Bu protokolün amacı, Asobara japonica ve Drosophila melanogaster'de parazitoid–konak etkileşimlerinin fonksiyonel analizini kolaylaştırmaktır. optimize edilmiş yetiştirme yöntemleri, tek yumurtlama enfeksiyonu testi ve RNAi aracılı gen etkisi aralı.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Endoparazitoid eşek arısı Asobara japonica ve konak Drosophila melanogaster'in Verimli Yetiştirilmesi ve Fonksiyonel Analizi Protokolleri
Bu makalede
Özet
Özet
Parazitizm, bir organizmanın diğerinin (konakçı) vücudunu veya kaynaklarını sömürdüğü biyolojik bir etkileşimdir ve bu da konakta ciddi hasar veya ölüme yol açar. Parazit hayvanlar arasında, parazitoid eşek arıları en tür açısından zengin soylardan biridir ve tüm böcek türlerinin neredeyse %20'sini oluşturur. Özellikle, endoparazitoid eşek arıları doğrudan konak vücutlarına yumurtlama yapar ve konak gelişimini, bağışıklığını ve fizyolojisini manipüle etmek için çeşitli zehir faktörleri kullanır. Eşek arısı saldırısına yanıt olarak, konakçılar parazitoid yumurtaları doğuştan gelen bağışıklık mekanizmalarıyla yok etmeye çalışır. Ancak, bireysel zehir bileşenlerinin konak biyolojisini modüle etme ve başarılı parazitizmi teşvik etme moleküler ve hücresel mekanizmaları hâlâ yeterince anlaşılmamaktadır. Burada, endoparazitoid eşek arısı Asobara japonica ve konakçısı Drosophila melanogaster'in yetiştirilmesi için standart bir laboratuvar protokolünü tanımlıyoruz. A. japonica'nın hem partenogenetik hem de cinsel suşları mevcuttur ve partenogenetik suş yüksek bir parazitizm başarı oranı sergiler; bu da genom analizi ve parazitizm testleri için laboratuvar stoklarının istikrarlı şekilde korunmasını sağlar. Zehir genlerinin fonksiyonel analizi için tek yumurtlama enfeksiyonu testi ve çift zincirli RNA tabanlı gen yok etme yöntemi optimize edildi. Bu protokoller birlikte, parazitoid-konak etkileşimlerinin altında yatan moleküler mekanizmaların incelenmesi için pratik bir deneysel çerçeve sağlar ve gelişimsel biyolojiy, immünoloji ve fizyoloji alanlarında gelecekteki araştırmaları kolaylaştıracaktır.
Giriş
Parazitizm, bir organizmanın diğerinin besin kaynaklarını kullandığı ve taksonlar arasında yaygın olduğu bir yaşam tarzıdır. Bilinen tüm organizmaların yarısına kadar yaşam döngülerinde parazitizm sergilediğitahmin edilmektedir 1. Parazitler arasında, parazitoid eşek arıları özellikle çeşitli bir gruptur ve tüm böceklerin yaklaşık %20'sinioluşturur 2. Böcekler, örümcekler ve akarlar gibi çok çeşitli artropod konakçılarını kullanır ve yaşam öyküleri ile parazitik stratejilerde olağanüstü çeşitliliksergilerler 3. Bu özellikler, parazitoid eşek arılarını evrimsel ve ekolojik olarak en başarılı böcek gruplarından biri yapar.
Parazitoidler ile konakçıları arasındaki etkileşimler, evrimsel "silahlanma yarışları" model sistemleri olarak kapsamlı şekilde incelenmiştir. Özellikle endoparazitoid eşek arıları, zehirler, simbiyotik virüsler ve teratositler dahil olmak üzere çeşitli faktörler yelpazesikullanır 4,5. Bu faktörler, konak fizyolojisini ve gelişimini manipüle eder ve böylece konak içinde başarılı gelişimi sağlar. Bu ilerlemelere rağmen, parazitizmin altında yatan moleküler mekanizmalar çoğu parazitoid türde yeterince anlaşılmamaktadır. Büyük bir sınırlama, küçük vücut boyutlarıdır ve bu da zehir bileşenlerinin biyokimyasal tanımlanmasını engellemiştir. Ayrıca, parazitoidleri ve konaklarını laboratuvar koşullarında senkronize gelişim aşamalarıyla korumak teknik olarak zordur.
