Name: Fizyolojik Akış Koşullarında Sirkülasyon Hücre Kemokin-yönettiği Ekstravazasyon Eğitim Bir Roman Üç boyutlu Akış Odası Cihazı (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Keşfedin, dolaşım hücrelerinin kemokin gradyanına doğru ekstravazasyonunu fizyolojik kayma gerilimi altında ölçmek için üç boyutlu akış odası cihazını kullanmayı. Bu yöntem, hücre göçü ve kanser biyolojisi araştırmalarında ileri düzey analizler sağlar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Biz CBS Bilimsel Company Inc (Chuck Scott ve Victor McKnight teşekkür <a href="http://www.cbsscientific.com/" target="_blank">www.cbsscientific.com</a> mühendislik yardım ve 3D odası, gaz değişimi ünitesi, ve ekler üretimi için). Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri (hibe R21DK067084 ve R43CA141782 için SKK) tarafından desteklenmiştir.

1. Kollajen Kaplama ile Hücre Büyüme için Yukarı ve Aşağı Uçlar hazırlayın <ol><li> Deney için gerekli ekler sayısını hesaplayın. Ayrı bir steril Petri kabı (35 x 10 mm) her koyunuz ve radyoterapi (11 Gy) ile sterilize edin. </li><li> 50 mg / ml, uç başına 154 ul (yüzey alanı 1.54 cm 2 yerleştirin): membran kaplama için kollajen çözüm hazırlayın. </li><li> Ekleme membran (pipet yüzeyine izin vermeyin) yüzeyinde ve sonra dikkatlice üzerinde büyük bir damla oluşturmak için kısım geri kalanı ekleyin bir daire içinde kollajen çözüm birkaç damla (damla başına ~ 20 ul) yerleştirin membran yüzey. Kollajen çözüm yarım küre kalır ve membran yüzeyinden tahliye yok emin olun. </li><li> Bir kapak ile Petri kabı kapak ve düz bir yüzey üzerinde, oda sıcaklığında 1 saat boyunca inkübe edilir. </li><li> Kollajen çözüm aspire ve 160 ul PBS ile kaplayarak bir kez membran yıkayın. </li><li> Aspirasyonute PBS ve kapağı değiştirin. Aynı gün kullanıyorsanız, oda sıcaklığında kuru bir yerde Petri kabı yerleştirin. Aksi takdirde, 4 ° C de çanak yerleştirmek ve 7 gün içinde uç kullanın. </li></ol> 2. Üst ekler Kültür Endotel Hücreleri <ol><li> Istenilen kültür ortamında EC süspansiyonu hazırlayın. Hücre canlılığı&gt;% 98 olduğundan emin olun ve hemen kullanın. </li></ol> Not: insan umbilikal ven EC (HUVEC), 4 için uç başına 160 ul x 10 5 hücre kullanılır. <ol start="2"><li> Bölüm 1 hazırlanan kollajen kaplı ekler ile Petri kapları atın; yemekleri ekler çıkarmayın. Kollajen kaplı zar (pipet dokunmatik yüzey izin vermeyin) yüzeyi üzerinde bir daire içinde hücre süspansiyonu (damla başına yaklaşık 20 ul) çeşitli küçük damla koyun ve daha sonra dikkatli bir şekilde oluşturmak için hücre süspansiyonu geri kalanını ekleyin büyük bir damla. Hücre süspansiyonu Hemis kalmasını sağlamak<html> pherical ve membran yüzeyinden tahliye yok. </li><li> Kapakları değiştirin ve dikkatle hücreleri membran eklemek için izin 30 dakika 37 ° C&#39;de (sallayarak olmadan) bir% 5 CO 2 hücre kültürü inkübatör ve inkübe yemekleri yerleştirin. </li><li> Yavaşça eklemek çanak alt kalır ve tamamen orta ile kaplıdır sağlamak her Petri kabı kültür ortamı 5 ml ekleyin. Kapakları değiştirin ve dikkatle inkübatör geri yemekleri koydu. 37 ° C&#39;de gece boyunca kültür hücreleri. </li><li> AK katmanı içeren eklemek altına alınacaktır yerel mikro, temsil hücreleri ile ikinci (isteğe bağlı) alt uç hazırlamak için aynı yöntemi kullanın. </li></ol> Not: alt uçlar deneyler dahil olması durumunda, üst ve alt uçlar ilk olarak 3B cihazı (Şekil 4B) içine yerleştirmeden önce uçlar birbirine bağlanır. e &quot;&gt; 3. 3D Akış Odası Cihaz monte <ol><li> , Üst ve alt plakalar birlikte vida boru kullanılarak gaz değişimi ünitesine plakaları bağlamak, temiz bir plastik torba içine monte cihazı yerleştirin ve ışınlama ile çanta ve içindekiler (11 Gy) sterilize edin. </li><li> % 70 etanol ile steril doku kültürü kaputu, sprey içine hücre kültürü inkübatör, yerden bir tepsi-raf çıkarın, silin ve daha sonra büyük bir steril peçete ile tepsi kapağı. </li><li> Kaputun içine ışınlanmış plastik torba yerleştirin, steril inkübatör tepsi çanta ve yerden aygıtı kaldırın. Resim boru ile peristaltik pompaya bağlayın. 0.2 ml / dk &#39;lık bir en uygun hızda için program pompası. </li></ol> Not: elektrik soketi ile pompa bağlamak için, kuluçka arka delikten elektrik kablosu a&#39;ya. Delik hava geçirmez olduğundan emin olmak için kabloyu etrafında soyguncu fişi kullanın. <ol start="4"><li&gt; Sıra 5 - Bir steril 15 ml tüp (&quot;giriş&quot; için) olarak arzu edilen kültür ortamı 7 ml. </li></ol> 4. Başbakan 3D Akış Odası Cihazı <ol><li> Boru (boru kısırlık korumak için küçük steril peçeteler kullanın) gelen metal iğne çekerek prizden giriş hortumu çıkarın. Bir &quot;giriş&quot; ve &quot;çıkış&quot; olarak boru bağlantısı olmayan son olarak boru bağlı metal iğne kullanın. Medya ile 15 ml tüp içine metal iğne giriş yerlerde, boş 15 ml tüp içine çıkış yerleştirin. </li><li> Akış 0.2 ml / dk &#39;da saat yönünün tersine ve akış hızı ayarlanır, böylece pompa açın. Bu cihaz (Şekil 2, Durdur # 1) bağlanır önce orta hemen boru sonuna ulaştığında tüp içine 15 ml giriş tüpünden orta çizmek ve pompa durdurmak için negatif basınç sağlar. </li><li> Sökün cihazın üst ve alt plakalar. Medi 1.550 ul - dikkatlice üst plakası ve yeri 1500 kaldırmakalt kuyulara (orta ya da tek başına ya da deneysel kemokinler artı) um. Alt plaka üzerinde 2 mm - iyi yaklaşık 1 ulaşan bir yarımkürede oluşturmak için yeterli orta içerdiğinden emin olun. </li><li> Hava kabarcığı ekler altında sıkışıp emin, Petri kabı steril forseps kullanarak alt plaka kuyu için hazırlanan ekleme aktarın. Plaka kuru kalmasını sağlamak için alt plaka yüzeyinde görünen herhangi bir ortamda aspire. Alt plaka üzerine geri üst plakası yerleştirin ve vidaları kullanarak plakaları yeniden bağlayın. </li><li> Hemen peristaltik pompa açmak ve 3D cihaz akmasına orta sağlar. Cihazın çıkış ucunu yükseltmek ve plaka arasındaki boşluk içinde kabarcık oluşumunu önlemek için bu konumda muhafaza haznesi. </li><li> Orta gaz değişim birimi için bölme odasına bağlayan ve boru dolmasına izin verin. Orta gaz e ulaşmadan önce hemen pompayı durdurxchange ünitesi (Şekil 2; 2. Durdur). Gaz değişimi ünitesine orta yerine 3 ml, pompa açın ve hava kabarcıkları gaz değişimi birimi yoluyla kaçmasına izin. Çıkış borusu (Şekil 2, durdurma # 3) sonuna kadar 3 cm - ortamı 2 ulaştığında, ortam gaz alış-veriş ünitesinin çıkış tüp doldurmak ve pompa durdurmak için izin vermek için, gaz alış-veriş ünitesinin yükseltebilir. </li><li> Küçük steril peçeteler kullanarak prize giriş metal iğne bağlayın. Bu, gaz alış-veriş ünitesinin ulaştığında, ortam gaz alış-veriş ünitesinin doğru ters yönde akar (saat yönünde) ve hava kabarcıkları kaldırılır sağlamak böylece pompa programlayın. Hava kabarcığı sistemde kalır emin olun. </li><li> Orta tersine akar böylece pompa programlayın. Gaz alış-veriş ünitesinin için test hücre süspansiyonu 100 ul ekleyin. Gaz değişimi ünitesinin kapağını kapatın, kuvöz içine çalışma sistemi arka tepsiyi yerleştirin ve test hücreleri dolaşımdaki izinİstenen süre boyunca 37 ° C &#39;de 3 boyutlu cihazda örn. </li></ol> Not:% 70 etanol ile pompanın elektrik kablosu temizleyin ve kuluçka içine yerleştirin. 5. Test sona ve Testi için Örnekler toplayın <ol><li> Inkübatör ve kaputu yerden çalışma sistemi ile tepsisini çıkarın. Pompayı durdurmak, giriş ve çıkış çıkarın ve boş steril 15 ml tüpler içine biter yerleştirin. </li><li> Uygunsa kullanımı kadar, buz üzerinde yer hücre süspansiyonu, pompa açın ve sistemden hücre süspansiyonu toplamak. </li><li> Vidaları çıkarmadan ve üst plaka kaldırarak odası sökün. Alt plakadan ekler çıkarın ve Petri kapları aktarabilirsiniz. </li></ol> Not: ekler görselleştirmek ve (kristal viyole dH 2 O% 0.05) in situ hücreleri saymak lekeli veya daha fazla için AB toplamak için tripsinize olabilirtest. <ol start="4"><li> Orta ve alt gözleri hücreleri tüpler içine ve 210 x g&#39;de 5 dakika boyunca santrifüj çıkarın. Süpernatantı, yıkama ve istendiği gibi hücreler tekrar süspansiyon ve spesifik deneysel hedefleri (aşağıda ayrıntılı olarak ele alınmaktadır), hücrelerin işlem. </li></ol>

