Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Yüksek Yağlı Diyet Benzeri Yağ Dokusu İltihaplanması için Deneyimli Fare Modeli

306 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/71651

⸱

14 Temmuz 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Anatomy, Leipzig University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Ex vivo explant modeli kullanılarak, yağsız farelerden alınan visseral beyaz yağ dokusunun rostral kısmının küçük parçaları 7–10 gün boyunca kültürlenir; bu da yüksek yağlı diyet sırasında meydana gelen yağ dokusu iltihabının indüksiyonu ve incelenmesini mümkün kılar.

Özet

Bu protokol, yüksek yağlı diyet (HFD) beslenmesi sonrası visseral yağ dokusunda (VAT) gözlemlenen seçilmiş hücresel ve inflamatuar özellikleri in vivo müdahale olmadan yeniden düzenleyen ex vivo fare modelini tanımlar. Zayıf farelerden alınan küçük VAT explantları 7–10 gün boyunca kültürlenir; bu süreçte kendiliğinden HFD ile beslenen hayvanların VAT'sine çok benzeyen bir inflamatuar fenotip geliştirirler. Önemli olarak, model yağ dokusu (AT) mimarisini koruyarak inflamürasyon süreçlerinin fizyolojik olarak ilgili bir bağlamda incelenmesini mümkün kılar. Kültür sırasında, obeziteyle ilişkili iltihaplanmanın temel özellikleri ortaya çıkar; bunlar arasında taç benzeri yapıların (CLS) oluşumu, metabolik olarak aktive makrofajların (MMe) birikimi ve artan inflamatuar sitokin üretimi yer alır. Adiposit ölümüne rağmen, obeziteyle ilgili iltihaplanmanın diğer nedenleri de modelde kısmen temsil edilebilir; bunlar arasında doymuş yağ asitleri, değişen lipid kullanımı, glikoz fazlalığı, oksidatif stres, hipoksi, adipokin dengesizliği ve parakrin adiposit-bağışıklık hücresi sinyalleri de yer almaktadır. Sistem, canlı görüntüleme, akış sitometrisi, nicel PCR, ELISA, immünboyama ve toplu veya tek hücreli RNA dizileme gibi geniş bir sonraki uygulama yelpazesini destekler. Ayrıca, sinyal yolları ve hücre tipine özgü yanıtları incelemek için farmakolojik ve sitokin bazlı tedaviler uygulanabilir. Bu kolayca özelleştirilebilir model, in vivo diyet çalışmaları için hayvan kullanımını azaltarak 3R prensipleriyle uyumludur. Model, tekrarlanabilir, maliyet etkin ve uygulanması kolaydır; adiposit ölümü, bağışıklık hücre dinamikleri ve AT iltihabında terapötik stratejileri incelemek için çok yönlü bir platform sağlar.

Giriş

Yağ dokusu (AT), yaklaşık %20 adipositten oluşan metabolik olarak aktif bir organdır ve insanlarda bağışıklık hücreleri, fibroblastlar, öncül hücreler ve damar hücrelerinin heterojen bir karışımıdır1. AT, uniloküler beyaz yağ dokusu (WAT), çok loklu kahverengi yağ dokusu (BAT) ve ara bej yağ dokusu olarak sınıflandırılır; bu doku bileşim, fonksiyon ve anatomik konumdaki heterojenliği yansıtır. WAT, gelişimsel kökeni, gen ifade profilleri ve metabolik fonksiyon bakımından farklılık gösteren deri altı (SCAT), visseral (VAT), perivasküler ve ilik yağ depoları arasında dağılır. Lipid depolamadaki rolünün ötesinde, AT sitokinler, hormonlar ve adipokinler salgılayarak endokrin bir organolarak işlev görür 2. SCAT ile karşılaştırıldığında, VAT daha metabolik olarak aktiftir ve inflamatuar hücreler açısından zenginleştirilir; bu da özellikle AT iltihabı ve tip 2 diyabet 3,4,5 gibi metabolik hastalıklar üzerine yapılan çalışmalar için önemlidir.

