Name: Tek hücreli Yara Şifa sırasında Sitoplazmik Akışı görselleştirme Stentor coeruleus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-19T13:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 9 s
Description: Keşfedin tek hücreli yara iyileşmesinde sitoplazmik akışı Stentor coeruleus'ta görselleştirme yöntemini. Parçacık görüntü hız ölçümü yazılımı kullanılarak hücresel yanıtları analiz edin ve rejenerasyon mekanizmalarını anlayın.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu çalışma NIH hibesi R01 GM090305 (WFM) tarafından desteklenmiştir. Burada açıklanan prosedür, 2012 yazında Deniz Biyolojisi Laboratuvarı Fizyoloji Kursunda geliştirilmiştir ve öğrencilere, eğitmenlere ve kurs yöneticilerine birçok yararlı ve teşvik edici tartışma için teşekkür ederiz.

1. Hücre Kültürü ve Toplama
<ol>
	<li>Stentor coeruleus hücrelerini ya Tartar7 tarafından tarif edildiği gibi doğal havuzlardan ya da ticari bir tedarikçiden alın (bkz Reaktifler).</li>
	<li>0.75 mM Na2CO3, 0.15 mM KHCO3, 0.15 mM NaNO3, 0.15 mM KH2PO4, 0.15 mM MgSO4, 0.5 mM CaCl2 içeren Tartar7 ve De Terra12 tarafından tarif edilen tariflerden uyarlanan Modifiye Stentor Ortamında (MSM) karanlıkta 20 ºC'de büyüyerek kültürleri koruyun, ve 1.47 mM NaCl.</li>
	<li>Ortama canlı av ekleyerek MSM ortamını bir karbon kaynağı ile destekleyin. Standart kültür yöntemlerini kullanarak Chlamydomonas reinhardtii TAP besiyeri kültürlerini büyütün13. Beslenmeden önce, MSM'de Chlamydomonas hücrelerini yıkayın. Haftada 2-3 kez 300 ml Stentor kültürleri ~ 3 x 107 Chlamydomonas hücresi besleyin.</li>
	<li>Bir pipet kullanarak ameliyat için Stentor hücrelerini toplayın. Stentor genellikle kültür kabının dibine ve yanlarına tutunur ve bu nedenle hücreleri toplamak için, hücreler ayrılmaya ve serbestçe yüzmeye başlayana kadar bir pipet ucundan hava köpürterek kültürü çalkalar.</li>
	<li>Hücrelerin kesilmesini önlemek için geniş delikli bir uçla donatılmış bir pipet kullanarak yüzme hücrelerini yakalayın.</li>
	<li>Toplanan hücreleri taze MSM'de yıkayın.</li>
</ol>
2. Mikrocerrahi için Aletlerin Hazırlanması
<ol>
	<li>Uçları erimeye başlayana kadar iki cam karıştırma çubuğunu bir Bunsen brülörü veya başka bir alev üzerinde tutun.</li>
	<li>Erimiş camın kaynaşması için iki çubuğun uçlarını birbirine dokundurun.</li>
	<li>İki çubuk arasında küçük bir erimiş cam damlası oluşturduktan sonra, bunları alevden çıkarın, 1-2 saniye soğumaya bırakın ve ardından temiz bir mola vermek için ayırın. İdeal olarak, cam soğudukça cam ince teller halinde dışarı çekilecek ve düzgün bir şekilde kırılacak ve bu da ucunda ince uçlu yaklaşık 1-2 cm uzunluğunda bir iğne ile sonuçlanacaktır (Şekil 2).</li>
	<li>Ortaya çıkan iğne yetersiz kalırsa, uçlar cam atıklarına ayrılabilir ve çubuklar yeniden kullanılabilir.</li>
</ol>
3. Mikrocerrahi ve gözlem için hücre montajı (Normal cerrahi)
<ol>
	<li>Vazelin ile kaplanmış ve bir cam lamel üzerine bastırılmış kare bir lastik damga kullanarak kare bir Vazelin duvarlı oda hazırlayın.</li>
	<li>Vazelin karesine %2 Metil Selüloz içeren MSM ekleyin.</li>
	<li>Lameli plastik bir adaptöre yerleştirin, bu da lamellerin standart bir slayt tutuculu bir mikroskop üzerine yerleştirilmesini sağlar (Şekil 3).</li>
	<li>Stentor hücrelerinin hareketliliğini engellemek için adım 1.6'dan yıkanmış hücreleri MSM artı metil selüloza ekleyin, böylece ameliyat sırasında yerinde kalırlar.</li>
	<li>Metil selülozdaki hücreleri, eşit aralıklarla yerleştirilecek ve görüntüleme sırasında odakta olacak şekilde lamel yüzeyine yeterince yakın itilecek şekilde düzenleyin.</li>
</ol>
4. Canlı Stentor Olarak Yara İyileşmesinin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülenmesi
Bir Stentor hücresini düşük büyütme altında cerrahi olarak keserken aynı anda yüksek çözünürlükte görüntülemek için, ters çevrilmiş dürbünün mercek kafasına bağlı bir diseksiyon dürbünü ile bir "çift katlı" mikroskop oluşturun, böylece ters çevrilmiş dürbün slaydın altından odaklanırken slaydın üst kısmına odaklanır.