<ol><li>Daley, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+promise+and+perils+of+stem+cell+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">The promise and perils of stem cell therapeutics.</a> Cell Stem Cell. 10, 740-749 (2012).</li>
<li>Khaldoyanidi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directing+stem+cell+homing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Directing stem cell homing.</a> Cell Stem Cell. 2, 198-200 (2008).</li>
<li>Laird, D. J., von Andrian, U. H., Wagers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+trafficking+in+tissue+development%2C+growth%2C+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Stem cell trafficking in tissue development, growth, and disease.</a> Cell. 132, 612-630 (2008).</li>
<li>Lapidot, T., Kollet, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+brain-bone-blood+triad%3A+traffic+lights+for+stem-cell+homing+and+mobilization%5BTitle%5D)+AND+%22Hematology+Am.+Soc.+Hematol.+Educ.+Program%22%5BJournal%5D)">The brain-bone-blood triad: traffic lights for stem-cell homing and mobilization.</a> Hematology Am. Soc. Hematol. Educ. Program. 2010, 1-6 (2010).</li>
<li>Sackstein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycoengineering+of+HCELL%2C+the+human+bone+marrow+homing+receptor%3A+sweetly+programming+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Glycoengineering of HCELL, the human bone marrow homing receptor: sweetly programming cell migration.</a> Ann. Biomed. Eng. 40, 766-776 (2012).</li>
<li>Smart, N., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+stem+cell+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">The stem cell movement.</a> Circ. Res. 102, 1155-1168 (2008).</li>
<li>Khaldoyanidi, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MDA-MB-435+human+breast+carcinoma+cell+homo-+and+heterotypic+adhesion+under+flow+conditions+is+mediated+in+part+by+Thomsen-Friedenreich+antigen-galectin-3+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">MDA-MB-435 human breast carcinoma cell homo- and heterotypic adhesion under flow conditions is mediated in part by Thomsen-Friedenreich antigen-galectin-3 interactions.</a> J. Biol. Chem. 278, 4127-4134 (2003).</li>
<li>Le Devedec, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-Photon+Intravital+Multicolour+Imaging+to+Study+Metastatic+Behaviour+of+Cancer+Cells+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Two-Photon Intravital Multicolour Imaging to Study Metastatic Behaviour of Cancer Cells in vivo.</a> Methods Mol. Biol. 769, 331-349 (2011).</li>
<li>Barakat, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsiveness+of+vascular+endothelium+to+shear+stress%3A+potential+role+of+ion+channels+and+cellular+cytoskeleton+%28review%29%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Responsiveness of vascular endothelium to shear stress: potential role of ion channels and cellular cytoskeleton (review).</a> Int. J. Mol. Med. 4, 323-332 (1999).</li>
<li>Fisher, A. B., Chien, S., Barakat, A. I., Nerem, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+cellular+response+to+altered+shear+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Lung+Cell+Mol.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Endothelial cellular response to altered shear stress.</a> Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 281, L529-L533 (2001).</li>
<li>Nerem, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shear+force+and+its+effect+on+cell+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22ASGSB+Bull%22%5BJournal%5D)">Shear force and its effect on cell structure and function.</a> ASGSB Bull. 4, 87-94 (1991).</li>
<li>Topper, J. N., Gimbrone, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+flow+and+vascular+gene+expression%3A+fluid+shear+stress+as+a+modulator+of+endothelial+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Med.+Today%22%5BJournal%5D)">Blood flow and vascular gene expression: fluid shear stress as a modulator of endothelial phenotype.</a> Mol. Med. Today. 5, 40-46 (1999).</li>
<li>Giavazzi, R., Foppolo, M., Dossi, R., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rolling+and+adhesion+of+human+tumor+cells+on+vascular+endothelium+under+physiological+flow+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Rolling and adhesion of human tumor cells on vascular endothelium under physiological flow conditions.</a> J. Clin. Invest. 92, 3038-3044 (1993).</li>
<li>Cinamon, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+chemokine+functions+in+lymphocyte+migration+through+vascular+endothelium+under+shear+flow%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Novel chemokine functions in lymphocyte migration through vascular endothelium under shear flow.</a> J. Leukoc. Biol. 69, 860-866 (2001).</li>
<li>Mazo, I. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+progenitor+cell+rolling+in+bone+marrow+microvessels%3A+parallel+contributions+by+endothelial+selectins+and+vascular+cell+adhesion+molecule+1%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic progenitor cell rolling in bone marrow microvessels: parallel contributions by endothelial selectins and vascular cell adhesion molecule 1.</a> J. Exp. Med. 188, 465-474 (1998).</li>
<li>Arber, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+source+determines+human+hematopoietic+progenitor+distribution+pattern+within+the+CD34%28%2B%29+compartment%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+Marrow+Transplant%22%5BJournal%5D)">Graft source determines human hematopoietic progenitor distribution pattern within the CD34(+) compartment.</a> Bone Marrow Transplant. 46, 650-658 (2012).</li>
<li>Fuji, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+blood+as+a+preferable+source+of+stem+cells+for+salvage+transplantation+in+patients+with+graft+failure+after+cord+blood+transplantation%3A+a+retrospective+analysis+of+the+registry+data+of+the+Japanese+Society+for+Hematopoietic+Cell+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Blood+Marrow+Transplant%22%5BJournal%5D)">Peripheral blood as a preferable source of stem cells for salvage transplantation in patients with graft failure after cord blood transplantation: a retrospective analysis of the registry data of the Japanese Society for Hematopoietic Cell Transplantation.</a> Biol. Blood Marrow Transplant. 18, 1407-1414 (2012).</li>
<li>Haspel, R. L., Miller, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+stem+cells%3A+source+matters%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Stem+Cell+Res.+Ther%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic stem cells: source matters.</a> Curr. Stem Cell Res. Ther. 3, 229-236 (2008).</li>