AT, metabolik sağlığın önemli bir düzenleyicisidir ve birçok eşzamanlı hastalıkla ilişkili obezitede merkezi bir rol oynar. Obezite, adiposit hipertrofisi, hiperplazi veproliferasyonu 6 teşvik ederken, AT genişlemesi ve iltihaplanma hiperglisemi, hiperinsülinemi, hipertrigliseridemi ve glukoz toleransının bozulmasıyla güçlü bir şekildeilişkilidir 3. AT genişlemesinin, yıllık yaklaşık %10 hücresel dönüşüm ile birlikte arttığı ve makrofajların katılımını tetiklediği varsayılan olarak yıllık yaklaşık %10 hücreseldönüşüm ile birlikte gerçekleşmektedir 8. Adipositler makrofajlardan önemli ölçüde daha büyük (100–200 μm) olduğundan, yaklaşık beş kat küçük hücrelerin etkili fagositoz yapması zordur; bu da doku homeostazını bozur ve kronik ATiltihabını teşvik eder 9. Yağ dokusu makrofajları (ATM'ler), aşırı boyutlu ölen adipositlerin temizlenmesine aracılık eder; ya çok çekirdekli dev hücrelere (MGC) birleşerek ya da ölü adipositlerin etrafında taçvari yapılar (CLS) oluşturup lizozomal ekzositoz ile parçalanarak 10,11,12. CLS bolluğu, obezite ile ilişkili iltihapile ilişkilidir 11,13.

Sağlıklı AT'lerde ATM'ler ağırlıklı olarak anti-inflamatuar M2 benzeri makrofajlardır, oysa obezite, pro-inflamatuar M1 benzeri fenotip 14,15'e doğru kaymayı teşvik eder. Metabolik olarak aktive makrofajlar (MMler) ve lizozomal ekzositoz yoluyla ölü adipositlerin temizlenmesinde önemli roller oynayan lizozom olarak ayrı makrofajlar (LAM) dahil olmak üzere mekanik olarak ayrı makrofaj alt setleriortaya çıkar 16,17,18.

Fizyolojik olarak ilgili çok hücreli bir ortamda AT iltihabını araştırmak için, protokol yağsız farelerden elde edilen organotipik VAT ekzplant kültürlerine dayalı ex vivo fare modeli oluşturdu. 7–10 gün boyunca kültürlenen VAT explantları, CLS oluşumu, makrofaj fenotipi ve inflamatuar sitokin üretimi açısından en az 12 hafta yüksek yağlı diyet (HFD) beslemesinden sonra gözlemlenenle karşılaştırılabilir bir inflamatuar fenotipgeliştirir 9,19. Önemli olarak, bu yaklaşım hayvan kullanımını azaltır, diyet müdahale onaylarına olan ihtiyacı ortadan kaldırır ve uzun vadeli diyet müdahale çalışmalarına olan bağımlılığı azaltarak 3R ilkelerine katkıda bulunur. Tek hücreli kültür modelleri gibi geleneksel iki boyutlu (2D) hücre kültür sistemlerine (örneğin, 3T3-L1 hücreleri veya birincil adiposit kültürleri) kıyasla bu yöntem doku karmaşıklığını ve hücre çeşitliliğini korur ve böylece bağışıklık hücreleri ile adipositler arasındaki fizyolojik hücre-hücre etkileşimlerinin araştırılmasını mümkün kılar.

