Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Sıçanlarda Servikal Spondiloz için Akupotomi: Model Oluşturma ve Müdahale için Görselleştirilmiş Bir Protokol

82 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/72132

⸱

3 Eylül 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Dermatology, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua Medicine, Tsinghua University, 3Acupuncture and Moxibustion Clinic, Hubei Provincial Hospital of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu çalışma, sıçanlarda servikal spondiloz modelleme yöntemini ve bir akupotomi müdahale stratejisini ayrıntılı olarak tanımlayarak ilgili araştırmalar için görselleştirilmiş bir uygulama protokolü sunmaktadır.

Özet

Servikal spondiloz (CS), kronik dejeneratif bir hastalıktır. Servikal omurgadaki intervertebral disklerde meydana gelen dejeneratif değişiklikler ve beraberindeki patolojik alterasyonlar, çevredeki dokuları ve yapıları etkileyerek boyun ağrısı, sertlik, kısıtlı hareketlilik ve bazen üst ekstremitelerde uyuşukluk ile yayılan semptomlar gibi klinik belirtilere yol açar. Bunlar arasında sinir kökü basısı en yaygın olanıdır. Bu nedenle, bu çalışmada servikal sinir kökü basısı ile indüklenen bir CS sıçan modeli oluşturulmuştur. Akupotomi tedavisi, yerel yumuşak doku yapışıklıklarını çözerek ve sinir basısını hafifleterek klinik CS tedavisinde potansiyel göstermiştir. Ancak, günümüzde hayvan deneylerinde görselleştirilmiş prosedür protokollerinin eksikliği bulunmaktadır. Bu çalışma, güvenilir bir CS sıçan modeli oluşturma yönteminin ve ilgili akupotomi müdahale protokolünün ayrıntılı bir açıklamasını sunmaktadır. Bu prosedürde; model indüksiyon süreci, akupotomi manipülasyon basamakları, terapötik lokalizasyon, sıçan sabitleme teknikleri ve kritik önlemler detaylandırılmaktadır. Ek olarak, bu çalışmada CS modelinin başarıyla oluşturulduğunu doğrulamak için elektromiyografi (EMG) kullanılmış; müdahale ise mekanik geri çekilme eşikleri, yürüyüş analizi ve sinir kökü histopatolojisi aracılığıyla değerlendirilmiştir. Bu araştırma, yalnızca CS sıçan modelinin oluşturulması ve akupotomi müdahalesi için bir referans sağlamakla kalmayıp, aynı zamanda etki mekanizmalarını araştıran gelecekteki çalışmalar için sistematik ve uygulanabilir bir deneysel çerçeve sunmaktadır.

Giriş

Servikal spondiloz (CS), yaygın görülen dejeneratif bir spinal hastalıktır. Temel patolojik süreci, intervertebral disklerin dejenerasyonundan kaynaklanır ve bu durum; intervertebral alan darlığı, osteofit oluşumu ve ligament hipertrofisi dahil olmak üzere bir dizi sekonder patolojik değişikliği tetikler1,2. Bu patolojik değişimler, boyun ve omuzlarda sızı ve ağrı ile üst ekstremitelerde yayılan uyuşma gibi çeşitli klinik semptomlara yol açar. Şiddetli vakalarda, motor disfonksiyon ve hatta tetrapleji dahil olmak üzere nörolojik bozulmalar meydana gelebilir2,3. Özellikle, servikal spondiloz insidansı son yıllarda kademeli olarak artmış ve başlangıç yaşı giderek gençleşerek önemli bir sosyoekonomik yük oluşturmuştur4. Servikal intervertebral disklerin dejenerasyonu ve osteofitik proliferasyon, komşu kemik ve yumuşak doku yapılarını etkileyerek servikal spinal kanal veya intervertebral foramenlerin daralmasına ve buna bağlı olarak servikal sinir kökleri, omurilik ve vertebral arterler dahil olmak üzere yakın yapıların sıkışmasına neden olabilir1,2,3,4. Bunlar arasında, servikal sinir köklerinin sıkışması en sık görülen durumdur ve tüm CS vakalarının yaklaşık %60–70'ini oluşturur5,6,7. Klinik uygulamada fizik tedavi, farmakolojik müdahale ve cerrahi dahil olmak üzere birden fazla terapötik yaklaşım mevcut olsa da; cerrahi prosedürlerin yüksek maliyeti, ciddi travması ve belirsiz postoperatif sonuçları nedeniyle cerrahi dışı tedaviler çoğu hasta için tercih edilen seçenek haline gelmiştir4. Güncel tıbbi uygulamalarda, nonsteroid antiinflamatuar ilaçlar ve nörotropik ajanlar yaygın olarak kullanılmaktadır. Bu ilaçlar ağrıyı hafifletebilse ve hastalığın ilerlemesini belirli bir ölçüde geciktirebilse de, sindirim sistemi hasarı ve renal hasar gibi yan etkiler eşlik etmektedir8,9.