<li>Schraufstatter, I. U., Discipio, R. G., Zhao, M., Khaldoyanidi, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C3a+and+C5a+are+chemotactic+factors+for+human+mesenchymal+stem+cells%2C+which+cause+prolonged+ERK1%2F2+phosphorylation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">C3a and C5a are chemotactic factors for human mesenchymal stem cells, which cause prolonged ERK1/2 phosphorylation.</a> J. Immunol. 182, 3827-3836 (2009).</li>
</ol>

Cascade Doğal Bilimler Inc &quot;akış koşulları ve bunların kullanım yöntemleri altında in vitro hücre göç değerlendirmek için Aygıt&quot; Patent No ABD 7.927.867 B2 için özel haklar sahiptir. SKK 3D akış odasının cihaz teknolojisi bir mucit ve Cascade Doğal Bilimler Inc kurucularından bilimsel ve hissedarı

3D Cihaz kök hücre biyolojisi, vasküler biyoloji, hematoloji, onkoloji, otoimmünite ve inflamasyon dahil olmak üzere çeşitli alanlarda araştırma için yararlı bir teknoloji olabilir. 3D cihaz araştırmacılar kök hücre ekstravazasyon çağlayan her adımı düzenleyen moleküler mekanizmalarının araştırılması hematopoetik, mezenkimal, sinir ve diğer kök hücre çalışmaları için özellikle faydalı olacaktır. Hücre göçü okuyan araştırmacılar da T-ve B-lenfositler, monositler, nötrofiller, eozinofiller, NK hücreleri ve diğer göçmen hücrelerin farklı göç mekanizmaları incelemek için bu cihazı kullanabilirsiniz. Vasküler biyoloji, cihaz hücre toplanması desteklemek ve in vitro kan-beyin bariyerini taklit etmek EC yeteneği yerel mikro etkisini değerlendirmek için faydalı olacaktır. Hastalığının patogenezinde odaklanan araştırmacılar için, aygıt tip I diyabet, mil boyunca pankreas içine, sitotoksik T hücrelerinin göç incelemek için kullanılabilirastım hastaları, nötrofil göçü, monositler ve bozukluklar, çeşitli siteler yara iyileşmesi için bir hücre alımı, yeni damar ile sitotoksik T hücrelerinin etkileşimini inflamasyonun sitelerine lenfositlerin akciğerlere eozinofil vasıfları ve işe tümörlerinde, sitotoksik T hücrelerinin. Yeni 3D Cihaz aynı zamanda öteleme bilim ve klinik öncesi ilaç geliştirme ve tarama için yararlı bir araç olacaktır. Örneğin, aygıt, intravenöz uygulama için terapötik hücre süspansiyonları hazırlanmasında optimize etmek için normal dokulara karşı yaralı doku tedavi edici hücrelerin alım test etmek için, ve özel bir organ veya doku bu endotelyum ve mikro rolünü incelemek için kullanılabilir süreç. Ilaç geliştirme için, aygıt, bu hedef tümör hücrelerinin ilaç adayları test etmek ve ekstravazasyonu kaskad her adımda blok, bir ilaç teslim olarak göç eden hücrelerin test etmek için kullanılabilecektümör sitelere y araç, insan organ-spesifik endotel veya lokal doku özgü mikro fonksiyonu düzenleyen ve homing kaskad farklı adımlar düzenleyen ilaçların kombinasyonları test etmek için ilaçların test etmek için. Son olarak, yüksek verimli bir sisteme dönüştürülen, cihaz hedef moleküllerin hücre trafiğini aracılık bu küçük moleküller, peptitler, antikorlar ve taranması için kullanılabilir. Teknik detaylar ve ipuçları Akışı altında Rolling ve yapışma ekstravazasyon kaskad kritik adımlar ve in vivo hücre göçü verimini önemli katkı sağlamaktadır. Özellikle şu adımları in vitro statik deneyleri katkı yoktur. Ancak, statik göçü deneyleri düşük afinite etkileşimleri (haddeleme) ve sağlam yapışma destek EC yeteneği dahil olmak üzere hücre sağkalım ve işlevi, üzerinde kayma stresin etkilerini test deneylerde negatif kontrol olarak yararlıdır. 3D cihaz deneyler için ortamın seçimi önemlidir. Ortam özellikle uzun inkübasyon süreleri esnasında dolaşan hücrelerin canlılığı etkileyebilir farklı büyüme faktörlerinin içerir. Buna ek olarak, Ca 2 + ve Mg konsantrasyonu 2 +, fizyolojik akış koşulları altında yapışma etkileşimlerini etkileyebilecek olan ticari bir kültür ortamı içinde önemli ölçüde farklılık gösterir. 3D cihaz ile deneyler planlarken dikkate alınması gereken diğer teknik detayları aşağıda açıklanmıştır. AB tek tabaka seçimi AT&#39;nin hücre yüzeyi imza deney tasarımında dikkate alınmalıdır türleri, kaynak ve hücre kültürü koşullarının dokusu da dahil olmak üzere çeşitli parametreler, etkilenir. Bazı sık kullanılan EC akciğer kaynaklı mikrovasküler EC (LDMVEC), kemik EC (BMDEC), beyin kaynaklı EC (BDEC) iliği kaynaklı ve HUVEC içerir.Avrupa Komisyonu özellikleri de kökenlerine göre değişir. Örneğin, çelik ve yapışma sorumludur BMDEC yapısal olarak ifade selektinler ve VCAM-1, BDEC, LDMVEC ve HUVEC Normal koşullar altında, bu moleküllerin ifade böyle değildir. Bu nedenle, BDEC, LDMVEC ve HUVEC ile kaplanmış uçlar TNF α (10 ng / ml, 4 saat) taklit etmek veya inflamasyon ve yerleşme moleküllerinin ekspresyonunu teşvik etmek için diğer faktörler ile tedavi edilebilir. Yerel mikro ile karışma Test Yerel mikro AT fonksiyonlarını düzenler ve hücre ekstravazasyon katılımını anlamada artan bir ilgi vardır. Sonuçlarımız EC tek tabaka altında stromal hücre tek tabaka yerleştirilmesi önemli ölçüde hücreleri dolaşımdaki damar dışına artırdığını göstermektedir. Bu bulgu, EC ve stroma arasında karışma dolaşan hücrelerin damar dışına desteklemek için Avrupa Komisyonu yeteneğini artırır göstermektedir. Moreover, farklı mikroçevrelerde (örneğin mezenkimal kök hücreler, akciğer fibroblast, tümör hücreleri, astrositler) hücreleri ekleme belirli vasküler yatak taklit için yardımcı olabilir. Özellikle, beyin türevli AT ve astrositler bir arada, kan-beyin bariyerini taklit etmek için yararlı bir yaklaşım olabilir. Benzer şekilde, hastalar, ya da in vitro olarak manipüle normal hücrelerden elde edilen hücreler, belirli bir hasta mikro taklit yardımcı olabilir. Çalışmalarda, biz% 50 izdiham büyüdü stromal hücreleri ile alt ekler kullanılır. Uçlarda mikroçevredeki hücrelerin optimum yoğunluk çalışmanın hedeflerine bağlı olsa da, bu kolayca manipüle ve kontrol edilebilir. Bir kayma gerilmesi hızı seçerek Bu Von Andrian ve arkadaşları tarafından gösterilmiştir çünkü 0,8 dyn / cm 2 kayma gerilmesi burada kullanılmıştır. kemik iliği microvasculatur içinde kayma gerilmesi içinhematopoetik progenitör hücrelerin dolaşım çıkmak ve normal fizyolojik koşullar 15 altında dokulara girerler e,. Bunun aksine, kesme stresi yüksek düzeyde hücre ekstravazasyonu sınırlıdır daha büyük kaplar, gözlenir. Bu nedenle, yüksek kesme kuvveti oranları, çeşitli hücre tipleri ekstravazasyonu inceleyen deneyler için ilave kontroller olarak kullanılabilir. Kayma gerilimi altında hücrelerin hayatta kalma hücre tipi ve ex vivo hücre tedavileri (Goncharova ve ark., Yayınlanmamış gözlem) dahil olmak üzere çeşitli faktörlere bağlıdır ve bu nedenle dikkatli bir şekilde test sırasında değerlendirilmelidir. Kayma stres düzeyleri farklı (kayma gerilmesi direnç) Hücre hassasiyeti 0,8 dyn / cm 2 ile 6 dyn / cm 2 aşamalı kayma gerilmesi oranı artırmak için peristaltik pompa programlanarak değerlendirilebilir. Bu testler sırasında, hücreler olarak kullanarak hücre ölümü izlemek için gaz değişimi odasından periyodik olarak alınabilirBu tripan mavi dışlama, anneksin V ve PI boyama ve apoptoz işaret ifadesi olarak söylüyor. Deneyler parankimi türetilen ex vivo olarak işlenmiş hücreler veya hücre kayma stres direnci test etmek için tasarlanmıştır, bu, kan yoluyla bulaşan hücreleri gibi ek bir pozitif kontroller, deneyler dahil edilmesi tavsiye edilir. Uç gözenek büyüklüğü ve ECM kaplamanın seçimi Ekler çeşitli gözenek boyut (3, 5, ve 8 mikron) mevcuttur. Gözenek boyutunun seçimi, dolaşımdaki testi hücrelerinin boyutu ve özelliklerine bağlı olacaktır, bu da statik transwell tahliller için de geçerlidir. Bir büyük gözenek boyutu (8 mikron) ile ekler gibi epitel kökenli tümör hücreleri gibi büyük hücrelerin damar dışına test etmek için tavsiye edilir. Lökosit veya hematopoetik