Name: Dayak Kalp görselleştirme Drosophila /em (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Öğrenin Drosophila'nın larva ve yetişkin dönemlerinde atan kalbin görselleştirme tekniklerini. Bu yöntemler kalp fizyolojisinin gelişimsel çalışmalarda incelenmesine olanak tanır.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

KO Amerikan Kalp Derneği bir hibe ile desteklenmektedir.

Başlamadan önce Yetişkin kalpleri <ol><li> Taze yapay hemolimf (AH) 108mm Na içeren çözüm + 5mM K +, 2mm Ca 2 +, 8mm MgCl 2, 1mm NaH 2 PO 4, 4mm NaHCO 3, 10mM sakaroz, 5mM trehaloz, 5mM Hepes (pH 7.1, tüm reaktiflerin gelen hazırlamak Sigma Kimyasallar). Sakaroz ve trehaloz kullanımı, bakteri bulaşmasını önlemek için amacıyla hemen önce buzdolabında stok çözümleri AH eklendi olmalıdır. </li><li> Oda sıcaklığında ve en az 15 dakika hava köpüren oksijen çözüm AH getirin. </li><li> Yağ çıkarılması için gerekli pek çok ince kılcal damarlar (örn. Cam kılcal, 100ul, VWR) çekin. </li></ol> Larvaların kalpleri <ol><li> Sylgard kaplı lamelleri: 22x22mm lamel üzerine Sylgard çözüm 50-70μl hakkında bir kürdan kullanarak, transfer. 65 ° C gece boyunca Sylgard sertleşmesine izin verin. </li><li> Broadie ve Bate tamponu (; pH 7.15 Broadie ve Bate, 1993 135mm NaCl, 5mM KCl, 4mm MgCl 2, 2mm CaCl 2, 5mM TES, 36mm Sakkaroz) hazırlayın. </li><li> Histoacryl tutkal uygulamak için gerekli araçları hazırlayın. İlk olarak, pek çok ince kılcal damarlar (örneğin Bilimi Ürünler GB100T8P) çekin. 1.5ml pipet ucu, küçük bir plastik tüp (Tygon, 1 / 32 &quot;) tüp içine küçük ucunu takarak bağlayın. Diğer ucuna geniş açılması ile kılcal yerleştirin. , Tutkal ve nazik vakum plastik ucu içine bir damla içine kılcal daldırma Histoacryl yapıştırıcı ile kılcal yükleyin. Yapıştırıcı ile çalışırken bir ucundan kılcal tutkal aşırı yapıştırıcı kaldırmak için, elinizin altında kılcal ikinci bir cam olmalıdır. Birkaç saniye içinde. Sertleşmesine tamponlu salin ile temas kadar tutkal sıvıdır. Bununla birlikte, genellikle uzun numune uygularken tutkal kılcal ucundan ya da kaldırılabilir yeterli plastik kalır. </li></ol> Yetişkin Fly Yarı sağlam Drosophila Kalp <ol><li> Yetişkin Drosophila sinekleri 2-5 dakika Fly Nap (Carolina Biyolojik Supply Co) ile anestezi. Uzun pozlama için Fly Nap sinekler bırakmamaya dikkat edilmelidir. Sinekler uyutmak için kullanılan soğuk Kısa süreli maruz kalma da olabilir ama daha uzun, kalp hızı ve rhythmicity kalıcı etkileri olduğu gibi CO 2 tavsiye edilmez . </li><li> Anestezi sinekler, dorsal yüzü aşağı, ince bir tabaka vazelin ile kaplı bir Petri kabı içine yerleştirilir. Kanat ve gövde hidrofobik manikür geri dönüşümlü jöle &quot;sopa&quot; ama sinek gerekirse yeniden konumlandırılmış olabilir. Bu sonraki manipülasyonlar sırasında özellikle önem kazanmaktadır. </li><li> Bir ön kesme, yaylı makas eğri çifti (Roboz # 5611) kullanılarak yapılır. Makas bıçakları, bacakların altına yerleştirilen ve boyun yakın toraks dorsal yüzeyine doğru açılı. Baş, ventral sinir kablosu, ve bacaklar, tek bir kesim ile kaldırılır. Hazırlık sonra oksijenli, yapay hemolimf (AH) çözümü batmış. </li><li> Yaylı makas kullanmak karın arka ucu (7 ve 8 karın segmentleri oluşan) için tek bir kesim ile kaldırılır. Bu karın hem kenarları boyunca yanal kesim yapmak için erişim sağlar ve arka bağırsak ve karın manikür arasındaki bağlantıyı koparmak için hizmet vermektedir. Ventral karın manikür serbest flep sonra kaldırılır. </li><li> Karın içi organların artık sadece tracheols tarafından yerinde tutulur, böylece 3. ve 4. adımları bağırsak ön ve arka bağlantıları kopmuş. Gut ve diğer karın içi organların genellikle kuyumcu forseps (Roboz, # 55) ve nazik asılarak kullanarak tek bir kitle olarak çıkartılabilir. Iç organların çıkarılması