Tüm hayvan deneyleri, Xinjiang Tıp Üniversitesi Birinci Bağlı Hastanesi Hayvan Araştırmaları Etik Komitesi tarafından belirlenen etik kurallara (Onay No.: IACUC-20231121-13) ve Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı rehberine (2011 baskısı) uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Ayrıca, bu çalışma ARRIVE yönergelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Tüm malzemeler (reaktifler, tüketim malzemeleri, ekipman ve yazılım) ile ilgili üretici bilgileri ve katalog numaraları, tekrarlanabilirliği kolaylaştırmak için Malzeme Tablosu'nda sağlanmıştır.
1. Bakteriyel kültür
Porphyromonas gingivalis ve Fusobacterium nucleatum referans suşları (Materyal Tablosu'nda verilen suş tanımlayıcıları) anaerobik koşullarda işlendi. Birincil kültürler, önceden indirgenmiş Columbia kan agar plakalarında kurulmuş ve anaerobik olarak (%85 N₂, %10 H₂ ve %5 CO₂) 37 °C'de 48 saat boyunca kuluçka uygulanmıştır. Deneysel preparatlar için, iyi izole edilmiş tek bir koloni 40 mL beyin kalp infüzyon suyuna aşılanmış ve aynı anaerobik koşullarda orta günlük faza büyümesine (OD660 = 0.6–0.8) kadar kuluçka edilmiştir. Oksijen maruziyetini en aza indirmek için, aşılama ve transfer adımları önceden indirgenmiş ortam ve aletlerle anaerobik bir iş istasyonunda gerçekleştirildi. Bakteriyel konsantrasyonlar, aynı kültür koşullarında üretilen suş-spesifik OD–CFU standart eğrisi ile OD660 tabanlı niceliklendirme kullanılarak hayvan maruziyeti için 1 ×10 8 CFU/mL olarak standartlaştırıldı; Kalibrasyon eğrisi, en az üç bağımsız kalibrasyona sahip anaerobik agar plakalarında seri seyreltme ve koloni sayımı ile belirlenmiştir. Trofoblast enfeksiyonu çalışmaları için, bakteriyel süspansiyonlar doğrulanmış bir sayılama yöntemiyle nicelendirildi ve antibiyotiksiz tam kültür ortamında seyreltilerek belirtilen enfeksiyon çokluğu (MOI) hemen önce elde edildi.
2. Hayvan barınması ve gruplanması
6–7 haftalık spesifik patojensiz C57BL/6J fareleri (n = 90; 60 dişi, 30 erkek) kontrollü koşullarda (22 °C ± 2 °C, %60 ± %10 nem, 12 saat ışık döngüsü) ve yiyecek ve suya imkansız erişim sağlandı. 1 haftalık aklimatizasyondan sonra, fareler rastgele olarak altı deneysel gruba (n = 15/grup) ayrıldı: Normal kontrol (NC), P. gingivalis ile CAP (AP), F. nucleatum (AF) ile CAP, normal tuzlu kuyruk ven enjeksiyonu (VN), P. gingivalis kuyruk ven enjeksiyonu (VP) ve F. nucleatum kuyruk ven enjeksiyonu (VF). Randomizasyon ve kafes tahsisi, tahsis yanlılığını ve potansiyel kafes etkilerini en aza indirmek için kaydedildi.
3. CAP modelinin kurulması
Tüm cerrahi işlemler aseptik koşullar altında gerçekleştirildi. Anestezi, pentobarbital sodyum (1,62 mg/30 g vücut ağırlığı) ile atropin sülfat (12,5 μg/30 g vücut ağırlığı) intraperitoneal uygulanmasıyla indüklenmiş ve pedal çekilme refleksinin olmaması yeterli anestezik derinliği doğrulanmıştır. Fareler, vücut sıcaklığını korumak için ısınma pedinde sırtüstü konumlandırıldı ve ağız nazikçe açılarak iki taraflı maksiller birinci azı dişleri stabil görselleştirmeyi sağlandı. Büyütme altında, iki taraflı maksiller birinci azı dişlerinin pulp odaları steril yuvarlak burulu kullanılarak açıldı ve ardından koronal pulp dokusu steril mikro-aletlerle çıkarıldı. Kök kanal delikleri küçük bir endodontik dosya (06–10 boyut) kullanılarak tanımlandı ve kanallar, aşırı kuvvetten kaçınarak delme riskini en aza indirmek için açıklığı sağlamak için nazikçe şekillendirildi. Oda, aşılamadan önce steril tuzlu su (veya steril PBS) ile durulanır ve steril kağıt noktalarıyla kurutulurdu.