Yeni nesil dizileme ve diğer omik teknolojilerindeki son gelişmeler, çok küçük parazitoid türlerde bile genom çapında analizler yapılmasını mümkün kılmaktadır. Bu yaklaşımlar, daha önce erişilemeyen moleküler mekanizmaların araştırılması için yeni yollar açmış ve parazitoid-konak etkileşimlerinin eşi benzeri görülmemiş bir çözünürlükle incelenmesini sağlamıştır. Bu bağlamda, laboratuvarımız Japonya'da ilk olarak tanımlanan Asobara japonica Belokobylskij (Hymenoptera: Braconidae) üzerine odaklanmaktadır 6,7,8. A. japonica, dişilerin çiftleşmeden yavrular ürettiği thelytokous partenogenetik bir suş içerir. Bu özellik, tüm genom dizileme için önemli miktarda genetik olarak uniform genomik DNAtoplamamıza olanak tanır 9. Ayrıca, bu tür, iyi kurulmuş yetiştirme koşulları ve kesin tanımlanmış gelişim evreleri sayesinde büyük deneysel avantajlar sunan, tekrarlanabilir enfeksiyon testleri ve parazitoid gelişiminin doğru kontrolünü sağlayan model organizma D. melanogaster dahil olmak üzere geniş bir Drosophila türlerini parazite etmektedir.
A. japonica parazitizmi sırasında, dişi eşek arısı zehri tek bir yumurta ile birlikte sinek larvasına enjekte eder; larvanın içinde bir eşek arısı larvası da konakçısının yanında büyür. Özellikle, A. japonica, konak D. melanogaster üzerinde yüksek bir parazitizm başarı oranı sergiler; bu da bu parazitoid-konak çiftini güçlü bir deneysel model yapar. Burada, A. japonica'da stabil yetiştirme protokollerini, tek yumurtlama enfeksiyon testi ve çift zincirli RNA (dsRNA) tabanlı gen knockdown yöntemini açıklıyoruz. Bu protokoller, parazitoid-konak etkileşimlerinin altında yatan moleküler mekanizmaları incelemek için güvenilir bir çerçeve sağlar.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Protokol
D. melanogaster ve A. japonica için senkronize yetiştirme yönteminin şematik bir özeti Şekil 1'de sunulmaktadır.
1. Konak meyve sineği Drosophila melanogaster'ın laboratuvarda yetiştirilmesi
- Tüm deneysel hayvanları 12:12 saat ışık/karanlık döngüde 25 °C ve %50-60 göreli nemde tutun. A. japonica için konak olarak vahşi tip Oregon-R (OR) sürünü kullanın (Şekil 2A).
- Yetişkin sinekleri, standart mısır unu-maya-agar ortamı (%0,55 agar, Tablo 1) içeren yeni bir gıda şişesine aktarın. Şişe, transfer tarihi ve sürün adı "OR" ile etiketleyin.
- Bu yetişkin sinekleri transferden bir gün sonra temizleyin, böylece mamalarda aşırı sayıda yumurta oluşmasını önleyin. Yavru larvaların yiyeceğin yüzeyinde beslendiğinden emin olun.
NOT: Bir rehber olarak, her gıda şişesi (φ30×100 mm) yaklaşık 200-250 yumurta bulundurun. Daha yüksek yumurta yoğunluğu, parazitizm başarısını azaltabilir ve konak ile eşek arı gelişimindeki çeşitliliği artırabilir. - Step 1.2'den dört gün sonra, bir kaşığı sinek larvasını (yumurta bıraktıktan 4 gün sonra, dAEL) yeni bir gıda şişesine aktarın. Bu larvaları bir sonraki nesil için parazitoidlere maruz bırakmasın. Bu prosedür ayrıca bir şişedeki konak larva yoğunluğunu kontrol etmeye yardımcı olur.
2. Endoparazitoid eşek arısı Asobara japonica'nın laboratuvarda yetiştirilmesi
- Partenogenetik Tokyo (TK) ve cinsel bir Iriomote-jima (IR) suşunu kullanın (Şekil 2B). İlki dişilerden oluşurken, ikincisi dişiler ve erkeklerden oluşur. Erkekler dişilerden iki-dört gün erken ayrılır. Bu nedenle, nakildən önce dişi varlığını yumurta üreticileriyle doğrulayın.