hala yağ organları tarafından çevrili dorsal manikür bağlı kalpte tüpü ortaya koymaktadır. </li><li> Yağ cisimlerinin dolayısıyla bazı kalp tüpü açık bir şekilde görmek için bu yağ çıkarmak için sık sık gerekli ışık mikroskobu oldukça opak. Bu ince çekilmiş cam kapilerleri kullanarak bir liposuction tekniği ile gerçekleştirilir. Kılcal damarların bir standart pipet çektirmesi (Örnek Sutter P-97 Pipet Çektirme) kullanılarak yapılır ve ardından bir vakum kaynağına bağlı plastik boru (Tygon, 1 / 16 &quot;) içine yerleştirilir. Bu sistem, kalp tüpü etrafında aşırı yağ kapalı emme için kullanılır. Emiş gücü, çapı 40 mikrondan daha büyük ipuçları ile pipetler kullanılmamalıdır böylece ucu çapı ile doğru orantılıdır. Kalbin arka kısmı çok hassas bölge tamamen kaçınılması gerektiğini, çünkü çok dikkatli, kalbin kendisi dokunmaktan kaçının ve alınmalıdır. </li><li> Yetişkin Drosophila kalp tüpü şimdi maruz kaldığı dayak olmalıdır. Gerekirse kütikula ve ekli kalp hafifçe vazelin manikür kaldırma ve tekrar geri aşağı dikkatle tamping kalp dokusu ile herhangi bir temas kaçınarak yeniden konumlandırılmış olabilir. Tonun noktası hazırlık banyo çözüm taze AHL ile değiştirilmesi gerekir. Bu preparat oksijenasyonu ile 20-30 dakika önce her türlü manipülasyonlar denge sağlaması için izin verilmelidir. Hazırlık, 60 dakikadan daha uzun süre muhafaza edilecekse taze AHL ile perfüze edilmelidir. </li></ol> Drosophila larvaları optik kayıt için hareketsizleştirir <ol><li> Histoacryl tutkal Sylgard lamelleri her köşesine yakın bir damla yerleştirin. Sertleşmesine anında B &amp; B tutkal damlaları tampon 50μl ekle Tutkal slayt tampon tutacak - B &amp; B ile yapıştırılmış noktalar arasındaki boşluğu doldurun. </li><li> Göçebe bir L3 larva alın ve ıslak kağıt mendil parçası üzerinde 2 dakika süreyle buz koyun. Bu hareketini yavaşlatır. Ardından tampon ve şark dorsal yüzü yukarı (larva diş gibi çıkıntı kemerleri yoksun tarafı) ile larva transferi. Baş bölgesi biraz tutkal ve Sylgard arasında hızla uygulanır. Tutkal sertleşerek çok hızlı ve hareketli larva başkanı önlemek. </li><li> Forseps kullanarak dikkatli bir şekilde arka spiracles hayvan kapmak ve hafifçe germek. Larva larva her iki taraf posterior yarısı boyunca tutkal uygulayarak bu pozisyonda sabitleyin. Manikür daha fazla hareket, vücut duvarı kasları azaltmak için hayvan yanları daha fazla tutkal eklemek. Larva, şimdi bu konumda sabit. Lamel AHL veya PBS ile dolu küçük bir Petri kabı içine yerleştirilebilir. Kalp atım şimdi müdahalesi olmaksızın vücut duvarı hareketleri kaydedilebilir. </li></ol> Temsilcisi Sonuçlar: Taze, oksijenli AH bakımı yapıldığında yarı sağlam bir yetişkin Drosophila kalp diseksiyonu aşağıdaki (bkz. Ek Veri Ocorr ve ark, 2007) saat boyunca ritmik yendi. Movie 1 temsili örnek gösterilmiştir. 3. instar larva ve genç sinekler (1-3 hafta eclosion) Hearts - 3 Hz genellikle 1 ile oranları düzenli bir kalp atışlarını gösterir. Yine de, bu kalpleri hala oksijenli AHL saat için kendiliğinden yenmek mümkün, 3 hafta genellikle daha aritmik büyük uçar. Hearts diseksiyonu prosedürün bir sonucu olarak zarar görmüş yetişkin sinekler genellikle aşırı daralma dinlenmek için mümkün olan lokalize bölgelerde göstermektedir. Dolayısıyla bu tür hazırlıkları hasarlı olarak kabul edilir ve atılır; 1 Hz daha yavaş Heartbeat oranları yaş 3 hafta daha genç uçar nadiren gözlenir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">Movie 1 indirmek için buraya tıklayın</a> maruz kalan karın kalp tüpü gösteren bir haftalık yetişkin wild tip sineği (w 1118 laboratuvar suşu) (sol anterior). Düzenli, ritmik kasılmaları Not. Opak bölgelerde sağ üst köşesinde, kalan karın yağ organları, kalbin her iki tarafında yuvarlak hücreler perikardiyal hücreleri.

