Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Meningeal Lenfatiklerin Değerlendirilmesi İçin Entegre Protokol: Cisterna Magna enjeksiyonu, Lenf Düğümleri Görüntüleme, Meningeal Diseksiyon ve Bütün-Montaj Boyama

381 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/71140

⸱

29 Mayıs 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medicine, School of Life Sciences, Shanghai University, 2Institute for Translational Brain Research, State Key Laboratory of Medical Neurobiology, MOE Frontiers Center for Brain Science, Fudan University, 3Children's Hospital of Fudan University, National Children's Medical Center, 4First Clinical College, Fujian Medical University; Department of Laboratory Medicine, The First Affiliated Hospital of Fujian Medical University, Fujian Key Laboratory of Laboratory Medicine

Bu makalede

Özet

Burada, birden fazla nörolojik hastalıkta önemli rol oynayan fare meningeal lenfatik damarlarının (MLV) değerlendirilmesi için bir protokol sunulmaktadır. Bu protokolün amacı, hem izleyici drenajının işlevsel değerlendirmesini hem de dorsal MLV ağının ayrıntılı morfolojik karakterizasyonunu mümkün kılan entegre bir yöntem sağlamaktır.

Özet

Meningeal lenfatik damarlar (MLV'ler), merkezi sinir sistemi (CNS) homeostazının kritik düzenleyicileri olarak ortaya çıkmış ve MLV'nin işlev bozukluğu çeşitli nörolojik bozukluklarda rol oynamıştır. Bu nedenle, MLV'lerin morfolojisi ve fonksiyonunun kapsamlı bir değerlendirmesi, onların CNS fizyolojisi ve hastalıklarındaki rollerini anlamak için gereklidir. Bu protokol, farelerde MLV'lerin değerlendirilmesi için dört temel tekniği kullanarak entegre bir yöntem tanımlar: Floresan izleyicilerin intra-sisterna-magna (i.c.m.) enjeksiyonu, servikal lenf düğümlerinin (CLN) canlı görüntülemesi, meningeal diseksiyon ve tüm montaj boyama. İlk olarak, 30 G'lik iğne, bir polietilen (PE) tüpü aracılığıyla şırınga ve infüzyon pompasına bağlanır. Fare anestezi edildikten sonra, dura mater boyun kaslarının küt diseksiyonuyla açığa çıkarılır ve enjeksiyon iğnesi, izleyici serebrospinal sıvıya (CSF) hassas kontrolle iletmek için cisterna magna (CM) içine yerleştirilir. CLN'lere tracer drenajı gerçek zamanlı olarak görselleştirilebilirken, sonraki meningeal diseksiyon ve tüm montaj boyamaları dorsal MLV'lerin detaylı morfolojik analizini mümkün kılar. Tüm işlem 3 saat içinde tamamlanabilir; i.c.m. enjeksiyonu, doku perfüzyonu, kafatası izolasyonu ve fiksatif çözeltiye yerleştirmeyi kapsar. Bu protokol, meningeal diseksiyon prosedürünün RNA ve protein ekstraksiyonuna uygun taze, sabitlenmemiş dokularla uyumlu olması nedeniyle intrakraniyal ilaç dağıtımı için de uyarlanabilir veya moleküler analizlerle birleştirilebilir.

Giriş

MLV'ler dural sinüslerde bulunur ve CSF bileşenlerini ve bağışıklık hücrelerini CNS'denCLNs 1,2'ye taşıyabilirler. MLV'lerin keşfi, merkezi sinir sistemi "bağışıklık ayrıcalığı" kavramının geleneksel kavramını sorguladı ve son yıllarda bir araştırma merkezi olarak ortaya çıktı3. Çalışmalar, MLV'nin işlevinin bozulmasının Alzheimer hastalığı, yaşa bağlı bilişsel gerileme, beyin tümörleri ve MSS enfeksiyonları gibi çeşitli hastalıklarla yakından ilişkiliolduğunu göstermiştir 4,5,6,7. Bu alandaki araştırmalar ilerledikçe, entegre, tekrarlanabilir ve iyi standartlaştırılmış deneysel yöntemlere olan ihtiyaç artmaktadır.