kök hücrelerin daha yaygın 5 mikron gözenek ekler ile test edilir, ve 3 mikron gözenek ekler iyi s damar dışına test için ayrılmıştırMaller hücreleri. Ancak, tek başına test hücre boyutu tek önemli faktör değildir ve biz birkaç gözenek boyutları ile ekler test tavsiye ederiz. Bizim ilk çalışmalarda, biz ekler üzerinde AT büyümeyi desteklemek ve&gt; 4 saat kayma gerilmesi dayanma kabiliyetlerini için çeşitli ECM test. ECM Matrigel, poli-D-lizin, fibronektin, laminin, yazın dahil test edilen I kollajen, Hidrojel, Meta-keratin I, II, III, IV, ve Extracel. EM büyümesi için en iyi sonuçlar Extracel, fibronektin ve kollajen ile elde edilmiştir. Ancak, bizim ellerde, 0.8 mg / cm 2 Extracel önemli ölçüde zarından testi hücrelerinin göçü azalır. Bu nedenle şimdi ekler kaplama için fibronektin (5 mg / cm 2) veya kollajen (5 mg / cm 2) kullanın. Bununla birlikte, ECM&#39;nin optimum seçimi muhtemelen AT türüne ve test hücrelerinin transmigratory özellikleri hem de etkilenir. Bir ön deney Integri test etmek için gerekenAB tek tabaka ty seçilen ECM yetişen. Örneğin, kültür ortamı ile doldurulmuş petri levhalar içinde EM mono tabakaları ile yerine önceden kaplanmış uçlar, makaslama kuvveti (düşük ayar) oluşturmak için, bir çalkalayıcı üzerinde yemekleri yerleştirmek, ve 37 ° C&#39;de inkübe edin ve% 5 12 saat boyunca CO2. Kesme stresine maruz kaldıktan sonra EM bütünlüğü kristal mor boyama ile değerlendirilebilir. Optimal test hücre konsantrasyonları seçimi Dolaşım çıkmak için Test hücreleri yeteneği, her bir hücre tipine özgü bir çok özelliklerine bağlıdır. Istatistiksel olarak anlamlı sonuçlar üretmek için, dolaşan hücre yoğunluğu hücre yeterli sayıda pozitif kontrol kuyularına geçiş sağlamak için optimize edilmelidir. Bu nedenle, sisteme yüklenen hücre sayısı ve arasındaki ilişkiyi anlamak için hücre yoğunlukları bir dizi (örneğin 10 3 / ml 10 7 / ml) ile ilk testleri tavsiyegöçü geçmesi hücre sayısı. Buna ek olarak, en iyi dolaşımdaki konsantrasyonunu farklı kaynaklardan elde edilen aynı hücre tipi için farklı olabilir. Örneğin, CD34 + hücreler hematopoetik kök hücre ve kararlı soy özel ataları hem içeren heterojen bir hücre popülasyonu vardır. Bunlar kemik iliğinden elde edilebilir, periferik kan harekete ve göbek kordon kanı. Bu üç kaynaklardan elde edilen CD34 + hücreleri, farklı hedef arama ve yerleştirilmesiyle özellikler 16-18 sahiptirler, bu nedenle cihazın 3B, bu hücreler test etmek için koşullar tam ölçekli bir çalışma öncesi optimize edilmelidir. Optimum hücre dolaşım süresi seçimi Optimal dolaşım süresi her bir hücre tipi için ampirik olarak belirlenmelidir. Dolaşım için gereken minimum zaman statik göç deneyleri sonuçlarından çıkarım olabilir, ancak bu exten olabilirHücrelerin kesme stresine tabi tutulduğunda ded. 4 ve 96 saatleri arasında dolaşımı kez test pilot çalışmalar önerilir. Gaz alış-veriş ünitesinin Gaz alış-veriş ünitesinin ana amacı, standart bir doku kültürü kuluçka ayarları benzer 3D aygıt içinde dolaşan orta bölgesi CO2 optimum konsantrasyonu elde etmektir. Gaz alış-veriş ünitesinin ayrıca Test hücreleri ve bileşikler ilave edilmesi için ve test sırasında prob ve numune toplamak için kullanılabilir. Test hücre sayıları Değerlendirilmesi Sirkülasyon hücreleri gaz değişimi ünitesi ile deney sırasında farklı zamanlarda tadına bakabilirsiniz. Deneyin sonunda, dolaşımda kalan hücreler çıkışında toplanan edilebilir. 3D cihaz deney sonunda demonte edildiğinde, transmigrated hücreleri alt kuyulardan toplandı ve f toplanabilirya da daha fazla analizi. Giriş hücreleri etiketsiz ise, transmigrated hücreleri tripan mavi ve mikroskobik sayılan canlı / ölü hücreleri ile boyanmış olabilir. Alternatif olarak, giriş hücreleri 3D cihazın içine yerleştirmeden önce canlı hücre görüntüleme için çok &quot;hücre izci&quot; bir boya ile işaretlenmiş olabilir, bu durumda, hücreler hasat floresans ölçümü için lize edilmelidir transmigrated. En uygun örneklem büyüklüğü seçimi Istatistiksel analiz izin vermek için, bir örneklem büyüklüğü iki taraflı t-testi ile 0.05 anlamlılık düzeyinde test iki grup arasında ortalama yüzde değişiklikler varsayımsal farkı tespit etmek için yaklaşık% 80 güç sağlayacak seçilmelidir. Kemik iliği hücreleri ile deneyimlere dayanarak, biz 3 boyutlu cihaz deneyler için deney durumu başına üç kuyu kullanın. Bununla birlikte, en iyi örnek büyüklüğü, deney amacı ile değişir ve e belirlenmelidirmpirically. Çoklu regresyon istatistiksel testler, iki taraflı t-testi ve varyans analizi sonuçlarının istatistiksel önemi doğrulamak için kullanılabilir. Kemokinlerin seçimi Tüm tahliller göçü için olduğu gibi, kemoatraktan seçimi test hücrelerinin özelliklerini ve çalışmanın amacı tarafından dikte edilir. SDF-1 hematopoietik hücreler için iyi bilinen bir kimyasal çekicidir. Bizim ellerde, 50 ng / ml, SDF-1 &#39;lik bir konsantrasyon kemik iliğinden türetilmiş hematopoetik projenitör hücrelerin ekstravazasyon uyarmak için uygun olmuştur. Ayrıca mezenkimal kök hücreler 19 için chemoattractants olarak C3a ve bFGF kullanın. Ancak, tam ölçekli bir çalışma önce en uygun konsantrasyon aralığı tanımlamak için kemokin her kemokin ve çapraz titrasyonu kombinasyonları titre tavsiye ederiz. Belirli hücre tipleri için kemotaktik faktörlerin bir arada yararlı olabilir. Özel test hücreleri için kemokinleri con, bilinmeyen veya mevcut değilseuyarılmış lenfositler, fibroblastlar ve diğer hücrelerden ditioned ortam Kemo-çekiciler arasında bir kaynak olarak kullanılabilir. Okuma parametrelerin seçimi 3D cihazın çok yönlülük yapılabilir göçü deneyler türünü genişleyecektir ve deneylerin başarısı okuma parametrelerinin düşünceli dikkate ve tasarım bağlıdır. Bir kural olarak, hücrelerin üst (dolaşımdaki) bölmesi toplandı ve alt (statik) bölmesi hücre sayımı ile aynı anda canlılığı için test edilmelidir. Bazı hücreler mikrovasküler gözlenen fizyolojik kayma gerilmesi için düşük toleransı sahip. Bu durumda, ölü hücrelerin sayısı üst bölmesine artırılacaktır. EC katmanda (veya tuzak) tutuklandı yapışık hücre sayısını test hücreleri tarafından özellikle ifade belirteçleri immünsitokimya tarafından değerlendirilebilir. CD31 ve vWF için spesifik antikorları kullanılabilirEC tespit etmek ve test hücreleri ve AB arasında ayrımcılığa izin vermek. Buna ek olarak, EM tek tabaka bütünlüğünü her test sonunda izlenmelidir. Toplanan hücreler ile yapılan analiz türleri araştırmacılar &#39;deneysel hedeflerine bağlı olacaktır, ancak mikroarrayler ve qPCR, FACS analizi ile yüzey molekülü ifade FACS ve batı blot sinyal yollarının aktivasyonu, ve faktör gen ifade analiz değişiklikleri içerebilir ELISA ile salgı. Biz transmigrated kemik iliği hücreleri hematopoetik progenitör hücreler (Şekil 3) sıralamak için kültüre hangi kendi çalışma ile kanıtlandığı gibi fonksiyonel testlerin muazzam bir dizi, in vitro toplanan hücreleri üzerinde mümkündür. Toplanan numuneler, aynı zamanda in vivo deneyler, çeşitli test edilebilir. In vivo test hücrelerin davranışını tahmin etmek için yardımcı olabilir önemli bir parametre eğilimindedirkayma gerilmesi farklı oranlarda altında agrega oluşturmak için bazı hücrelerin ency. Örneğin, 3 boyutlu cihazda toplam oluşumu tabi tedavi hücreleri intravenöz uygulamadan sonra kümeleri oluşturmak ve in vivo (Gonçarov ve ark., Yayınlanmamış gözlemler) akut damar tıkanıklığı neden daha büyük bir eğilim olabilir. Agrega oluşumu 3D cihaz deney tamamlanması sırasında veya sonrasında test hücreleri örnekleyerek mikroskobik olarak takip edilebilir.