Akupotomi tedavisi, geleneksel Çin akupunktur teorilerinin modern minimal invaziv cerrahi tekniklerle birleştirilmesiyle geliştirilmiş karakteristik bir terapötik modalitedir. Yumuşak doku yapışıklıklarını disseke edip serbest bırakarak, lokal inflamatuar faktörleri düzenleyerek ve bölgesel mikrosirkülasyonu iyileştirerek etkilerini gösterir10,11,12. Son yıllarda, servikal spondiloz için akupotominin klinik etkinliği yaygın olarak kabul görmüş; sinir basısını hafifletme, ağrıyı giderme ve servikal motor fonksiyonu iyileştirme konularında gelecek vaat eden bir potansiyel sergilemiştir13,14. Bununla birlikte, hayvan deneylerinde uygulandığında, akupotomi müdahaleleri hassas olmayan lokalizasyon ve manipülasyon derinliğini kontrol etme zorluğu gibi zorluklarla karşılaşmaktadır. Öte yandan, bu klinik gözlemleri sağlam kanıta dayalı sonuçlara dönüştürmek için stabil ve reprodüktif hayvan modellerinin oluşturulması temel bir ön koşuldur. İntravertebral naylon sütür yöntemi, intervertebral foramene naylon sütürler yerleştirerek doğrudan mekanik bası oluşturur ve böylece klinik sinir kökü basısının patofizyolojik sürecini hassas bir şekilde taklit eder15. Bu modelleme yaklaşımı, kısa modelleme döngüsü ve kontrol edilebilir bası segmentleri gibi avantajlar da sunmaktadır15. Ancak, cerrahi prosedürü büyük ölçüde kişisel deneyime dayanmaktadır ve günümüzde ayrıntılı, görselleştirilmiş operasyonel tanımlar eksiktir.

Bu çalışma, servikal spondiloz sıçan modelinin oluşturulmasını ve akupotomi müdahalesinin tüm prosedürlerini kapsayan eksiksiz, ayrıntılı ve görselleştirilmiş bir deneysel protokol sunmaktadır. Anestezi ajanları, mekanik geri çekilme eşiğinin ölçümünü etkileyebilir ve sonuç olarak deneysel sonuçlara müdahale edebileceğinden16,17,18,19, bu çalışmada özel bir sıçan sabitleme cihazı kullanılmıştır. Bu makale; sıçan modelinin indüksiyon süreci, adım adım akupotomi manipülasyonu, tedavi bölgelerinin hassas lokalizasyonu, sıçan sabitleme ve fikse etme yöntemleri ve diğer temel deneysel önlemler hakkında ayrıntılı bir açıklama sağlamaktadır. Mekanik geri çekilme eşiği ölçümü, elektrofizyolojik kayıtlar, yürüyüş analizi ve sinir kökü histopatolojik gözlemi dahil olmak üzere birden fazla değerlendirme boyutu benimsenmiştir. Bu çalışma, servikal spondiloz sıçan modelinde model indüksiyonu ve akupotomi müdahalesi için görselleştirilmiş bir protokol sunmayı, böylece mekanistik araştırmalar ve akupotomi tedavisinin CS tedavisindeki etkinliğinin değerlendirilmesi için metodolojik destek sağlamayı amaçlamaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneysel prosedürler Beijing MDKN Biotech Company Laboratuvar Hayvanları Etik Kurulu tarafından incelenmiş, onaylanmış ve sıkı bir şekilde denetlenmiştir (Onay No: MDKN-2025-096). Tüm protokoller, Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) tarafından yayınlanan Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'na tam uyum içerisinde yürütülmüştür. Bu çalışmada kullanılan reaktifler ve ekipmanlar Materyaller Tablosu'nda listelenmiştir.

1. Deney hayvanları ve gruplar

  1. Deneye dahil edilmek üzere 230.0 g ± 20 g ağırlığında yetişkin erkek Sprague–Dawley (SD) sıçanlar seçin.
  2. Hayvanları özel bir laboratuvar hayvanı tesisinde barındırın.
  3. Ortam sıcaklığını 24 °C ± 2 °C, bağıl nemi %50–60 seviyesinde tutun ve 12 saatlik ışık/karanlık döngüsü uygulayın. Çalışma boyunca standart yem ve suya ad libitum erişim sağlayın.
  4. 7 günlük bir aklimatizasyon süresinin ardından, 24 sıçanı rastgele dört gruba (her grupta n = 6) ayırın: normal kontrol (Control) grubu, şam operasyon (Sham) grubu, CS model (Model) grubu ve akupotomi grubu. Deneysel tasarımın zaman çizelgesi Şekil 1'de gösterilmiştir.