Lenfatik damar araştırmaları için mevcut protokollerin çoğu periferik lenfatik damarlaraodaklanmaktadır 8,9,10. MLV'lerle ilgili çalışmalarda, bir çalışma, kafatası veya beyin parenximasına zarar vermeden CSF'ye doğrudan erişim sağlayan basit bir CM kanülasyonprosedürünü anlattı 11. Görüntüleme teknikleriyle birleştirildiğinde, bu yöntem glimfatik sistem fonksiyonunu ve CSF dinamiklerini etkili bir şekilde değerlendirebilir. Ancak, MLV'lerin işlevi ve morfolojisini incelemek için ayrıntılı deneysel protokoller iyi belgelenmemiştir.

Mevcut protokol, fonksiyonel görüntülemeyi morfolojik analizle birleştirerek, aynı hayvandan drenaj fonksiyonu ve yapısal morfoloji verilerinin eşzamanlı olarak alınmasını mümkün kılarak kullanılan hayvan sayısını azaltır ve veri karşılaştırılabilirliğini ve tutarlılığını artırır. Genel olarak, bu protokol çeşitli hastalık modellerinde MLV'lerdeki yapısal ve fonksiyonel değişiklikleri incelemek ve farmakolojik veya genetik müdahalelerin MLV'ler üzerindeki etkilerini değerlendirmek için kullanılabilir. Protokol, operasyonel adımlar, temel önlemler ve sorun giderme rehberliğinin ayrıntılı açıklamalarını sunar. Ayrıca, bu protokolte tanımlanan i.c.m. enjeksiyon tekniği bağımsız olarak intrakraniyal ilaç teslimatı için uygulanabilir ve meningeal diseksiyon prosedürü, sonraki RNA veya protein ekstraksiyonu için taze doku ile uyumlu olup önemli esneklik ve ölçeklenebilirlik sağlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu protokolde tanımlanan fare prosedürleri, Şanghay Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan protokole uygun olarak gerçekleştirilmiştir (Onay No. ECSHU 2023-099).

1. Cerrahi aletler ve tamponların hazırlanması

DIKKAT: Kimyasal bir duman davlumbastonunda çalışın ve orta derecede toksik ve kanserojen bir madde olan PFA ile çalışırken potansiyel riskleri en aza indirmek için eldiven takın. İzoamil alkolle ilgili tüm işlemler, altaklama kaynaklarından uzakta, eldiven ve maske takarak kimyasal bir buhar kapanağı içinde, maruziyet risklerini azaltmak için yapılmalıdır.

  1. Bir çift düz makas, iki çift kavisli ince uçlu forseps, iki çift kör uçlu forseps, bir çift mikro makas ve pürüzsüz (dişli) uçlu bir çift düz mikro penses gibi cerrahi aletler hazırlayın.
    NOT: Cerrahi aletleri %75 etanol ile silin ve deneyden önce ve sonra kuru tutun.
  2. Tamponları hazırlayın.
    1. 1x PBS.
    2. %4 paraformaldehit sabitleme çözeltisi (%4 PFA).
    3. Bloke edici çözelti (%3 sığır serum albümini (BSA), %0,5 Triton X-100 ve %2 fetal sığır serumu içeren 1x PBS).
    4. Antikor seyreltme tamponu (1x PBS %3 BSA ve %0,5 Triton X-100 içerir).
    5. Antifade Montaj Aracı.
      NOT: Hazırlanan reaktif bir ay boyunca 4 °C'de saklanabilir.
  3. 2,2,2-Tribromoethanol anestezi çözeltisi hazırlayın (Avertin, %1.25, 50 mL)
    1. 0,625 g Tribromoetanol'ü 2 mL'lik bir tüpe ekleyin, 1,25 mL İzoamil alkol ekleyin ve iyice çözün (37 °C çalkalayıcı).
    2. Tam çözünmüş Tribromoetanol-izoamil alkol çözeltisini 50 mL'lik konik bir tüpe aktarın, toplam hacmi 50 mL'ye getirmek için 1x PBS ekleyin ve iyice karıştırın.
    3. Çözeltiyi biyolojik bir güvenlik kabininde 0.22 μm filtreyle filtreleyin.
  4. Ovalbumin, Alexa Fluor 647 Konjugat (OVA-647) çözeltisi (2 mg/mL) hazırlayın. 2 mg OVA-647'yi 1 mL yapay beyin-omurilik sıvısında (aCSF) çözebilirsiniz.