<ol><li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li>
<li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li>
</ol>

Drosophila modeli embriyolojik gelişim öğrenme ve hafıza arasında değişen çeşitli bilimsel soruları gidermek için kullanılan güçlü bir genetik bir araç olduğu kanıtlanmıştır. Son zamanlarda bu çok yönlü bir model organizmanın genetik kalp fonksiyon sinek araştırmak için kullanılır olmuştur. Yetişkin Drosophila kalp fizyolojisi ölçmek için bir dizi girişimi sağlam sineklerin karın manikür yoluyla yapılan gözlemlere dayanıyordu. Bu yaklaşımların çoğu, tek bir parametre, kalp hızı ölçmek için karın ile ışık yoğunluğu veric...

<table><tbody><tr><td>Mikro Diseksiyon Yaylı Makas (eğri)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Kaba kesimler için uygundur (Adım 3)</td></tr><tr><td>Mikro Diseksiyon Yaylı Makas (düz)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 pens</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 pens</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Cam Kılcal Borular, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Cam Kılcal Borular, ince</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipet Çekici</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Hem yatay hem de dikey pipet çekiciler kullanılabilir</td></tr><tr><td>Plastik tüp</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; iç çap</td><td>100&amp;#x03BC;l kılcal borular için</td></tr><tr><td>Plastik tüp</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; iç çap</td><td>küçük kılcal borular için</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; doku yapıştırıcısı</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

dayak kalp görselleştirme drosophila</em

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

<em&gt; Drosophila</em&gt; Kalp son zamanlarda miyojenik kalpleri fonksiyonu altında yatan, genetik, hücresel ve moleküler mekanizmaları incelemek için iyi bir model sistem olarak ortaya çıkmıştır. Sinek kalp fonksiyonu inceleyerek kilit bir adım hala dayak kalp organı gözlenmeli ve kaydedilmelidir için izin verirken miyojenik fonksiyonu korur kalbinde bir şekilde erişmek için bir yol bulmaktır. Larva ve yetişkin hem de kalpte gözleme ve kaydetme için iki farklı yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Burada açıklanmıştır. Yetişkin sinekler kullanarak yarı sağlam bir hazırlık pigmente manikür girişim ve yağ organları örten karın kalp açıkça görüntülenmesini sağlar. Larva kalp kaydetmek için böylece miyokard kasılmaları ile ilişkili değildir kalp hareketleri azaltarak vücut duvarı hareketleri en aza indirir larva, hareketsiz için gerekli olan yener. Metodolojileri istikrarlı bir yetişkin ve saat için 1-3 Hz oranları yenebilir larva kalp hazırlıkları üretir.

