Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Yaprak Yaralanması Volatillerinin ve Gaz Değişiminin Gerçek Zamanlı Kantifikasyonu için Oda İçi Kesme Yöntemi

96 görüntülenme

⸱

11 Eylül 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

Bu makalede

Özet

Bu protokol, yara kaynaklı uçucu emisyonların başlangıcını, zirve zamanlamasını ve kinetiğini, eş zamanlı gaz değişim ölçümleriyle birlikte çözümlemek için standartlaştırılmış bir oda içi kesme yaklaşımı sunmaktadır.

Özet

Bitki yaprakları tarafından salınan uçucu organik bileşikler (VOC'lar), stres sinyalizasyonunda, bitki-atmosfer etkileşimlerinde ve bitki savunmasında kilit roller oynamaktadır. Bunlar arasında, yaralanma kaynaklı VOC'lar (wVOC'lar), mekanik hasar, herbivori veya çevresel rahatsızlıklardan saniyeler sonra salınır. Salınım dinamikleri; doku bozulmasının zamanlamasına, şiddetine ve yöntemine güçlü bir şekilde bağlıdır. Ancak, mekanik artefaktlar, değişken maruziyet koşulları ve yaralanma ile ölçüm arasındaki gecikmeler nedeniyle doğru kantifikasyon zorluğunu korumaktadır. Bu çalışma, wVOC'ların ve gaz alışverişinin gerçek zamanlı izlenmesi için standardize edilmiş bir hazne içi yaprak eksizyon protokolü sunmaktadır. Kararlı ışık, nem, CO2 ve sıcaklık koşulları altında, sızdırmaz bir hazne içerisinde temiz ve kontrollü kesimler yapabilmek için taşınabilir bir gaz değişim haznesine cerrahi sınıfta bir kesici entegre edilmiştir. Bir proton-transfer-reaksiyonu uçuş süresi kütle spektrometresi (PTR-TOF-MS), gecikmeyi ve sinyal bozulmasını minimize ederek hazne çıkışındaki uçucu emisyonları sürekli olarak ölçmüştür. Bu kurulum; emisyon başlangıcını, pik zamanlamasını, maksimum artış hızını ve toplam salınımı yüksek zamansal sadakatle çözümlemektedir. Yöntemin Quercus rubra, Acer platanoides ve Gossypium hirsutum

Giriş

Bitkiler, hızlı bir kimyasal sinyal salgılayarak yaralanmaya tepki verirler, ancak bu sinyalin doğru bir şekilde yakalanması teknik olarak zor olmaya devam etmektedir. Herbivori, rüzgar hasarı veya mekanik bozulmalardan sonraki saniyeler içinde bitkiler, dahili savunmaları aktive eden ve komşu bitkileri hazırlayan geçici uçucu organik bileşik (VOC) patlamaları salgılarlar1,2,3,4. Yaralanma kaynaklı bu VOC'lar (wVOC'lar); yeşil yaprak uçucularını (GLV'ler), metanolü, kısa zincirli alkolleri ve aldehitleri, terpenoidleri ve oksilipin türevlerini içerir. Bunlar ya mezofil hücrelerinde de novo sentez yoluyla ya da reçine kanalları ve trikomlar gibi depolama yapılarının yırtılmasıyla ortaya çıkarlar. Anlık stres sinyalleri olarak wVOC'lar, fizyolojik savunmaları koordine eder, bitki-bitki iletişimini aracılarla sağlar ve atmosferik kimya ile etkileşime girer1,5,6,7.