2. CS modelinin oluşturulması

NOT: Modelleme öncesinde tüm sıçanlara 12 saat boyunca yiyecek ve su vermeyin. Vücut ağırlığını ölçün ve kaydedin. Tüm cerrahi aletleri yüksek basınçlı buhar otoklavı ile sterilize edin (Şekil 2A).

  1. Ameliyattan 1 gün önce, naylon ipliği 0,5 mm çapında ve yaklaşık 1 cm uzunluğunda segmentler halinde keserek hazırlayın. Filamentleri 4 saat boyunca %75'lik etanol içinde bekletin, steril koşullar altında kurutun ve ardından doku yapışkanlığını artırmak için 8 saat boyunca %0,1'lik poli-L-lizin çözeltisine daldırın.
  2. Sıçağı bir indüksiyon haznesine yerleştirin. %4 izofluran ile anesteziyi indükleyin, ardından anesteziyi %1,5–2,0 izofluran ile sürdürün. aracılığıyla bir yüz maskesi. Hayvanı (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri takip ederek) prone pozisyonda sabitleyin.
  3. Cerrahi alanı tamamen açığa çıkarmak için dorsal servikal bölgeyi tıraş edin. Cerrahi alanı içeriden dışarıya doğru üç kez povidon iyot ile dezenfekte edin ve dezenfeksiyon işlemini %75'lik etanol ile tekrarlayın.
  4. Sıçanın sırtındaki en yüksek spinöz çıkıntıyı (T2) palpe ederek işaretleyin. T2 spinöz çıkıntısının tepesinden kranial yöne doğru uzanan, yaklaşık 3 cm uzunluğunda orta hat dorsal cilt insizyonu yapın. Subkutan dokuyu ve posterior servikal kasları künt diseksiyonla ayırın (Şekil 2B).
  5. C5'ten T1'e kadar olan sol vertebral arkı tamamen açığa çıkarın ve üzerindeki kas ve bağ dokularını iyice kazıyarak temizleyin (Şekil 2C).
  6. Mikro pens kullanarak C6–C7 ve C7–T1 intervertebral boşluklardaki ligamentum flavum ve bağ dokularını nazikçe disseke edin. Spinal kordu açığa çıkarmak için C7'nin sol vertebral arkını mosquito pens ile açın.
  7. Bir oftalmik sinir disektörü kullanarak omuriliği nazikçe sağ tarafa çekin. Sterilize edilmiş naylon ipliği, mikrocerrahi pens yardımıyla omuriliğin boylamsal ekseni boyunca C6–C7 ve C7–T1 sinir köklerinin altına yerleştirin; vertebral ven yaralanmasını önlemek için aşırı kompresyondan kaçının.
    NOT: Naylon ip yerleştirmeden, şam grubunda da omuriliği aynı anatomik bölgeden açığa çıkarın.
  8. Prosedür tamamlandığında, insizyonu katman katman kapatın ve sütüre edin.
  9. Sıçanları, ... sıcaklıkta tutulan termostatik kontrollü bir ısıtma pedine aktarın 37 °Cve tam bilinç geri kazanılana kadar yaşamsal bulguları izleyin.
  10. Postoperatif anti-enfeksiyon profilaksisi için arka ekstremiteye 50.000 ünite penisilin sodyum solüsyonu şeklinde intramüsküler enjeksiyon uygulayın. Hayvanları postoperatif iyileşme için kendi kafeslerine geri yerleştirin.

3. Sabitleme prosedürü

  1. Sıçanı siyah bir kısıtlama filesi kılıfına sabitleyin.
  2. Plastik bir çerçeveye iki adet naylon kablo bağı takın. Üst kablo bağını aksiller bölgeye, alt kablo bağını ise pelvik bölgenin etrafına sabitleyin (Şekil 3B).
    NOT: Uzun kenarlar boyunca 10 mm aralıklarla ve kısa kenarlar boyunca 3 mm aralıklarla 20 mm × 4 mm boyutunda yuvalarla delinmiş, merkezde ve dört köşede beş adet destek ayağı bulunan, 200 mm × 300 mm × 5 mm ölçülerinde plastik bir plaka kullanın (Şekil 3A).
  3. Model indüksiyonundan sonra, yeterli alışkanlık sağlandığından emin olmak için tüm gruplardaki her sıçan için yukarıdaki kısıtlama prosedürünü üç ardışık gün boyunca tekrarlayın. Her kısıtlama seansını günde en az 5 dk boyunca sürdürün.