<ol>
	<li>Ters çevrilmiş dürbün üzerine bir slayt koyun (Zeiss Axiovert 200M veya Olympus IX80 kullanın).</li>
	<li>Diseksiyon mikroskobu gövdesini standından çıkarın ve slaydın düşük büyütmede görüntülenmesini sağlamak için diseksiyon dürbünü yerleştirmek için ters çevrilmiş mikroskop merceğinin üzerindeki yaklaşık konumu belirleyin.</li>
	<li>Bir karton kutuyu, ters çevrilmiş dürbün mercek kafası ile diseksiyon dürbünü arasındaki istenen boşlukla aynı kalınlığa sahip olacak şekilde değiştirin, ardından deney tamamlandığında kolayca çıkarılabilen laboratuvar bandı kullanarak ters çevrilmiş dürbün içine bantlayın. Kutunun kalınlığını, ters çevrilmiş mikroskobun mercek kafasının tam konfigürasyonuna ve diseksiyon mikroskobunun boyutuna göre ayarlayın, böylece numune, takıldıktan sonra diseksiyon kapsamını hareket ettirmeye gerek kalmadan görüş alanında olacaktır.</li>
	<li>Diseksiyon dürbününü kutuya karşı tutarak, slayt odaklanana kadar hareket ettirin, ardından laboratuvar bandı kullanarak kutuya tekrar bantlayın. Son konfigürasyon Şekil 4'te gösterilmiştir.</li>
	<li>DIC optiği ve 20X hava objektif lensi kullanarak ters çevrilmiş dürbün aracılığıyla hücreleri görüntüleyin. Mikrocerrahiyi yukarıdan gerçekleştirmek için yeterli alan sağlamak için uzun çalışma mesafeli bir DIC kondansatörü kullanın.</li>
	<li>512 x 512 CCD kamera kullanarak saniyede 2 görüntü hızında görüntü elde edin.</li>
	<li>İlk sitoplazmik akış modelini yakalamak ve yara ve yara iyileşme sürecinin tüm aşamalarını gözlemlemek için hücreleri kesmeye başlamadan önce edinime başlayın.</li>
	<li>Rejenerasyon süreci boyunca sitoplazmik hareketleri görselleştirmek ve ölçmek için hücre normal görünümüne ve/veya aktif motiliteye geri döndüğünde edinimi sonlandırın.</li>
</ol>
5. Yara İyileşmesi Sırasında Sitoplazmik Akışın Analiz Edilmesi
Parçacık görüntü hızı (PIV) kullanarak sitoplazmik akışı ölçün. Bu teknik, akışkanlar dinamiği çalışmasında rutindir ve akışkanda ayrı ayrı izlenebilir parçacıkların yokluğunda akış alanları oluşturabilir. PIV, iletilen ışık mikroskobu14 ile hücre altı veziküllerin ve sitoplazmada görülebilen diğer özelliklerin görüntülenmesine dayalı olarak sitoplazma akışlarını ölçmek için kullanılmıştır.
<ol>
	<li>PIV için bir MATLAB paketi olan PIVLab'ı <a href="http://pivlab.blogspot.com/">http://pivlab.blogspot.com/ web sitesinden indirin</a>.</li>
	<li>Her video dizisi için tiff görüntü yığınını MATLAB içindeki PIV programına yükleyin.</li>
	<li>Ham verilerin Stantor gövdesi dışındaki bölgelerini maskelemek için her görüntü yığını için manuel olarak bir maske oluşturun.</li>
	<li>PIVLab'ı hızlı Fourier dönüşümü ayarını ve her karedeki pikselleri daha büyük kare piksellere bölecek olan 64 x 64 piksellik bir bölme boyutunu kullanacak şekilde ayarlayın.</li>
	<li>Her karedeki pikseller ile bir sonraki karedeki yakındaki pikseller arasındaki çapraz korelasyonları hesaplamak için PIVLab'ı çalıştırın ve ham verilerimizle aynı zaman çözünürlüğüne sahip olan her bir gruplanmış pikselde merkezlenmiş zamana bağlı bir akış vektörü elde edin.</li>
	<li>Kesmeden önce ve yara iyileşmesi sırasında Stentor ile alınan veriler arasında karşılaştırma yapmak için akış çizgileri oluşturmak için elde edilen vektör alanı çıktısının zaman ortalamalarını hesaplayın ve akış hızlarının histogramlarını hesaplayın (akış gücünü incelemek için) ve belirli bir pikselde zaman içindeki hız değişimini hesaplayın (akış dalgalanmalarını incelemek için).</li>
	<li>Stentor ikiye bölünmüş ve sitoplazma çevredeki tampona gözle görülür şekilde sızmış görüntü dizileri için, ortalama akış hızını hücre dışı sitoplazma kabarcığının tabanının kesit alanı ile çarparak hücre gövdesine toplam sitoplazma akışını hesaplayın.</li>
</ol>

