Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

3B Hücre Dışı Matriste Tümör-Bağışıklık Hücresi Etkileşimlerinde Mekanik Kompresyonun Rollerini İncelemek İçin Bir Mikroakışkan Platform

121 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/72929

⸱

28 Ağustos 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Cornell University, 2Department of Biological and Environmental Engineering, Cornell University, 3Translational Science and Therapeutics Division, Fred Hutchinson Cancer Center, 4Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine

Bu makalede

Özet

Üç boyutlu (3D) bir ortamda tümör-immün etkileşimlerini modellemek için bir mikroakışkan platformun kullanımına yönelik bir protokol sunuyoruz. Sonuçlarımız, Doğal Öldürücü (NK) hücrelerin mekanik sıkıştırma altında anti-tümör aktivitelerini koruduklarını ortaya koymuştur.

Özet

Hücre tabanlı immünoterapinin bağlamında, mekanik kuvvetler immün hücrelerin tümör hücrelerini öldürme yeteneğini önemli ölçüde etkiler. Tümör hücrelerini öldürmek için immün hücrelerin hedef hücreye kuvvet uygulaması ve granzyme B dahil olmak üzere sitotoksik moleküllerin iletildiği bir immün sinaps oluşturması gerekir. Önemlerine rağmen, mekanik uyaranların immün aracılı öldürmeyi artırmak için nasıl kullanılabileceği hala yeterince anlaşılamamıştır. Bu bilgi boşluğu, kısmen hücre kültürlerine fizyolojik olarak gerçekçi bir ortamda iyi kontrollü mekanik stres sağlayabilen araçların eksikliğinden kaynaklanmaktadır. Burada, ekstraselüler matrise (ECM) gömülü tümör sferoidlerine statik veya dinamik kompresyon uygulayabilen ve aynı zamanda optik mikroskopi aracılığıyla tümör-immün etkileşimlerinin gerçek zamanlı görüntülenmesine olanak tanıyan bir mikroakışkan kompresyon cihazını tanımlıyoruz.

Mikroakışkan platform 12 bölmeden (6 kontrol ve 6 fonksiyonel) oluşmaktadır. Her bölme, basınç kontrol ünitesinin hemen altına konumlandırılmış bir hücre odası içerir. ECM içine gömülmüş sferoidler hücre odasına yerleştirilir. Bu platformu kullanarak, tanımlanmış mekanik kompresyon altında Doğal Katil (NK) hücrelerinin meme tümör sferoidlerine (MCF-7) karşı öldürme etkinliğini inceledik. Sonuçlar, 1.5 mg/mL kolajende mekanik kompresyona bakılmaksızın NK hücrelerinin tümör sferoidi ölümünün temel itici gücü olmaya devam ettiğini göstermiştir. Bu durum, NK hücrelerinin kompresyon stresine rağmen antitümör aktivitelerini koruyabildiklerini göstermektedir. Bu bulgular, tümör-immün etkileşimlerinde mekanik kuvvetlerin rolünü araştırmak için bu platformun kullanışlılığını kanıtlamaktadır. Devam eden çalışmalar, immün hücrelerin kompresyon stresine uyum sağlamasına olanak tanıyan moleküler mekanizmaları belirlemektedir. Bu çalışmalardan elde edilen bilgiler, gelecek vaat eden bir terapötik yol ortaya çıkarabilir.

Giriş

Hücre tabanlı kanser immünoterapisi, kanser hücrelerini hedeflemek için bağışıklık hücrelerinin kullanıldığı terapötik bir yaklaşımdır1. Bu strateji, kan kanserlerinin tedavisinde dikkat çekici bir başarı göstermiştir2,3,4. Ancak, kan kanserlerinde gözlemlenen başarı düzeyi henüz solid tümörlerin tedavisine tam olarak yansıtılamamıştır5,6,7. Bu sınırlamanın temel nedenlerinden biri, solid tümörlere özgü olan immünosupresif tümör mikroçevresidir (TME).