- 10-20 yetişkin eşek arısını stok şişeden doğrudan sinek larvaları içeren şişeye 4 dAEL ile aktarın. Şişeye transfer tarihi ve suş adı "TK" veya "IR" yazılı olarak etiketleyin. Eşek arılarını Step 1.1'deki koşullarda tutun.
- Yetişkin eşek arılarının sinek larvalarında yumurtlama yapmasına izin verin. Bu eşek arılarını bir ila iki gün sonra temizleyin, böylece süperparazitizmi önleyin; çünkü bu konak ölümüne yol açabilir. Parazitizmden kaçan kapalı yetişkin sinekler 2.2. adımdan 10 veya daha fazla gün sonra alın.
- Step 2.2'den iki hafta sonra, yetişkin eşek arıları konak sinek pupa kılıfından ayrılmaya başlar. Bu yeni kapatılmış yetişkin eşek arılarını %25 glikoz ve 50 mM C vitamini çözeltisi içeren filtre kağıdına sahip yeni bir gıda şişesine aktarın. Filtre kağıdı parçaları 130 °C'de 2 saat sterilize edilmelidir. Çözeltiyi filtre kağıdına sunmak, yumurtlama davranışlarını teşvik eder ve yetişkin eşek arılarının ömrünü uzatır. Yumurtalığı artırmak için C vitamini kullanma yaklaşımımız, Drosophila çalışmaları 11'deki gözlemlerden ilham aldı.
3. Tek Ovipozisyon Enfeksiyonu Testi
- Enfeksiyon deneyi için kullanılan sinek larvalarının gelişim aşamasını senkronize edin.
- Yetişkin sinekleri, taze maya macunu ile serilmiş bir üzüm suyu agar tabağı (%3 agar) içeren 50 mL'lik bir tüpe yerleştirin ve 24 saat boyunca yumurta bırakmalarına izin verin.
- Yeni çıkmış birinci dönem larvaları üzüm suyu agar tabağında toplayın ve bunları 2-3 g sinek maması macunu (uygun miktarda suyla karıştırılmış sinek maması) içeren küçük bir şişeye (12 mL) aktarın. 20-30 larva şişeye yerleştirilir. Sinek larvalarının 25 °C'de büyümesine izin verilir.
- Uygun zamanda, yaklaşık 1,5-2,0 cm çapında bir alanı kaplayan ince, eşit yayılmış sinek maması tabakası içeren 4 cm uzunluğunda bir Petri kabı hazırlayın (bundan sonra enfeksiyon analiz alanı olarak adlandırılacaktır). Enfeksiyon test alanına ek olarak, uygun miktarda sinek maması macunu içeren yeni küçük bir şişe (12 mL) hazırlayın. Bu şişe, enfeksiyon testinden sonra konak larvaların yetiştirilmesi için kullanılır.
- Aşamalı larvaları toplayıp deiyonize su içeren bir kaba aktarın (direnç = 15 MΩ·cm, 25 °C). Larvaları tabaktaki hafif bir çaltıyla durulayarak vücutlarındaki kalıntı yiyecekleri çıkarın.
- Durulama işleminden sonra, fazla su enfeksiyon analiz alanında eşek arısının yumurtlama davranışını engelleyeceği için, tüy içermeyen kağıt mendillerle larvalardan fazla nemi nazikçe uzaklaştırın. Sonra larvaları arenaya transfer edin. Bu adım, enfeksiyon deneyi sırasında larva aktivitesini artırır.
- Yetişkin eşek arılarınıCO2 gazı ile 5 L·min-1 akış hızı ve 0.2 MPa basınçla anestezi edin. Sonra, enfeksiyon testi alanına yaklaşık üç dişi eşek arısı nazikçe yerleştirin. Kabın kapağını kapatın ve sinek yiyecek macununda geri kazanmalarını bırakın.
- Bu eşek arılarının yumurtlama davranışını stereomikroskop altında (zoom ayarı: 10× ila 15×) gözlemleyin.