<ol><li>Sonnemann, K. J., Bement, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+repair%3A+toward+understanding+and+integration+of+single-cell+and+multicellular+wound+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Wound repair: toward understanding and integration of single-cell and multicellular wound responses.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 27, 237-264 (2011).</li>
<li>Idone, V., Tam, C., Andrews, N. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-way+traffic+on+the+road+to+plasma+membrane+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Two-way traffic on the road to plasma membrane repair.</a> Trends Cell Biol. 18 (11), 552-559 (2008).</li>
<li>Reddy, A., Caler, E. V., Andrews, N. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+membrane+repair+is+mediated+by+Ca2%2B-regulated+exocytosis+of+lysosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Plasma membrane repair is mediated by Ca2+-regulated exocytosis of lysosomes.</a> Cell. 106 (2), 157-169 (2001).</li>
<li>Foissner, I., Wastenays, G. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characean+internodal+cell+as+a+model+system+for+studying+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">The characean internodal cell as a model system for studying wound healing.</a> J. Microsc. 247 (1), 10-12 (2012).</li>
<li>Bement, W. M., Mandato, C. A., Kirsch, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound-induced+assembly+and+closure+of+an+actomyosin+purse+string+in+Xenopus+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Wound-induced assembly and closure of an actomyosin purse string in Xenopus oocytes.</a> Curr. Biol. 9 (11), 579-587 (1999).</li>
<li>Kim, H. G., Klotchkova, T. A., Kang, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+without+a+cell+membrane%3A+regeneration+of+protoplasts+from+disintegrated+cells+of+the+marine+green+alga+Bryopsis+plumosa%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Life without a cell membrane: regeneration of protoplasts from disintegrated cells of the marine green alga Bryopsis plumosa.</a> J. Cell Sci. 114 (11), 2009-2014 (2001).</li>
<li>Tartar, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTartar%2C+V+%22The+Biology+of+Stentor%22">The Biology of Stentor</a>. , Pergamon Press. 434 (1961).</li>
<li>Morgan, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+proportionate+structures+in+Stentor%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Bull%22%5BJournal%5D)">Regeneration of proportionate structures in Stentor.</a> Biol. Bull. 2 (6), 311-328 (1901).</li>
<li>Heidemann, S. R., Wirtz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+regional+approach+to+cell+mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Towards a regional approach to cell mechanics.</a> Trends Cell Biol. 14 (4), 160-166 (2004).</li>
<li>Kasza, K. E., Rowat, A. C., Liu, J., Angelini, T. E., Brangwynne, C. P., Koenderinck, G. H., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+as+a+material%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The cell as a material.</a> Curr. Opin. Cell Biol. 19 (1), 101-107 (2007).</li>
<li>Mitchison, T. J., Charras, G. T., Mahadevan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+a+poroelastic+cytoplasm+for+the+dynamics+of+animal+cell+shape%5BTitle%5D)+AND+%22Sem.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Implications of a poroelastic cytoplasm for the dynamics of animal cell shape.</a> Sem. Cell Dev. Biol. 19 (3), 215-223 (2008).</li>
<li>De Terra, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+of+Stentor+coeruleus+on+Colpidium+campylum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Eukar.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Culture of Stentor coeruleus on Colpidium campylum.</a> J. Eukar. Microbiol. 13 (3), 491-492 (1966).</li>
<li>Harris, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Chlamydomonas+Sourcebok%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The Chlamydomonas Sourcebok.</a> 1, (2009).</li>
<li>Vallotton, P., Ponti, A., Waterman-Storer, C. M., Salmon, E. D., Danuser, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery%2C+visualization%2C+and+analysis+of+actin+and+tubulin+polymer+flow+in+live+cells%3A+a+fluorescent+speckle+microscopy+study%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Recovery, visualization, and analysis of actin and tubulin polymer flow in live cells: a fluorescent speckle microscopy study.</a> Biophys. J. 85 (2), 1289-1306 (2003).</li>
<li>Miyake, A., Harumoto, T., Iio, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defence+function+of+pigment+granules+in+Stentor+coeruleus%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Protistol%22%5BJournal%5D)">Defence function of pigment granules in Stentor coeruleus.</a> Eur. J. Protistol. 37 (1), 7-88 (2001).</li>
</ol>