TME, hücresel davranışı düzenleyebilen belirgin mekanik sinyallerle karakterizedir. İmmün hücreler tarafından tümör hücrelerinin etkili bir şekilde öldürülmesi, bu hücrelerin hedef hücreler üzerinde kuvvet uygulamalarını ve sitotoksik moleküllerin iletildiği bir immün sinaps kurmalarını gerektirir8. Bu nedenle, mekanik kuvvetlerin immün hücre fonksiyonunu nasıl etkilediğinin anlaşılması, katı tümörlere karşı hücre tabanlı immünoterapilerin etkinliğini artıracak yeni terapötik stratejiler ortaya çıkarabilir.

Katı TME'nin belirleyici bir mekanik özelliği, tümör mikroçevresinin büyüyen tümör üzerinde oluşturduğu kompresyon stresidir9,10. Bugüne kadar, çoğu kompresyon çalışması tümör hücresi davranışı üzerindeki etkilere odaklanmıştır10,11. Kompresyonun TME içindeki immün hücreleri nasıl etkilediğini anlamaya yönelik ilgi ancak yakın zamanda artmıştır12. Sonuç olarak, kompresyon stresinin Doğal Öldürücü (NK) hücre migrasyonu, immün sinaps oluşumu ve sitotoksik aktivite üzerindeki etkilerinin mekanizmaları hala yeterince anlaşılamamış ve yetersiz şekilde nicelleştirilmiştir. Bu boşluk, TME içindeki mekanik ipuçlarının katı tümörlerin immün hedeflemesini artırmak için nasıl kullanılabileceğine dair anlayışımızda kritik bir sınırlamayı temsil etmektedir.

Bu soruyu elelmenin önündeki temel engel, fizyolojik olarak ilgili 3D mikroortamlarda kontrollü ve ölçülebilir kompresyon uygulayabilen ve aynı zamanda tümör-immün etkileşimlerinin gerçek zamanlı görüntülenmesine olanak tanıyan deneysel platformların eksikliğidir. Kompresyon stresini incelemeye yönelik erken deneysel yaklaşımlar, sferoidlerin agaroz jellerine gömülmesini içeriyordu13. Bu yöntem fiziksel sınırlamayı etkili bir şekilde yakalamış olsa da, doğal hücre dışı matris (ECM)-hücre etkileşimlerini ortadan kaldırmıştır. Dolega ve arkadaşları, kompresyon stresini indüklemek için ozmotik basınç uygulamışlardır; ancak sferoidler kültür ortamında süspanse edilmişti ve bu nedenle ECM etkileşimlerinden yoksun kalmıştı9. Pandey ve arkadaşları, kolajen içine gömülmüş sferoidleri sıkıştırmak için bir transwell insert ve ağırlıklar kullanmışlardır; bu yöntem ECM-hücre etkileşimlerini korumuş ancak immün hücre motilitesini ve sitotoksik aktiviteyi nicelleştirmek için gereken yüksek çözünürlüklü görüntülemeyi sınırlamıştır14. Tüm bu sınırlamalar, TME içindeki hücrelerin kompresyona verdikleri morfolojik yanıtların gerçek zamanlı görüntülenmesini sağlayan deneysel platformlara duyulan ihtiyacı vurgulamaktadır.

Burada, fizyolojik olarak anlamlı ECM-hücre etkileşimlerini korurken kontrollü kompresyon stresinin uygulanmasına olanak tanıyan ve immün-tümör dinamiklerinin yüksek çözünürlüklü canlı hücre görüntülemesini destekleyen bir mikroakışkan kompresyon cihazı15 için bir protokol sunuyoruz. Protokol; cihaz bileşenlerinin hazırlanması (Bölüm 1), cihazın montajı (Bölüm 2) ve tümör-immün etkileşimlerinin görüntülenmesinden (Bölüm 3) oluşmaktadır. İş akışını, yeşil floresan protein (GFP) etiketli tümör sferoidlerine karşı bir NK öldürme testi kullanarak gösteriyoruz. Bu uygulamanın ötesinde platform, mekanik kuvvetlerin 3B mikroortamlardaki geniş bir hücre tipi ve hücresel etkileşim yelpazesi üzerindeki etkilerini araştırmak için kolayca uyarlanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Cihaz bileşenlerinin hazırlanması