NOT: Bir eşek arısı hareket eden bir sinek larva gövdesine dokunduğunda, yumurtlama cihazını hızla sinek gövdesine yerleştirir ve zehir bileşenleri enjekte eder. Sinek larvası vücudunu kıvranıp savrulsa da, hemen felç olur. Daha sonra, eşek arısı karnını titreştirir ve bir yumurtayı konak larva gövdesine bırakır, ardından yumurta çıkarılır. Bu yumurtlama davranışına enfeksiyon denir. - Enfeksiyondan sonra kapağı açın ve enfekte sinek larvasını Step 3.2'de hazırlanan sinek maması macunu içeren yeni küçük şişeye aktarın. Enfeksiyon zamanlamasını standartlaştırmak için enfeksiyon deneyini 15 dakika içinde gerçekleştirin.
- Küçük şişe, tarih, örnek adı, enfeksiyon zamanı ve kişi sayısı gibi deneysel bilgilerle etiketleyin. Bu şişeler tıkanıp nemli bir kaba konur ve 25 °C'de tutulur.
4. DsRNA enjeksiyonu ile RNA girişimi (RNAi) eşek arılarının üretimi
- 400 bp veya daha uzun dsRNA'ları in vitro transkripsiyon tabanlı dsRNA sentezi sistemi kullanarak dsRNA aracılı gen knockdown (RNA girişimi, RNAi) için sentezleyin. dsRNA örnekleri kullanıma kadar -20 ila -80 °C arasında tutulmalıdır. Ayrıntılı protokoller daha önceaçıklandığı gibi 9.
- Eşek arısı bedenlerini yerleştirmek için %2 agar içeren 5,5 cm uzunluğunda bir petri kabı hazırlayın. Her kabın üçte ikisini agar ile doldurarak enjeksiyon için kalın bir agar tabakası oluşturulur.
- Plastik bir kabın kapağına su ile nemlendirilmiş, tüy içermeyen kağıt mendil yerleştirin.
- Enfeksiyondan 7 gün sonra (dpi) konak sinek pupalarını şişeden topla ve Step 4.3'te hazırlanan tüy içermeyen kağıt mendillere yerleştir. Şişe duvarına bir damla su eklemek, konak sinek pupa kasalarını şişeden ayırmaya yardımcı olur.
- Stereomikroskop altında (zoom ayarı: 20×), ana sinek pupa kılıfını çıkarın ve penss ile bir eşek arısı bedenini ortaya çıkarın. 7 dpi ile çoğu eşek arısı pupa evresinde olur; bu evrede baş, göğüs ve karın kısımları ayırt edilir. Eşek arısı bedeni hareketsizdir.
- Alınan eşek arısı bedenlerini Adım 4.2'de hazırlanmış agar plakasına yerleştirin, vücut eksenlerini aynı yönde hizalasın. 20-30 eşek arısı gövdesini sırt tarafı yukarıda bir ila iki sıra halinde düzenleyin. Eşek arılarının kaymasını önlemek için agar plakasındaki fazla nemi tüy içermeyen kağıt mendil kullanarak temizleyin.
- Üreticinin talimatlarına uygun olarak, enjeksiyon cihazını ve stereomikroskobu kurun (Şekil 3A). Enjeksiyon hacmi ve enjeksiyon hızının hassas kontrolünü sağlayan cam kapiler iğneyle donatılmış mikroenjeksiyon sistemi kullanın. Eşek arısı başlarının enjeksiyon iğnesinin ucuna doğru konumlandırıldığı agar plakasını yerleştirin. Enjeksiyon hacmi 50 nL·wasp-1 ve enjeksiyon hızı enjektörde 50 nL·sek 1'dir .
- Cam kapiler iğneleri iğne çekicisi kullanarak hazırlayın. Cam kapiller şekli ısıtıcı sıcaklığıyla ayarlanabilir.
- Cam kahiller iğneyi iğne öğütücüye 30-35° açıyla yerleştirin. İğneyi uç uzunluğu 0,04 mm'ye kadar öğütün (okulluk nişangahında dört bölme, Şekil 3B).
- Enjeksiyondan hemen önce, dsRNA'yı çöz. dsRNA konsantrasyonu 0.25-1 μg·μL-1'dir. Görselleştirme için, dsRNA çözeltisi mavi bir boya (Erioglaucine disodyum tuzu, %2 ağırlık·hacim-1) ile boyanmıştır. Mikroloader pipet ucu kullanarak, cam kapilleri mavi boyalı dsRNA çözeltisiyle doldurun. 4 μL 30 eşek arısı bedeni enjekte etmek için yeterlidir. Çözeltinin içinde hava kabarcıkları olmadığından emin olun.
