e erişimi kolaylaştırmayı sağlar (Şekil 5A).
  3. S1 forameninin konumunu belirleyin; bu foramen kuyruk ve S1 dikenli sürecin lateral kısmında bulunur. S1 sakral foramenini monopolar elektrodla önceden yüklenmiş 18-gauge iğneyle probe edin (Şekil 5B).
    NOT: 180 μm PTFE kaplı paslanmaz çelik tel kullanılmakta olup, her iki ucundan 5 mm yalıtım ayrılmıştır.
  4. İğne ucunu S1 foramenine yerleştirin, onu omurga ile paralel tutun ve hayvanın sırtına göre yaklaşık 30° açı tutun. Teli sinir yörüngesi boyunca nazikçe ilerletin ve iğneyi yavaşça çekin. Çift taraflı uyarım için kontralateral S1 forameninde prosedür tekrarlanın.
    NOT: Elektrodun doğru konumlanmasını doğrulamak için, telin distal ucunu stimulyatöre bağlayın. Elektriksel uyarılma kuyruk seğirmesine neden olur.
  5. Telleri bitişik dikenli prosese (L6) 5-0 Vicryl dikiş ile sabitleyin (Şekil 5C).
  6. Boynun arkasında bir nestik kullanarak 1 cm'lik bir kesi yapın ve boynun arkasındaki kesiden sakral seviyedeki kesiye hemostat kullanarak deri altı tünel oluşturun.
  7. Telin distal ucunu tünelden geçirin ve boynun arkasından dışa çıkarın (Şekil 5D).
  8. Fasya ve deriyi sakral seviyede, ayrıca boynun arkasındaki deriyi 4-0 Vicryl dikiş kullanarak kapatın.

6. Sistometri kaydı

  1. 5 gün sonra, uyarı deneylerini yapmadan önce, PE-50 borusunu dışa çıkarıp basınç dönüştürücüsü ve infüzyon pompasına bağlayın.
  2. Mesanesi, mesane parametrelerinin stabilizasyonu için 2 saat boyunca 3 mL/s hızında sürekli infüze edin.
  3. Başlangıç basıncı, eşik basıncı, mesane uyumu, mikrofonasyon basıncı ve sinir stimülasyonundan önce, sırasında ve sonrasında mesane kapasitesi gibi sistometri parametrelerini değerlendirin; tek bir mikrofonisyon döngüsü intravesikal infüzyon21.
  4. Her deneyin sonunda, etik standartlara uygun olarak, hayvanları anestezik aşırı dozuyla ötanize edilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nöromodülasyonun alt idrar yolu fonksiyonu üzerindeki etkisini değerlendirmek için deneysel tasarımı göstermek için, %0,5 intravezikal asetik asit infüzyonuyla indüklenen mesane aşırı aktivitesinin fare modelinde peroneal sinir stimülasyonu uygulanmıştır. Mesane fonksiyonu, uyarılma öncesi, sırasında ve sonrası tek bir mikrofonasyon döngüsü sistometrisi kullanılarak kaydedildi (Şekil 6 A,B). Deneysel düzen, iki farklı peroneal sinir stimülasyonu süresini iki farklı sürede bi...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu makale, anestezi altındaki bir sıçanda sakral, tibial ve peroneal sinir stimülasyonu için elektrotların implantasyonu için cerrahi yöntemlerin ayrıntılı bir açıklamasını sunmaktadır.

S3 sakral sinirinin sürekli düşük genlikli uyarısı için sakral foramen'e kurşun elektrodun implantasyonu, alt idrar yolu (LUT) işlev bozuklukları ve dışkı kaçırma konusunda yaygın kabul gören bir tedavidir. Hastalarda elektrot genellikle S3 foramenine yerleştirilir ve miyelinli...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, Odense Üniversitesi Hastanesi araştırma fonu tarafından finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
18 G tek kullanımlık enjeksiyon iğnesiKRUUSE121282
Dumont forseps stil 5TMDUMONT1708-5TM-POEğik
Dumont forseps stil 7XLDUMONT0508-7XL-POEğik
Grass SD9 kare darbe stimülasyon cihazıSomatco1077/183
HemostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO18105914 cm ve üzeri, ince uçlu
Iris makasıWorld Precision Instruments14218Düz makas
Kwik-Sil silikon elastomerWorld Precision InstrumentsKWIK-SILİki bileşenli yapıştırıcı
Mikro Adson forsepsWorld Precision Instruments501245
Mikro makasS&TSAC-15 R-810 mm'den kısa eğri uçlu
NaCl % 0.9 100 mLB.BraunN/A
PE-50 tüpInstechBTPE-50
Prolene 5-0 dikişEthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08İnce eğri uçlu
Cerrahi neşterSwann-Morton0505
UretanSigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 dikişEthiconV451
Vicryl 5-0 dikişEthiconV303
Tel Gümüş Teflon kaplı 0.125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Tel Paslanmaz Çelik Teflon kaplı 0.18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Sakral Sinir Stim lasyonuTibial Sinir Stim lasyonuPeroneal Sinir Stim lasyonuMesane N romod lasyonuAlt riner SistemElektrot Yerle imiDuyusal Sinyalleme
Video yakında

İlgili makaleler