Larva ve yetişkin kalpte görüntülenmesi için gerekli Tekniği<em&gt; Drosophila</em&gt; Sundu. Her yaşam evresi, farklı bir metodoloji gerektirir.

Dayak Kalp görselleştirme Drosophila</em

Drosophila kalbi, son zamanlarda ... fonksiyonunun altında yatan genetik, hücresel ve moleküler mekanizmaların incelenmesi için iyi bir model sistem olarak ortaya çıkmıştır.

Erişkin kalbin diseksiyonu için Drosophila'da atan bir kalbin görüntülenmesine yönelik iki teknik burada sunulacaktır. İlk olarak, baş ve toraks belirtilen hat boyunca tek bir kesiyle çıkarılır. Ardından, genitalyalar uzaklaştırılır ve abdominal vücut boşluğu pensle açılır; bağırsak ve dişi sinek durumunda yumurtalıklar çıkarılır.Larva kalbinin sabitlenmesi için erişkin kalbi açığa çıkarmak amacıyla, üçüncü ve dördüncü abdominal segmentlerdeki abdominal yağ cismi dikkatlice aspire edilir. Tampon çözelti içine yerleştirilen tek bir larva, önce larva baş bölgesi çevresine histo acral yapıştırıcı uygulanarak sabitlenir. Larva nazikçe gerilir ve ardından posterior uca ve larva vücut duvarının yan kısımlarına daha fazla yapıştırıcı uygulanır.Merhaba, ben GI Fler. Merhaba, ben Karen er. İkimiz de Burnham Tıbbi Araştırma Enstitüsü'ndeki Gelişim ve Yaşlanma programının üyeleriyiz.Bugün size, larva ve yetişkin drosophila'nın atan kalbini görüntülemek için geliştirdiğimiz prosedürleri göstereceğiz. Bu iki hazırlık yöntemini de meyve sineğinin kalp atış parametrelerini görüntülemek, incelemek ve nicelleştirmek için bir yol olarak kullanıyoruz. Başlamadan önce, ilk olarak yapay bir hemolenf çözeltisi hazırlıyoruz.Bu çözelti, kullanımdan hemen önce soğutulmuş stok çözeltilerden yapay hemolenfe eklenmesi gereken sükroz girişi, helo içerir. Bakteriyel kontaminasyonu önlemek için yapay hemolenfi oda sıcaklığına getirin ve çözeltiyi en az 15 dakika boyunca hava kabarcıklarıyla oksijenlendirin. Ardından, sinekteki yağ cisimciklerinin uzaklaştırılması için gerekli olacak birkaç ince kılcal boruyu standart bir pipet çekici kullanarak hazırlayın.Her şey hazırlandıktan sonra, yetişkin sinekler anestezi altına alınmalıdır. Bu işlem, sineklerin iki ila beş dakika boyunca kısa süreli olarak fly nap'a maruz bırakılmasıyla gerçekleştirilebilir; ancak sineklerin fly nap içinde beş dakikadan fazla tutulmamasına dikkat edilmelidir. Sinekleri anestezi altına almak için kısa süreli soğuğa maruz bırakma yöntemi de kullanılabilir, ancak kalp atış hızı ve hareketlilik üzerinde daha uzun süreli etkileri olduğu için karbondioksit önerilmemektedir.Ardından, anestezi uygulanmış sinekler sırtları aşağıya gelecek şekilde, ince bir vazelin tabakasıyla kaplanmış bir Petri kabına yerleştirilir. Kanatlardaki ve gövdedeki hidrofobik kütikül jelatine tersine çevrilebilir şekilde yapışmalıdır, ancak gerekirse sineğin konumu yeniden ayarlanabilir. Kavisli bir yaylı makas kullanılarak ilk kesi yapılır.Bu işlem, makas uçlarının sineğin bacaklarının altına yerleştirilmesi ve boyun yakınındaki dorsal yüzeye doğru açılı bir şekilde indirilmesiyle gerçekleştirilir. Kesim yapıldığında, baş ventral sinir kordonu ve bacaklar tek bir