Hücre ekstravazasyon dolaşan hücreler kan çıkmak ve vücutta birçok fizyolojik tepkiler önemli bir bileşeni olan süreçtir. Süreç örnek olarak, doku rejenerasyonu için de önemlidir, kan damarları (veya intravenöz enjekte) içine dokulardan seferber tedavi hücreler damar yoluyla göç ve yaralanma veya dejenerasyon sitelere dolaşımını çıktığınızda. Ekstravazasyon da inflamasyon, bağışıklık ret, otoimmünite ve tümör metastazı dahil olmak üzere birçok hastalığın, patogenezinde önemli bir bileşenidir. Ekstravazasyon fizyolojik akış koşulları altında endotel hücreleri ile hücreleri (EC) dolaşımdaki etkileşimi içeren karmaşık bir çok adımlı bir işlemdir. Bu süreç (a) hücre çelik, AT luminal yüzeye (b) firma yapışma ve AB genelinde (c) göçü oluşmaktadır. Önemli olarak, ekstravazasyon kaskad her aşama c bir alt kümesi tarafından düzenlenirell tip-spesifik ve türe özel moleküller. Ancak, belirli bir hücre alt gruplarının damar dışına düzenleyen ayrıntılı moleküler mekanizmalar tam olarak büyük ölçüde kan koşulları yansıtan teknik zorluk, anlaşılamamıştır. Yeni 3D cihaz bu teknik zorlukların üstesinden gelmek ve hücre göç biyoloji anlayışımızı artıracak yapılacak deneyler izin vermek için tasarlanmıştır burada açıklanan. Hücre göçü aracılık molekülleri önemli tedavi hedeflerdir. Özel hücre tiplerinin göç kontrol moleküler olayların detaylı bir anlaşılması tedavi promosyon veya ekstravazasyon inhibisyonu için yeni hedefler belirlenmesinde yardımcı olacaktır. Örneğin, yaralanma veya dejenerasyon siteleri doğru tedavi kök hücrelerin göç (, yetişkin neonatal hatta fetal dokulardan elde edilen olsun) geliştirmek müdahaleler doku rejenerasyonu büyük yarar olacaktır.Pluripotent kaynaklardan elde edilen hücreler de dahil olmak üzere tedavi kök hücreler, in vitro üretimi ve ex vivo manipüle erişkin kök hücreler (, genişletilmiş genetik manipüle ve çeşitli enzimler ile ön işlem) 1 de artan bir ilgi vardır. Böylece, terapötik amaçlar için kullanılır önce kök hücrelerin kalitesini değerlendirmek için yeni teknolojileri için bir ihtiyaç vardır. Diğer parametreler arasında, hücreler, multifokal bozuklukların tedavisinde kök hücreleri 2 arasında intravenöz gerektirebileceğinden, verimli bir şekilde dolaşım çıkmak mümkün olmalıdır. Gerçekten de, kök hücre biyolojisi mevcut zorluklardan biri son derece düşük verimlilik üstesinden gelmek için hangi doku hasarı 3-6 sitelere kök hücre ev, kök hücre göç anlayışımızda bu boşluğu konuşulması gerektiğini vurgulayarak ile. Bunun aksine, stratejiler spesifik hedef arama molekülleri hedef bloğu tarafından hücre göçü de tedavisinde yararlı olacağıinflamatuar ve oto-immün hastalıklar ve metastatik kanser gibi. Böylece, hücre göçü ve damar dışına boyunca piyasada bulunan hücreler ve AB arasındaki etkileşimleri arabuluculuk moleküler mekanizmaları anlamak öteleme tıp ve ilaç keşfi yanı sıra temel bilim alakalı. Hücre göçü farklı yönlerini incelemek için kullanılabilir bir dizi yöntem yok. Ancak, bu yöntemler yeni 3D cihazla aşılabilir eksiklikleri var. Hayvan modelleri: Bu immün sistemi baskılanmış fareler ve genetik olarak manipüle fare gibi hayvan modelleri, in vivo insan hücrelerinin göç incelemek için yararlı araçlar olmuştur. Ancak, bu modeller bir önemli dezavantajı insan hücrelerinde birçok hücre yüzey molekülleri türe özgü dizisi farklılıklar nedeniyle kısmen, fare EC mevcut adezyon molekülleri ile kötü etkileşim olmasıdır. Böylece kemirgenler kullanımı çalışmainsan hücre göçü otantik insan organ-spesifik vasküler yataklarda olayları yansıtmak pek mümkün değildir. Buna ek olarak, in vivo modellerde ilaç adayları yüksek verimli tarama için uygun değildir. Homing hücre incelemek için kullanarak in vivo modellerde geleneksel zor roman homing molekülleri belirlemek ve hedef yapmak, ekstravazasyon kademeli farklı adımlar arasında ayrımcılık yok. Intravital mikroskopi yaklaşım bu ihtiyacı gidermek için geliştirilmiştir ve bilgilendirici olmuştur, ancak, bu teknik son derece zaman ve 7,8 emek yoğundur. Statik göçü deneyleri: Transwell ya da gözenekli bir membran ve çapraz Boyden odasının ölçümlerde, hücre göçü yaygın olarak göç çalışmalarında kullanılmaktadır. Tahlil, hücre aracılı kemokin göç da hücre motilitesi ve hücre-hücre dışı matris (ECM), etkileşimleri sadece incelemek için kullanılabilir ki avantajına sahiptir, fakatgözenekli zarlar yetişen bir AT tek tabaka üzerinde. Ne yazık ki, statik koşullar altında fenotip ve AT fonksiyonu fizyolojik akışı 9,10 altında olanlardan önemli ölçüde farklıdır. Böylece, Transwell deneyleri meydana gelen kemotaktik olayları sadakatle kayma stres altında göç hücreleri ve AB arasındaki etkileşimleri taklit yok. Buna ek olarak, genel sürecine seçicilik ekstra bir boyut katıyor homing çağlayan &quot;haddeleme&quot; adım, statik Transwell deneyleri oluşmaz. Bu teknoloji ile, AT tek tabaka üzerinde çeşitli kemokin aracılı hücre göçü niceliksel değerlendirilmesi izin verir iken Böylece, bu in vivo kan akışını taklit olarak kesme baskısı sağlamak için kendi yetersizlik ile sınırlıdır. Kayma stres altında Tahliller: Duvar kayma gerilmesi EC fonksiyonu 9,10 düzenlenmesinde önemli bir rol oynadığı bilinmektedir. Kesme kuvvetlerinin sinyal kaskadlar hızlı aktivasyon, transc nedenription faktörler ve EC 11,12 diferansiyel gen ekspresyonu. Bu bilgiler yapışma deneyleri bir sonraki nesil gelişmesine yol açmıştır - paralel laminer akış odaları ve kılcal - haddeleme çalışma ve kayma gerilmesi 7,13 koşulları altında EC hücrelerinin yapışma için. Bu deneyleri için sınırlayıcı faktör sadece haddeleme ve yapışma ölçebilirsiniz olduğunu, ancak göç etmek için giderdim bir yapışık hücre ve AB tek tabaka üzerinde &quot;tutuklandı&quot; ve transmigrate olmaz bir yapışık hücre arasında ayrım yoktur. Ayrıca, bu testlerin bir kemokin degrade doğru hücrelerinin göçü ölçemezsiniz. Çeşitli raporlar akış 14. koşullarında cam slaytlar yetişen bir AT tek tabaka altında tarama yapışık hücrelerinin yeteneği tarif var. Bu tarama tekniği şu sınırlamaları içerir: bu hücrelerin sadece sınırlı sayıda analiz, olmayan-nicel değil, matris ve cel üzerinde tarama hücre analizl yüzey değil bir kemotaktik degrade doğru göç, ve transmigrated hücreleri izole izin vermez. Bu tahlil, AT tek tabaka makaslama kuvveti uygulanarak avantajına sahip olmasına rağmen, böylece, bir kemokin gradyan doğru hücre migrasyonu ölçmek olamaz. Burada açıklanan yeni 3D teknolojisi, statik bir kemokin degrade (alt bölmesi) ile kesme kuvveti (üst bölme) birleştirerek bu eksikliklerin çoğu üstesinden gelir ve ekstravazasyon kaskad (Şekil 1) her aşamasında nicel değerlendirmesi izin verir. Cihaz aynı zamanda AK ve mikro arasındaki karışma dolaşan hücrelerin damar dışına desteklemek için Avrupa Komisyonu yeteneği nasıl etkilediğini araştırmak için kullanılabilir. Aşağıdaki protokol, 3B akış odası cihazı kullanmak için adım adım yöntem açıklanmaktadır.