Kültürlenmiş AT eksplantları, çok çeşitli analitik yaklaşımlarla uyumludur. Canlı konfokal görüntüleme, ATM birikiminin, CLS oluşumunun ve MGColuşumunun izlenmesini sağlar 9,19. Kollagenaz sindirimi, stromal vasküler fraksiyonun (SVF) akış sitometrik analizleri için izole edilmesini sağlar; bunlar arasında proliferasyon testleri ve M1-benzeri, M2-benzeri veya MMefenotipleri 12'nin belirlenmesi dahildir. Gen ekspresyonu analizleri, nicel PCR (qPCR) ve RNA dizileme dahil olmak üzere, tüm eksplantlar, SVF hücreleri veya sıralanmış makrofajlarüzerinde yapılabilir. 9. Protein ekspresyonu ve enzimatik aktivite Western blotting veya ELISA 12,20,21 ile değerlendirilebilirken, doku mimarisi ve belirteç ekspresyonu tam montaj boyama ve immünoflüoresans 9,22 ile görselleştirilebilir. Ayrıca, ATM tüketilmesi ve sitokin tedavisi dahil olmak üzere farmakolojik ve genetik müdahaleler kolaycauygulanabilir 21,23,24.

Özetle, HFD benzeri AT iltihabının bu ex vivo fare modeli, adiposit ölümünün araştırılmasını, hücresel davranışın doğrudan yerinde gözlemlenmesini ve AT immünolojisiyle ilgili farmakolojik veya genetik manipülasyonları mümkün kılar (Şekil 1).

figure-introduction-1
Şekil 1: İş akışının grafiksel özeti. Viseral yağ dokusu (AT) farelerden izole edilir, küçük ekzplantlara bölünür ve 7–10 gün boyunca kültürlenir. Kültür döneminde, eksplantlar inflamatuar bir fenotip geliştirir ve bu da kontrollü ex vivo koşullarda yağ dokusu iltihabının incelenmesini mümkün kılar. Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan deneyleri, kurumsal ve ulusal yönergelere uygun olarak gerçekleştirildi ve ilgili düzenleyici otoriteler tarafından onaylandı. Temsil mikroskopi deneyleri için Csf1r-eGFP-Adipoq-ERT2-Cre-CAG-tdDomates fareleri ("MacFat", RRID: Csf1r-eGFP: RRID:IMSR_JAX:018549, Adipoq-iCreERT2: RRID:IMSR_JAX:025124, CAG-tdTomato: RRID:IMSR_JAX:007914)27,28 kullanıldı. Bu raporlayıcı hattı, makrofajların GFP ifadesiyle ve adipositlerin tdTomato ifadesiyle görselleştirilmesini sağlar. Adiposit ölümünden sonra tdDomates ifadesi kaybolduğundan, kültür sırasında adipositlerin canlılığı izlenebilir. Makrofaj görselleştirme ve akış sitometrisi analizleri için Csf1r-eGFP raporlayıcı fareler ("MacGreen", RRID:IMSR_JAX:018549)28 kullanıldı. C57BL/6J fareleri (RRID:IMSR_JAX:000664) görüntüleme dışı deneyler için, scRNA-seq ve qPCR analizleri dahil olmak üzere kullanıldı. Tüm transgenik hatlar C57BL/6J arka planında heterozigot fareler olarak korundu.

Hayvan deneyleri, 'Laboratuvar hayvan bakımı ilkeleri' (NIH yayını no. 85e23, revize 1985) ve özel ulusal yasaları takip etti ve Saksonya eyaletinin yerel yetkilileri tarafından onaylandı: Leipzig, Almanya'daki Landesdirektion (hayvan deneyi uygulaması: TV11-21-MEZ). Yerel yetkililere göre, tanımlanan deneyler hayvan testi sayılmaz; çünkü "bir omurgalı sadece organlarını veya dokularını bilimsel amaçlarla kullanmak amacıyla öldürülürse, bu hayvan refahı Yasası'nın (TierSchG) § 7(2) maddesine göre hayvan testi olarak kabul edilmez, daha çok Hayvan Refahı Yasası'nın (TierSchG) § 4(3) uyarınca öldürme olarak kabul edilir." Hayvanların öldürülmesi 'hayvan raporu'nda bildirilmelidir. Bu rapor, hayvan deneyi başvurusuna dahil edilmiştir. Leipzig Üniversitesi Tıp Fakültesi etik komitesi de araştırma projelerini onaylamıştır. Hayvan deneysel uygulaması TV11-21-MEZ yönergelerine uygun olarak, fareler shalasyon anestezik izofluran aşırı dozuyla ötenazi edilir. Etkili bir gaz konsantrasyonu (%5 O₂ taşıyıcı gaz) izofluran buharlaştırıcı aracılığıyla sağlanır. Kesin dolaşım durması (nefes eksikliği [tüy testi] ve kalp atışı [palpasyon]) doğrulandığında ötenazi işlemi tamamlanır.