hamleyle çıkarılır. Ardından preparat, yaylı makas kullanılarak oksijenlendirilmiş yapay hemolenf çözeltisine daldırılır.Karın segmenti yedi ve sekizden oluşan abdomenin arka ucu, tek bir kesik ile çıkarılır. Bu işlem, abdomenin her iki kenarı boyunca lateral kesiler yapılmasına olanak sağlar ve arka bağırsak ile abdominal kütikül arasındaki bağlantının koparılmasına hizmet eder. Makas uçlarını abdomen ucundaki küçük açıklığa yerleştirin ve kütikülü lateral olarak kesin.Bu işlem, ventral kütikülün bir kenarını serbest bırakır. Serbest kalan parçayı pensetle tutun ve abdomenin karşı lateral kenarı boyunca benzer bir kesi yapın. Serbest kalan ventral abdominal kütikül parçası artık çıkarılabilir.Bağırsak ve diğer abdominal organlar genellikle mücevher pensi kullanılarak ve hafifçe çekilerek tek bir kütle halinde çıkarılabilir. İç organların çıkarılması, küçük hava kaslarıyla dorsal kütiküle hâlâ bağlı olan ve yağ gövdeleriyle çevrili olan atan kalp tüpünü ortaya çıkarır. Çekilen kapilerler, vakum kaynağına bağlı 1/16 inçlik plastik bir tüpe yerleştirilir.Emme kuvveti uç çapıyla orantılıdır, bu nedenle kurulum yapıldıktan sonra çapı 40 mikrondan büyük uçlara sahip pipetler kullanılmamalıdır. Bu emme sistemi, kalp tüpünün etrafındaki fazla yağı çekmek için kullanılır. Ayrıca kütikula çevresinde biriken hava kabarcıklarını ve herhangi bir kalıntıyı temizlemek için de kullanılabilir.Kalbe doğrudan dokunmaktan kaçınmak için azami dikkat gösterilmeli ve kalbin posterior kısmı çok kırılgan olduğu için bu bölgeden de uzak durulmalıdır. Yetişkin drosophila kalp tüpü şu an açığa çıkmış durumdadır ve gerekirse atıyor olmalıdır. Kütikül ve ona bağlı kalp, kütikül petroleum jelyinden nazikçe kaldırılarak ve ardından dikkatlice tekrar bastırılarak yeniden konumlandırılabilir.Kalp dokusuyla herhangi bir temastan kaçının. Bu aşamada, preparatın içinde bulunduğu çözelti taze yapay hemolenf ile değiştirilmelidir. Herhangi bir manipülasyon öncesinde, bu preparatın oksijenleme ile 20 ila 30 dakika boyunca dengelenmesine izin verilmelidir.Hazırlığın 60 dakikadan daha uzun süre korunması gerekiyorsa, taze yapay hemolenf ile yeniden perfüze edilmelidir. Bu hazırlık artık optik kayıt için kullanılmaya hazırdır; ayrıca elektrofizyolojik kayıt veya histolojik manipülasyonlar için de kullanılabilir. Larva içinde atan kalbin görüntülenmesi için farklı bir teknik gereklidir.Öncelikle, prosedürden bir gün önce lamel hazırlayın. Bu işlem, bir kürdan kullanarak yaklaşık 50 ila 70 µL Sylgard çözeltisinin 22 x 22 mm'lik bir lamel üzerine aktarılmasıyla gerçekleştirilir. Sylgard'ın 65 °C'de gece boyunca sertleşmesini bekleyin.Ardından, Brody ve Bates tamponu hazırlayın; hazırlandıktan sonra alikotlar -20 °C'de saklanabilir ve ihtiyaç duyulduğunda çözülebilir. Son olarak, histo acral glü uygulamak için gerekli araçları hazırlayın. İlk olarak, birkaç ince kılcal boru çekin.Ardından, 1,5 mililitrelik bir pipet ucunu çapı yaklaşık 1/32 inç olan küçük bir plastik tübe bağlayın. Küçük ucunu tübe yerleştirerek, geniş ağzı diğer uca gelecek şekilde bir kapiler yerleştirin. Kurulum