4. Akupotomi tedavisi

  1. 4. noktada akupotomi müdahalesini başlatınth model oluşturulmasını takip eden gün.
  2. Tek kullanımlık steril akupotomi iğnelerini (çap: 0,40 mm; uzunluk: 40 mm) hazırlayın.
  3. Operasyon alanını tamamen açığa çıkarmak için servikal bölgedeki tüyleri temizleyin.
  4. Sertleşmiş nodülleri veya kordon benzeri yapıları belirlemek için servikal spinöz çıkıntıların her iki yanındaki yumuşak dokuları palpe edin. C6 veya C7 seviyesinde bir spinöz çıkıntı noktası belirleyin ve ardından bu spinöz çıkıntının her iki yanına yaklaşık 0,5 cm lateralde iki ek nokta saptayın.
  5. Bu üç bölgeyi akupotomi giriş noktaları olarak belirleyin ve işaretleyin (Şekil 3C).
  6. İşaretli insersiyon bölgelerini önce tıbbi povidon iyot, ardından %75'lik tıbbi etanol ile dezenfekte edin.
  7. Akupotomi iğnesinin keskin ucunu posterior orta hatta paralel olarak konumlandırın ve insersiyon sırasında iğne şaftını posterior servikal koronal düzleme dik tutun.
  8. Akupotomi sağ başparmak ve işaret parmağı arasında sabit tutulurken, sol başparmak ile giriş bölgesi üzerine hafifçe baskı uygulayın. Subkutan dokuyu dik yönde hızla geçin, ardından iğneyi kemik yüzeye ulaşana kadar yavaşça ilerletin.
  9. Lezyonlu bölge içinde, operatif alanı 1 mm ile sınırlayarak üç kez lokalize boylamsal kesi ve iki kez transvers yumuşak doku gevşetmesi uygulayın. Manipülasyon tamamlandığında iğneyi geri çekin (Şekil 3D).
  10. Hemostaz sağlamak için giriş bölgesine 3 dakika boyunca kuvvetli baskı uygulayın. Akupotomi müdahalesini, toplam üç seans olacak şekilde her 5 günde bir uygulayın.
    NOT: Akupotomi grubu hariç, diğer üç gruba herhangi bir terapötik müdahale uygulanmaz. Ancak, bu gruplardaki hayvanlar, akupotomi grubundakilerle aynı şekilde ve aynı süre boyunca immobilize edilir.

5. Mekanik geri çekilme eşiği (MWT) testi

NOT: Ölçümleri, fareler ve sıçanlar için plantar mekanik ağrı stimülatörü kullanarak, model oluşturma cerrahisinden önceki gün, cerrahi sonrası 3.ncü gün ve 14.ncü günde gerçekleştirin.

  1. Her bir sıçanı, 24 °C ± 2 °C sıcaklıkta tutulan sessiz bir ortamda, metal ağ tabanlı şeffaf bir test haznesine yerleştirin.
  2. Sıçanın hazne içinde en az 5 dk veya keşif ve temizlenme davranışları büyük ölçüde azalana kadar adapte olmasını bekleyin.
  3. von Frey filamentinin ucunu, sol ön patinin plantar yüzeyine, üçüncü ve dördüncü metakarpallar arasına dik olarak konumlandırın. Hızlı bir pati çekme, yalama veya sallama tepkisi oluşana kadar uyarımı metal ağ üzerinden aşağıdan uygulayın.
  4. Çekilme anında ekranda görünen değeri mekanik ağrı eşiği olarak kaydedin.
  5. Her sıçanın testinden sonra, sonraki davranışsal testleri etkileyebilecek kalıntı kokuları gidermek için haznenin metal ağ tabanını ve iç duvarlarını %75 tıbbi alkol ile iyice silin, ardından temiz gazlı bezle kurulayın. Bir sonraki sıçanı ancak düzenek tamamen kuruduktan sonra yerleştirin.
    ​NOT: Tüm sıçanları üç tur boyunca döngüsel bir sırayla art arda test edin. Aynı sıçandaki iki ardışık MWT ölçümü arasında en az 10 dk ara bırakın. Her sıçan için nihai MWT değeri olarak üç ölçümün ortalamasını kullanın.

6. Elektromiyografi (EMG) kaydı

NOT: Model oluşturulduktan sonraki 3. Günde, bir biyolojik sinyal toplama ve analiz sistemi kullanarak dinlenme durumu EMG'sini gerçekleştirin.