Doğal otçulluk, mekanik hasarı tükürük ve mikrobiyal elisitörlerle birleştirdiğinden, deneysel çalışmalar fiziksel yaralanmaya verilen yanıtları tek başına izole etmek için simüle edilmiş yaralama yöntemlerini kullanır8. Ancak, wVOC'ların geçici doğası, onları yakalamayı doğası gereği zorlaştırır. Gaz kromatografisi-kütle spektrometrisi (GC-MS) ile eşleştirilmiş statik tepe boşluğu örneklemesi gibi geleneksel yöntemler, genellikle ilk emisyon patlamasını kaçırır ve kinetik profilini bozar9,10. Dengeleme gecikmeleri, yükseltilmiş inkübasyon sıcaklıkları ve uzatılmış örnekleme hatları, kalış süresini artırır ve özellikle seskiterpenler gibi reaktif bileşikler için kaydedilen sinyali bozar9,11,12. Tüm bunlar birlikte, sinyal büyüklüğünü azaltır ve yaralanma kaynaklı uçucu emisyonların zamansal dinamiklerini gölgeleyerek bitki stres yanıtlarının yorumlanmasını zorlaştırır.

Birçok çalışma, yaprakları hazne dışında yaralamak için ölçümü kesintiye uğratmaktadır. Bu kesinti gaz akışını dengesizleştirmekte, yaralama zamanlamasını değiştirmekte ve kesim hassasiyeti üzerindeki kontrolü azaltmaktadır13,14,15. Sonuç olarak, emisyon oranlarının zirveye ulaştığı ve karakteristik kinetik modellerin ortaya çıktığı tam o anlarda3,6,16,17, yaralanmadan sonraki ilk dakikalar genellikle kaybolmakta veya bozulmaktadır13. Bazı yaklaşımlar, Teflon bıçaklar veya mekanik delgeçler kullanarak yaprak eksizyonunu büyük hacimli haznelerin içine taşımıştır12,18,19. Ancak bu düzenekler, kesicinin kayması veya yaprak sertliğindeki farklılıklar nedeniyle sıklıkla sızdırmazlık kararsızlığına, tutarsız kesim uzunluklarına ve düzensiz kesiklere yol açmıştır. Büyük hazne hacmi ise hava değişimini daha da geciktirmiş ve uçucu sinyali genişletmiştir16. Tüm bunlar, stabil fizyolojik koşullar altında yaralanma kaynaklı emisyonların zamansal dinamiklerinin doğru şekilde karakterize edilmesini engelleyen deneysel sınırlamalardır.

Bu zorlukların üstesinden gelmek için bu çalışma, cerrahi düzeyde bir kesiciyi, proton-transfer-reaksiyonu uçuş süreli kütle spektrometrisine (PTR-TOF-MS) bağlı bir gaz değişim sistemine entegre eden, oda içi gerçek zamanlı bir yaralama protokolü sunmaktadır. Protokol, kontrollü çevresel koşullar altında eş zamanlı olarak uçucu madde akılarını ve gaz değişimini yüksek zamansal çözünürlükte ölçerken, yaprak yaralaması ve uçucu madde tespitinin senkronize bir şekilde gerçekleştirilmesini sağlar. Yaprak eksizyonunun ölçüm odası içinde yapılmasıyla protokol, geleneksel yaklaşımlarla ilişkili örnekleme gecikmelerini minimize eder, hızla yayılan yaralanma kaynaklı uçucu maddelerin zamansal dinamiklerini korur ve farklı mekanik özelliklere sahip yapraklarda standartlaştırılmış bir kesme prosedürünü örneklendirir. Bu zamansal çözünürlük; yaralanma kaynaklı uçucu emisyonların başlangıcının, pik zamanlamasının ve türe özgü kinetiğinin doğrudan karakterize edilmesine olanak tanır.

Protokol, farklı yaprak tipleri genelindeki uygulanabilirliğini göstermek amacıyla, karşıt anatomik ve fizyolojik özelliklere sahip üç tür (Quercus rubra, Acer platanoides ve Gossypium hirsutum) kullanılarak değerlendirilmiştir. Tüm türlerde özdeş ölçüm koşullarının uygulanması, protokolün deneysel değişkenliği minimize ederken, geniş bir emisyon paternleri yelpazesinde yaralanma kaynaklı VOC dinamiklerini çözümleyebildiğini kanıtlamaktadır. Bu yaklaşım, kontrollü çevresel koşullar altında yaralanma kaynaklı VOC'ların yüksek zamansal çözünürlüklü ölçümlerini gerektiren çalışmalarda yaygın olarak uygulanabilir. Tüm bu özellikler, hızlı bitki stres tepkilerinin araştırılması için standartlaştırılmış bir çerçeve sunmakta; protokolün farklı türler ve deneysel sistemler genelinde uygulanmasını kolaylaştırmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm bitkiler, büyüme odalarında kontrollü çevre koşulları altında yetiştirilmiştir. Kullanılan reaktifler ve ekipmanlar Materyaller Tablosunda listelenmiştir.