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reaktif/Malzeme</td></tr><tr><td>PVC boru (delik 1.42, duvar 0.8)</td><td>Watson-Marlow Limitid</td><td>981.0142.000</td><td></td></tr><tr><td>3D Oda</td><td>C.B.S.Scientific</td><td>FC-1000</td><td></td></tr><tr><td>Gaz değişim ünitesi</td><td>C.B.S.Scientific</td><td>FCR-1000</td><td></td></tr><tr><td>Uçlar</td><td>C.B.S.Scientific</td><td>FCI-1005U</td><td></td></tr><tr><td>Kollajen Sığır, Tip I</td><td>BD Biosciences</td><td>354231</td><td></td></tr><tr><td>Hidroklorik Asit 0.1M</td><td>VWR</td><td>BDH3200-1</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>14190</td><td></td></tr><tr><td>HUVEC</td><td>Lonza</td><td>CC- 2517</td><td></td></tr><tr><td>EGM Bullet Kit (cc - 3121 & cc - 4133)</td> <td>Lonza</td><td>CC - 3124</td><td></td></tr><tr><td>Tripsin Nötralize Edici Çözelti</td><td>Lonza</td><td>CC-5002</td><td></td></tr><tr><td>Tripsin</td><td>Lonza</td><td>CC-5012</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Lonza</td><td>CC-5024</td><td></td></tr><tr><td>SDF-1</td><td>R7D Sistemi</td><td>460-SD</td><td></td></tr><tr><td>Extracel Deneme 2.5 Kiti</td><td>Glikozam Byosystems</td><td>GS211</td><td></td></tr><tr><td>Fibronektin, insan, doğa</td><td>BD Biosciences</td><td>356008</td><td></td></tr><tr><td>Poli-D-lizin</td><td>Millipore</td><td>A-003-E</td><td></td></tr><tr><td>BD Matrigel</td><td>BD Biosciences</td><td>354277</td><td></td></tr><tr><td>İnsan Beyni Mikrovasküler Endotel Hücreleri</td><td>ScienCell</td><td>1000</td><td></td></tr><tr><td>Beyin hücreleri için Endotelial Hücre Ortamı (ECM)</td><td>ScienCell</td><td>1001</td><td></td></tr><tr><td>Tripan Mavisi</td><td>Kök Hücre Teknolojileri</td><td>7050</td><td></td></tr><tr><td>TNF-alfa, 10 & mu; g</td><td>Invitrogen</td><td>PHC3015</td><td></td></tr><tr><td>VCAM-1, fare anti-insan, CD106-FITC</td><td>Southern Bioteck</td><td>9519-02</td><td></td></tr><tr><td>Propidium İyodür Boyama Çözümü</td><td>BD Pharmingen</td> <td># 556463</td><td></td></tr><tr><td>Dondurulmuş İnsan Kordon Kanı CD34 + hücreleri</td><td>Kök Hücre</td><td>CB007F</td><td></td></tr><tr><td>Dondurulmuş İnsan Kordon Kanı CD34 + hücreleri</td><td>Zenbio</td><td>SER - CD34-F</td><td></td></tr><tr><td>MethoCult GF M3434</td><td>Kök Hücre Teknolojileri</td><td>GFM3434</td><td></td></tr><tr><td>Fare Metilselüloz komple ortam</td><td>Ar-Ge D</td><td>HSC007</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Von Willibrand Faktör antikoru</td><td>abcam</td><td>C# ab11713</td><td></td></tr><tr><td>Pettry kabı (35 x 10 mm)</td><td>VWR</td><td>CA25373-041</td><td></td></tr><tr><td>15 ml tüpler</td><td>VWR Fisher</td><td>21008 - 918</td><td></td></tr><tr><td>Doku kültürü şişeleri 75cm2</td><td>VWR</td><td>BD353136</td><td></td></tr><tr><td>Kristal menekşe</td><td>Sigma</td><td>C-3886-25G</td><td></td></tr><tr><td>Diseksiyon forsepsleri, kavisli</td><td>VWR</td><td>82027-384</td><td></td></tr><tr><td>1.000 &mu; l Pipet uçları</td><td>VWR</td><td>83007-380</td><td></td></tr><tr><td>1 - 200 &mu; l Pipet uçları</td><td>VWR</td><td>37001-530<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Equipment</strong</td></tr><tr><td>>Peristaltic pompa</td><td>Watson-Marlow Limitid</td><td>403U/VM3</td><td></td></tr></tbody></table>

fizyolojik akış koşullarında sirkülasyon hücre kemokin-yönettiği ekstravazasyon eğitim bir roman Üç boyutlu akış odası cihazı

A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

Kan hücreleri, dolaşımdaki ekstravazasyonu kök hücre hedef arama ve tümör metastaz da dahil olmak üzere bir çok fizyolojik ve patofizyolojik işlemlerde, merkezi bir rol oynar. Üç boyutlu akış odası cihazı (bundan sonra 3 boyutlu cihaz) fizyolojik kayma gerilmesi yeniden ve hücre ekstravazasyon kaskad her adımı miktarının belirlenmesine imkân tanır in vitro teknolojisinde bir roman. 3D Cihaz ilgi hücreleri kayma gerilimi altında sirküle edildiği bir üst bölme ve ilgilenilen Kemo-atraktanlar içeren statik gözenekli bir alt bölme oluşur. Iki bölme endotel hücreleri (EC) bir tek tabaka ile kaplanmış gözenekli uçlar ile ayrılır. Ilgi microenvironmental hücreleri ile isteğe bağlı ikinci ekleme EC tabakası altında hemen yerleştirilebilir. Bir gaz değişimi birimi en uygun CO2 gerilim muhafaza sağlar ve sırasında hücreleri veya bileşikler eklemek veya çekilme için bir erişim noktası sağlardeney. Test hücreleri, bir peristaltik pompa ile kontrol istenilen kesme stresi (akış oranı) üst bölmesine dolaşır. Deneyin sonunda, dolaşan ve göç eden hücreler ileri analiz için toplanır. 3D Cihaz kemokin gradyanlar, kayma stresine direnç, kümelenme oluşumu ve hücre yaşamını tepki olarak kesme baskısı altında EC göçü ve yapışması haddeleme hücre incelemek için kullanılabilir. Buna ek olarak, isteğe bağlı ikinci uç EC ve mikroçevredeki hücreleri arasındaki karışma etkisi incelenmiştir sağlar. 3D cihazın translasyonel uygulamaları ilaç adayları test içeren hedef hücre göçü ve damardan bir enjeksiyondan sonra hücrelerin in vivo davranış tahmin. Böylece, yeni 3D cihazın cep ekstravazasyon aracılık moleküler mekanizmaları incelemek için çok yönlü ve ucuz bir araçtır.