Bakteriyel aşılama, 1 × 108 CFU/mL olarak standart süspansiyon kullanılarak gerçekleştirildi. Dozajı tekrarlanabilir kılmak için, teslim edilen hacim operasyonel olarak diş başına 2 μL olarak sabitlendi (yaklaşık 2 ×10,5 CFU diş başına), odanın girişinde yerleştirilmiş kalibre edilmiş mikropipet ucu kullanılarak verildi. Aynı süspansiyonla önceden ıslatılmış steril emici kağıt ucu daha sonra hamur odasına yerleştirilerek lokal maruziyeti sürdürülürdü. Başarılı doğum, kağıt noktasının görünür şekilde ıslanması ve ağız boşluğuna sızıntı olmaması ile doğrulandı. Aşılamadan sonra, oda görünür sıvı kalmayınca hava ile kurutuldu, ardından hafifçe kürlenmiş bir diş yapıştırıcısı (20 s) ile mühürlendi ve ardından ışıkla kürlenmiş akan reçine kompozit (20 s) kullanılarak restorasyon yapıldı. Mühür bütünlüğü görsel inceleme ve nazik probing ile doğrulandı; boşluklar veya erken kayıplar gösteren restorasyonlar hemen yeniden kapatılmıştır. Prosedür sonrası analjezi ve izleme ise kurumsal hayvan bakım rehberliğine göre sağlandı.
İki hafta sonra, CAP'nin kurulmasını doğrulamak için periapikal radyografiler alındı. Başarılı oluşum, kronik periapikal iltihap ve kemik yıkımıyla uyumlu çevredeki kemik değişiklikleriyle belirgin periapikal radyolucensiyle tanımlandı. Çiftleşme, enfeksiyon/model oluşumundan iki hafta sonra başladı.
4. Kuyruk damarı enjeksiyon modelinin oluşturulması
Bakteriyel süspansiyonlar, steril salin içinde 1 × 108 CFU/mL konsantrasyonda hazırlandı. Fareler kısıtlanmış, kuyruklar 1–2 dakika ısıtılmış, yan kuyruk damarları genişletilmiştir. Enjeksiyonlar, lateral kuyruk damarına sığ bir açıyla (yaklaşık 10–15°) ince ölçülü bir iğne (genellikle 29–30 G) yerleştirilerek yapıldı. Doğru intravenöz yerleştirme, hub'da bir kan dalgası ve düşük dirençle düzgün infüzyonla doğrulandı; Başarılı olmayan yerleştirme, direnç artışı ve/veya deri altı bleb oluşumu ile gösterildi; bu durumda infüzyon durdurulup kısa bir yeniden ısınmadan sonra daha yakın bir bölgede tekrarlandı. Farelere üst üste üç gün boyunca günlük enjeksiyon yapıldı (her seferinde fare başına 100 μl). Üç gün sonra, dişiler erkeklerle birlikte yerleştirildi ve ertesi sabah vajinal tıkaçlar kontrol edildi. Vajinal tıkaçların (GD 0.5) doğrulanmasının ardından, 15. gebelik gününe kadar her üç günde bir (fare başına 100 μL) enjeksiyonlar uygulandı.