1. Hazne içi yaprak kesicinin yapımı ve kurulumu

  1. Standart ölçüm başlığının iç boyutlarına (4 cm × 2 cm) uygun olarak tasarlanmış döner bir yaprak kesici imal edin.
  2. Mekanik stabiliteyi sağlamak için gümüş lehim kullanarak bir jiletle paslanmaz çelik bir çubuğu (1 mm çapında) birleştirin.
    DİKKAT: Jiletler son derece keskindir. Taşıma sırasında kesilmeye dayanıklı eldivenler giyin. Kullanımdan sonra jiletleri, kesici nesneler için geçerli olan kurumsal laboratuvar güvenlik prosedürlerine uygun olarak bertaraf edin. Gümüş lehimleme işlemini uygun havalandırma altında gerçekleştirin ve koruyucu gözlük takın.
  3. Serbest eksenel rotasyona izin vermek için bıçağı tutan çubuğu, paslanmaz çelik bir şırınga iğnesinin (dış çap 1.6 mm) içine yerleştirin.
  4. Rotasyonu korurken hava sızdırmaz koşullarını sürdürmek için iğnenin her iki ucunu düşük emisyonlu bir politetrafloroetilen (PTFE) tıpa ile kapatın.
  5. İç kesicinin kontrollü rotasyonunu sağlamak için çubuğun proksimal ucuna manuel bir çevirme düğmesi monte edin.
  6. Kesiciyi alt hazne yarısına sabitlemek için iğnenin dış yüzeyine yay çeliği pirinç levhadan (0.2 mm kalınlıkta) yapılmış iki esnek destek takın.
  7. Bıçağın yaprak yüzeyine temas etmeden yerleştirilebilmesi için alt hazne contasında üçgen bir kesik oluşturun.
  8. Gaz sızıntısını önlemek için giriş noktasını düşük emisyonlu bir sızdırmazlık macunu ile kapatın.
    NOT: Devam etmeden önce, kesici kurulumunun hazne sızdırmazlığını bozmadığını doğrulayın. Haznenin tamamen kapandığını, termokuplun yaprak yüzeyiyle temas halinde olduğunu ve gaz değişim sisteminin sızıntı belirtisi olmaksızın stabil hava akışı gösterdiğini teyit edin. Yalnızca stabil hazne koşulları onaylandıktan sonra ilerleyin. Yaklaşık 10 mm'lik bir kesik oluşturacak şekilde bıçak uzunluğunu seçin. Entegre kesme mekanizması ve yaprak haznesi içindeki konumu Şekil 1B'de gösterilmiştir.

Kimyasal analiz için gaz kromatografisi-kütle spektrometrisi (GC-MS) örnekleme düzeneği; PTR-TOF-MS portu.
Şekil 1: Entegre oda içi yaprak kesiciye ve uçucu madde örnekleme hatlarına sahip modifiye edilmiş gaz değişim sistemi.​  (A) PTR-TOF-MS örnekleme portunu ve uçucu maddelerin toplanması için oda çıkışına yakın konumlandırılmış GC–MS örnekleme hattını gösteren modifiye edilmiş gaz değişim sisteminin genel görünümü. (B) Entegre kesme mekanizmasını ve yaralama sırasında yaprağın konumlandırıldığı bölgeyi gösteren açık oda görünümü. Kesici, oda ile hermetik olarak entegre edilmiştir ve ölçüm sırasında muhafaza açılmadan yaprağın yaralanmasına olanak tanır. Bu konfigürasyon, kontrollü çevresel koşullar altında uçucu madde emisyonlarının ve gaz değişiminin gerçek zamanlı izlenmesini sağlar. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