Fareler, Leipzig Üniversitesi'nde sıcaklık kontrollü (22 ± 2 °C), özel patojensiz bir tesiste, 12 saatlik ışık/karanlık döngü altında 3–5 hayvandan oluşan kardeş gruplar halinde barındırıldı. Hayvanların suya ima kadar erişimi ve standart bir yemek diyeti (%9 kcal yağ; Sniff GmbH, Almanya). Temsilci deneyler erkek ve dişi farelerle gerçekleştirildi. Protokolde kullanılan reaktifler, kimyasallar ve kitler Malzeme Tablosu'nda listelenmiştir.

1. Hazırlıklar

  1. Reaktifleri ve ekipmanları hazırlamak
    1. RPMI-1640'a %10 fetal sığır serumu (FBS) ve %1 antibiyotik çözeltisi takviye ederek kültür ortamını steril koşullarda hazırlayın.
    2. Kültür ortamını ısıtın ve PBS'yi 37 °C'ye kadar steril edin.
    3. Tüm ekipmanları ve doku kültürü kapağının içindeki çalışma alanını %70 etanol ile temizleyin.
  2. Hayvanları hazırlayın
    1. Kurumsal yönergelere göre fareleri feda edin. İstehşi olarak hayvanları tartabilirsiniz.
    2. Hayvanları %70 etanol içeren cam bir bedekliğe yerleştirin.
    3. Cam beakerin dışını etanolla silin ve doku kültür kapağına aktarın.

2. Yağ dokusu izolasyonu (Şekil 2)

  1. Fareyi hazırla
    1. Faresi, künt forseps kullanarak cam bir kabın içine sırtüstü pozisyonda yerleştirin veya bir diseksiyon tahtasına sabitleyin.
    2. Petri kabına önceden ısıtılmış ince bir tabaka PBS ekleyin.
    3. Taze bir eldiven değiştir.
    4. Penss ile alt karın derisini kaldırın ve makasla küçük yatay bir kesi yapın ve karın boşluğunu açın.
    5. İlk kesikten itibaren iç organları ortaya çıkarmak için kuyruk bölgesinden rostrala ~2 cm uzunluğunda dikey bir kesi yapın.
  2. Yağ pedini izole et
    1. Küçük keskin makas ve sivri forseps kullanarak beyaz yağ dokusunu bulun ve kesin. Kontaminasyonu önlemek için ayrı bir cihaz seti kullanın.
    2. Erkek fareler: Gonadal yağ sadece epididim ve testise bağlıdır. Yağ pedini dikkatlice kaldırıp epididimin üzerinden kesin veya epididim ve testisi gonadal yağla birlikte çıkarıp ardından çıkarın.
    3. Dişi fareler: Gonadal yağı rahim boynuzu ve yumurtalıklara bağlıdır ve erkeklere göre daha belirgindir. Yağ pedini dikkatlice kaldırın ve rahim boynuzu ile yumurtalıklar boyunca kesin.
    4. İzole yağ pedlerini PBS dolu Petri kabına yerleştirin.
    5. Kalıntı epididim, testis, yumurtalıklar veya kan damarları jilet bıçağıyla alın.
    6. Temizlenmiş yağ pedini, önceden ısıtılmış PBS içeren ikinci bir Petri kabına aktarın. İstehsal olarak yağ pedlerini tartabilirsin.
      NOT: Yağ pedlerinin kültürden önce tartılması, deneysel koşullar arasında doku kütlesinin normalleşmesini sağlar.

