Damar Hastalığı Çalışmaları Farelerde Ortotopik Aort Nakli
28 Kasım 2012
Bir fare abdominal aort bir bölüm sadece bir allojenik veya sinjenik alıcı olarak renal arterler aşağıda orthotopically transplante edildiği bir yöntem açıklanmaktadır. Bu teknik, birörnek büyük arter nakli avantajlı olarak kabul edilir olan çalışmalarda yararlı olabilir.
Bu prosedürün amacı, bir donör fare abdominal aortunu allojenik bir alıcı fareye nakletmektir. Bu, önce donör aortun elde edilmesiyle gerçekleştirilir. Daha sonra, alıcı hayvanda greft bölgesi inşa edilir.
Alıcı hayvanın doğal aortu daha sonra diseke edilir ve bölünür. Son adım, donör aortu implante etmek için iki uçtan uca vasküler anastomoz kullanmaktır. Sonuç olarak, bu prosedür, allojenik suş kombinasyonlarında nakil sonrası vasküler hastalığın gelişimini incelemek için kullanılabilir.
Bu yöntemin, örneğin heterotopik kalp nakline göre avantajı, damarların tek tip boyutta olması nedeniyle morfometrik analiz yapmanın daha kolay olmasıdır. Ek olarak, damar, hücresel infiltratlar ve analizi zorlaştırabilecek diğer şeylerle çevrili olabilen parankimal doku ile çevrili değildir. Bu tekniğin kullanılması, nakil sonrası vasküler hastalıkta yer alan mekanizmaları göstermede özellikle yararlı olabilir, bu da insan klinik transplantasyonunda inatçı bir sorun anlamına gelir.
Stresin etkilerini en aza indirmek ve enerji rezervlerini en üst düzeye çıkarmak için, hayvanları ameliyattan en az 72 saat önce vivaryumda tutun. Ameliyat günü, 35 ila 38 santigrat dereceye ayarlanmış bir ısıtma yastığının üzerine metal bir ameliyat tahtası yerleştirin. Daha sonra anesteziden sonra, hayvanın ventral karnındaki kılları çıkarın.
Hayvanı ameliyat masasına yayılmış kartal pozisyonunda monte etmek için laboratuvar bandı kullanın ve ardından hayvanların tüm traşlı alanını bir dezenfektan ve ardından steril makas kullanarak etanol ile üç kez sterilize edin. Ardından, karın iç organlarını ortaya çıkarmak için vücut duvarından bir kesi yapın. Ardından, iç organları ılık tuzlu suyla ıslatılmış bir steril gazlı bez parçasının üzerine itmek için steril bir pamuklu çubuk kullanın ve karnın büyük damarlarını açığa çıkarın.
Şimdi, çok dikkatli bir şekilde köreltin, abdominal aortu inferior vena mağarası da dahil olmak üzere çevre dokudan uzaklaştırın ve ardından lomber arteri dikkatlice kaldırın ve koterize edin. Aortun diseksiyon için olan bölümü, böbrek damarlarının altında ve aortun femoral arterlere bifurkasyonunun üzerinde olmalıdır. Alanı belirledikten sonra, renal arterlerin hemen altında ve çatallanmanın hemen üzerinde bir tane daha lastik sütürü.
Daha sonra, aortu bölmek için makas kullanın ve daha sonra damarın bir ucunu çok dikkatli bir şekilde tutun ve heparinize salini yerçekimi ile damardan geçecek şekilde damlatın. Daha sonra kabın uçlarını mümkün olduğunca az tutun. Grefti çıkarın ve hemen buz gibi soğuk bir tuzlu su kabına koyun.
Alıcı hayvana anestezi ve analjezi uyguladıktan sonra, ventral karnı gösterildiği gibi tıraş edin. Kurumasını önlemek için gözlere gentamisin oftalmik merhem sürün ve ardından yeterli dezenfeksiyonu sağlamak için karnı gösterildiği gibi sterilize edin. Şimdi cilt ve vücut duvarından aşamalar halinde orta hat kesisi yapın.
Ardından, karın kesisini açık tutmak için bir yayıcı yerleştirin ve kelepçenin büyük kısmını yoldan uzak tutmak için vida tertibatını hayvanın arka ucuna doğru işaret edin. Daha sonra bağırsakların üzerine tuzlu suya batırılmış steril bir gazlı bez yerleştirin. Ardından gazlı bezi parmağınızı içeri sokacak şekilde nazikçe yerinde tutun.
Bağırsakların altına steril bir pamuklu çubuk yerleştirin ve bağırsaklar gazlı bezin üzerine oturacak şekilde nazikçe yansıtın. Bağırsakların üzerine başka bir steril gazlı bez parçası yerleştirin ve tuzlu su ile ıslatın. ATA'larını ve inferior vena mağaracısını kaplayan herhangi bir yağ dokusunu nazikçe çıkardıktan sonra, infrarenal aortu inferior vena mağarasından dikkatlice incelemek için forseps kullanın.