2. Uçucu örnekleme yollarının konfigürasyonu

  1. Hücre ile uçucu madde analizörü arasındaki hortum uzunluğunu minimize etmek için hücre çıkışına komşu bir Teflon T-parçası (1/16″ veya 1/8″ ID) takın (Şekil 1A).
  2. Çıkışı, inert hortumlar (örneğin FEP veya PTFE; 1,6 mm iç çap) kullanarak VOC toplama sistemine bağlayın. Dahili hacmi, kalış süresini ve adsorpsiyon kayıplarını minimize etmek amacıyla, hücre ile uçucu madde analizörü arasındaki hortumu mümkün olduğunca kısa tutmak için T-parçasını hemen hücre çıkışına takın.
  3. Hücre hava akışını 750 µmol s-1 seviyesinde tutun.
    NOT: Kısa inert hortumlar, reaktif bileşikler için adsorpsiyonu ve kalış süresini azaltır.

3. Bitki materyalinin hazırlanması

  1. Quercus rubra, Acer platanoides ve Gossypium hirsutum bitkilerini; 25 °C gündüz / 20 °C gece sıcaklık, %60 bağıl nem, 1000 µmol m-2 s-1 ışık şiddeti ve 16 sa/ 8 sa fotoperiyot koşullarına sahip kontrollü ortam odasında 4 ay boyunca yetiştirin.
  2. Deney boyunca bitkileri ortam atmosferik CO2 konsantrasyonunda (~430 ppm) tutun.
  3. Tüm bitkileri, toprak tarla kapasitesine ulaşana kadar iki günde bir sulayın.
  4. Deneyler için benzer gelişim evresinde olan, tam gelişmiş ve yaşlanmamış yapraklar seçin.