NOT: dsRNA çözeltisini doldurduktan sonra, iğnenin yanına tırnağınızla nazikçe vurarak hapsolmuş hava kabarcıklarını çıkarın. Kalıntı hava kabarcıkları, çözeltinin akışını engelleyebilir ve başarılı enjeksiyonu engelleyebilir. - 1 mL şırınga ve iğne kullanarak, cam kapillerin boş kısmını mineral yağla doldurun, böylece kapiller içinde hava kabarcıkları kalmadığından emin olun.
- DsRNA çözeltisi ve mineral yağı içeren cam kapiler iğneyi iğne tutucuya takın ve ardından enjeksiyon cihazına monte edin.
- Agar plakası ve cam kahiller iğnesinin enjektör üzerindeki konumunu ayarlayın; böylece cam iğne eşek arısı gövdelerine göre 30-45° açı içinde konumlandırılır (Şekil 3A).
- Cam kapiller iğneyi eşek arısı gövdesinin dorsal tarafına yerleştirin, hafifçe yan tarafı dorsal orta hatta olsun. Vücut içinde dsRNA çözeltisini mikroenjekte edin. Enjekte edilen dsRNA çözeltisi mavi boya ile görülebilir (Şekil 3C).
- Enjeksiyondan sonra, agar plakalarını nemli bir kaba (%70-80 göreli nem) yerleştirin ve yetişkin eşek arıları yaklaşana kadar bir hafta boyunca 25 °C inkübatörde tutun. Yaralı eşek arısı bedenleri, bakteriyel kontaminasyonu önlemek için agar plakasından çıkarılmalıdır.
DURAKLAMA NOKTASI: Adım 4.6'da, eşek arısı pupaları enjeksiyondan önce birkaç saat boyunca agar plakasında tutulabilir. İğneler önceden hazırlanabilir (Adım 4.8 ve 4.9); ancak zamanla tıkanmaya yatkındırlar. Taze hazırlanmış iğneler genellikle daha güvenilir enjeksiyon performansı sağlar.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Sonuçlar
Asobara japonica'nın aseksüel ve cinsel türleri
A. japonica, Japonya genelinde yaygın olarak yayılmıştır. Ana adalarda thelytokous partenogenetik suşlar baskınken, arhenotokous cinsiyetli suşlar subtropikal adalarda, Amami-Oshima ve Iriomote-jimaadaları 8,12 dahil olmak üzere bulunur. Cinsel suşlarda, erkekler dişilerden birkaç gün erken çıkar, bu yüzden yetişkin transfer zamanlaması bu suşl...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Bu çalışmada, moleküler düzeyde parazitoid-konak etkileşimlerini araştırmak için çok yönlü bir deneysel platform oluşturduk. Yetiştirme koşullarını optimize ederek, tek yumurtlama enfeksiyonu testi ve RNAi protokolüyle, parazitoid kaynaklı faktörlerin fonksiyonel çalışmaları için sağlam bir sistem sağlıyoruz. Bu platform, parazitoid eşek arılarının konak gelişimini nasıl manipüle ettiğini ortaya çıkarmaya yönelik gelecekteki çalışmaları kolaylaştıracak ve biyolojik haşere kontrol stratej...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Açıklanacak bir çıkar çatışmamız yok.