Yazarlar, rekabet eden hiçbir finansal çıkarları olmadığını beyan ederler.

Bu yöntemin en önemli uygulaması, Stentor'da yara iyileşmesi sırasında sitoplazmik akışı düzenleyen moleküler yolakların belirlenmesinde kullanılması olacaktır. Motor proteinlerinin yanı sıra hücre iskeletinin bileşenlerini de hedef alan çok çeşitli kimyasal inhibitörler mevcuttur. Kalsiyum sinyali inhibitörleri de muhtemel adaylar olacaktır. Stres altında hücreden salınımı tetiklenen mavi pigment Stentorin'i içeren pigment granüllerini (ekstrozomlar) çıkarmak veya azaltmak ve Stentorin'in ekzositotik salınımının yakındaki sitoplazmanın akışını nasıl etkileyebileceğini sormak da ilgi çekici olacaktır. Pigment, kesmeden hemen önce yapılabilecek basit bir ağartma işlemi15 kullanılarak tükenebilir. Hücrelerin birer birer kesilmesi ve görüntülenmesi gerektiğinden, yara iyileşme testini paralel bir şekilde gerçekleştirmenin basit bir yolu yok gibi görünmektedir. Böylece, tek bir mikroskop kullanarak, hücreler üzerinde kabaca 0,5 saatte 1 oranında işlem yapmak ve ölçmek mümkün olacaktır, böylece tek bir çalışma günü boyunca, süreç üzerinde istatistiksel olarak anlamlı bir etkiye sahip olup olmadığını belirlemek için tek bir bileşik için yeterli veri noktası elde etmek mümkün olacaktır. Yöntem bu nedenle hiçbir şekilde yüksek verim olmasa da, dikkatlice seçilmiş birkaç hedef yola özgü seçilmiş bir dizi aday bileşiği taramak kesinlikle mümkün olacaktır.
Mevcut yaklaşımın önemli bir sınırlaması, çift katlı mikroskobun montajı için nispeten kaba bir yöntemdir. Görüntüleme için kullanılan ters çevrilmiş mikroskobun, diğer çalışanların başka amaçlar için kullanması gereken genel kullanımlı bir araç olduğunu varsayarsak, önemli bir husus, aparatın sökülüp yeniden monte edilebilme kolaylığıdır. Laboratuvar bandı kullanan mevcut yöntem gerçekten hızlı ve kolay bir şekilde sökülebilse de, her seferinde montaj sırasında kullanıcı tarafından dikkatli bir şekilde hizalanmasını gerektirir. Bu nedenle önemli bir değişiklik, ters çevrilmiş dürbünün göz merceği kafası ve diseksiyon dürbününün gövdesi için yuvalara sahip özelleştirilmiş bir çıkarılabilir tutucu oluşturmak olacaktır. Bunun modern 3D yazıcı teknolojisi kullanılarak üretilmesi kolay olmalıdır.
Yaklaşımın ikinci bir sınırlaması, akış belirteçleri olarak hücre içi organellerin DIC görüntülemesine güvenilmesidir. Mikroskopta gözlenen bu organellerin kimliği şu anda bilinmediğinden, boyutlarını veya diğer hücresel bileşenlerle potansiyel etkileşimlerini bilmek mümkün değildir. Bu nedenle, floresan boncuklar gibi dışsal izleyicileri enjekte etmek ve bunları akışı izlemek için kullanmak avantajlı olabilir. Ancak bu, deney yapılmadan önce fazladan bir adım - mikroenjeksiyon - gerektirecek ve böylece tahlili daha da yavaşlatacaktır.
Son önemli sınırlama, veri toplama için tek bir görüntü düzlemine güvenmektir. Bu testin birincil önemi, sadece bir yaranın iyileşip iyileşmediğini sormanın ötesine geçmesi ve akış modelinin ayrıntılı analizinin elde edilmesine izin vermesidir. Bu bakımdan görüntülemenin üç boyutlu görüntülemeye genişletilmesi son derece önemli olacaktır. Mevcut yöntem tek bir odak düzlemini görüntüler ve bu nedenle PIV analizi yapıldığında sonuç, tam üç boyutlu akış alanı boyunca bir dilimdir. Bu bilgilendirici ama eksik. Her zaman adımında 3 boyutlu görüntüler elde ederek, tamamen üç boyutlu bir akış alanı elde etmek mümkün olmalıdır. Bu, sitoplazmanın yara bölgesinin hemen yakınında tam olarak nasıl hareket ettiğini gözlemlemek için özellikle kritik olacaktır.