  1. Sıçağı izofluran inhalasyonu ile anesteziye alın (indüksiyon konsantrasyonu %3–4, idame konsantrasyonu %1.5–2.0). Hayvanı deneysel platform üzerinde pron pozisyonda sabitleyin ve sol ön ekstremiteyi tamamen açığa çıkarın.
  2. Kayıt elektrotlarının iletken kablolarını belirlenen veri toplama kanallarına bağlayın. Veri toplama yazılımını başlatın, EMG sinyal modunu seçin ve örnekleme frekansını 20 kHz, bant geçiren filtre aralığını ise 15 Hz–5 kHz olarak ayarlayın.
  3. Sol ön ekstremitenin kaslarını (flexor carpi radialis, flexor carpi ulnaris, biceps brachii ve triceps brachii), %75'lik tıbbi etanol ile ıslatılmış yağsız pamuk topları kullanarak dezenfekte edin.
  4. İğne kayıt elektrodunu, kas liflerinin yönüne dik olacak şekilde, kas karnına dik olarak yerleştirin. Referans elektrot olarak ikinci bir iğne elektrodu 3–5 mm uzağa yerleştirin ve toprak elektrodunu kuyruk tabanına yerleştirin.
  5. İğne yerleşiminden hemen sonra insersiyonel aktiviteyi gözlemleyin. İnsersiyon potansiyelleri kaybolduğunda ve kas tamamen gevşediğinde, her sıçan için 1 dk boyunca dinlenme EMG sinyalini kaydedin.
    NOT: Kayıt boyunca sessiz bir ortam sağlayın ve harici elektromanyetik etkileşimleri en aza indirin. Yaygın etkileşimler arasında, elektromiyogramlar üzerinde düzenli sinüs dalgaları şeklinde beliren alternatif akımdan kaynaklanan şebeke frekansı etkileşimi ve diğer laboratuvar ekipmanlarından gelen yüksek frekanslı gürültüler yer alır. Bu etkileşimler topraklama, filtre ayarları ve çevresel yönetim yoluyla azaltılabilir.
  6. Tüm iğne elektrotlarını dikkatlice geri çekin ve sıçanı, anesteziden kendiliğinden uyanmasına izin vererek kafesine geri koyun.
  7. Her sıçan için EMG kaydını tamamladıktan sonra, çapraz kontaminasyonu önlemek için iğne elektrotlarını %75'lik tıbbi etanol ve yağsız pamuk topları ile temizleyin ve steril gazlı bezle iyice kurulayın.

7. Sıçanlarda yürüyüş analizi

NOT: Yürüyüş analizini, akupotomi müdahalesinin tamamlanmasının ertesi günü (model cerrahisinden sonraki postoperatif 15. Gün) gerçekleştirin. Yürüyüş analizi sistemi; şeffaf bir banda sahip bir koşu bandı, bandın altına yerleştirilmiş yüksek hızlı bir dijital kamera ve bir bilgisayar iş istasyonundan oluşur.

  1. Sıçanı koşu bandı pistine yerleştirin ve 3 dk boyunca serbestçe alışmasına izin verin.
  2. Koşu bandı kayışını çalıştırın ve sıçan, keşif davranışı göstermeksizin stabil bir yürüyüş sergileyene kadar hızı 5.0 cm/s'den başlayarak kademeli olarak artırın.​
  3. Yüksek hızlı kamera kullanarak sıçanın 10 s'lik ventral (alttan görünüm) yürüyüş videosunu kaydedin.
  4. Her sıçan için test tamamlandıktan sonra, sonraki davranışsal değerlendirmeleri etkileyebilecek kalıntı kokuları gidermek için koşu bandı kayışını ve test haznesini %75 etanol ile iyice silin. Bir sonraki sıçanı yerleştirmeden önce kayışın tamamen kurumasını bekleyin.
  5. Kaydedilen videoları analiz yazılımına aktarın. Her bir ekstremitenin pati basım noktasını belirlemek ve bir dizi yürüyüş parametresini çıkarmak için yazılımı kullanın.
  6. Otomatik analiz tamamlandığında, sonraki istatistiksel analizler için yürüyüş parametresi verilerini dışa aktarın.
  7. Mevcut çalışmaya şu yürüyüş parametrelerini dahil edin: sol ön patinin ortalama basım alanı (tüm duruş boyunca ayak izi boyutunun ortalaması), sol ön patinin maksimum duruş alanı (tüm duruş boyunca ayak izinin maksimum boyutu) ve sol ön patinin duruş basıncı (yürüyüş analiz sistemi tarafından kaydedilen, duruş fazı sırasındaki pati basıncının göreli yoğunluğunu yansıtır).
    ​NOT: Her sıçan için üç geçerli yürüyüş sekansı kaydedin ve analiz için bu üç ölçümün ortalamasını kullanın.

8. Sinir kökü dokularının HE boyaması

NOT: Model cerrahisinden sonraki 15. postoperatif gündeki davranışsal testlerin ardından, HE boyama için sinir kökü doku örneklerini toplayın.