Teşekkürler
Yazarlar, teknik yardımları için Kanata Tachibana, Shion Kudo, Toshiya Makino, Shunta Yorimoto, Shuji Shigenobu, Akiko Kawamura, Ari Fujinoki ve Masako Iida'ya teşekkür etmek ister. Ayrıca laboratuvarımızdaki diğer tüm üyelere teşekkür ederiz.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| 50 mL tube | Greiner Bio-One | 210261 | Infection assay |
| 1 mL syringe | TERUMO | SS-01T | dsRNA injection |
| Agar | Daisin, Ltd. | P-700 | Rearing |
| Asnol Petri Dish φ40×13.5mm | As One Corporation | 1-8549-01 | Infection assay |
| Asnol Petri Dish φ55×17mm | As One Corporation | 1-8549-02 | dsRNA injection |
| Blue dye (Erioglaucine disodium salt) | Sigma-Aldrich Co. Llc. | 861146-25G | dsRNA injection |
| Butyl p-Hydroxybenzoate | Nacalai Tesque, Inc. | 06327-15 | Rearing |
| CO2 pressure regulator | YAMATOSANGYO | YR-507F-2 | Infection assay |
| Confocal laser scanning microscope | Zeiss | LSM700 | Image analysis |
| Corn meal | Sunny Maize Co., Ltd. | No.4M | Rearing |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific Inc. | PI62247 | Nuclei staining, 1:10000 |
| Deionized water | Millipore Inc. | ZLXEV030WW | Infection assay |
| Dual-Stage Glass Micropipette Puller | Narishige | PC-10 | dsRNA injection |
| Fiji | NA | https://fiji.sc | Image analysis |
| Filter paper | Advantec | ITEM 526 | Rearing |
| Fly food vial | Chiyoda Science Co., Ltd. | KFB-3M | Rearing |
| Fly food vial plug | Chiyoda Science Co., Ltd. | AS-275 | Rearing |
| Forceps | Dumont Biologie | 11252-20 | Dissection |
| Freezer, -20 °C | Nihon Freezer | GS-3120HC | Sample storage |
| Freezer, -80 °C | Nihon Freezer | CLN-52UD2 | Sample storage |
| Glass slides | Matsunami Glass Ind., Ltd | S7213 | Infection assay |
| Glucose | Showa Sangyo Co., Ltd. | Not availavle | Rearing |
| KOD Plus Neo | Toyobo | KOD-401 | dsRNA synthesis |
| Incubator | Panasonic | MIR-254-PJ | Rearing |
| Ligation high Ver.2 | Toyobo | LGK-201 | dsRNA synthesis |
| Micropipette Grinder | Narishige | EG-401 | dsRNA injection |
| Mineral oil | Nacalai Tesque, Inc. | 23306-84 | dsRNA injection |
| Nanoject III | Drummond Scientific Company | 3-000-207 | dsRNA injection |
| Nanoject Glass Capillaries | Drummond Scientific Company | 3-000-203-G/X | dsRNA injection |
| pBluescript KS (+) plasmid | Not availavle | Not availavle | dsRNA synthesis |
| pBluescript SK (-) plasmid | Not availavle | Not availavle | dsRNA synthesis |
| PrimeScript reverse Transcriptase | Takara | 2680A | dsRNA synthesis |
| Propionic acid | Nacalai Tesque, Inc. | 29018-55 | Rearing |
| PROWIPE | Daio Paper Corporation | 2-2624-02 | Infection assay, dsRNA injection. |
| ReverTra Ace qPCR RT Master Mix with gDNA Remover | Toyobo | FSQ-301 | qRT-PCR |
| RNAiso Plus reagent | Takara | 9108 | qRT-PCR |
| Small vial (Test tube 12 mL) | Sarstedt | REF 58.487 | Infection assay |
| Small vial plug | Chiyoda Science Co., ltd. | QD-S4 | Infection assay |
| Spatula | As One Corporation | 6-522-02 | Rearing |
| Square petri dish | Eiken Chemical Co., Ltd. | 64-2192-55, AW2000 | dsRNA injection |
| Stereomicroscope | Leica Microsystems | lvesta3 (C-Mount) | Infection assay |
| Stereomicroscope | Nikon Solutions Co., Ltd. | SMZ1000 | dsRNA injection |
| T7 RiboMAX Express RNAi System | Promega | P1700 | dsRNA synthesis |
| Thermal Cycler Dice Real Time System | Takara | TP815 | qRT-PCR |
| Thermal Cycler GeneAtlas | Astel | G02 | dsRNA synthesis, qRT-PCR |
| THUNDERBIRD SYBR qPCR Mix | Toyobo | QPS-201 | qRT-PCR |
| TissueLyser II | Qiagen | Not availavle | qRT-PCR |
| Vitamin C, L-Ascorbic Acid | Nacalai Tesque, Inc. | 03420-65 | Rearing |
| Welch's grape 100 juice | Asahi Soft drinks Co., Ltd. | 32390 | Infection assay |
| Yeast | Asahi Group Foods, Ltd. | HB-P02 | Rearing |
Kaynaklar
- Hasik AZ, et al. Parasitism as a driver of host diversification. Nat Rev Biodivers. 2025;1(6):401-410.