2. Enjeksiyon iğnesinin montajı ve mikroenjeksiyon pompasına bağlanması

  1. 30 G iğneyi koparmak veucunu 11 (dış çapı 0,30 mm, iç çapı 0,15 mm, uzunluk 8 mm) tutmak için kör forseps kullanın.
  2. Kırık 30 G iğnesini, 30 G iğne içeren mikroenjeksiyon iğnesine bağlamak için 30 cm uzunluğunda PE-10 boru (dış çapı 0,64 mm, iç çapı 0,28 mm) kullanın (Şekil 1).
  3. Mikroenjeksiyon iğnesini, boru ve 30 G iğne bağlı olarak mikroenjeksiyon pompasına monte edin.

3. I.C.M. ENJEKSIYONU ve canlı görüntüleme

DIKKAT: İğne çok derin girerse ve beyin parenkimasına nüfuz ederse, enjeksiyon CSF bölmesine değil beyin dokusuna iletilir, bu da sonucun doğruluğunu azaltır ve fare ölümlerine yol açabilir. Cerrahi işlem sırasında farenin sürekli fizyolojik izlenmesi gereklidir. Anestezi derinliği, hayvanın ağrısız kalmasını sağlamak için parmak sıkıştırma refleksi kullanılarak her 15 dakikada bir değerlendirilmelidir. Hipotermiyi ve bunun fizyolojik fonksiyon üzerindeki etkilerini önlemek için vücut sıcaklığı 37 °C ± 0,5 °C arasında tutulmalıdır. Ayrıca, solunum ve kalp atış hızı her 30 dakikada bir kaydedilmeli, torakal hareketler gözlemlenerek ve kalp ucu palpasyonu yapılarak değerlendirilmelidir. Yoğun i.c.m. enjeksiyonunda, iğne çok derin girerse ve kanamaya yol açarsa, bu başarısız enjeksiyon anlamına gelir. Deneyi sonlandırın ve hayvanı ötenazi yapın.