Rejenerasyon ve yara iyileşmesi, mekanizmaları aktif araştırma alanları olarak kalan önemli biyolojik süreçlerdir. Nitekim yaraları iyileştirme ve hasarlı parçaları yeniden oluşturma yeteneği, canlıları cansız nesnelerden ayıran özelliklerden biridir. Normalde, rejenerasyona, kök hücrelerin hasar görmüş veya kopmuş bir hayvan parçasını yeniden inşa etmek için gereken çeşitli hücre tiplerine farklılaşmasının aracılık ettiği düşünülürken, yara iyileşmesi, sağlam bir epiteli yeniden inşa etmek için bir yarayı istila eden yeni hücreler açısından görülür. Bu nedenle, her iki sürece de tek tek hücrelerin kolektifleri aracılık ediyor gibi görünmektedir ve bu nedenle özünde çok hücreli süreçler gibi görünmektedir. Bu nedenle, tek tek hücrelerin bazı durumlarda yaraları onarabilmesi ve kaybedilen bileşenleri yeniden oluşturabilmesi potansiyel olarak şaşırtıcıdır1. Tek hücreler içindeki yara iyileşmesi, aktin-miyozin, çanta ipi, yara etrafında kasılma ve ekzositotik veziküllerin1-3'ün hızlı füzyonu ile zar yaması dahil olmak üzere birden fazla yolu içerebilir. Her ne kadar birçok hücre tipi bir dereceye kadar yara iyileşmesi4-6 yeteneğine sahip olsa da, belki de en dramatik örnek, Şekil 1'de gösterilen dev siliyer Stentor coeruelus7'dir. Bireysel Stentor hücreleri 1 mm uzunluğundadır ve kirpik sıraları ile kaplıdır. Stentör hücreler koni şeklinde, bir ucunda binlerce kirpikten oluşan ağız içi bir aparat, diğer ucunda ise dar tutunma hızlı bir yapıdadır. Stentor, rejenerasyonu incelemek için klasik bir model organizmaydı çünkü hücrenin herhangi bir kısmı kesilirse, yeniden üretebilirdi7. Örneğin, klasik bir deney dizisinde, Thomas Hunt Morgan8, bir Stentor hücresinin ikiye bölünebileceğini ve her bir yarının normal orantılı bir hücreyibirkaç saat içinde 8 oluşturacağını gösterdi. Stentor'da rejenerasyondan sorumlu moleküler yollar tamamen bilinmemektedir.
Stentor hücrelerinin bir rejenerasyon modeli sistemi olarak hizmet etme yeteneği, bu hücrelerin kesildikten sonra kendilerini iyileştirme konusundaki inanılmaz yeteneklerine dayanır. Bir Stentor hücresinin sitoplazması, hücre kesildiğinde neden dışarı sızmaz? Yara iyileşmesi, hücre korteksinin hemen kasılmasına bağlı değildir, çünkü iki Stentor hücresi almak, onları kesmek ve daha sonra iki kesilmiş hücreyi çeşitli konfigürasyonlarda bir araya getirmek mümkündür7. Bu tür aşılama deneyleri sırasında, iki hücrenin sitoplazması, hücreler birbirine itildiğinde kaynaştığı için açıkta kalmalıdır. Her nasılsa, sitoplazma aşılamaya izin verecek kadar çevredeki ortama maruz kalır, ancak yine de hücreden dışarı akmaz. Stentor'un sitoplazması, plazma zarında büyük bir delik açılsa bile dışarı akamayacak kadar elastik mi? Hücreler, sitoplazmanın dışarı akmasını önlemek için bir yaranın etrafındaki lokal olarak sitoplazmanın viskozitesini arttırır mı? Sitoplazma, oldukça karmaşık bir aktif materyal9-11'dir ve Stentor yara iyileşme yanıtı, tek hücreli yara iyileşmesi sırasında sitoplazmik akışları ve mekaniği incelemek için eşsiz bir fırsatı temsil eder. Bununla birlikte, Stentor'da yarayı indüklemek için cerrahi yöntemlerin kullanılması teknik bir zorluk teşkil etmektedir. Konvansiyonel cerrahi paradigma olan cam iğneler kullanılarak 1 mm uzunluğundaki bir hücreyi kesmek için düşük büyütme ile uzun çalışma mesafesi ile ameliyat etmek gerekir. Bu görüntüleme koşulları altında, sitoplazmanın akışını izlemek mümkün değildir ve belirlenebilecek tek şey sitoplazmanın hücre içinde kalıp kalmadığıdır. Sormak istediğimiz asıl soru, kesme ve iyileşme sırasında sitoplazmanın hareketinin ve viskozitesinin nasıl değişebileceğidir. Bu, yüksek çözünürlüklü görüntüleme gerektirir. Burada, Tartar'ın Stentor7'yi kesme protokolünün bir uyarlamasını sunuyoruz, bu da kesimin tüm hücreyi görmek için daha düşük büyütmeli optikler altında yapılmasına izin verirken aynı zamanda yüksek çözünürlükte sitoplazma akışını gözlemliyor ve bu sistemin tek hücreli yara iyileşmesi mekanizmalarını keşfetmek için bir platform olarak kullanılmasına izin veriyor.