  1. Numune yükleme odasının yüzey aktivasyonu
    1. Yalnızca kuyucuklar açıkta kalacak şekilde, örnek yükleme odasının (Tabaka 1, L1) üzerine bir maske yerleştirin.
    2. Maskelenmiş 1. Tabakayı, yüksek güç ayarı (45 W) kullanılarak 15 saniye boyunca oksijen plazmasına maruz bırakın.
    3. Katman 1'i bir Petri kabına yerleştirin, ardından aşağıdaki adımlara biyogüvenlik kabininde devam edin.
    4. Her bir kuyucuğa şunları uygulayın: 10 µL 10 dakika boyunca %1 polietilenimin (PEI) ile.
    5. Cam yüzeyin çizilmesini önlemek için, her kuyucuğun dört köşesinden vakum aspirasyonu yaparak PEI'yi kuyucuklardan uzaklaştırın.
    6. Kuyucukları şunlarla yıkayın: 10 µL fosfat tamponlu salin (PBS) ile, ardından yıkama sıvısını yandan vakumlu aspirasyonla uzaklaştırın.
    7. Kuyucukları şunlarla işleyin: 10 µL 30 dakika boyunca %0,1'lik glutaraldehit ile inkübe edin, ardından glutaraldehidi köşelerden vakum aspirasyonu ile uzaklaştırın.
    8. Kuyucukları üç kez PBS ile yıkayın ve her yıkama işleminden sonra köşelerde kalan yıkama solüsyonunu uzaklaştırın.
    9. Katman 1'i içeren Petri kabını folyoyla sarın ve gece boyunca biyogüvenlik kabininde bırakın.
  2. Sterilizasyon metal çerçevenin
    1. 38 mm'lik parçayı daldırın × 88 mm'lik metal çerçeveyi ve on iki adet M2.5 mercimek başlı vidayı gece boyunca %70'lik etanol içerisinde bekletin.
  3. Priming basınç kontrol ünitesinin
    1. Basınç kontrol ünitesini, yüksek güç ayarını (45 W) kullanarak 30 saniye boyunca oksijen plazmasına maruz bırakın.
    2. Basınç kontrol ünitesinin kanallarını ve odacıklarını doldurmak için, özelliklerin aşağı bakacak şekilde ünitedi tüm gece boyunca deiyonize (DI) su içerisinde bekletin.
    3. Ertesi gün, basınç kontrol ünitesini içinde bulunduğu DI sudan çıkarın.
    4. Bir mikroakışkan rezervuarı 50 mL DI su ile doldurun.
      NOT: Mikroakışkan rezervuar, iki adet tüp bağlantısı (bir pnömatik tüp hattı ve bir sıvı iletim tüp hattı) içeren özel bir kapakla donatılmış 50 mL'lik konik bir tüpten oluşur.
    5. Hava ile doldurulmuş bir şırıngayı pnömatik boru hattına bağlayın.
    6. Siringa pistonunu yavaşça bastırarak rezervuarı basınçlandırın ve tüpler dolup uçtan su damlamaya başlayana kadar DI suyu sıvı iletim tüpleri üzerinden ilerletin.
    7. Önceden doldurulmuş, damlama yapan sıvı iletim tüpünü polikarbonat manifold üzerinden geçirerek basınç kontrol ünitesinin arkasında bulunan 1,5 mm'lik girişe bağlayın.
    8. Basınç kontrol ünitesinin ve manifold düzeneğinin 2 saat boyunca havada kurumasına izin verin. Tamamen kuruduğunda, basınç kontrol ünitesi ve manifold düzeneği bir sonraki adım için hazır olacaktır.