  1. Faresi tartın ve fareyi anestezi etmek için intraperitoneal enjeksiyonla 200 mg/kg Avertin verin.
    NOT: Alternatif anestezikler (örneğin, ketamin/ksilazin) kullanılabilir.
  2. Parmak sıkıştırma refleksi durduğunda ve nefes alma yavaş ve düzenli hale geldiğinde, servikal bölgeye tüyleri temizlemek için servikal bölgeye depilatör krem uygulayın.
  3. Sırt boyun bölgesini tıraş edin.
  4. Fareyi stereotaksik bir çerçeveye yerleştirin, başı gövdeye 120° açıyla eğik hale getirin (Şekil 2A).
  5. Bölgeyi povidon-iyot ve %75 etanol ile sıralı temizleyin.
  6. Eritromisin oftalmik merhem sürün.
  7. Boyun derisinde orta hat kesi yapın ve kas katmanlarını kesik olarak ayırın.
    NOT: İki çift küt uçlu forseps kullanarak, kanamayı en aza indirmek için kas katmanlarını ayırın.
  8. İnce uçlu penslerle kasın içinden kesin ve CM'nin üzerindeki saydam dura maddesi görünür  hale geldi (Şekil 2B, C).
    NOT: Kasları geri çekmek ve CM'nin tutarlı maruziyetini korumak için ince uçlu kavisli bir forseps kullanın.
  9. Stereomikroskop altında, iğneyi sıkı forseps kullanarak dura mater düzlemine yaklaşık 1–2 mm derinliğe 45° açı ile yerleştirin. İğne, dura mater'e paralel olarak eğim, dura mater'in tamamen altına yerleştirilecek şekilde konumlandırın (Şekil 2D).
    NOT: İğneyi hafifçe kuvvetle kullanarak dura mater'i delin. Başarılı ponksiyon, dura mater'in altındaki iğne ucunun görselleştirilmesi ve CSF çıkışıyla birlikte belirgin direnç kaybı ile belirtilir.
  10. Sızdıran CSF'yi kurutmak için emici kağıt kullanın.
  11. Mikroenjeksiyon pompasını 1 μL/dakika olarak ayarlayın. CM4'e 5 μL OVA-647 çözeltisi (2 mg/mL) enjekte edin (Şekil 2E).
  12. İğneyi geri akmayı önlemek için 2 dakika yerinde bırakın.
  13. Meninglere bir damla biyolojik yapıştırıcı uygulayın.
  14. Cerrahi kesiyi kapatın.
  15. Çeşitli zaman noktalarında (30 dakika, 60 dakika) CLN'lerde boya yoğunluğunu izlemek için farenin in vivo görüntülemesi yapılacak. Aşağıdaki görüntüleme parametreleri kullanılır: pozlama süresi: 0,5 saniye; uyarılma filtresi: 640 nm; Emisyon filtresi: 680 nm.

4. Fare kafatasının dorsal kısmının izole edilmesi

NOT: Toraks diseksiyonu başlatmadan önce parmak sıkıştırma refleksinin olmadığını ve spontan solunumun durduğunu doğrulayın.

  1. Fareyi aşırı dozda Avertin (600 mg/kg) ile ötenazi yapın ve 20 mL 1x PBS veya normal salin ile kalp perfüzyonu yapın.
  2. Farenin kafasını keserek başı izole edin.
  3. Kafatasının orta hattı boyunca bir kesi yapın ve saç derisini açın.
  4. Saç derisini nazikçe geri çekerek iki taraflı olarak ayırmak için iki kavisli hemostat kullanın. Daha sonra, kavisli hemostatları orbital fosalara yerleştirin ve burun ile ağız bölgelerinden kalan saç derisi dikkatlice soyuldu (Şekil 3A–C).
    NOT: Bu yöntem, saç derisinin hızlı ve tam ayrılmasını sağlar.
  5. Kafatasını sağlam tutarken çeneyi çıkarın (Şekil 3D).
  6. Kafatasının tabanından kemik alın ve beynin ventral kısmı ortaya çıkarılır (Şekil 3E).
  7. Beyni dikkatlice künt forsepsle çıkarın, parietal kemiklerin dura materine temas etmeden kaçının (Şekil 3F).
  8. Dorsal kafatasını tamamen 5 mL, %4 PFA ile daldırın ve 24 saat boyunca 4 °C'de sabitleyin (Şekil 3G).
    DURAKLAMA PUANLARI: Sabit kafatasını 4 °C'de bir haftadan fazla saklamayacağın. Numuneyi 4 °C'den çıkarıp meningeal diseksiyondan önce oda sıcaklığına dönmesine izin verin.