Şimdi iki kelepçe için yer sağlayacak kadar geniş bir alanı temizleyin ve bölündüğünde greftin dikilebileceği yeterli damar olacak şekilde yeterli damar ile temizleyin. Siyah sütürün damar boyunca ağırlığınızı hissetmek için kullanılabileceğini unutmayın. Diseksiyon yaparken, damar dallarını arayın, dalları gerektiği gibi düşük sıcaklıkta bir koterizatör ile koterize edin.
Daha sonra, renal arterin hemen altına bir vasküler klemp ve çatallanmanın hemen üzerine başka bir vasküler klemp yerleştirin. Sonra aortu kesin. Bu durumda, kesi çatallanmaya daha yakın yapılır, çünkü iki klempin ortasına yakın bir yerde bir dal damarı koterize edilmiştir, bu da anastomoz için bir gözenek bölgesi haline gelir, aortun uçları genellikle geri çekilir ve yaklaşık beş milimetrelik bir boşluk bırakır.
Hemostaz olup olmadığını kontrol edin. Kelepçeler doğru çalışıyorsa, kesimden sonra sadece az miktarda kan kaçmalıdır. Daha sonra, aortun kesik uçlarını heparinize salin ile durulayın ve ardından fazla solüsyonu temizleyin.
Şimdi her iki ucunda üç süreksiz dikiş kullanarak grefti yerine oturtun. Daha sonra anastomozun bir tarafını her iki ucunda dikin ve geri kalanını yedi ila sekiz kesintili dikişle doldurun. Akıntı sütürü tercih edilirse, damar duvarlarının rahat kalmasına ve anastomozda darlık oluşmamasına dikkat edin.
Şimdi aortun kraniyal ucundaki kelepçeyi dikkatlice çıkarın ve dikiş hatlarında sızıntı olup olmadığına bakın. Daha sonra, ıslatılmış bir pamuk aplikatörü ile anastomoz bölgesinin üzerindeki aort üzerine hafifçe bastırın ve ikinci kelepçeyi çıkarın Damarın açık olup olmadığını kontrol etmek için aortu birkaç kez hafifçe bastırın ve bırakın. Greft hemen perfüze edilecek ve bir nabız görünür olmalıdır.
Şimdi, bağırsakları kaplayan gazlı bezi çıkarın ve normal anatomik yönelimlerini koruyarak ve bükülmeyi önleyerek tekrar yerlerine getirin. Kas tabakasını kapatmak için beş sıfırlı bir Vicryl sütür kullanın ve ardından cildi beş sıfır veya altı sıfır prolin sütür ile kapatın. Anesteziyi sonlandırmadan önce analjeziyi artırmak için fareyi deri altından carprofen ile tedavi edin ve ardından fareye aynı kökten 0,5 ila 0,8 mililitre salin verin.
Son olarak, fareyi kurtarmak için ısıtılmış bir kafese yerleştirin ve hayvanı dikkatlice izleyin. Ameliyattan 12 ve 24 saat sonra, hayvana sırasıyla buprenorfin ve carprofen deri altına uygulayın. Bu ilk şekil bir aort greftini göstermektedir.
Buradaki beyaz oklarla gösterilen dikiş çizgilerine dikkat edin. Alıcının sağkalımının 56 günlük bir süre boyunca takip edildiği tipik bir deney tasvir edilmiştir. Kontrol grubu, bağırsak C aortları ile nakledilen FVB alıcı fareler tarafından altı vahşi tip C 57 BL'den oluşuyordu.
Deney grubu, hem oksijenaz bir ekspresyonunda eksik olan, FVB alıcıları tarafından C 57 BL altıdan oluşuyordu. Bu nakavt, greftlerin 24 saat içinde trombozu ile sonuçlanır. Özellikle, bu tüm alıcıların ölümüyle sonuçlandı.
Bu son şekil, normal bir hayvanda ve bir nakil alıcısında inferior vena, mağara ve abdominal aortun eko ölçümlerini göstermektedir. Greftin patentli olduğunu ve görünüş olarak nakil olmayan aort ile benzer olduğunu unutmayın. Gördüğünüz gibi, dokular çok hassas ve küçüktür, bu nedenle bu prosedürün kesinlikle edinilmiş bir beceri olduğunu ve bu nedenle prosedürün başarılı bir şekilde yapılabilmesi için iyi bir pratik gerektireceğini aklınızda bulundurmanız gerekir.
Bu teknik, düzgün bir şekilde yapılırsa bir saat içinde yapılabilir.