2. Cihazın kurulumu

  1. Hücre gömülü kolajen hazırlama
    1. Metal çerçeveyi ve vidaları %70 etanolden çıkarın ve kurulayın.
    2. Biyogüvenlik kabini içerisinde üç adet 600 µL buz üzerindeki mikrotüpler. Tüpleri şu şekilde etiketleyin: "N" (nötralizasyon), "sp" (MCF-7 sferoidleri) ve "sp+NK" (NK hücreleri ile MCF-7 sferoidleri).
    3. 10 ekleyerek nötralizasyon karışımını hazırlayın× gerekli hacimdeki Medium 199 (M199) ve sodyum hidroksit (NaOH) ile "N" tüp
    4. M199:NaOH karışımının uygun hacmini ...'ya aktarın "sp" ve "sp+NK" nihai 1 değerine ulaşmak için tüpler× konsantrasyon
    5. Tümör sferoitlerini toplayın ve 141 g'de santrifüjleyin × g sferoidlerin tüpün dibine çökmesi için 3 dakika bekleyin.
      NOT: Tümör sferoitleri yaklaşık olarak 200 µm önceden tanımlanmış bir agaroz mikro kuyu platformu kullanılarak [belirtilen] çapta oluşturulmuştur16Kısaca, 3 × 106 MCF-7 hücreleri 36'lık bir plakaya ekildi × kuyucuklardan oluşan 36'lı agaroz mikro-kuyu dizisi 200 µm çapında ve 200 µm derinlemesine ekilmiş ve ardından deneylerde kullanılan tümör sferoidlerini üretmek için 7 gün boyunca kültüre edilmiştir.
    6. Süpernatantı dikkatlice uzaklaştırın ve sferoidleri şunların içinde yeniden süspanse edin: 200 µL %50:50 MCF-7/NK komple ortamından (Tablo 1 ve Tablo 2).
    7. NK hücrelerini 50 mL'lik konik bir tüpe toplayın, 141'de santrifüjleyin × g 4 dakika boyunca bekleyin ve hücreleri sayın.
      NOT: NK hücresi canlılığı şu düzeyde olmalıdır >deney gününde %85.
    8. Elde edilen peleti şu içinde yeniden süspande edin: 200 µL tam NK besiyerinden.
    9. Her bir mikrosantrifüj tüpüne uygun hacimde kolajen stok çözeltisi ekleyin.
    10. Her bir tüpe, nihai hacmi şuna ulaşacak şekilde uygun miktarda hücre süspansiyonu ekleyin: 200 µL 1,5 mg/mL kolajen içeren.
      NOT: "sp" süspansiyon yalnızca tümör sferoidleri içerirken, buna karşılık "sp+NK" süspansiyon tümör sferoidleri ve 1,5 içerir × 106 NK hücreleri.
    11. Kabarcık oluşumunu en aza indirirken hücrelerin ve kolajenin eşit dağılımını sağlamak için pipetleme yoluyla nazikçe karıştırın.
  2. Cihaz montajı ve hücre yüklemesi
    1. Katman 1'i kurutulmuş metal çerçevenin içine yerleştirin.
    2. Yükleme 9 µL kolajen karışımını her bir kuyucuğa.
    3. Basınç kontrol ünitesini ve manifold düzeneğini, bir mikroskop kullanarak Katman 1'deki hücre odalarıyla hizalayın.
    4. Kurutulmuş vidaları manifoldun içinden geçirerek metal çerçeveye yerleştirin; böylece basınç kontrol ünitesini ve Tabaka 1'i manifold ile metal çerçeve arasında sabitlemiş olursunuz.
    5. Montajı tamamlanmış cihazı bir ... içine yerleştirin 37 °C, %5 CO2₂ kolajen polimerizasyonuna izin vermek için 45 dakika boyunca inkübatöre yerleştirin.
    6. Dört medya portu aracılığıyla 50:50 MCF-7/NK tam hücre kültürü medyası ekleyin.