5. Fare kafatasından meningeslerin diseksiyonu

  1. Sabit kafatasını 5 mL 1x PBS ile yıkayın, yıkamayı üç kez tekrarlayın (her biri 10 dakika).
  2. Kafatası sırt tarafı aşağıya doğru 10 cm'lik bir kaba yerleştiril, içinde 1x PBS  (Şekil 4A).
  3. İnce uçlu forsepsin ucunu kullanarak timpanik bulla'yı tutun veya bastırarak kafatasından çıkarın (Şekil 4B).
    NOT: Timpanik bulanın çıkarılması, kafatasından ayrılırken yapışma nedeniyle oluşan meningeal yırtılmayı önlemek için kritik bir adımdır.
  4. Kafatasının ventral yüzeyi boyunca yaklaşık 2 mm mesafede makasla yakından kesin ve düzeltin (Şekil 4C).
  5. İnce penseps kullanın, meningeslerin sinüslerin birleşim bölgesinden (COS) kalıntı beyaz dokuyu titizlikle temizleyin (Şekil 4D).
    NOT: Kalıntı dokunun eksik çıkarılması, immünoetiketlemede spesifik olmayan boyamanın başlıca nedenidir.
  6. İnce mikro forseps kullanarak meningesin bir kenarını kafatası kenarından nazikçe kaldırın, ardından karşı kenarı kaldırın (Şekil 4E, F).
  7. Meningeslerin kase şeklindeki kenarını tutup COS bölgesinde kafatasından ayırmak için çekin (Şekil 4G).
  8. Maksiller kemiği makasla çıkarın (Şekil 4H).
  9. Meningeslerin kase şeklindeki kenarını tekrar tutun ve frontal kemik bölgesinde meningeleri kafatasından ayırmak için çekin (Şekil 4I).
  10. Sağlam meningesleri 1 mL 1x PBS içeren 24 delikli bir plakaya yerleştirin ve boyamaya hazır hale getirin.
    NOT: Otopsi sırasında meningeler yırtılarsa, özellikle üst sagital ve transvers sinüslerin birleşim noktasında, örnek daha fazla analiz için uygun olmayabilir. Yüksek spesifik olmayan arka plan boyama gözlemlenirse, PFA fiksasyonundan sonra bir söndürme aşaması eklenir (örneğin, 0.1 M glisin çözeltisi ile 40 dakika12 süre kuluçka) ve böylece arka plan sinyalini daha da azaltır.

6. Bloklama, birincil antikor ve ikincil antikor boyama

  1. 1x PBS'yi 1 mL pipet kullanarak meningeslerin kuyu tabakasının altına yapışmasını sağlar.
  2. Tüm montaj meningelerini 24 kuyruklu bir plakada 200 μL bloklama çözeltisi ile oda sıcaklığında 1 saat bloklayın.
    NOT: Meningeleri bloklayıcı çözeltiye tamamen nazikçe yayarak penseps kullanarak eşit bir maruziyet sağlanır.
  3. Bloklayıcı çözeltiyi çıkarmak için pipet kullanın.
  4. Tüm meningeleri, gece boyunca 4 °C'de 1:200 seyreltilmiş anti-LYVE-1 (lenfatik damar-spesifik işaretleyici13) antikoru ile 1:200 seyreltme (nihai konsantrasyon 1 μg/mL) ile kuluçka edin.
  5. Antikor çözeltisini çıkarmak için pipet kullanın.
  6. 1x PBS ile üç kez yıkayın (her biri 10 dakika).
  7. Tam montajlı meningeleri DAPI (son konsantrasyon 1 μg/mL) ve Alexa Fluor 488 eşek anti-sıçan IgG (son konsantrasyon 2 μg/mL) ile oda sıcaklığında 1x PBS ile 1 saat kuluçka edin.
    NOT: Antikor kuluçkası sırasında ışıktan korun.
  8. Antikor çözeltisini çıkarmak için pipet kullanın.
  9. 1x PBS ile üç kez yıkayın (her biri 10 dakika).