4. Yaprak yaralama ve VOC toplama deneyleri

  1. Yaprağı kapatın ve çevresel koşulları ayarlayın
    1. Tam genişlemiş ekli bir yaprağı, dahili kesici ile donatılmış küvete yerleştirin.
    2. Blok sıcaklığını şu değere ayarlayın: 25 °C, bağıl hava nemi %60'a, aktinik ışık yoğunluğu ise 1000 µmol m-2 s-1 (%90 kırmızı, %10 mavi) ve hava akışı şuraya 750 µmol s-1.
    3. Yaprağın, net CO2 değerleri kararlı duruma ulaşana kadar seçilen çevresel koşullar altında aklimatize olmasına izin verin2 asimilasyon, stomatal iletkenlik ve bazal VOC sinyalleri, genellikle yaprak kapatıldıktan 20–30 dakika sonra dengelenmiş olur.
  2. Gaz değişimi, floresan ve VOC izlemesi gerçekleştirin
    1. Gaz değişimi ve VOC'ların eş zamanlı ölçümlerine 1 Hz çözünürlük kullanarak başlayın.
    2. Gaz değişim ölçümleri tamamlandıktan sonra, kararlı durum floresan verimini (Fs) ve ardından doyurucu bir puls uygulayın (8000 µmol m-2 s-1, 0,6 s) aracılığıyla maksimum floresans verimini belirlemek için oda florimetresi (3055-FL) (Fmışığa adapte olmuş yapraklarda ′).
    3. Aktinik ışığı kapatın ve yaprağı 20 dakika boyunca karanlığa adapte edin.
    4. Yaprak karanlık solunumunu kaydedin.
    5. Başlangıç floresansını ölçün (F₀) zayıf modüle edilmiş ölçüm ışığı kullanılarak (0.03 µmol m-2 s-1), ardından karanlığa adapte edilmiş yapraklarda maksimum floresansı elde etmek için bir doyurucu darbe uygulanır (Fm).
    6. Aktinik ışığı tekrar açın.
    7. Yaralama öncesi bazal değerler stabilize olana kadar, aynı çevresel koşullar altında VOC ve gaz değişim ölçümlerine devam edin.
      NOT: Yaralama işleminden önce, seçilen çevresel koşulların stabil kaldığını ve net CO₂ asimilasyonunun, terlemenin ve bazal VOC sinyallerinin kararlı durum değerlerine ulaştığını doğrulayın. İşleme ancak bu koşullar seçilen ölçüm ayarları altında korunduktan sonra devam edin.
  3. Yaprak yaralama ve Uçucu Organik Bileşiklerin (VOC) toplanması
    1. İlk VOC kartuşunu çıkış hattına yerleştirin ve taşınabilir sabit akışlı bir hava örnekleme pompasına bağlayın. Oda havasını, 200 mL dk⁻¹ sabit akış hızında kartuştan geçirin.-1C3–C17 uçucuların yakalanmasına uygun, örnekleme yönünde en zayıf adsorbentten en güçlüye doğru düzenlenmiş Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 g), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 g) ve Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 g) ile doldurulmuş çok yataklı paslanmaz çelik bir adsorbent kartuş (10,5 cm uzunluk, 3 mm iç çap) kullanın.
      NOT: Örnekleme işleminden önce, kartuşlardan dakikada 200 mL yüksek saflıkta helyum geçirerek kartuşları koşullandırın.-1 3 saat boyunca ...'de/da 250 °CKartuş örneklemesi, deneysel amaçların gerektirdiği durumlarda bileşenlerin tanımlanması için sonrasında çevrimdışı GC-MS analizine olanak tanır. Kartuşla toplama işlemi burada açıklanan iş akışının bir parçası olsa da, bu çalışmada sunulan temsili sonuçlar sürekli PTR-TOF-MS ölçümlerinden elde edilmiştir. Adsorbent seçimini, hedef UÇOS'ların uçuculuk aralığına ve polaritesine, ayrıca örnekleme koşullarına uygun şekilde yapınız.
    2. 200 mL/dak akış hızında, yaralama öncesi VOC'ları 15 dakika boyunca toplayın.-1.
    3. Kartuşu değiştirin ve 2 dakika boyunca VOC'leri toplayın.
    4. İç kesiciyi döndürün 360° hazneyi açmadan yaprağı kesmek ve bıçağı başlangıç konumuna geri getirmek için.
      NOT: Yaprağı, oda sızdırmazlığı tamamen korunurken, kesi kapalı lamina bölgesine gelecek şekilde oda içerisine yerleştirin. Yaprak boyutu ve morfolojisinin izin verdiği her durumda, ana damarın kesilmesinden kaçının ve kesi konumunu numuneler arasında mümkün olduğunca tutarlı tutun. Ana damar hasarı, yaralanma kaynaklı uçucu bileşik emisyonlarını önemli ölçüde artırabileceğinden, yaralanma bölgesinin tutarlı olması deneysel tekrarlanabilirliği artırır.5.
      DİKKAT: Kesme işlemine başlamadan önce haznenin tamamen sızdırmaz olduğundan emin olun.
    5. VOC toplamaya aynı kartuşla 13 dakika boyunca devam edin.
    6. Üçüncü bir kartuş yerleştirin ve 15 dakika boyunca uçucu organik bileşikleri (VOC) toplayın.
    7. Gerçek zamanlı tespit için tüm süreler boyunca PTR-TOF-MS cihazını sürekli çalıştırın.
      NOT: Her bir bitki ölçümünden önce ve sonra, aynı çevresel koşullar altında boş hazne arka plan örneği toplayın. Veri analizi sırasında VOC emisyon verilerinin temel çizgi düzeltmesi (baseline correction) için bu arka plan ölçümlerini kullanın.