3. Tümör-immün etkileşimlerinin görüntülenmesi

  1. Canlı hücre görüntüleme için, monte edilmiş cihazı ters epifloresans mikroskoba takılı olan tabla inkübatörünün içine yerleştirin.
    NOT: Tabla inkübatörü, görüntüleme süresi boyunca 37 °C sıcaklığı ve yaklaşık %50 nemi korumuştur.
  2. Görüntüleme süresi boyunca dahili ortamı 37 °C, %100 nem ve %5 CO₂ değerlerinde tutmak için monte edilmiş cihazın üzerine ikincil bir muhafaza kutusu yerleştirin.
  3. Cihazı, pnömatik borulama kullanarak basınç kontrolörüne bağlayın.
  4. Sıkıştırma sonrası sferoid deformasyonunun değerlendirilebilmesi için, sıkıştırma uygulamadan önce tümör sferoidlerinin brightfield ve GFP görüntülerini alın.
  5. Görüntüleme süresi boyunca 120 mbar sabit basınç uygulayın.
    NOT: Basınç kontrolörü yazılımı, kullanıcının deney sırasında uygulanan basınç profilini ve miktarını tanımlamasına olanak tanır. Ek Şekil 1, basınç kontrol sisteminin bir şemasını içermektedir.
  6. 18 saat boyunca her 10 dakikada bir brightfield ve GFP görüntüleri alarak time-lapse görüntülemeye başlayın.
    NOT: Görüntüler, ters epi-floresans mikroskobunda 20× objektif lens kullanılarak her tümör sferoidinin merkez Z-düzleminden alınmıştır. Brightfield ve GFP floresans görüntüleri sırasıyla 200.1 ms ve 298.9 ms pozlama süreleri ile yakalanmıştır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Aşağıdaki deneyler için, fizyolojik olarak ilgili bir 3D mikroortamda tümör-immün etkileşimlerini modellemek ve aynı zamanda tümör sferoidlerine statik ve dinamik kompresyonlar uygulamak amacıyla bir mikroakışkan kompresyon cihazı15 kullanılmıştır (Şekil 1). Cihaz bileşenleri (Şekil 1A1) ve bunların montaj sırası (Şekil 1A2), Şekil 1A'da gösteril...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu yöntem, kompresyon stresinin tümör-bağışıklık etkileşimleri üzerindeki etkilerini incelemek için bir mikroakışkan kompresyon cihazının kullanımını açıklamaktadır. Bu sistem, 3D kolajen matrise gömülmüş tümör sferoidlerine kontrollü mekanik kompresyon uygulayabilmektedir. Hücre odasının (L1) tabanını oluşturan cam substrat, yüksek çözünürlüklü canlı hücre görüntülemeye olanak tanıyarak platformu bağışıklık hücresi hareketliliğini, infiltrasyonunu ve sitotoksik aktivitesini nicelleştirmeyi amaçlayan çalışmalar için oldu...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan edecek bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Ulusal Kanser Enstitüsü'nden (Hibe R01CA221346), Cornell Üniversitesi Mühendislik Fakültesi'nin FM'ye sağladığı Lance R. Collins Bursu'ndan ve Cornell Rektörlüğü Araştırma Dayanıklılığı Fonu'nun FM'ye sağladığı destekten yararlanmıştır. Bu çalışma kısmen, Ulusal Bilim Vakfı (Hibe NNCI-2025233) tarafından desteklenen Ulusal Nanoteknoloji Koordineli Altyapı'nın (NNCI) bir üyesi olan Cornell NanoScale Tesislerinde gerçekleştirilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1 N NaOHSigma-Aldrich797247 µL
10× M199 besiyeriSigma-AldrichM0650200 µL
2-merkaptoetanolThermoFisher313500100
Hava kompresörüElveflowJun-Air Model 3 Compressor
Otomatik X-Y mikroskop tablasıApplied Scientific InstrumentationMS-2000
CCD kameraHamamtsu PhotonicsORCA-R2
Fetal sığır serumu (FBS)GeminiBioS11150
Sıvı iletim hortumuEleveflowPTFE tubing spare roll1/16 in dış çap
Floresan ışık kaynağıExcelitas Technologies X-Cite series 120 PC unit
Folik AsitSigmaF7876
GlutaraldehitEM Sciences 160190.10%
Harrick Plazma TemizleyiciHarrick PlasmaPDC-001-HPYüksek güç ayarı (45W)
At Serumu (HS)ThermoFisher16050-122
Ters epi-floresan mikroskopOlympusIX8120x objektif lens (NA = 0.25), Olympus CellSens yazılımı kullanılarak çalıştırılmıştır
MaskeArtus10 Sheet Aluminum Shim StockKalınlık 0.0125" (0.75 mm)
MCF-7/GFP (Puromisin) stabil hücre hattıGenTarget IncSC050-G
Metal ÇerçeveÖzel yapım Özel yapım 
Mikroakışkan rezervuarEleveflow50 mL microfluidic reservoir 
Mikroskop OlympusCKX414x objektif lens              (NA = 0.1)
Miyo-inositolSigmaI7508
NK-92 MIATCCCRL-2407
Penisilin/streptomisinGibco 15140122
Fosfat tamponlu salin (PBS) ThermoFisher 10010072
Pnömatik hortumEleveflowPUR polyether clear pipe input4" mm dış çap
Polietilenimin (PEI)Sigma-AldrichP31431%
Basınç kontrolörüElveflowOB1 NK4Elveflow Smart Interface yazılımı kullanılarak çalıştırılmıştır
Sıçan kuyruğu tip I kolajen Corning354299.6 mg/mL stok kolajenden 31.3 µL
VidalarPhillipsM2.5 Pan-head12 vida
Tabla inkübatörüPrecision PlasticÖzel yapım
ŞırıngaBecton Dickinson303134Eleveflow'dan 3/32" OD Barb içeren Erkek Luer İntegral kilit ile eşleştirilmiştir
α-MEM besiyeriThermoFisher12561056