7. Montaj ve görüntüleme

  1. 100 μL 1x PBS pipetini bir sürgü merkezine yerleştirin.
  2. Tüm mount meninge'leri damlanın içinde yüzdürün ve yayın (Şekil 5A).
  3. 1x PBS'yi aspire ederek dokunun slayta düz yapışmasını sağlayın (Şekil 5B).
  4. Tüm montaj meningelerine 20 μL montaj ortamı uygulayın.
  5. Dokunun üzerine bir örtü kuşağı yerleştirin (Şekil 5C).
  6. Kaydırakları oda sıcaklığında hava ile kurutabilir ve 4 °C'de saklar.
    DURAKLAMA NOKTALARI: Slaytlar 4 °C'de bir aya kadar saklanabilir. Sürgü 4 °C'den alın ve oda sıcaklığına döndürülmesini sağlayın. Sürgü yüzeyinden kondensasyonu emici kağıtla temizleyin.
  7. MLV görüntülerini almak için 20x objektif lens kullanın. Kanalı FL Yeşile ayarlayın, emisyon dalga boyu 518 nm ve pozlama süresi 100 ms.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

OVA-647'nin i.c.m. enjeksiyonunun ardından, küçük hayvanların in vivo görüntülemesi, servikal bölgede iki taraflı olarak dağılmış belirgin oval şekilli floresan sinyaller ortaya koydu (Şekil 6A). Başarılı enjeksiyonlarda, enjeksiyondan sonra CLN'lerde izleyici açıkça görülüyordu ve floresans yoğunluğu yaklaşık 60 dakikada zirve noktasına ulaştı (Şekil 6B). Ayrıca, izole yüzeysel ve derin servikal lenf düğümlerinde flore...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu protokol, i.c.m. enjeksiyonu, CLN'lerin in vivo görüntülemesi, meningeal diseksiyon ve tüm montaj boyama ile MLV'nin fonksiyonu ve morfolojisini değerlendirmek için kapsamlı bir yöntem sunar. Bu entegre yaklaşımın geleneksel yöntemlere göre önemli avantajlarından biri, aynı hayvan içinde lenfatik drenaj fonksiyonu ve damar morfolojisinin eşzamanlı değerlendirilmesini sağlamasıdır; böylece ayrı kohortlara ihtiyaç ortadan kalkar ve böylece deneysel değişkenliği azaltırken veri ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar rekabet eden çıkarlar belirtmemektedir.

Teşekkürler

Bu çalışma, Çin Ulusal Ana Ar-Ge Programı (2023YFC2306500), Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (82502108) ve Çin Doktora Sonrası Bilim Vakfı (2024M760542) tarafından finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
ACSF (Artificial Cerebrospinal Fluid)Tocris  Cat# 3525
Alexa Fluor 488 donkey anti-rat IgG (1:1000 dilution)InvitrogenCat# A-21208
Antifade Mounting MediumBeyotimeCat# P0126
Blunt-tipped forcepsRWD Life ScienceCat# F12011-10
BSABeyotimeCat# ST023
CoverslipsCITOTESTCat# 80312-3161
Curved sharp forcepsRWD Life ScienceCat# F11003-11
DAPISigma-AldrichCat# D9542
Depilatory creamVeetN/A
Dish-10 cmThermo Fisher ScientificCat# 150464
Disposable intravenous (IV) infusion needleZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Ethanol-75%Sinopharm Chemical Reagent Cat# 80176961
Fetal Bovine SerumExcellCat# FSD500
Filter-0.22 µmMerck Millipore Cat# SLGPR33RB
Glass slidesCITOTESTCat# 80340-3610
Isoamyl alcoholSinopharm Chemical Reagent Cat# 10003218
IVIS SpectrumPerkinElmerN/A
Micro forcepsShinva Medical Instrument Cat# ZD372RB 
Micro scissorsShinva Medical Instrument Cat# ZO13056R
Microinjection needle (25 µL)Shanghai Gaoge Industry & Trade N/A
Microinjection pumpVoyage PowerCat# QHZS-001A
Mouse: C57BL/6 wild-type, 8 weeks old, male CavensN/A
Needle-30GZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Normal SalineBeyotimeCat# ST341
Ovalbumin, Alexa Fluor™ 647 ConjugateThermo Fisher ScientificCat# O34784
Paraformaldehyde Fix Solution-4%BeyotimeCat# P0099
PE-10 tubingShanghai Qiujing Biochemical Reagent and InstrumentN/A
Phosphate-buffered saline (1x PBS)BeyotimeCat# ST447
Rat anti-LYVE-1 (1:200 dilution)Santa CruzCat# sc-65647
StereomicroscopeJonecCat# JSZ6
Stereotaxic frameRWD Life ScienceCat# 68030
Straight scissorsRWD Life ScienceCat# S12007-10
Syringe-1-mL Zhejiang Kindly Medical Devices N/A
Tissue Adhesive I3M VetbondCat# 1469SB
TribromoethanolSigma-AldrichCat# T48402
Triton X-100 Sigma-Aldrich Cat# T8787
VS120 High-throughput fluorescence imaging systemOlympusN/A