- Pennacchio F, Strand MR. Evolution of developmental strategies in parasitic Hymenoptera. Annu Rev Entomol. 2006;51:233-258.
- Quicke DL. Parasitic Wasps. 1997:221-255.
- Moreau S, Asgari S. Venom proteins from parasitoid wasps and their biological functions. Toxins. 2015;7(7):2385-2412.
- Huang J, Chen XX, Zhan S. Molecular mechanisms underlying parasitoid-derived host manipulation strategies. Annu Rev Entomol. 2026;71:51-68.
- Belokobylskij SA. Key to the Insects of Russian Far East. Tribe Alysiini. In: Ler PA, ed. 1998;4(3):163-298.
- Ideo S, Watada M, Mitsui H, Kimura MT. Host range of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae), a larval parasitoid of drosophilid flies. Entomol Sci. 2008;11(1):1-6.
- Mitsui H, Van Achterberg K, Nordlander G, Kimura MT. Geographical distributions and host associations of larval parasitoids of frugivorous Drosophilidae in Japan. J Nat Hist. 2010;41(25-28):1731-1738.
- Kamiyama T, et al. Whole-genome sequencing analysis and protocol for RNA interference of the endoparasitoid wasp Asobara japonica. DNA Res. 2022;29(4):1-14.
- Kamiyama T, et al. Parasitoid wasp venoms degrade Drosophila imaginal discs for successful parasitism. Sci Adv. 2025;11(5).
- Shrestha B, Aryal B, Lee Y. The taste of vitamin C in Drosophila. EMBO Rep. 2023;24(6).
- Murata Y, Ideo S, Watada M, Mitsui H, Kimura MT. Genetic and physiological variation among sexual and parthenogenetic populations of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae), a larval parasitoid of drosophilid flies. Eur J Entomol. 2009;106(2):171-178.
- Werren JH, Baldo L, Clark ME. Wolbachia: master manipulators of invertebrate biology. Nat Rev Microbiol. 2008;6(10):741-751.
- Furihata S, Hirata M, Matsumoto H, Hayakawa Y. Bacteria endosymbiont, Wolbachia, promotes parasitism of parasitoid wasp Asobara japonica. PLoS One. 2015;10(10).
- Yamashita S, Takahashi KH. Artificial transfer of a thelytoky-inducing Wolbachia endosymbiont between strains of the endoparasitoid wasp Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae). Appl Entomol Zool. 2018;53(3):403-409.
- Wang X, Biondi A, Daane KM. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). J Econ Entomol. 2020;113(1):73-80.
- Niwa R, Niwa YS. Molecular mechanisms of ecdysteroid biosynthesis. Compr Mol Insect Sci. 2026:106-137.
- Zhang J, et al. A set of novel venom proteins enables parasitoid wasps to exploit older hosts and coexist with competitors. Adv Sci. 2026;13(4).
- Schott S, et al. A fluorescent toolkit for spatiotemporal tracking of apoptotic cells in living Drosophila tissues. Development. 2017;144(20):3840-3846.
- Kacsoh BZ, Bozler J, Ramaswami M, Bosco G. Social communication of predator-induced changes in Drosophila behavior and germ line physiology. eLife. 2015;4.
- Sadanandappa MK, Sathyanarayana SH, Kondo S, Bosco G. Neuropeptide F signaling regulates parasitoid-specific germline development and egg-laying in Drosophila. PLoS Genet. 2021;17(3).
- Amano S, Akada T, Takahashi KH. In vivo and in vitro developmental profiling of Asobara japonica, a larval endoparasitoid of drosophilid flies. Entomol Exp Appl. 2019;167(5).12790.
- Shirai Y, Piulachs MD, Belles X, Daimon T. DIPA-CRISPR is a simple and accessible method for insect gene editing. Cell Rep Methods. 2022;2(5):100215.
- Zhang X, Singh A, Soriano Martinez K, Ferree PM. Direct parental (DIPA) CRISPR in the jewel wasp, Nasonia vitripennis. G3 (Bethesda). 2024;14(7).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