<table><tbody><tr><td>Stentor coeruleus canlı kültür</td><td>Carolina Biyolojik</td><td>131598</td><td></td></tr><tr><td>Metil Selüloz, 1.500 cP</td><td>Sigma</td><td>M0387</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">EKİPMAN :</td></tr><tr><td>Malzeme Adı</td><td>Firma</td><td>Katalog Numarası</td><td></td></tr><tr><td>Yumuşak cam karıştırma çubuğu 5 inç uzunluğunda</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-380A</td><td></td></tr><tr><td>Kültür Kabı 4.5 in 250 ml&nbsp; cam</td><td>Carolina Biological</td><td>741004</td><td></td></tr><tr><td>IX81 ters mikroskop</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Axiovert 200M ters mikroskop</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stemi 2000 Stereo Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Evolve 512 x 512 EMCCD kamera</td><td>Fotometri</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Planı Apo 20X objektif</td><td>Olympus</td><td>UPLSAPO</td><td></td></tr></tbody></table>

tek hücreli yara Şifa sırasında sitoplazmik akışı görselleştirme stentor coeruleus

Visualizing Cytoplasmic Flow During Single-cell Wound Healing in Stentor coeruleus

Yara iyileşmesi genellikle tüm dokular düzeyinde ele alınsa da, çoğu durumda tek tek hücreler kendi içlerindeki yaraları iyileştirebilir ve hücresel içerik dışarı sızmadan önce kırık hücre zarını onarabilir. Hücrelerin bir milimetreden daha büyük olabildiği dev tek hücreli organizma Stentor coeruleus, tek hücrelerde yara iyileşmesini incelemek için klasik bir model organizma olmuştur. Stentor hücreleri, canlılık kaybı olmadan ikiye bölünebilir ve hatta birlikte kesilip aşılanabilir. Ancak kesmeye karşı bu yüksek tolerans, sitoplazmanın neden sadece kesimin boyutundan dışarı akmadığı sorusunu gündeme getiriyor. Burada, Stentor hücrelerini kesmek için bir yöntem sunarken, aynı anda kesimin yakınındaki sitoplazmanın hareketini yüksek uzamsal ve zamansal çözünürlükte görüntülüyoruz. Yöntemimizin anahtarı, ameliyatın, yüksek NA lensli ters çevrilmiş bir mikroskop kullanılarak aynı anda yüksek çözünürlükte aşağıdan görüntülenen bir odaya odaklanan bir diseksiyon mikroskobu altında gerçekleştirildiği bir "çift katlı" mikroskop konfigürasyonu kullanmaktır. Bu kurulum, sitoplazmanın yüksek çözünürlüklü izlenmesine izin verirken, cerrahi prosedür üzerinde yüksek düzeyde kontrol sağlar.

Yukarıda açıklanan protokoller kullanılarak, Stentor sitoplazmasının hem kesilmeden önce hem de kesildikten sonra dikkat çekici şekilde dinamik olduğu saptanmıştır. Video 1, kesilmemiş hücrelerde mevcut olan kapsamlı sitoplazma akışını göstermektedir. Stentor'un kesilmeye karşı hayatta kalma yeteneğinin sitoplazmanın sertleşmesi veya jelleşmesiyle ilgili olacağına dair başlangıçtaki beklentimizin aksine, Stentor hücreleri sitoplazmayı hücre dışına çıkaracak kadar şiddetli bir şekilde kesildiğinde, sitoplazma oldukça dinamik kalmaya devam eder ve oldukça yönlendirilmiş bir biçimde hücre içine geri akmayı başarır (Video 2).
Yara iyileşmesi sırasında daha önce tahmin edilmeyen düzeyde bir sitoplazmik hareketin gösterilmesinin yanı sıra, analizdeki görüntüleme çözünürlüğü, parçacık görüntü hız ölçümü (particle image velocimetry) kullanılarak akış hızlarının miktarının belirlenmesi için kullanılabilir. Bu tür ölçümler yapabilme yeteneği, kimyasal inhibitörlerin etkisinin titizlikle test edilmesine olanak sağlayacaktır.
<img alt="Yeşil hücresel yapıyı gösteren fitoplankton mikroskop görüntüsü, deniz biyolojisi araştırması." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50848/50848fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50848/50848fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Şekil 1"> 
Şekil 1. Canlı bir Stentor hücresinin morfolojisi. Prosedür 1.3'te açıklandığı gibi Chlamydomonas ile beslenmiş, besin vakuollerinin içinde yeşil materyal olarak görülen canlı bir Stentor hücresinin karanlık alan görüntüsü. Hücrenin beslendiği oral aparat, görüntünün üst kısmında bir siliya halkası olarak görülmektedir.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50848/50848fig1highres.jpg" target="_blank">Daha büyük görüntüyüye görüntülemek için buraya tıklayın</a>.
<img alt="Mikropipet ucunun mikroskobisi; hassas mikrofabrikasyon; ölçek çubuğu 500μm; optik araştırmaları." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50848/50848fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50848/50848fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Şekil 2"> 
Şekil 2. Cerrahi için cam iğnenin hazırlanması. (A) İğne, katı bir cam çubuğun ucundan çekilmektedir. (B) İğne ucunun, cerrahi için gerekli olan uzunluk ve keskinliği gösteren yüksek büyütmeli görünümü.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50848/50848fig2highres.jpg" target="_blank">Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın</a>.
<img alt="Spektroskopi deneylerinde optik uyarım için mikroskop lam tutucu." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50848/50848fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50848/50848fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Şekil 3"> 
Şekil 3. Mikrocerrahi için özel lamaç tutucu. Optimal görüntüleme koşulları sağlanırken cerrahi için açık erişime izin vermek amacıyla hücreler, kalın bir cam lam yerine bir lamaç üzerine yerleştirilir. Lamaçla uyumlu olması için mikroskop tablasına yerleştirilebilen plastik bir tutucu, 3D yazıcı kullanılarak üretilebilir. Tutucu, standart bir mikroskop lamı ile aynı boyutlara sahipken, ortadaki çukurluk lamaç boyutlarıyla eşleşmektedir. Bir köşedeki delik, lamaçların tutucudan kolayca çıkarılmasını sağlar.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50848/50848fig3highres.jpg" target="_blank">Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın</a>.
<img alt="Konfokal mikroskop düzeneği; floresan görüntüleme; optik uyarılma; mikroskopi ekipmanı." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50848/50848fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50848/50848fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Şekil 4"> 
Şekil 4. Çift katlı mikroskop konfigürasyonu. Bir stereo mikroskop başlığı, ters mikroskobun oküler başlığının üzerine monte edilmiştir. Laboratuvar bandı, cihazın deney tamamlandığında hızla monte edilmesine ve sökülmesine olanak tanır.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50848/50848fig4highres.jpg" target="_blank">Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın</a>.
Video 1. Canlı Stentor hücresinde gözlemlenen sitoplazmik akış örneği. Hücre, karanlık alan optikleriyle 10X objektif kullanılarak saniyede 2 kare hızında görüntülenmiştir.
Video 2. Ibir ... görüntülemesi Stentor hücrenin bir cam iğne ile kesildiği ve parçalandığı an. Kesme işleminden sonra, sitoplazmanın önemli bir miktarı ana hücre gövdesinden dışarı çekilmiştir; ancak sitoplazma hızla hücreye geri akar.