5. Hamile fare modelinin kurulması
Dişi ve erkek fareler, her gün saat 20:00'den itibaren gece boyunca 2:1 oranında (dişi:erkek) birlikte katılırdı. Ertesi sabah saat 08:00'de vajinal tıkaç veya sperm pozitif vajinal smear bulunması, gestasyon günü (GD) 0.5 olarak belirlendi. Her fare için başlangıç vücut ağırlığı, doğum öncesi kilo, doğum sonrası kilo, gebelik süresi, yenidoğan doğum ağırlığı, yavru büyüklüğü ve ölü doğum sayısı kaydedildi. Öncekiçalışmalara göre 29,30, GD 18.5'ten önce gerçekleşen doğum farelerde operasyonel olarak erken doğum olarak tanımlanmıştır. Gebelik kısaltması dönem aralığı içinde gerçekleşebileceği için, gebelik sonuçları gerçek erken doğum ile gebelik kısaltma fenotipleri arasındaki ayrım göz önünde bulundurularak yorumlandı.
6. Örnek toplama ve işleme
15. gebelik gününde, her grup başına üç hamile fare plasenta ve damar örneklemesi için rastgele seçildi (NC/AP/AF ve VN/VP/VF). Pentobarbital sodyum (30 g vücut ağırlığı başına 1,62 mg) ve atropin sülfat (30 g vücut ağırlığı başına 12,5 μg) intraperitoneal enjeksiyonuyla yapılan aestezinin ardından, retro-orbital kanama yoluyla kan örnekleri alındı. Fareler, solunum, kalp atışı ve kornea refleksinin olmaması nedeniyle ölüm doğrulanana kadar karbondioksit odasında ötenaziler yapıldı; Karbondioksit teslimatı, kurumsal hayvan refahı rehberliğine uygun kademeli doldurma yaklaşımını takip etti. Karotis arter bifurkasyonu ve plasenta dokuları, çapraz numune kontaminasyonunu azaltmak için steril aletlerle derhal toplandı. Plasenta dokusu iki porsiyona ayrıldı: bir kısmı −80 °C'de depolandı, diğer kısmı ise %10 nötr tamponlu formalinde 24 saat sabitlendi, ardından dereceli etanol dehidrasyonu ve parafin gömülmesi yapıldı. Kalan fareler günlük vücut ağırlığı, gebelik süresi, yavru büyüklüğü ve yenidoğan doğum ağırlığı açısından izlendi.
7. Hücre kültürü ve tedavi
İnsan trofoblast hücre hattı HTR-8/SVneo, %10 ısıyla inaktive edilmiş fetal sığır serumu ile takviye edilmiş RPMI 1640 ortamında 37 °C ve %5 CO₂ ile takviye edildi. Enfeksiyon deneyleri için, logaritmik büyüme fazındaki HTR-8/SVneo hücreleri (1 × 106 hücre) 6 kuyu plakalarına tohumlanarak gece boyunca yapışmasına izin verildi. Bakteriyel mücadeleden önce, ortam, ortak kültür sırasında antibakteriyel kalıcı etkileri önlemek için antibiyotiksiz tam ortamla değiştirildi. P. gingivalis veya F. nucleatum'un bakteriyel süspansiyonları MOI = 50 seviyesinde eklendi ve her kuyu tam kültür ortamı kullanılarak 2,5 mL nihai hacme ayarlandı. Plakalar 24 saat kuluçka içindedir. Süpernatantlar 24 saat içinde toplandı ve sitokin ölçümü öncesinde kalıntıları uzaklaştırmak için kısa santrifüjle temizlendi. Yapışkan hücreler, yapışmayan bakterileri çıkarmak için steril PBS ile iki kez yıkanmış ve aşağıda açıklanan iş akışlarına göre hemen RNA veya protein ekstraksiyonu için işlenmiştir.
8. Fare plasentasının histolojik analizi
Plasenta dokular, 24 saat boyunca %10 nötr tamponlu formalinde parafinle gömülü ve 4,5 μm kalınlıkta kesitlenerek sabitlendi. Plasenta morfolojisini incelemek için rutin hematoksilin ve eozin (H&E) boyama işlemi yapıldı. İmmünohistokimyasal boyama için, antijen lokalizasyonu kromojenik peroksidaz substratı kullanılarak pozitif bölgelerde kahverengi birikintiler üretir, ardından hematoksilin ile karşı boyama yapıldı. Negatif kontroller, birincil antikorların bağışıklık dışı serumla değiştirilmesiyle gerçekleştirildi.