figure-protocol-1
Şekil 2: Viseral yağ dokusu eksplantlarının izolasyonu ve kültürü. (A,B) Karın boşluğunun açılması ve visseral yağ dokusunun açığa çıkarılması. (C, D) Erkek farelerden epididimal yağ dokusunun izolasyonu, yağın epididimis (kırmızı halkalar) ve testise (mavi daireler) bağlanması. (E, F) Kadın farelerden gonadal yağ dokusunun izole edilmesi, yağın rahim boynuzuna (yeşil halkalar) ve yumurtalıklara bağlanması. (G, H) Yağ dokusu eksplantlarının hazırlanması ve kesilmesi. (I, J) Explantların kültür kuyularına aktarılması ve hücre kültürü insertlerinin yerleştirilmesi. (K, L) 6 kuyu plakalarında kültür sırasında eksplantların temsil eden görüntüleri. Bu figürün daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.

3. Explant hazırlığı ve kültürü

  1. Eksplantları hazırla
    DIKKAT: Jilet bıçakları keskindir ve yaralanmaya yol açabilir. Bıçakları özenle kullanın ve kurumsal güvenlik prosedürlerine uygun şekilde bertaraf edin.
    1. Yağ pedini şeritler ve ardından yaklaşık 10 mm3 (~10 mg per explant) küpler halinde jilet ile kesin.
  2. Explant kültürleri oluşturuldu
    1. 6 kuyruklu bir plakanın her kuyusuna 1–1,5 ml kültür ortamı ekleyin.
      NOT: Normalleştirme için, her 1 mL kültür ortamı başına yaklaşık 50 mg yağ dokusu kullanın.
    2. Her kuyuya steril bir kaşık veya spatula kullanarak beş explant aktarın.
    3. Explantları dairesel bir düzende eşit şekilde düzenleyin.
    4. Explantları steril forseps kullanarak hücre kültürü insertiyle örtün.
      NOT: Ekleri konumlandırırken hava kabarcıkları oluşturmaktan kaçının ve eksplantların ortada olduğundan emin olun.
    5. Explantları 37 °C, %5 CO₂ ve %21 O₂ sıcaklıklarında 7–10 gün boyunca kuluçka altına alın.
      NOT: Doku canlılığını artırmak için önceden ısıtılmış PBS ve kültür ortamı kullanın. Yağ pedlerinin kuluçka dışı kaldığı süreyi en aza indirmek için hızlıca çalışın. Fare kürküyle kontaminasyondan kaçının. Saç dokuya yapışırsa, çıkarın ve dokuyu sıcak PBS ile durulayın.

4. Aşağı akış analizleri

  1. 7–10 günlük kültür döneminden sonra, deneysel son nokta için mikroskopi, akış sitometrisi, qPCR, ELISA veya RNA dizileme gibi aşağı akış analizleri için ekplantlar, stromal vasküler fraksiyon hücreleri veya kültür süpernatantları toplanın.

5. İstatistiksel analiz

  1. GraphPad Prism 10.2 kullanarak istatistiksel analizler yapın. ROUT testi (Q = %1) kullanılarak istisna veri setlerini taramak ve Shapiro–Wilk testi ile normalliği değerlendirmek (α = 0.05).
  2. Uygun olduğunda eşleştirilmiş Öğrenci t-testleri veya Wilcoxon eşleştirilmiş çiftler testleri kullanan iki grubu karşılaştırın. Birden fazla grubu tek yönlü ANOVA ile karşılaştırın, ardından Dunnett'in sonradan yaptığı test. P < 0.05'te istatistiksel olarak anlamlı farkları ele alın.
  3. Verileri ortalama ± SEM olarak sunun. Aksi belirtilmedikçe, n biyolojik kopya sayısı olarak tanımlanabilir (bireysel fareler).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Genel doku canlılığı kültür dönemi boyunca korundu ve birkaç tamamlayıcı yaklaşımla izlendi. Doku canlılığı,Calcein 25 gibi canlılık boyaları kullanılarak konfokal mikroskopi, adiosit membranbütünlüğünü değerlendirmek için Perilipin'e karşı antikor boyama veya adipositlerde transgenik reporter protein ekspresyonu kullanılarak değerlendirilebilir. Doku canlılığı ve bütünlüğü kültürde 14 güne kadar korundu, ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Metabolik hastalıkların ve diyabetin küresel olarak artan yaygınlığı göz önüne alındığında, yağ dokusu (AT) iltihabının altında yatan mekanizmaları anlamak önemli bir araştırma hedefi olmaya devam etmektedir. Bu ihtiyacı karşılamak için, kontrollü deneysel koşullar altında AT iltihabının indüksiyonu ve analizini mümkün kılan ex vivo explant kültür sistemi geliştirildi.