Dev siliyer Stentor coeruleus, tek hücrelerde rejenerasyon ve yara iyileşmesini incelemek için klasik bir sistemdir. Stentor hücrelerini aynı anda düşük ve yüksek büyütmede görüntüleyerek, yaralama öncesinde, sırasında ve sonrasında sitoplazmik akışları ölçmek mümkündür.

Tek hücreli Yara Şifa sırasında Sitoplazmik Akışı görselleştirme Stentor coeruleus

Although wound-healing is often addressed at the level of whole tissues, in many cases individual cells are able to heal wounds within themselves, ...

Bu prosedürün genel amacı, tek bir hücrede yara iyileşmesi sırasında sitoplazma akışını ölçmektir. Bu, hücresel yaralama için bir model sistem olarak kullanılmak üzere önce canlı stent veya SEIU hücrelerinin toplanmasıyla gerçekleştirilir. İkinci adım, hücreleri kesmek için cam aletleri hazırlamaktır.Daha sonra, stent sarius hücreleri, aynı anda düşük büyütmeli cerrahiye ve yüksek çözünürlüklü görüntülemeye izin veren özelleştirilmiş bir mikroskop kurulumunda kesilir. Son adım, parçacık görüntü velo simetri yazılımı kullanarak sitoplazmik akışın hesaplamalı analizini yapmaktır. Sonuç olarak, sitoplazmanın yüksek çözünürlüklü görüntülemesi, yara iyileşmesi sırasında hücrelerin aktif tepkisini göstermek için kullanılır.Bu yöntem, çevredeki ortama sızıntıyı önlemek için sitoplazmanın bir kesi bölgesi etrafında jel benzeri hale gelip gelmediği gibi hücresel yara iyileşmesi ile ilgili temel soruları ele almak için kullanılabilir. Bu yöntemin görsel olarak gösterilmesi kritik öneme sahiptir, çünkü hücre işleme aleti hazırlama ve kesme adımlarının öğrenilmesi manuel beceri gerektirdiğinden öğrenilmesi zordur. Tartar tarafından tarif edildiği gibi doğal ponstan veya ticari bir tedarikçiden stent veya Sirius hücreleri elde etmeye başlamak için, 300 mililitre modifiye stent veya tartar tariflerinden uyarlanmış ortam ekleyin ve ekteki metin protokolünde açıklandığı gibi caydırın.Kültürleri karanlıkta 20 santigrat derecede büyüterek koruyun. Daha sonra, tris asetat fosfat ortamında chlamydomonas Rhine Hardy alg kültürlerini büyütün. Beslenmeden önce standart kültür yöntemlerini kullanarak, klamidomonas hücrelerini nazikçe döndürerek, süpernatanı çıkararak ve modifiye edilmiş stent veya ortamda süspanse ederek yıkayın.Gerektiğinde haftada iki veya üç kez 30 mililitre stent veya sarius kültürlerini yaklaşık 30 milyon chm hücre ile besleyin. Ameliyat için stent veya hücre toplayın. Başlamak için, hücreler ayrılmaya ve serbestçe yüzmeye başlayana kadar bir pipet ucundan hava köpürterek kültürü nazikçe çalkalayın.Ardından, hücrelerin kesilmesini önlemek için geniş delikli bir uçla donatılmış bir mililitrelik bir pipet kullanarak yüzme hücrelerini yakalayın. Toplandıktan sonra hücrelerin yerleşmesine izin verin. Ardından, üzerlerindeki ortamı yavaşça pipetleyin ve yeni modifiye stent veya ortam ekleyin.Stent hücrelerini kesmek için kullanılan cam iğneleri, iki cam karıştırma çubuğunu bol ve ocak üzerinde uçları eriyene kadar tutarak hazırlayın. Ardından, erimiş cam kaynaşana kadar iki çubuğun uçlarını birbirine dokundurun. Kaynaştıktan sonra alevden çıkarın ve bir ila iki saniye soğumaya bırakın.Ardından temiz bir mola vermek için yavaşça ayırın. İdeal olarak, bu, sonunda ince bir nokta ile yaklaşık bir ila iki santimetre uzunluğunda bir iğne üretecektir. Ortaya çıkan iğne yetersiz ise, ucu cam bele kırın ve çubukları tekrar kullanın.Daha sonra, bir cam kapak kızağına bastırarak kare Vazelin duvarlı bir oda hazırlamak için Vazelin ile kaplanmış kare bir lastik damga kullanın. Daha sonra Vazelin karesine 100 mikrolitre modifiye stent veya %2 metil selüloz içeren ortam ekleyin. Hazırlanan kapak fişini plastik bir adaptöre yerleştirin ve ardından yıkanmış stent hücrelerini kapak fişine ekleyin.Son olarak, metil selülozdaki hücreleri, eşit aralıklarla yerleştirilecek ve görüntüleme sırasında odakta olacak şekilde kapak kaymasının yüzeyine yeterince yakın itilecek şekilde düzenleyin. Başlamak için, slaydı ters çevrilmiş mikroskobun sahnesine yerleştirin. Daha sonra diseksiyon mikroskobu gövdesini standından çıkarın ve slaytı üstten düşük büyütme ile görselleştirmek için yerleştirilmesi gereken yaklaşık konumu belirleyin.Daha sonra, ters çevrilmiş mikroskobun göz merceği ile diseksiyon dürbünü arasına istenen boşluğa sahip bir karton kutu ekleyerek çift katlı bir mikroskop oluşturun. Kolayca çıkarılabilmesi için kutuyu laboratuvar bandı kullanarak yerine bantlayın Deney tamamlandığında, numunenin diseksiyon dürbününü hareket ettirmeye gerek kalmadan görüş alanında ve odakta olacağından emin olun Takıldıktan sonra, diseksiyon dürbününü kutuya karşı tutun ve laboratuvar bandı kullanarak kutunun üzerine bantlayın. Ardından, 20 x hava objektifini yerine koyarak DIC optiği kullanarak ters çevrilmiş mikroskobu kurun.Ayrıca, mikrocerrahiyi yukarıdan gerçekleştirmek için yeterli alan sağlamak için uzun çalışma mesafeli bir DIC kondansatörü kullandığınızdan emin olun. Daha sonra hücreleri, her şey hazırlanmış ve her iki taraftan odakta olacak şekilde ters mikroskopla odak noktasına getirin. Beş adet 12'ye beş 12 CCD kamera kullanarak saniyede iki görüntü kare hızında görüntü elde etmeye başlayın.Ardından cam iğneyi kullanarak hücreyi kesin. İlk sitoplazmik akış modelini yakalayın ve yara ve yara iyileşme sürecinin tüm aşamalarını gözlemleyin. Hücre normal görünümüne geri döndüğünde veya bir kez daha aktif motiliteye başladığında edinimi sonlandırın.Başlamak için, parçacık görüntüsü veloc simetrisini kullanarak sitoplazmik akışı ölçmek için bir MATLAB paketi olan PIV laboratuvarını indirin. Ardından, her video dizisi için TIFF görüntü yığınını MATLAB kılavuzundaki parçacık görüntüsü veloc simetri programına yükleyin. Ham verilerin stent gövdesi dışındaki bölgelerini maskelemek için her görüntü yığını için manuel olarak bir maske oluşturun.Ardından, PIV lab'ı hızlı Fourier dönüşümü ayarını ve her karedeki pikselleri daha büyük kare piksellere bölecek olan 64 x 64 piksellik bir bölme boyutunu kullanacak şekilde ayarlayın. Ardından, her karedeki pikseller ile yakındaki pikseller arasındaki çapraz korelasyonları hesaplamak için PIV laboratuvarını çalıştırın. Bir sonraki karede, bu, ham verilerle aynı zaman çözünürlüğüne sahip olan, her büküm pikselinde merkezlenmiş zamana bağlı bir akış vektörü verecektir.Ardından, kesmeden önce ve yara iyileşmesi sırasında stent ile alınan verileri karşılaştırmak için elde edilen vektör alanı çıktısının zaman ortalamalarını hesaplayın. Ayrıca, akış dalgalanmalarını incelemek için akış gücünü ve belirli bir pikseldeki hızın zaman içindeki değişimini incelemek için akış hızlarının histogramlarını hesaplayın. Stent veya hücre ikiye bölünmüş dizileri görüntülerken, ortalama akış hızını hücre dışı sitoplazma kabarcık tabanının enine kesit alanı ile çarparak hücre gövdesine toplam sitoplazma akışını uygun şekilde hesaplayın.Burada gösterilen, bir cam iğne ile kesilen ve bozulan bir stent veya hücrenin canlı görüntüsüdür. Kesimden sonra, ana hücre gövdesinden önemli miktarda sitoplazma çekilir, ancak hızla hücreye geri akar. Bu prosedürü takiben, stent veya yara iyileşmesi sırasında hangi hücre iskeleti bileşenlerinin sitoplazmik harekete katkıda bulunabileceği gibi ek soruları yanıtlamak için kimyasal inhibitörler eklenebilir.Bu videoyu izledikten sonra, hücrelerimize stent kesmek için aletlerin nasıl hazırlanacağını ve tek dev hücre içindeki kesme ve yara iyileşme süreci sırasında sitoplazmik akışı nasıl görüntüleyeceğimizi iyi anlamış olmalısınız.

visualizing-cytoplasmic-flow-during-single-cell-wound-healing-stentor

Research

JoVE Journal

Biology

Biyoloji

Drosophila hemocytes gelişmekte olan embriyonun bütünlüğü içinde dağılırlar . Bu protokol, floresan etiketli hemocytes embriyoları kullanılarak bu göçler montaj ve görüntü nasıl gösteriyor.