Fare kemik iliği kaynaklı EC hat STR-12 5 mikron gözenekli ekler üzerinde yetiştirildi. EM büyüme oranı, bir mikroskop altında kontrol edildi ve AT 100% konfluent olduğunda, ekler 3D cihazın alt bölmeye kuyu içine transfer edildi. Hemen ekler yerleştirmeden önce, alt bölmenin kuyu Kültür ortamında tek başına (negatif kontrol) ya da stromal hücre türevli faktör-1 (, 5 ng / ml ve 50 ng / ml, SDF-1) ile takviye edilmiş ortam ile doldurulmuştur. Bundan sonra, 3D Cihaz monte edildi ve protokolde tarif edildiği gibi orta bölmesi ile dolduruldu. Cihazın üst bölmesine sirküle edilecek Test hücreleri taze fare kemik iliği hücreleri (hazne başına 3.5 x 10 6 hücre) hasat edilmiştir. 0.8 dyn / cm 2 tanımlanmış bir kesme gerilimi, 0.2 ml / dk &#39;da peristaltik pompa hızını ayarlayarak uygulanmıştır. Tüm çalışma sistemi daha sonra 37 ° C ve ce de% 5 CO 2 inkübatör yerleştirildills 4 saat için AB tek tabaka ile dolaşımını ve etkileşim için izin verildi. Bu süre sonunda, dolaşımdaki hücreleri odası sökülme, toplandı ve protokolde tarif edildiği gibi ekler çıkarıldı. Transmigrated hücreler taze ortam içinde yeniden süspansiyon haline getirildi yıkanmış alt gözleri, hasat ve koloni-oluşturucu hücre (CFC) analizi (Şekil 3), hematopoietik büyüme faktörleri ile desteklenmiş metil kültürleri aktarılmıştır. Beklendiği gibi, CFC belirgin bir şekilde daha fazla sayıda kuyu başına 5 ng / ml, SDF-1 içeren ortamda veya daha 50 ng / ml, SDF-1 içeren oyuklara EM tek tabaka üzerinde göç ettiğini bulduk. Daha önce tarif edildiği gibi, hücre göçü incelemek için kullanılabilir in vitro teknikler mevcut hiçbiri göç eden hücre ekstravazasyon desteklemek için EC yeteneği üzerindeki yerel mikro etkisini test etmek yeteneğine sahiptir. Bu, 3B cihazı ile elde edilebilir nasıl göstermek için,EM tabakası ve kemik iliği stromal hücreleri üzerinde bir tabaka hematopoetik hücreler dolaşımdaki incelenmiştir ekstravazasyon. Bunun için, stromal hücreler bir tabaka ihtiva eden bir ikinci (alt) uç alt plaka (Şekil 4), AT tek tabaka içeren, üst uç yan yana edildi. Yukarıda tarif edilen ve transmigrated hücreleri kuyulardan hasat ve sayılmıştır gibi Deney daha sonra gerçekleştirildi. Sonuçlar, AT tek tabaka altında stromal hücreler ek bir tabakanın yerleştirilmesi önemli ölçüde SDF-1 doğru hematopoietik hücreleri (Şekil 4) arasında geçiş arttığını gösterdi. Bu bulgu, yerel mikro doku hücreleri dolaşımdaki işe katkıda kavramı ile tutarlıdır. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig1.jpg" /> <strong&gt; Şekil 1. 3D akış odası cihaz. A: hava geçirmez 3D cihaz, değiştirilebilir bir gözenekli membran (PM) ile ayrılmış iki bölme oluşur. EM sonra, üst ve alt bölmeler arasında bir bariyer oluşturur membran üzerinde yetiştirilir. Tanımlı kayma gerilmeleri sürekli bir infüzyon peristaltik pompa kullanılarak Perfüze medya 3D cihazının üst bölmesi uygulanır. Veya EC (AC) bağlı; dolaşan hücreleri ya olmayan etkileşim (NIC), (RC &#39;rulo&#39;) geçici AT ile etkileşim vardır. Yapışık hücrelerin bir alt cihazının (TM) bölgesinin alt statik bölmesine EM tabaka boyunca transmigrates B:. 3D cihazının bir üstten görünümünü çizimi (üst panel). . Yatay kesit görünüşünü (alt panel) üst zarı (kırmızı) konumunu, alt zar (yeşil) ve de (mavi) C altındaki gösterir: isometriDört vidayı, bir üst akrilik üst blok, bir üst oda mühür ve düşük membranlar, alt o-ring, ve 3-de akrilik alt blok D:. 3D akışının bir fotoğraf c görünüm cihazın ayrılmaz bir parçası göstermektedir peristaltik bir pompa odası ve bir gaz değişim ünitesine bağlanır. Sistem, bir steril bir başlık içinde monte edilmiş ve daha sonra bir hücre kültürü inkübatöründe aktarılır. <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig2.jpg" /> Şekil 2. 3D cihaz sisteminin şematik. Çizim sistemi oluşturmak için gerekli olan üç durak gösterir. Kültür ortamı, peristaltik pompa tarafından oluşturulan negatif basınç girişinden içeri çekilir. Orta akışını ekler cihaza yerleştirilmesini sağlamak için Durdur # 1 kesilir. Odası kapatıldıktan sonra, pompa şalterleri olduğunutekrar dür ve odanın hemen ekler üzerinde yetiştirilen hücre kurumasını önlemek için ortam ile doldurulur. Durdurma 2. gaz alış-veriş ünitesinin yerleştirilmesini ortam sağlar. 3. durdurma akışı giriş ve çıkış bağlantısı için durdurulması için izin verir. Akış pompa üzerinde bir anahtar kullanarak gaz değişimi ünitesi ile hava kabarcıklarını çıkarmak için bir saat yönünde veya tersi yönde yönlendirilebilir. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5.75in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig3.jpg" /> Şekil 3,. 3D Cihaz fizyolojik Gerilmenin koşullarda hematopoietik progenitörlerin SDF-1-dolayımlı göçü destekler. A: Üç cihazları (alt bölmesinde her birinde 3 kuyu) montajı ve paralel olarak çalıştırılmıştır. Tek başına ortam veya 5 veya 50 ng / ml &#39;de SDF-1 içeren ortamda alt bölme oyuklara ilave edildi. Fare boNE kemik iliği hücreleri, 4 saat boyunca cihazlar dolaşmasına izin verildi. Bundan sonra, her bir cihaz sökülme ve SDF-1 (sarı) doğru transmigrated olan hücreler, alt kuyularından sayılır ve hematopoietik büyüme faktörleri (GF) ile desteklenmiş metilselüloz içinde kültürlendi. On dört gün sonra, koloniler mikroskop altında skorlandı B:. Alt bölmeleri kurtarıldı atalarıdır sayısı (koloni oluşturan hücreler, CFC) ± ortalama durumu başına üç kuyu SD olarak gösterilir. * P &lt;0.05. <img alt="Şekil 4," fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig4.jpg" /> Şekil 4. Hematopoietik hücrelerin ve endotel hücreler arası etkileşimleri üzerinde mikro etkisi. A: Çizim kültürlü st ile ikinci bir gözenekli membran konumunu gösterirAB ile üst membran altında romal fibroblast (SF). . Diğer kısaltmalar Şekil 1A B açıklanmıştır:. Kültürlü SF üst membran altında yerleştirildi ile ek membran (alt uç) C: Üç cihazlar (her birinde 3 kuyu) paralel olarak çalıştırılmıştır. Tek başına ortam veya 50 ng / ml, SDF-1 SDF-1 içeren ortamda alt bölme oyuklara ilave edildi. Negatif kontrol odaları SC, SDF-1, ya da her ikisi de ihmal. Kemik iliği hücreleri 37 ° C de 4 saat için dolaşmaya bırakılmıştır Bundan sonra, her bir cihaz sökülme ve transmigrated hücreleri alt bölme kuyulardan toplanmış ve sayılmıştır. Geri transmigrated hücre sayısı koşulu başına üç kuyu ± ortalama SD olarak gösterilir. * P &lt;0.05.

Üç boyutlu akış odası cihaz bir roman<em&gt; In vitro</emGerilmenin fizyolojik koşullar altında dolaşan hücre ekstravazasyonu çağlayan nicel ve adım adım değerlendirilmesi için&gt; teknoloji. Cihaz bu nedenle hücre göçü temel, klinik öncesi ve klinik çalışmalar için önemli bir ihtiyaç doldurur.

Fizyolojik Akış Koşullarında Sirkülasyon Hücre Kemokin-yönettiği Ekstravazasyon Eğitim Bir Roman Üç boyutlu Akış Odası Cihazı

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

Aşağıdaki deneyin genel amacı, dolaşımdaki hücrelerin bir kemokin gradyanına doğru yönelimini nicel olarak ölçmektir. Fizyolojik makaslama gerilimi koşulları altında bu işlem; öncelikle kolajen kaplı mikrogözenekli insertler üzerinde bir endotel hücresi tek tabakası kültüre edilerek ve ardından bu insertlerin, kemokinler içeren ayrı bir statik bölmeyi örtecek şekilde bir akış odasına yerleştirilmesiyle gerçekleştirilir. Daha sonra, damar sistemindeki fizyolojik koşulları taklit etmek amacıyla hücrelere makaslama gerilimi uygulanır.