Tekrarlanabilirliği ve şeffaflığı artırmak için immünohistokimyasal değerlendirme önceden belirlenmiş yarı nicel puanlama yöntemi kullanmıştır. Boyama yoğunluğu 0 (hiç yok), 1 (zayıf), 2 (orta) veya 3 (güçlü) olarak derecelendirildi ve pozitif hücrelerin oranı 0 (<5%), 1 (%5–25), 2 (%26–50), 3 (%51–75) veya 4 (>75%) olarak puanlandı. Bir immünoreaktivite puanı, her alan için yoğunluk ve yüzde puanlarının çarpılmasıyla hesaplandı. Her plasenta için, karşılaştırılabilir anatomik bölgelerden en az beş örtüşmeyen yüksek güçlü alan puanlandı. Puanlama, grup dağılışına kör olan iki gözlemci tarafından bağımsız olarak yürütüldü ve anlaşmazlıklar ortak incelemeyle çözüldü.
9. Fare karotis ikişlenmesi ve plasentada bakteriyel DNA sinyallerinin nicel gerçek zamanlı PCR tespiti
Doku DNA'sı, silika sütunu tabanlı doku DNA ekstraksiyon iş akışı kullanılarak çıkarıldı. Doku lizatları, 20–25 °C'de 5 dakika boyunca 12.000 × g seviyesinde santrifüjle temizlendi ve silika sütunlarına süpernatantlar uygulanarak DNA bağlanması için 12.000 × g sıcaklığında 20–25 °C'de 1 dakika boyunca santrifüj yapıldı. Yıkama adımları iş akışına göre gerçekleştirildi; her yıkama ardından 12.000 × g sıcaklıkta 20–25 °C sıcaklıkta 1 dakika boyunca santrifüj yapıldı. Son kuru spin, 12.000 × g ile 20–25 °C sıcaklıkta 2 dakika boyunca kalıntı etanol almak için gerçekleştirildi. DNA, 20–25 °C sıcaklıkta 2 dakikalık kuluçkadan sonra 50 μL elusyon tamponunda elüasyon yapıldı ve 12.000 × g sıcaklıkta, 20–25 °C'de 1 dakika boyunca santrifüjle toplandı. Bakteriyel genomik DNA, iş akışı gerektirmedikçe aynı bağlama/yıkama/kuru spin/elusiyon santrifüjleme parametreleri kullanılarak silika sütun tabanlı bakteriyel DNA çıkarma iş akışı kullanılarak çıkarılmıştır.
DNA konsantrasyonu ve saflığı mikrohacimli nükleik asit niceleyici kullanılarak ölçüldü ve bütünlük agaroz jel elektroforezi ile değerlendirildi. Nitelikli DNA örnekleri sonraki analizler için –20 °C'de saklandı. Hedef bakteriyel genler, Ek Tablo 1'de listelenen primerlerle amplifiye edilip klonlandı; PCR koşulları Ek Tablo 2 ve Ek Tablo 3'te detaylandırıldı. Amplifikasyonlu hedef bantlar arıtıldı, Ek Tablo 4 spesifikasyonlarına göre klonlandı ve yetkin Escherichia coli DH5α hücrelerine dönüştürüldü. Rekombinant plazmid içeren suşlar, doğru insert dizilerini sağlamak için doğrulandı ve plazmid DNA'sı standart hazırlık için çıkarıldı. Hedef bakteriyel gen parçalarını içeren seri seyreltilmiş plazmid standartlarında qPCR uygulanarak standart eğriler oluşturuldu. P . gingivalis 16S ve F. nucleatum 16S bakteriyel DNA sinyalleri, karotis bifurkasyonu ve plasenta örneklerinde gerçek zamanlı PCR ile nicel olarak tespit edildi; standart eğri kullanılarak KT değerlerinden DNA kopya sayıları hesaplandı. Reaksiyon sistemleri ve programları sırasıyla Ek Tablo 5 ve Ek Tablo 6'da ayrıntılı olarak yer almaktadır. qPCR, canlılık veya hücresel lokalizasyon yerine bakteriyel DNA sinyallerini gösterdiği için, anne-fetal arayüzdeki mikrobiyal varlıkla ilgili yorumlar temkinli kalır.