tamamlandığında, kapileri bir damla glua batırıp plastik uca doğru hafifçe vakum uygulayarak kapileri histo glue ile doldurun.Yapıştırıcı ile çalışırken, yapıştırıcı kapilerinin ucundaki fazla yapıştırıcıyı temizlemek için el altında ikinci bir cam kapiler bulundurulmalıdır. Yapıştırıcı, tamponlu salinle temas edene kadar sıvı halde kalır ve temas sonrası birkaç saniye içinde sertleşir. Bununla birlikte, yapıştırıcı genellikle kapiler ucundan temizlenecek veya numuneye uygulanacak kadar uzun süre plastik formda kalır.Larvaların immobilizasyonuna başlamak için, syl guard'ın her köşesine yakın bir noktaya bir damla histo acral yapıştırıcı damlatın. Lamel üzerine, yapıştırıcı damlaların üzerine 50 µL B ve B tamponu ekleyin; bu işlem yapıştırıcının anında sertleşmesini sağlayacaktır, ardından yapıştırılan noktalar arasındaki boşluğu B ve B ile doldurun. Yapıştırıcı, tamponun lam üzerinde kalmasını sağlayacaktır.Gezinme aşamasındaki bir L3 larvası alın ve hareketini yavaşlatmak için iki dakika boyunca buz üzerinde ıslak bir doku kağıdı parçasına yerleştirin. Ardından, larvayı tampon çözeltiye aktarın ve sırt kısmı yukarı gelecek şekilde konumlandırın.Burası, larvaların özdeş kuşaklarının bulunmadığı taraftır. Baş bölgesi ile eşik koruyucusu arasına hızlıca biraz yapıştırıcı uygulayın. Yapıştırıcı çok hızlı sertleşecek ve larvaların başının hareket etmesini önleyecektir.Pens kullanarak hayvanı posterior spiraküllerinden dikkatlice tutun ve nazikçe gerin. Larvaların arka yarısının her iki yanına yapıştırıcı uygulayarak larvaları bu pozisyonda sabitleyin. Vücut duvarı kaslarının kütikülü daha fazla hareket ettirmesini önlemek için hayvanın yan taraflarına daha fazla yapıştırıcı ekleyin.Larva şu an bu konumda sabitlenmiştir. Lam, yapay hemolenf veya PBS ile doldurulmuş küçük bir Petri kabına yerleştirilebilir; böylece kalp atımları, vücut duvarı hareketlerinden etkilenmeden kaydedilebilir. Yarı-intakt yetişkin drosophila kalbi, diseksiyondan sonra taze oksijenlendirilmiş yapay hemolenf içinde tutulduğunda saatlerce ritmik olarak atmaya devam edecektir.Temsili bir örnek burada ve birinci ek videoda gösterilmiştir; burada gösterilen üçüncü evre larva kalpleri ve çıkıştan sonra bir ila üç haftalık genç sinekler genellikle 1 ila 3 Hz arasındaki hızlarda düzenli bir kalp atışı sergiler; üç haftadan daha yaşlı sinekler ise genellikle daha aritmiğendir. Buna rağmen, bu kalpler oksijenlendirilmiş yapay hemolenf içerisinde saatlerce spontane olarak atmaya devam edebilir. Diseksiyon prosedürü sonucunda hasar gören yetişkin sinek kalpleri, tipik olarak gevşeyemeyen ve genellikle kontrolsüzce atan aşırı daralmış lokal bölgeler gösterir. Üç haftalıktan küçük sineklerde 1 Hz'den daha yavaş kalp atış hızları nadiren gözlemlenir.Sonuç olarak, bu tür preparatlar hasarlı kabul edilir ve atılır. Optik görüntüleme için larva ve yetişkin meyve sineği kalplerinin nasıl hazırlanacağını göstermiş olduk. Yarı-intakt preparat hazırlarken kalbe asla dokunmamanız gerektiğini unutmayın.İşte böyle. İzlediğiniz için teşekkür eder, deneylerinizde başarılar dileriz.