Bu yöntemin kritik gereksinimlerinden biri, kültür dönemi boyunca doku yaşamalılığı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar rekabet eden çıkarlar belirtmemektedir.

Teşekkürler

Yazarlar, mükemmel teknik destek için Constance Hobusch ve Florian Kirmse'ye teşekkür ediyor. Akış sitometrisi analizleri, Leipzig Üniversitesi Core Unit Fluorescence Technologies'de Kathrin Jäger ve Pia Glöckner'in teknik desteğiyle gerçekleştirildi. Bu çalışma, Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Alman Araştırma Vakfı) tarafından desteklendi, Proje Numarası 209933838 – SFB 1052 (Proje B09).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

```html
Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
BD OptEIA Mouse TNF ELISA KitBD Biosciences560478
Bodipy 558/568 C12Akış sitometrisi: 1:10000; Boyama: 1:2000InvitrogenD3835
Bovine Serum Albumin3%SigmaA9647
CD107a (LAMP1) – AF647Boyama: 1:100; Akış sitometrisi: 1:200BioLegend121610
CD11c – BV605Akış sitometrisi: 1:100BioLegend117334
CD16/32Akış sitometrisi: 1:100Invitrogen14-0161-82
CD301 – AF647Akış sitometrisi: 1:50Bio-RadMCA2392A647
CD36 – PEAkış sitometrisi: 1:400BioLegend102606
CD45 – PEAkış sitometrisi: 1:100BD Pharmingen555483
Click-iT Plus EdU Alexa Fluor 350 Flow Cytometry Assay KitEdU: 5 µMInvitrogenC10632
Clodronate Liposomes500 µg/ml clodronatLiposoma
Collagenase Type 21 mg/ml, 315 U/mgWorthingtonLS004176
CyQUANT LDH Cytotoxicity Assay KitInvitrogenC20301
DAPIAkış sitometrisi: 0.2 µg/mlThermo Fisher62248
Ethanol70%Carl RothT913.1
F4/80 – AF647Akış sitometrisi: 1:100InvitrogenMF48021
F4/80 – PE-Cy7Akış sitometrisi: 1:200Invitrogen25-4801-82
Fetal Calf Serum1.10Gibco10270106
Fetal Calf Serum1.20Gibco10270106
HBSS (-Mg, -Ca)Gibco14170138
HEPES13 mMRothHN77.2
Hoechst 333421:10.000Life TechnologiesH3570
LysoTracker – AF647Akış sitometrisi: 1:20000; Boyama: 1:10000InvitrogenH34477
MAC-2Boyama: 1:1000CedarlaneCL8942AP
Millicell Cell Culture Insert, 30 mm, hydrophilic PTFE, 0.4 µmMerck MilliporePICM0RG50
PBS (-Mg, -Ca)Gibco14190169
PBS (-Mg, -Ca)Gibco14190169
Penicillin/Streptomycin (10.000 U/ml)0.111111111Gibco11548876
Penicillin/Streptomycin (10.000 U/ml)0.111111111Gibco11548876
Perilipin2 µg/mlAbcamab3526
Plexxicon 562240 µMPlexxicon Inc.HY-114153
RPMI-Media 164011 mM glukoz içerenSigma AldrichR8758
RPMI-Media 1640SigmaR8758
TC-Insert for 6-well platesSarstedt83.3930.040
TPP tissue culture test plate 6TPP92006
Triton X-1001%Carl Roth3051.2
Zinc chloride0.8 mMSigmaZ0152
Zinc formalinePolyscience21516-3.75
```