  1. Sıçanları %2 sodyum pentobarbital (0.3 mL/100 g) intraperitonal enjeksiyonu ile anestezi edin ve paraformaldehit ile transkardiyal perfüzyon gerçekleştirin.
  2. C6–T1 spinal sinir köklerini diseke edin ve dokuyu post-fiksasyon için 4 °C'de %4 paraformaldehit içerisinde 48 saat bekletin.
    UYARI: Paraformaldehiti, tahriş edici bir madde olarak iyi havalandırılan bir ortamda veya kimyasal çeker ocak altında kullanın.
  3. Kalıntı fiksatifleri uzaklaştırmak için fikse edilmiş sinir kökü dokusunu akan musluk suyu altında 1 saat boyunca durulayın.
  4. Dokuyu dereceli etanol dehidrasyonuna tabi tutun, sırasıyla ksilen (I) ve ksilen (II) ile şeffaflaştırın, parafine gömün ve 3–5 µm kalınlığında kesitler alın. Kesitleri 65 °C'de kurutun.
  5. Kesitlerin deparafinizasyonunu sırasıyla ksilen (I) ve ksilen (II) ile her biri 8 dakika olacak şekilde yapın. Kesitleri dereceli etanol serisiyle (%100 15 dakika, %95 5 dakika, %80 5 dakika, %70 3 dakika) yeniden hidrate edin, ardından 2 dakika boyunca distile su içerisinde bekletin.
  6. Kesitleri 5 saniye boyunca hematoksilin çözeltisi ile boyayın, ardından fazla boyayı uzaklaştırmak için 2 dakika boyunca akan suda durulayın.
  7. Kesitleri 30 saniye boyunca distile suda diferansiye edin. Kesitleri 10 saniye boyunca %70 etanolde, ardından 10 saniye boyunca %80 etanolde bekletin.
  8. Kesitleri 4 dakika boyunca eozin çözeltisi ile boyayın, ardından yüzeysel boyayı uzaklaştırmak için akan su altında durulayın. Kesitleri dereceli etanol (%70 10 saniye, %80 10 saniye, %95 10 saniye, %100 160 saniye) ile dehidrate edin ve 4 dakika boyunca ksilen ile şeffaflaştırın.
  9. Lamları nötral rezin ile kapatın.
  10. Spinal sinir kökü dokusunun patolojik ve morfolojik değişikliklerini ışık mikroskobu altında 400× büyütmede inceleyin ve temsili hedef alanlardan mikroskobik görüntüler alın.

9. İstatistiksel analiz

  1. İstatistiksel analizleri SPSS yazılımı kullanarak gerçekleştirin. Normal dağılıma uyan sürekli değişkenleri ortalama ± standart sapma şeklinde ifade edin.
  2. Normallik ve varyans homojenliği varsayımları altında, mekanik çekilme eşiklerini tekrarlanan ölçümler varyans analizi ile ve yürüyüş parametrelerini tek yönlü ANOVA ile analiz edin. Gruplar arasında En Küçük Anlamlı Fark (LSD) testini kullanarak post hoc ikili karşılaştırmalar yapın.
  3. Normal dağılım veya varyans homojenliği varsayımları karşılanmadığı takdirde nonparametrik testler uygulayın.
  4. Farkların p < 0,05 değerinde istatistiksel olarak anlamlı olduğunu kabul edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Mekanik geri çekilme eşiği (MWT) değerlendirmeleri, model indüksiyonu öncesinde tüm gruplarda benzer bazal değerler göstermiştir. Modelleme ve şam operasyonundan sonraki 3. günde, şam grubu ile kontrol grubu arasında anlamlı bir fark gözlemlenmemiştir (p > 0,05). Buna karşın, hem model hem de akupotomi grupları, şam grubuna kıyasla MWT'de belirgin bir azalma sergilemiştir (p < 0,01, Şekil 4). Tedavi tamamlandığında, akupotomi grubu model grubuna kıyasla MWT'de anlamlı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Uygun bir hayvan modelinin seçilmesi, servikal spondilozun (CS) patogenezini aydınlatmak ve terapötik müdahaleleri titizlikle değerlendirmek için bir ön koşuldur. Günümüzde, nispeten basit olması, kısa modelleme döngüsü, yüksek tekrarlanabilirliği ve güvenilirliği nedeniyle intravertebral naylon sütür yöntemi yaygın olarak benimsenmiştir15,20. Bu yaklaşımda, servikal spinal sinir kökleri üzerinde sürekli bir kompresyon uygulamak amacıyla sıçan spinal kanalına kom...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Tüm yazarlar, herhangi bir potansiyel çıkar çatışması olmadığını beyan etmişlerdir.