5. Uçucu maddelerin tespiti ve cihaz çalıştırılması

  1. PTR-TOF-MS giriş ve drift tüpü sıcaklıklarını 80 °C, giriş akış hızını 100 mL min-1, su buharı akışını 4.0 mL min-1, iyon akımını 4.0 mA, drift odası basıncını 2.1 mbar, drift tüpü alan yoğunluğu oranını 115 Td ve TOF-MS modül basıncını 1.2 × 10-7 mbar olarak ayarlayın.
  2. Uçucu sinyalleri, 400 ps örnekleme aralığı ile 1 Hz zamansal çözünürlükte kaydedin.
  3. Her deneyden önce PTR-TOF-MS'yi, ana bitki uçucusu sınıflarından temsilci VOC'ler içeren sertifikalı bir gaz standart karışımı kullanarak kalibre edin. Kalibrasyon verilerini işleyin ve tanımlanan prosedürleri13,16 takip ederek PTR-MS Viewer yazılımı ile VOC konsantrasyonlarını hesaplayın.

6. Kartuş örneklerinin çevrimdışı (offline) GC-MS analizi

NOT: Aşağıdaki prosedür, yukarıdaki iş akışı sırasında toplanan kartuş örneklerinin çevrimdışı analizini açıklamaktadır. GC-MS analizi tamamlayıcı bileşik tanımlaması sağlarken, bu çalışmada sunulan temsili sonuçlar sürekli PTR-TOF-MS ölçümlerine dayanmaktadır.

  1. Kännaste ve ark. tarafından açıklanan prosedürü izleyerek, bir GC-MS sistemine bağlı otomatik bir termal desorpsiyon ünitesi kullanarak kartuşları termal olarak desorbe edin.20
  2. Bileşikleri, otantik standartlar ve NIST kütle spektral kütüphanesi ile karşılaştırarak tanımlayın. Elektron çarpmalı iyonizasyon (70 eV) kullanarak kütle spektrometrik tespit gerçekleştirin ve mevcut olduğunda hem alıkonma sürelerini hem de kütle spektrumlarını otantik standartlarla eşleştirerek bileşik kimliklerini doğrulayın.
    NOT: Kartuş örneklemesi, C3–C17 uçucuların yakalanması için Kännaste ve ark. tarafından geliştirilen modifiye protokole uygundur.20