10. Fare serum örneklerinde ve hücre kültürü süpernatantlarında inflamatuar faktörlerin ELISA tespiti
Tüm reaktifler ve örnekler test öncesi oda sıcaklığında dengelendi. TNF-α ve IL-1β serum seviyeleri fare ELISA iş akışları kullanılarak ölçüldü ve hücre kültürü süpernatantlarındaki TNF-α ve IL-1β seviyeleri, kit prosedürlerine uygun olarak insan ELISA iş akışları kullanılarak belirlendi. Standartlar ve örnekler çift kuyularda ölçüldü ve her plaka için standart eğriler oluşturuldu. Teknik kopyalar, biyolojik kopya başına bir değer elde etmek için ortalamaya alındı.
11. Diğer moleküler biyoloji analizleri
qRT-PCR için, fenol-kloroform bazlı RNA ekstraksiyon iş akışı kullanılarak kültürlenmiş hücrelerden toplam RNA çıkarıldı. Faz ayrılmasından sonra, sulu faz 12.000 × g sıcaklıkta 4 °C'de 10 dakika boyunca santrifüjle aydınlaştırıldı ve RNA iş akışına göre çökeltildi, yıkanıp yeniden süspansiyon yapıldı. RNA konsantrasyonu bir nüklein asit analizörü kullanılarak ölçüldü ve RNA bütünlüğü agaroz jel elektroforezi ile değerlendirildi. Ters transkripsiyon cDNA oluşturmak için yapıldı ve TNF-α ile IL-1β mRNA seviyelerini nicelendirmek için nicel gerçek zamanlı PCR kullanıldı. Primer dizileri Ek Tablo 7'de, reaksiyon karışımları Ek Tablo 8'de, reaksiyon programları ise Ek Tablo 9'da listelenmiştir.
Western blotting için, fare plasenta dokularından veya trofoblast hücrelerinden elde edilen protein lizatları, 12.000 × g sıcaklıkta 4 °C'de 15 dakika boyunca santrifüjle arandırıldı, nicel olarak ölçüldü ve SDS-PAGE'ye maruz kaldı, ardından floresan görüntüleme iş akışı kullanılarak membran transferi ve antikor tabanlı tespit yapıldı. Eşit protein yükü şerit başına 30 μg olarak ayarlandı. Orijinal, kırpılmamış membran görüntüleri, moleküler ağırlık belirteçleri dahil olmak üzere, şekillerde sunulan tüm lekeler için korunmuş ve DOI: 10.57760/sciencedb.28254 olarak mevcuttur. Aksi belirtilmedikçe, "n" biyolojik çoğaltmaları (bireysel hayvanlar veya bağımsız hücre kültürleri) ifade ederken, teknik tekrarlar kalite kontrolü için kullanılır ve biyolojik çoğaltmanın yerini almaz.
12. İstatistiksel analiz
İstatistiksel analizler istatistiksel analiz yazılımı kullanılarak yapıldı ve şekiller grafik yazılımı kullanılarak oluşturuldu ( Materyaller Tablosu'nda listelenmiştir). Normal dağılımlı sürekli veriler ortalama ± standart sapma olarak sunuldu ve uygun post hoc testlerle tek yönlü ANOVA tarafından analiz edildi; normalde dağılım olmayan veriler ise medyan (çeyreklerarası aralık) olarak ifade edildi ve uygun çift karşılaştırmalarla Kruskal–Wallis testi kullanılarak analiz edildi. İstatistiksel anlamlılık eşikleri P < 0.05, P < 0.01 ve P < 0.001 olarak belirlendi. Aksi belirtilmedikçe, "n" biyolojik çoğaltmaları gösterir ve teknik kopyalar (örneğin, çoğaltılmış ELISA kuyuları) her biyolojik çoğaltma başına tek bir değer elde etmek için ortalamaya alınmıştır.