Teşekkürler

Bu çalışma, Çin Ulusal Temel Araştırma ve Geliştirme Programı (Hibe No. 2023YFC3502703) ve Hubei Eyaleti Doğal Bilimler Vakfı İnovasyon ve Geliştirme Ortak Fonu Temel Projesi (Hibe No. 2024AFD271) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0,5 mL şırıngaHebei Yunsheng Biotechnology Co., LtdSN-04442
1 mL'lik şırıngaShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
İğneli 4-0 Sütür, Tek kollu (4×12)CAMJZZSX193
%75 alkolShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500ml
Akupotomi İğnesiBeijing Huaxia Blue Chip Biotechnology Co., Ltd.HY0440
Yapışkan lamCITOTEST188105
Biyolojik Sinyal Edinimi ve Analiz SistemiTeknisyenBL-420N
Biyolojik Sinyal Edinme ve Analiz Sistemi (Yazılım)TechmanBL-420N Versiyon 3.0.0.237
LamelCitotest Labware Manufacturing Co.,Ltd10212432C
DehidratörDIAPATHDonatello
Elektronik teraziMettler-ToledoME203E/02
Elektrotermal hava sirkülasyonlu kurutma fırınıLaboratuvarGEL-70
Gömme cihazıWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Çevre Dostu Mum Giderici Şeffaf SıvıServicebioG1128-1L
ESD-Güvenli Siyah Paslanmaz Çelik Pens (Kavisli Uç)SolomenESD-15
EtanolSCRC100092683
Yağsız pamuk parçasıCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
Hematoksilin-eosin (HE) HD sabit boyama kiti ServicebioG1076
Hemostatik PensSolomenB0557
IBM SPSS StatisticsIBM CorporationSürüm 22.0
Görüntüleme sistemiNikonNIKON DS-U3
İyodoforShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
İzofluranRWD yaşam bilimleriR510-22-10
Lateks eldivenlerBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Mekanik Pençe Dürtme Test CihazıKew temeliKW-CT-1
Tıbbi penslerAIZANCHENGAZN00008
Moskit hemostatik pensServicebioQX1310D
Nötr zamkSCRC10004160
Normal salin solüsyonuSHIMENSLYS-500ml
Oftalmik makaslarsolomenB0754
Sıvı parafinMacklin8012-95-1
Paraformaldehit Fiksatifi (Nötr)ServicebioG1101
Patoloji dilimleyiciShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
Enjeksiyonluk Penisilin G SodyumJilin Huamu Animal Health Product Co., Ltd.Veteriner İlaç Onay No. 070011248
Poli-L-lizin çözeltisiShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R23126-50ml
Kemirgen Tüy Kesme MakinesisolomenB1564
Kemirgen Yürüyüş Görüntüleme ve Analiz SistemiZekiTreadScan; BCamCapture
Kemirgen Yürüyüş Görüntüleme ve Analiz Sistemi (Yazılım)ZekiTreadScan Versiyon 4.00; BCamCapture Versiyon 3.00
SD sıçanlarBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdA102
Küçük Hayvan Anestezi Cihazı YuYAN ABM
Buhar sterilizatörü (otoklav)YamatoSQ810C
Cerrahi Bistüri UcusolomenB1177
Cerrahi maskekazananWJKZ-1
Cerrahi iğne tutucusolomenB0772
Cerrahi makaslarCAMJZZSX-ZC544R
Doku ayırıcıZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
Ultra Saf Su Saflandırma SistemiAiken su elemanıAK-RO-C2
Evrensel doku tespit edici (nötr)ServicebioG1101-15ML
Dik optik mikroskopNikonNIKON ECLIPSE E100
KsilenSCRC10023418