7. Veri analizi

  1. Analizden önce tüm emisyon izlerinden boş oda arka planını çıkarın. İzlenen her kütle için yaralama öncesi baz hattını, kesimden hemen önceki sabit bir aralıktaki ortalama sinyal olarak tanımlayın.
  2. Tüm izlenen kütleler için ortak referans noktası olarak kesim zamanını kullanın. Emisyon başlangıcını, yaprak kesimini takiben baz hattı düzeltmeli VOC sinyalindeki ilk tespit edilebilir artış olarak belirleyin.
    NOT: Emisyon başlangıcı, enstrümantal gürültüye bağlanabilecek izole dalgalanmaları dışlamak amacıyla, yaralama öncesi baz hattının üzerindeki ve emisyon patlamasının yükselme fazına kadar devam eden ilk ardışık artış olarak tanımlanmıştır.
  3. Pik süresini, kesim zamanı ile maksimum emisyon sinyali arasındaki aralık olarak hesaplayın. Emisyon patlamasının maksimum eğimini, bitişik veri noktaları arasındaki ileri ve geri eğimlerin ortalamasını kullanarak, baz hattı düzeltmeli sinyalin birinci türevinden hesaplayın13. Pik büyüklüğünü, patlama sırasında gözlemlenen maksimum emisyon değeri olarak tanımlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Uçucu bileşik örnekleme konumunun sinyal tespitini etkileyip etkilemediğini değerlendirmek için, yaprak haznesine kontrollü gaz enjeksiyonları kullanarak iki konfigürasyonu karşılaştırdık. Bir düzenekte, uçucu bileşikler modifiye edilmiş gaz değişim haznesinin hazne çıkışından doğrudan örneklenmiştir (Şekil 1). Buna karşılık diğer düzenekte hava, dedektöre ulaşmadan önce gaz değişim analizör borularından geçmiştir. Her iki sinyalin eş zamanlı olarak kaydedilmesi, zamansal dinamiklerinin doğr...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada sunulan protokol, kontrollü deney koşulları altında yara kaynaklı uçucu emisyonların yüksek zamansal çözünürlüklü analizini sağlar. Kesme işlemini doğrudan yaprak haznesine entegre ederek ve uçucu sinyalleri sürekli izleyerek (Şekil 1), sistem; gecikmiş örnekleme, hazne açılması veya ölçüm düzeneği dışındaki yaprak manipülasyonlarının neden olduğu bozulmalar olmadan emisyon yanıtını yakalar. Bu tür rahatsızlıklar, kapalı sistem ölçümlerinde hem emisyon piklerinin görünür zamanlamasını...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Estonya Araştırma Konseyi (PRG2207) ve Estonya Eğitim ve Araştırma Bakanlığı'ndan (Center of Excellence Agro-CropFuture, “Agroecology and new crops in future climates”, TK200U1) alınan fonlar için teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
TD-20 termal desorberli GC-MS sistemiShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20TD-20 termal desorberli GC-MS sistemi. www.shimadzu.com
GFS-3000 Gaz Değişim SistemiWalz GmbHGFS-3000Yaprak gaz değişim ölçümleri. www.walz.com
Yüksek saflıkta helyum (99.999%)Yerel tedarikçiN/AAdsorban kartuş şartlandırması ve GC-MS termal desorpsiyonu için kullanılır. www.airliquide.com (veya eşdeğer tedarikçi).
İzopren kalibrasyon standardıSigma-Aldrich Chemie GmbHCustomÖzel izopren kalibrasyon standardı (3.43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Düşük emisyonlu sızdırmazlık macunuYerel tedarikçiN/AKamberdeki kesici giriş noktasını sızdırmaz hale getirmek için kullanılır.
Çok katmanlı paslanmaz çelik adsorban kartuşSupelcoCustom10.5 cm uzunluk × 3 mm iç çap; Carbotrap C (0.2 g, 20–40 mesh), Carbopack B (0.1 g, 40–60 mesh) ve Carbotrap X (0.1 g, 20–40 mesh) ile doldurulmuş. VOC'lerin isteğe bağlı çevrimdışı GC-MS tanımlaması için kullanılır. www.sigmaaldrich.com
Taşınabilir sabit akışlı hava örnekleme pompasıSKC Inc.210-1003MTXTaşınabilir sabit akışlı hava örnekleme pompası.
PTR-TOF 8000 kütle spektrometresiIonicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000VOC tespiti. www.ionicon.com
Gümüş lehim teliYerel tedarikçiN/ABir jiletle paslanmaz çelik çubuğu birbirine tutturmak için kullanılır.
Yay çeliği pirinç levha (0.2 mm kalınlık)Yerel tedarikçiN/AKesiciyi sabitlemek için kullanılan esnek destekler.
Paslanmaz çelik çubuk (1 mm çap)Yerel tedarikçiN/AKesici destek çubuğu.
Paslanmaz çelik şırınga iğnesi (1.6 mm dış çap)Yerel tedarikçiN/ADönen kesici bıçak için yuva.
Teflon tıkaçlarYerel tedarikçiN/ARotasyona izin verirken kesici yuvasını sızdırmaz hale getirmek için kullanılır.
Teflon T-parçası konnektörüYerel tedarikçiN/ATüp uzunluğunu azaltmak için kamber çıkışının yakınına kurulmuştur.
Teflon tüp (FEP veya PTFE)Yerel tedarikçiN/AKamber ile dedektörler arasındaki VOC örnekleme hattı.
VOC kalibrasyon gaz karışımıIonimed GmbHCustomN2 içinde her bir bileşikten 1 ppm; PTR-TOF-MS kalibrasyonu için kullanılır. www.ionimed.com

Kaynaklar

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Uçucu Organik BileşiklerYaralanma Kaynaklı VOC'lerGerçek Zamanlı İzlemeBitki Stres SinyalizasyonuPTR-TOF-MSBitki SavunmasıBitki-Atmosfer Etkileşimleri

Bu makale yayımlandı

Video yakında

Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.