Kaynaklar

  1. Cao J-Z, Zhao W, Xia X-J. Cell-based cancer immunotherapy: milestones, mechanistic insights, and emerging therapeutic directions. Acta Pharmacol Sin. 2026:https://doi.org/10.1038/s41401-026-01811-y.
  2. Yang R, Yang Y, Liu R, et al. Advances in CAR-NK cell therapy for hematological malignancies. Front Immunol. 2024;15:1414264.
  3. Neelapu SS, et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. N Engl J Med. 2017;377(26):2531-44.
  4. Sheykhhasan M, Manoochehri H, Dama P. Use of CAR T-cell for acute lymphoblastic leukemia (ALL) treatment: a review study. Cancer Gene Ther. 2022;29(8-9):1080-96.
  5. Tan S, Li D, Zhu X. Cancer immunotherapy: Pros, cons and beyond. Biomed Pharmacother. 2020;124:109821.
  6. Chen T, Wang M, Chen Y, Liu Y. Current challenges and therapeutic advances of CAR-T cell therapy for solid tumors. Cancer Cell Int. 2024;24(1):133.
  7. Peng L, et al. CAR-T and CAR-NK as cellular cancer immunotherapy for solid tumors. Cell Mol Immunol. 2024;21(10):1089-108.
  8. Basu R, et al. Cytotoxic T cells use mechanical force to potentiate target cell killing. Cell. 2016;165(1):100-10.
  9. Dolega ME, et al. Cell-like pressure sensors reveal increase of mechanical stress towards the core of multicellular spheroids under compression. Nat Commun. 2017;8(1):14056.
  10. Linke JA, Munn LL, Jain RK. Compressive stresses in cancer: characterization and implications for tumour progression and treatment. Nat Rev Cancer. 2024;24(11):768-91.
  11. Luo M, Cai G, Ho KKY, et al. Compression enhances invasive phenotype and matrix degradation of breast cancer cells via Piezo1 activation. BMC Mol Cell Biol. 2022;23(1):1.
  12. Ren T, Sun L, Zheng Y, et al. Mechanical forces and immune cells in the tumor microenvironment: from regulation mechanisms to therapeutic strategies. Int J Surg. 2025;111(8):5420-34.
  13. Helmlinger G, Netti PA, Lichtenbeld HC, Melder RJ, Jain RK. Solid stress inhibits the growth of multicellular tumor spheroids. Nat Biotechnol. 1997;15(8):778-83.
  14. Pandey M, et al. Mechanical compression regulates tumor spheroid invasion into a 3D collagen matrix. Phys Biol. 2024;21(3):036003.
  15. Suh YJ, et al. A microfluidic rheometer for tumor mechanics and invasion studies. Lab Chip. 2025;25(22):6018-32.
  16. Song W, et al. Dynamic self-organization of microwell-aggregated cellular mixtures. Soft Matter. 2016;12(26):5739-46.
  17. Pandey M, et al. Viscoelastic properties of tumor spheroids revealed by a microfluidic compression device and a modified power law model. Soft Matter. 2026;22(7):1618-29.
  18. Steff A-M, Fortin M, Arguin C, Hugo P. Detection of a decrease in green fluorescent protein fluorescence for the monitoring of cell death: An assay amenable to high-throughput screening technologies. Cytometry. 2001;45(4):237-43.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Tümör İmmün Etkileşimleriİmmün SinapsTümör SferoidleriDoğal Katil HücrelerGerçek Zamanlı GörüntülemeOptik MikroskopiKollajen Matris

Bu makale yayımlandı

Video yakında

Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.