Uygulamalarda Canlı Görüntüleme Drosophila melanogaster Embriyonik Hemocyte Göçler

GFP-aktin ifade canlı endotel hücreleri mikroskobik görüntüleme iskelet yapıları dinamik değişimlere karakterizasyonu sağlar. Sabit örneklerinde kullanan teknolojilerden farklı olarak, bu yöntem önce aynı hücrelerde aktin hücre iskeletinin temporal değişikliklerin ayrıntılı bir değerlendirme sırasında, çeşitli fiziksel, farmakolojik veya inflamatuvar uyaranlara sonra sağlar.

GFP-Aktin ifade Canlı Endotel Hücreleri Aktin Sitoiskelet Çalışması

Bir Kök Hücre Nakli In vitro Simüle İskemi / Reperfüzyon Modeli

Hücre göçü gibi hücresel süreçleri, geleneksel iki boyutlu, sert plastik yüzeyler üzerinde çalışılmıştır. Bu rapor doğrudan protein lokalizasyon görselleştirme ve daha fizyolojik ilgili üç boyutlu bir matris içinde göç eden hücrelerin protein dinamiklerini analiz etmek için bir teknik anlatılmaktadır.

Üç boyutlu Matrix floresan etiketli Proteinler ifade Geçiş Hücreler Canlı hücre Görüntüleme

Lökositler paraselüler veya transselüler yolu kullanarak endotel tek tabaka çapraz. Biz endojen junctional dağıtım VE-kaderin ve PECAM-1 lökosit transendotelyal göç sırasında fizyolojik akış altında iki âlemden yolları arasında ayrım için takip basit bir deney geliştirildi.

Nötrofil Hicret altında Fizyolojik Akış sırasında endotel hücre-hücre Eklemlerinin Gerçek zamanlı Görüntüleme

T hücresi immünolojik sinapsında filamentli aktinin akış hızlarını ve yönlülüğünü araştırmak için, canlı hücre süper çözünürlüklü görüntüleme, toplam iç yansıma floresansı ile birleştirilir ve uzaysal-zamansal görüntü korelasyon spektroskopisi ile ölçülür.

Yapılandırılmış Aydınlatma Mikroskopi Verilerinin uzay-zamansal Görüntü Korelasyon Spektroskopisi nicel T Hücreleri kortikal Aktin Akışı

Burada yüksek spatio-zamansal çözünürlük vivo içindecanlı görüntüleme yara onarım ve ilişkili inflamatuar yanıt için bir iletişim kuralı mevcut. Bu yöntem uzun vadeli görüntüleme ve belirli hücre popülasyonlarının zaman içinde izleme etkinleştirmek için Drosophila geliştirme pupa aşaması kullanır ve verimli RNAi aracılı gen inactivation ile uyumludur.

İnflamatuar hücre dinamiği Drosophila pupa içinde uzun vadeli Vivo içinde izleme

Burada, zebra balığı nötrofillerde kemoattractant reseptör dinamiklerinin canlı görüntüleme ve kantitatif analizini gerçekleştirmek için protokolleri açıklıyoruz.

Yara Yanıtları Sırasında Zebra Balığı Nötrofillerdeki Kemokin Reseptörlerinin Canlı Görüntülenmesi

Parlak alan mikroskobu ve hücre takibi kullanılarak yüz mikron ila milimetre büyüklüğünde hücrelerden oluşan bir popülasyonun hareketliliğinin ve davranışının karakterizasyonu için bir protokol sunuyoruz. Bu tahlil, Stentor coeruleus'un kayıp bir oral aparatı yenilerken davranışsal olarak farklı dört aşamadan geçtiğini ortaya koymaktadır.

Hücre İzleme Kullanılarak Oral Aparat Rejenerasyonu Sırasında ve Sonrasında Stentor Motilite Paternlerinin Analizi

Bu yazıda, canlı bir Clytia hemisphaerica medusa'nın epitelinde yara oluşturmak ve in vivo olarak yüksek çözünürlükte yara iyileşmesini görüntülemek için bir yöntem açıklanmaktadır. Ek olarak, yara iyileşmesi sırasında epitel hücrelerinde ve hücre dışı matrikste sinyal süreçlerini bozmak için boyalar ve ilaçlar tanıtmak için bir teknik sunulmaktadır.

Cnidarian Model Organizma Clytia hemisphaerica'yı Kullanarak İn Vivo Epitelyal Yara İyileşmesini Karakterize Etmek

Burada, endotel hücrelerini senkronize salınımlı hiperglisemi ve pulsatil kayma stresine maruz bırakan mikrofluidik bir sistem üretip çalıştırmak için bir protokol sunuyoruz. Bu yaklaşım, diyabetik endotel disfonksiyonunu incelemek için fizyolojik olarak ilgili bir in vitro model sunar. Bu protokol, oksidatif stres ve endotel hücre yanıtlarının nicel ölçümünü sağlar.

Kombine Fizyolojik Pulsatil Kayma Stresi ve Salınım Hiperglisemi Altında Endotel Disfonksiyonunu Modellemek İçin Mikrofluidik Bir Sistem

Keşfedin tek hücreli yara iyileşmesinde sitoplazmik akışı Stentor coeruleus'ta görselleştirme yöntemini. Parçacık görüntü hız ölçümü yazılımı kullanılarak hücresel yanıtları analiz edin ve rejenerasyon mekanizmalarını anlayın.

Tek hücreli Yara Şifa sırasında Sitoplazmik Akışı görselleştirme Stentor coeruleus

Daha fazla video keşfet