Kaynaklar

  1. Massier L, et al. An integrated single cell and spatial transcriptomic map of human white adipose tissue. Nat Commun. 2023;14(1):1438. doi:10.1038/s41467-023-36983-2.
  2. Rosen ED, Spiegelman BM. What We Talk About When We Talk About Fat. Cell. 2014;156(1-2):20-44. doi:10.1016/j.cell.2013.12.012.
  3. Ibrahim MM. Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences. Obes Rev. 2010;11(1):11-18. doi:10.1111/j.1467-789X.2009.00623.x.
  4. Bruun JM, Lihn AS, Pedersen SB, Richelsen B. Monocyte chemoattractant protein-1 release is higher in visceral than subcutaneous human adipose tissue: implication of macrophages resident in adipose tissue. J Clin Endocrinol Metab. 2005;90(4):2282-2289. doi:10.1210/jc.2004-1696.
  5. Curat CA, et al. Macrophages in human visceral adipose tissue: increased accumulation in obesity and a source of resistin and visfatin. Diabetologia. 2006;49(4):744-747. doi:10.1007/s00125-006-0173-z.
  6. Wang QA, Tao C, Gupta RK, Scherer PE. Tracking adipogenesis during white adipose tissue development, expansion and regeneration. Nat Med. 2013;19(10):1338-1344. doi:10.1038/nm.3324.
  7. Spalding KL, et al. Dynamics of fat cell turnover in humans. Nature. 2008;453(7196):783-787. doi:10.1038/nature06902.
  8. Weisberg SP, McCann D, Desai M, Rosenbaum M, Leibel RL, Ferrante AW. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J Clin Invest. 2003;112(12):1796-1808. doi:10.1172/JCI200319246.
  9. Lindhorst A, et al. Adipocyte death triggers a pro-inflammatory response and induces metabolic activation of resident macrophages. Cell Death Dis. 2021;12(6):579. doi:10.1038/s41419-021-03872-9.
  10. Braune J, et al. Multinucleated giant cells in adipose tissue are specialized in adipocyte degradation. Diabetes. 2021;70(2):538-548. doi:10.2337/db20-0293.
  11. Cinti S, et al. Adipocyte death defines macrophage localization and function in adipose tissue of obese mice and humans. J Lipid Res. 2005;46(11):2347-2355. doi:10.1194/jlr.M500294-JLR200.
  12. Wehr R, Lindhorst A, Arndt L, Krueger M, Raulien N, Gericke M. Lysosomal exocytosis by macrophages as a druggable mechanism for anti-inflammatory clearance of dead adipocytes in adipose tissue. Cell Death Dis. 2025. doi:10.1038/s41419-025-08334-0.
  13. Altintas MM, et al. Apoptosis, mastocytosis, and diminished adipocytokine gene expression accompany reduced epididymal fat mass in long-standing diet-induced obese mice. Lipids Health Dis. 2011;10(1):198. doi:10.1186/1476-511X-10-198.
  14. Lumeng CN, Bodzin JL, Saltiel AR. Obesity induces a phenotypic switch in adipose tissue macrophage polarization. J Clin Invest. 2007;117(1):175-184. doi:10.1172/JCI29881.
  15. Lumeng CN, DelProposto JB, Westcott DJ, Saltiel AR. Phenotypic switching of adipose tissue macrophages with obesity is generated by spatiotemporal differences in macrophage subtypes. Diabetes. 2008;57(12):3239-3246. doi:10.2337/db08-0872.
  16. Haka AS, et al. Exocytosis of macrophage lysosomes leads to digestion of apoptotic adipocytes and foam cell formation. J Lipid Res. 2016;57(6):980-992. doi:10.1194/jlr.M064089.
  17. Strissel KJ, et al. Adipocyte death, adipose tissue remodeling, and obesity complications. Diabetes. 2007;56(12):2910-2918. doi:10.2337/db07-0767.
  18. Xu R, et al. Lipid-associated macrophages between aggravation and alleviation of metabolic diseases. Trends Endocrinol Metab. 2024. doi:10.1016/j.tem.2024.04.009.