Kaynaklar

  1. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523, 337-341 (2015).
  2. Aspelund, A., et al. A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules. J Exp Med. 212, 991-999 (2015).
  3. Sandrone, S., Moreno-Zambrano, D., Kipnis, J., Van Gijn, J. A (delayed) history of the brain lymphatic system. Nat Med. 25, 538-540 (2019).
  4. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and alzheimer's disease. Nature. 560, 185-191 (2018).
  5. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30, 229-243 (2020).
  6. Li, X., et al. Meningeal lymphatic vessels mediate neurotropic viral drainage from the central nervous system. Nat Neurosci. 25, 577-587 (2022).
  7. Rustenhoven, J., et al. Age-related alterations in meningeal immunity drive impaired cns lymphatic drainage. J Exp Med. 220, (2023).
  8. Kodama, T., Hatakeyama, Y., Kato, S., Mori, S. Visualization of fluid drainage pathways in lymphatic vessels and lymph nodes using a mouse model to test a lymphatic drug delivery system. Biomed Opt Express. 6, 124-134 (2015).
  9. Banerjee, R., Knauer, L. A., Yang, Y. Protocol for in vivo and in vitro study of lymphatic valve formation driven by shear stress signaling pathway. STAR Protoc. 4, 102141 (2023).
  10. Akwii, R. G., et al. Murine dermal lymphatic endothelial cell isolation. J Vis Exp. (197), e65393 (2023).
  11. Xavier, A. L. R., et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. (135), e57378 (2018).
  12. Hsieh, Y. T., Chen, S. L. Visualization and analysis of neuromuscular junctions using immunofluorescence. Bio Protoc. 14, e5076 (2024).
  13. Banerji, S., et al. Lyve-1, a new homologue of the cd44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J Cell Biol. 144, 789-801 (1999).
  14. Da Mesquita, S., et al. Meningeal lymphatics affect microglia responses and anti-abeta immunotherapy. Nature. 593, 255-260 (2021).
  15. Betsholtz, C., et al. Advances and controversies in meningeal biology. Nat Neurosci. 27, 2056-2072 (2024).
  16. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathol. 137, 151-165 (2019).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high eeg delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5, eaav5447 (2019).
  18. Lee, H., et al. The effect of body posture on brain glymphatic transport. J Neurosci. 35, 11034-11044 (2015).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Meningeal Lenfatik DamarlarFloresan zleyici EnjeksiyonuServikal Lenf NodlarDura MaterMerkezi Sinir SistemiDoku Perf zyonu
Meningeal Lenfatiklerin Değerlendirilmesi İçin Entegre Protokol: Cisterna Magna enjeksiyonu, Lenf Düğümleri Görüntüleme, Meningeal Diseksiyon ve Bütün-Montaj Boyama
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.