Tam transkripti görüntüleyin ve binlerce bilimsel videoya erişin
Genel Bakış
Bu makale, bağışçı bir fareden alınan karın aortunun bir bölümünün alıcı bir farede ortotopik olarak nakledilmesi tekniğini açıklamaktadır. Bu yöntem, özellikle nakil sonrası vasküler hastalığın gelişimini incelemek için yararlıdır.
Çalışmanın Temel Bileşenleri
Bilim Alanı
- Nakil teknikleri
- Vasküler biyoloji
- Fare modelleri
Arka Plan
- Büyük arterlerin nakli, vasküler hastalık hakkında bilgiler sağlayabilir.
- Nakil sonrası komplikasyonları anlamak, nakil sonuçlarını iyileştirmek için kritik öneme sahiptir.
- Allojenik ve synjen modeller bağışıklık tepkilerini incelemede yardımcı olur.
- Bu teknik, deneme tutarlılığını artıran tek tip gref boyutuna izin verir.
Çalışmanın Amacı
- Fareler için karın aort nakli için güvenilir bir yöntem geliştirmek.
- Nakil sonrası vasküler hastalık üzerine yapılan çalışmaları kolaylaştırmak.
- Allojenik nakillerde farklı soy kombinasyonlarının etkilerini keşfetmek.
Kullanılan Yöntemler
- Bağışçı fareden karın aortunu hasat etmek.
- Alıcı farede gref alanı oluşturmak.
- Alıcının doğal aortunu çıkarmak ve bölmek.
- Bağışçı aortunu implante etmek için uçtan uca vasküler anastomoz gerçekleştirmek.
Ana Sonuçlar
- Teknik, karın aortunun nakil edilmesine izin verir.
- Bu model kullanılarak nakil sonrası vasküler hastalık incelenebilir.
- Farklı soy kombinasyonları bağışıklık tepkileri hakkında bilgiler sunar.
- Yöntem, deneysel amaçlar için gref boyutunda tek tipliği sağlar.
Sonuçlar
- Bu nakil tekniği, vasküler araştırmalar için değerlidir.
- Nakil sonrası komplikasyonları incelemek için bir platform sağlar.
- Gelecek çalışmalar bu yöntemi kullanarak vasküler biyolojiyi daha iyi anlamaya yardımcı olabilir.
Sıkça Sorulan Sorular
Executive Industry Relevance
Orthotopic aortic transplantation in mice provides a robust preclinical model for studying mechanisms of post-transplant vascular disease, a major challenge in solid organ transplantation. The model enables quantitative morphometric analysis and direct comparison between grafted and native vessels, supporting predictive confidence in vascular biology research. Its reproducibility and control features make it valuable for early discovery and mechanistic de-risking in vascular disease pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of vascular injury and repair mechanisms relevant to transplant pathology.
- Supports functional validation of genetic or pharmacological targets implicated in intimal hyperplasia.
- Facilitates mechanistic de-risking by allowing direct comparison of allogeneic and syngeneic responses.
- Provides a controlled system for hypothesis-driven studies on vascular disease progression.
Screening & Assay Development
- Establishes a reproducible in vivo platform for evaluating candidate interventions targeting vascular remodeling.
- Supports quantitative morphometric outputs for standardized assessment of disease endpoints.
- Enables assay development for post-transplant vascular pathology using uniform vessel size and anatomy.
- Facilitates screening of genetic models or therapeutic agents in a controlled vascular context.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with disease-relevant mechanisms observed in human transplant vasculopathy.
- Provides continuity from discovery-stage findings to preclinical validation of vascular interventions.
- Supports risk-adjusted advancement of therapeutic candidates targeting vascular complications.
- Enables translational biomarker development through direct tissue analysis and imaging.
Pipeline & Workflow Integration
This model bridges early discovery, target validation, and preclinical evaluation for vascular disease research, particularly in the context of transplantation.
- Discovery Biology: Facilitates hypothesis testing on vascular injury, immune response, and repair mechanisms.
- Screening: Provides a standardized, reproducible assay for evaluating interventions and genetic modifications.
- Analytics: Enables quantitative morphometric and imaging-based readouts for robust data comparison.
- Translational Research: Supports alignment with clinical endpoints in transplant vasculopathy studies.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable, scalable platform for diverse vascular disease investigations.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in vascular disease modeling.
- Operational Value: Enhances reproducibility and standardization across experimental cohorts.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making for vascular-targeted therapeutics.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of candidates addressing transplant-related vascular complications.
Implementation Considerations
- Requires advanced microsurgical expertise and training for consistent outcomes.
- Demands specialized surgical tools and imaging infrastructure for morphometric analysis.
- Necessitates rigorous cross-team standardization of surgical and analytical protocols.
- Adaptation may be needed for different mouse strains or genetic backgrounds.
- Practical limitations include technical learning curve and animal welfare considerations.