  19. Gericke M, Weyer U, Braune J, Bechmann I, Eilers J. A method for long-term live imaging of tissue macrophages in adipose tissue explants. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2015;308(11). doi:10.1152/ajpendo.00075.2015.
  20. Gericke MT, et al. Receptors for NPY and PACAP differ in expression and activity during adipogenesis in the murine 3T3-L1 fibroblast cell line. Br J Pharmacol. 2009;157(4):620-632. doi:10.1111/j.1476-5381.2009.00164.x.
  21. Arndt L, et al. The role of IL-13 and IL-4 in adipose tissue fibrosis. Int J Mol Sci. 2023;24(6):5672. doi:10.3390/ijms24065672.
  22. Haase J, et al. Local proliferation of macrophages in adipose tissue during obesity-induced inflammation. Diabetologia. 2014;57(3):562-571. doi:10.1007/s00125-013-3139-y.
  23. Braune J, et al. IL-6 regulates M2 polarization and local proliferation of adipose tissue macrophages in obesity. J Immunol. 2017;198(7):2927-2934. doi:10.4049/jimmunol.1600476.
  24. Neugebauer J, et al. The Impact of Resident Adipose Tissue Macrophages on Adipocyte Homeostasis and Dedifferentiation. Int J Mol Sci. 2024;25(23):13019. doi:10.3390/ijms252313019.
  25. Schopow N, et al. Examination of ex vivo viability of human adipose tissue slice culture. PLoS One. 2020;15(5). doi:10.1371/journal.pone.0233152.
  26. Braune J, et al. Hedgehog signalling in myeloid cells impacts on body weight, adipose tissue inflammation and glucose metabolism. Diabetologia. 2017;60(5):889-899. doi:10.1007/s00125-017-4223-5.
  27. Van Rooijen N, Van Nieuwmegen R. Elimination of phagocytic cells in the spleen after intravenous injection of liposome-encapsulated dichloromethylene diphosphonate: an enzyme-histochemical study. Cell Tissue Res. 1984;238(2):355-358. doi:10.1007/BF00217308.
  28. Sasmono RT, et al. A macrophage colony-stimulating factor receptor-green fluorescent protein transgene is expressed throughout the mononuclear phagocyte system of the mouse. Blood. 2003;101(3):1155-1163. doi:10.1182/blood-2002-02-0569.
  29. Blüher M. Adipose tissue dysfunction in obesity. Exp Clin Endocrinol Diabetes. 2009;117(6):241-250. doi:10.1055/s-0029-1192044.
  30. Hotamisligil GS, Shargill NS, Spiegelman BM. Adipose expression of tumor necrosis factor-alpha: direct role in obesity-linked insulin resistance. Science. 1993;259(5091):87-91. doi:10.1126/science.7678183.
  31. Cohen M, et al. Adipose tissue explant culture using PDMS flow chambers: an alternative to static explant culture. Adipocyte. 2025;14(1):2578286. doi:10.1080/21623945.2025.2578286.
  32. Du ZY, et al. Depot-dependent effects of adipose tissue explants on co-cultured hepatocytes. PLoS One. 2011;6(6). doi:10.1371/journal.pone.0020917.
  33. Murano I, et al. Dead adipocytes, detected as crown-like structures, are prevalent in visceral fat depots of genetically obese mice. J Lipid Res. 2008;49(7):1562-1568. doi:10.1194/jlr.M800019-JLR200.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İmmünoloji ve EnfeksiyonSayı 233Sayı 233Boş DeğerSayıobeziteMakrofajlarAdipositlerEx Vivo TekniklerOrgan kültürü TeknikleriHücre etkileşimiakış sitometrisisitokinlerRNA dizilemesinyal iletimi
Yüksek Yağlı Diyet Benzeri Yağ Dokusu İltihaplanması için Deneyimli Fare Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.