Kaynaklar

  1. Theodore N. Degenerative cervical spondylosis. N Engl J Med. 2020;383(2):159-68.
  2. Yeshna, Singh M, Monika, Kumar A, Garg V, Jhawat V. Pathophysiology and emerging therapeutic strategies for cervical spondylosis: the role of pro-inflammatory mediators, kinase inhibitors, and organogel-based drug delivery systems. Int Immunopharmacol. 2025;151:114350.
  3. Nouri A, Tetreault L, Singh A, Karadimas SK, Fehlings MG. Degenerative cervical myelopathy: epidemiology, genetics, and pathogenesis. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(12):E675-93.
  4. Lakhapate SS, Devade OA, Redasani VK. A brief review on cervical spondylosis. J Drug Deliv Ther. 2025;15(7):144-149.
  5. Chen B, et al. Acupotomy versus acupuncture for cervical spondylotic radiculopathy: protocol of a systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 2019;9(8):e029052.
  6. Yang F, Li WX, Liu Z, Liu L. Balance chiropractic therapy for cervical spondylotic radiculopathy: study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2016;17(1):513.
  7. Woods BI, Hilibrand AS. Cervical radiculopathy: epidemiology, etiology, diagnosis, and treatment. J Spinal Disord Tech. 2015;28(5):E251-259.
  8. Kartha S, Weisshaar CL, Philips BH, Winkelstein BA. Pre-treatment with meloxicam prevents the spinal inflammation and oxidative stress in DRG neurons that accompany painful cervical radiculopathy. Neuroscience. 2018;388:393-404.
  9. Harirforoosh S, Asghar W, Jamali F. Adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory drugs: an update of gastrointestinal, cardiovascular and renal complications. J Pharm Pharm Sci. 2013;16(5):821-847.
  10. Jiang G, Wan B, Huang W, Chen L, Duan B, Wang Y. Influence of acupotomy loosing on IL-6, IL-10 and TNF-α in synovial fluid of rheumatoid arthritis patients with elbow joint stiffness. World J Acupunct Moxibustion. 2018;28(2):91-96.
  11. Sun J, et al. Acupotomy therapy for knee osteoarthritis pain: systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2020;2020:2168283.
  12. Hu J, Tong H, Zhang J, Jiang L. Acupotomy for musculoskeletal pain: exploring therapeutic potential and future directions. J Pain Res. 2025;18:3027-3036.
  13. Kwon CY, Yoon SH, Lee B. Clinical effectiveness and safety of acupotomy: an overview of systematic reviews. Complement Ther Clin Pract. 2019;36:142-152.
  14. Lijian Z, Zhen Z, Yuan Y, Nachuan Z. Ultrasound-guided acupotomy for cervical spondylosis: a systematic review and meta-analysis based on GRADE quality assessment. Front Pain Res (Lausanne). 2025;6:1654265.
  15. Shi T, et al. Acupuncture relieves cervical spondylosis radiculopathy by regulating spinal microglia activation through MAPK signaling pathway in rats. J Pain Res. 2023;16:3945-3960.
  16. Mogil JS. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 2009;10(4):283-294.
  17. Yamauchi M, Sekiyama H, Shimada SG, Collins JG. Halothane suppression of spinal sensory neuronal responses to noxious peripheral stimuli is mediated, in part, by both GABA(A) and glycine receptor systems. Anesthesiology. 2002;97(2):412-417.
  18. Li Q, Mathena RP, Eregha ON, Mintz CD. Effects of early exposure of isoflurane on chronic pain via the mammalian target of rapamycin signal pathway. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5102.
  19. Boegel K, Gyulai FE, Moore KK, Gold MS. Deleterious impact of a γ-aminobutyric acid type A receptor-preferring general anesthetic when used in the presence of persistent inflammation. Anesthesiology. 2011;115(4):782-790.
  20. Liguo Z, Bin T, Xu W, He Y. Research progression and evaluation of an animal model of cervical radiculopathy. Chin J Tissue Eng Res. 2018;22(35):5700-5705.
  21. Caridi JM, Pumberger M, Hughes AP. Cervical radiculopathy: a review. HSS J. 2011;7(3):265-272.
  22. Liu DL, et al. Chronic cervical radiculopathic pain is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (Ih) in large-diameter dorsal root ganglion neurons. Mol Pain. 2017;13:1744806917707127.
  23. Rothman SM, Winkelstein BA. Chemical and mechanical nerve root insults induce differential behavioral sensitivity and glial activation that are enhanced in combination. Brain Res. 2007;1181:31-43.
  24. Rothman SM, Huang Z, Lee KE, Weisshaar CL, Winkelstein BA. Cytokine mRNA expression in painful radiculopathy. J Pain. 2009;10(1):90-99.
  25. Hubbard RD, Winkelstein BA. Transient cervical nerve root compression in the rat induces bilateral forepaw allodynia and spinal glial activation: mechanical factors in painful neck injuries. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(17):1924-1932.
  26. Costigan M, Scholz J, Woolf CJ. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 2009;32:1-32.
  27. Vrinten DH, Hamers FFT. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat: a comparison with von Frey testing. Pain. 2003;102(1-2):203-209.
  28. Gonçalves LI, Oliveira Junior PH, Baima JPS. Cervical radiculopathy for neurologists: the role of electrodiagnosis. Arq Neuropsiquiatr. 2025;83(10):s00451812893.
  29. Tong HC. Incremental ability of needle electromyography to detect radiculopathy in patients with radiating low back pain using different diagnostic criteria. Arch Phys Med Rehabil. 2012;93(6):990-992.
  30. Lee SJ, Han TR, Hyun JK, Jeon JY, Myong NH. Electromyographic findings in nucleus pulposus-induced radiculopathy in the rat. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(18):2053-2058.
  31. Fisher MA. Electrophysiology of radiculopathies. Clin Neurophysiol. 2002;113(3):317-35.
  32. Miller AL, Golledge HDR, Leach MC. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS One. 2016;11(11):e0166652.
  33. Medeiros MA, Canteras NS, Suchecki D, Mello LEAM. c-fos expression induced by electroacupuncture at the Zusanli point in rats submitted to repeated immobilization. Braz J Med Biol Res. 2003;36(12):1673-1684.
  34. Grissom N, Kerr W, Bhatnagar S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 2008;191(2):219-226.
  35. Grissom N, Bhatnagar S. Habituation to repeated stress: get used to it. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):215-224.
  36. Gray M, Bingham B, Viau V. A comparison of two repeated restraint stress paradigms on hypothalamic-pituitary-adrenal axis habituation, gonadal status and central neuropeptide expression in adult male rats. J Neuroendocrinol. 2010;22:92-101.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Akupotomi TedavisiSıçan ModeliSinir Kökü KompresyonuElektromiyografi AnaliziYürüyüş AnaliziMekanik Geri Çekilme EşiğiSinir Kökü Histopatolojisi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.