visualizing-the-beating-heart-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Biyoloji

Burada larva ve yetişkin kalp tüplerin farklı unsurları floresan etiketlenmesi için temel bir protokol...

VE Floresan Etiketleme Drosophila Kalp Yapıları

Biz yüksek hızlı optik kayıtları analiz etmek için geliştirilen bir Yarı-otomatik Optik Heartbeat Analiz yöntemi...

Küçük Kalpler Yarı-otomatik Optik Heartbeat Analizi

Larva kalp fonksiyonları izlemek için çeşitli yollar...

Larvaların olarak izlenmesi Kalp Fonksiyonu Drosophila melanogaster Fizyolojik Çalışmaları

Biz fiksasyon, gömme, kesit, bir süreç tarif etmek, ve geç dönem...

Elektron Mikroskobu için embriyo Hazırlık Drosophila Embriyonik kalp tüpü

Drosophila hemocytes gelişmekte olan embriyonun bütünlüğü içinde dağılırlar . Bu protokol, floresan etiketli hemocytes embriyoları kullanılarak bu göçler montaj ve görüntü nasıl gösteriyor.

Uygulamalarda Canlı Görüntüleme Drosophila melanogaster Embriyonik Hemocyte Göçler

Biz sahnelenen hazırlamak için prosedürü...

Tüm montaj Embriyonik Sinir Sistemi Görselleştirme Drosophila Embriyolar

Bu video, sineğin yetişkin kalbini veya başka bir şekilde Drosophila sırt damarı olarak adlandırılıyor. Özellikli protokol, canlı kalp hazırlıkları için bir diseksiyon prosedürünü göstermektedir.

Drosophila kalbinin hazırlanması: yetişkin sineklerde kalp fizyolojisini incelemek için bir teknik

Burada, Drosophila'yı farklı gelişim aşamalarında hazırlamak ve özel bir optik tutarlılık mikroskobu (OCM) sistemi kullanarak Drosophila kalp atışlarının uzunlamasına optik görüntülemesini gerçekleştirmek için deneysel protokoller açıklanmaktadır. Kardiyak morfolojik ve dinamik değişiklikler, OCM görüntülerinden kalbin yapısal ve fonksiyonel parametrelerinin analiz edilmesiyle kantitatif olarak karakterize edilebilir.

Drosophila Hazırlama ve Optik Koherens Mikroskobu Kullanımı In Vivo Kalp Fonksiyonu Boyuna Görüntüleme (OCM)

Zebra balığı kalbinin in vivo ışık tabakası floresan mikroskopisi ile incelenmesi için optimize edilmiş araçlar açıklıyoruz. Özellikle, parlak kardiyak transgenik çizgiler öneriyoruz ve gelişimsel ve kalp kusurlarını önleyen yeni nazik gömme ve hareketsizleştirme teknikleri sunuyoruz. Kardiyak görüntülemeye uyarlanmış olası bir veri toplama ve analiz boru hattı da sağlanmaktadır.

Zebra Balığı Embriyolarında Hızlı Kardiyak Dinamiklerin Işık Tabakası Mikroskopisi

Mevcut protokol, OCT görüntüleme ve optogenetik kalp pacing için kalpte eNpHR2.0 veya ReaChR opsinlerini eksprese eden Drosophila melanogaster'in oluşumunu tanımlamaktadır. Farklı gelişim aşamalarında canlı hayvanlarda restore edilebilir kalp durması, bradikardi ve taşikardi simülasyonu da dahil olmak üzere Drosophila OCT görüntüleme ve kalp atışı modülasyonu için ayrıntılı talimatlar bildirilmiştir.

Kardiyak Fonksiyonun Görüntülenmesi ve Optogenetik Kontrolü için Drosophila melanogaster Modellerinin Geliştirilmesi

Drosophila kalp kesiti ve floresan görüntüleme protokolü, kalp yapısını ve patolojilerini incelemeyi basitleştirir. Bu yaklaşım, geleneksel diseksiyon için gereken teknik uzmanlığı atlayarak basit kesit alma, boyama ve görüntülemeyi içerir. Erişilebilirliği artırarak Drosophila'yı daha geniş bilimsel topluluk içinde kardiyak ile ilgili araştırmalar için daha yaygın olarak kullanılabilir bir model haline getirir.

Kriyoseksiyon ile Drosophila Kalp Floresan Boyama için Yeni ve Etkili Yöntem

Öğrenin Drosophila'nın larva ve yetişkin dönemlerinde atan kalbin görselleştirme tekniklerini. Bu yöntemler kalp fizyolojisinin gelişimsel çalışmalarda incelenmesine olanak tanır.

Dayak Kalp görselleştirme Drosophila

Daha fazla video keşfet