İkinci bir adım olarak, lökositler, kök hücreler veya tümör hücreleri gibi ilgilenilen test hücrelerinin 3D sistem içerisinde dolaşıma girmesine izin verilir. Statik bölmedeki içerikler, dolaşımdaki hücreler ile endotel hücreleri arasındaki etkileşimlerin verimliliğini ve dolayısıyla test hücrelerinin endotel tabaka boyunca transmigrasyon hızını etkiler. Ardından, 3D sistem sökülür ve hücre infiltrasyonunu çeşitli modern yöntemler kullanarak kantitatif olarak ölçmek amacıyla alt statik bölmeden transmigre olmuş test hücreleri toplanır; elde edilen sonuçlar, dolaşımdaki test hücrelerinin fizyolojik akış koşulları altında endotel hücreleri ile etkileşime girme ve statik bölmedeki kemokin konsantrasyonuna bağlı olarak dolaşımdan çıkma yeteneğini göstermektedir.Bu tekniğin, paralel lamina akış odalarının kullanımı ve statik transfer analizleri gibi mevcut yöntemlere göre temel avantajı, hem üst bölmedeki kayma gerilmesini hem de alt statik bölmedeki kemosinleri birleştirmesidir. Bu durum, araştırmacıların dolaşımdaki hücrelerin kemosin gradyanına ve fizyolojik akış koşullarına karşı eksternalizasyonunu nicel olarak ölçmelerine olanak tanır. Bu yöntem ayrıca, yerel mikroçevre hücreleri ile endotel hücreleri arasındaki etkileşimin dolaşımdaki hücrelerin ekstravazasyonu üzerindeki etkisini incelemek için de kullanılabilir.Endotel hücrelerin altında, ayrı bir insert üzerinde ek bir hücre tabakasına yardımcı olarak, prosedür laboratuvarımdan bir teknisyen olan Valentina against rova tarafından gösterilecektir. Başlamak için, deney için gereken insert sayısını hesaplayın ve her bir insert'ü ayrı bir steril Petri kabına yerleştirin. Bireysel kurulumlara bağlı olarak, toplam doz 11 gray değerine ulaşana kadar onları gama ışınlaması ile sterilize edin.Ardından stok kolajen Tip 1 çözeltisini, 4 °C'de saklanan 0,01 molar hidroklorik asit kullanarak mililitre başına 50 mikrogram olacak şekilde seyreltin ve her bir insert için final çözeltiden 154 mikrolitrelik alikotlar hazırlayın. Daha sonra, bir Eloqua'dan birkaç damlayı dairesel bir düzende insert yüzeyine yerleştirin.Ardından, insert yüzeyinde tek bir büyük damla oluşturmak için alikotun geri kalanını ekleyin. Pipet ucunun hiçbir noktada inserte değmediğinden ve kollajenin insertin tüm yüzeyini kapladığından, ancak kenarlardan akıp gitmediğinden emin olun. Insert kaplandıktan sonra, Petri kabının kapağını kapatın ve kabı dikkatlice düz bir yüzeye yerleştirin.İnkübasyonun ardından insertleri oda sıcaklığında bir saat boyunca inkübe edin, kolajen çözeltisini aspire edin ve membranı 160 µL PBS ile yıkayın. Ardından PBS'yi aspire edin. Kapağı kapatın ve kabı parafilm ile sarın.İnsertler aynı gün kullanılacaksa, Petri kabını oda sıcaklığında kuru bir yere yerleştirin. Aksi takdirde, kabı dört santigrat dereceye yerleştirin ve inserti yedi gün içinde kullanın. Kültürlenmiş insan göbek kordonu ven endotel hücrelerini kullanımdan hemen önce hasat edin ve mililitrede 2,5 milyon hücre olacak şekilde istenen kültür ortamında yeniden süspande edin.Hücreleri sayarken, tripan mavisi kullanarak hücre canlılığının %98'den fazla olduğundan emin olun, ardından her bir insert üzerine 160 µL hücre süspansiyonu ekleyin. Bunu, önce kolajen kaplı insert yüzeyine dairesel şekilde birkaç küçük damla yerleştirerek ve ardından hücre süspansiyonunun geri kalanını tek bir büyük damla oluşturacak şekilde dikkatlice ekleyerek yapın. İşlem tamamlandığında, kapakları kapatın ve kapları %5 CO2 içeren 37 °C'deki bir inkübatöre dikkatlice yerleştirerek, hücrelerin membrana tutunması için 30 dakika inkübe edin.30 dakika sonra plakaları inkübatörden çıkarın ve her bir insert üzerine nazikçe beş mililitre ön ısıtmalı kültür medyumu ekleyin. Insert'in kabın tabanında kaldığından ve medyumla tamamen kaplandığından emin olmaya dikkat edin. Ardından kapakları kapatın ve kapları dikkatlice inkübatör kültürüne geri yerleştirin.Hücreleri 37 °C'de gece boyunca inkübe edin. Akış odasını kurmak için öncelikle üst ve alt plakaları birbirine vidalayın. Ardından, plakaları 0,8 mm et kalınlığına ve 1,42 mm iç çapa sahip PVC borular kullanarak gaz değişim ünitesine bağlayın.Ardından, monte edilen cihazı temiz bir plastik torbaya yerleştirin ve toplam doz 11 gray değerine ulaşana kadar gama radyasyonu ile sterilize edin. Bir sonraki adım, bir inkübatör tepsisini çıkarmak, onu steril bir doku kültürü davlumbazına yerleştirmek ve %70 etanol ile sterilize etmektir. Daha sonra tepsiyi büyük, steril bir peçete ile örtün.Ardından, cihazı plastik torbadan çıkarın ve steril inkübatör tepsisine yerleştirin. Daha sonra cihazı peristaltik pompaya bağlayın ve pompayı dakikada 0.2 milliliters hızda çalışacak şekilde programlayın. Giriş için kullanılacak steril 15 milliliter tüpün içine, istenilen kültür ortamından beş ila yedi milliliters pipetleyin.Ardından, tüpün sterilitesini korumak için küçük steril peçeteler kullanarak metal iğneyi tüpten çekip giriş tüpünü çıkıştan ayırın; metal giriş iğnesini besiyeri bulunan 15 milliliter tüpün içine, çıkış tüpünü ise boş 15 milliliter tüpün içine yerleştirin. Sonrasında, akış saat yönünün tersine olacak şekilde pompayı çalıştırın. Negatif basıncın, besiyerini 15 milliliter giriş tüpünden tüpün içine çekmesine izin verin ve besiyeri, cihaza girmeden hemen önce tüpün sonuna ulaştığında pompayı durdurun.Ardından, tüp plakalarını sökerek cihazı açın ve üst plakayı dikkatlice kaldırın; alt kuyucuklara 1500 ile 1550 µL arası besiyeri pipetleyin ve kuyucukların, alt plakanın 1 ila 2 mm üzerine kadar ulaşan bir hemisfer oluşturacak kadar yeterli besiyeri içerdiğinden emin olun. Sonra, petri kaplarında hazırlanan insertleri alt plakanın kuyucuklarına aktarın. Steril bir pens kullanarak insertlerin altında hava kabarcığı kalmadığından emin olun ve alt plakanın yüzeyinde görünen tüm besiyerini aspire edin.Ardından üst plakayı tekrar alt plakanın üzerine yerleştirin ve bunları yeniden bağlayın. Vidaları kullanarak peristaltik pompayı hemen çalıştırın ve besiyerinin 3D cihaz boyunca akmasını sağlayın. Plakalar arasındaki boşlukta hava kabarcığı oluşumunu önlemek için cihazın çıkış ucunu kaldırın ve hazneyi bu konumda tutun.Hazneyi gaz değişim ünitesine bağlayan boruyu, medium gaz değişim ünitesine ulaşana kadar doldurmaya devam edin. Ardından, gaz değişim ünitesine üç mililitre medium ekleyin. Pompayı çalıştırın ve hava kabarcıklarının üniteden çıkmasını sağlayın.Besiyerinin, üniteden çıkan tüpleri doldurmasını sağlamak için üniteyi yükseltin ve besiyeri sona iki ila üç santimetre kala pompayı durdurun. Tam olarak doldurulduğunda, giriş iğnesini küçük steril peçeteler kullanarak çıkış tüpüne bağlayın. Ardından, besiyerinin saat yönünde gaz değişim ünitesine doğru akması için pompayı tersine çevirin ve kalan tüm hava kabarcıklarının giderildiğinden emin olun.Pompa tekrar saat yönünün tersine akarken, gaz değişim ünitesine 100 µL test hücresi süspansiyonu ekleyin. Ardından respiratörün kapağını kapatın.Tepsiyi inkübatöre geri yerleştirin ve test hücrelerinin cihaz içinde 37 °C'de sirküle olmasını sağlayın. İstenen süre dolduğunda, çalışan sistemi içeren tepsiyi inkübatörden çıkarıp çeker ocağa yerleştirin. Pompayı durdurun, giriş ve çıkış hatlarını ayırın ve uçlarını boş steril 15 mL tüplerin içine yerleştirin.Ardından pompayı çalıştırın ve hücre süspansiyonunu sistemden toplayın. Hücre süspansiyonunu kullanıma kadar buz üzerinde bekletin. Sonrasında, vidaları çıkarıp üst plakayı kaldırarak hazneyi sökün.Insertleri alt plakadan çıkarın ve boyama veya hücre toplama işlemi için petri kaplarına aktarın. Son olarak, alt kuyucuklardaki hücre süspansiyonunu alın ve 15 milliliter tüplere yerleştirin. Her kuyucuğu 1.5 milliliters besiyeri ile iki kez durulayın ve bunu ilgili tüpüne ekleyin.Ardından tüpleri 200 Gs'de beş dakika boyunca santrifüjleyin ve hücreleri, beraberinde sunulan metin protokolünde listelenenler gibi özel deneysel hedeflere göre işleyin. İşte bu sistem kullanılarak gerçekleştirilebilecek birçok testten birine örnek: Düzenek, beş mikron gözenekli insertler üzerinde büyütülen kemik iliği kaynaklı endotel hücrelerin aynalanmasından oluşur; insertlerin altına 0,5 veya 50 nanograms per milliliter konsantrasyonlarında stromal hücre kaynaklı faktör bir veya SDF one eklenmiştir.Kemik iliği hücrelerinin 3D sistemde dolaşmasına izin verildi. İnserden göç eden hücreler toplandı ve ardından Metilselüloz medyum içeren plaklarda kültüre edildi. Progenitör hücrelerin koloni oluşturmasını sağlayan hematopoetik büyüme faktörlerinin varlığında, her kuyuktaki progenitör sayısını belirlemek ve sdf'ye doğru göç etme yeteneklerini ortaya çıkarmak için 14 gün sonra koloni sayısı sayıldı.Biri fizyolojik akış koşulları altında. Statik bölmedeki alt insert üzerinde büyütülen stromal fibroblastlerin eklenmesiyle, sdf eklemesinde (mililitre başına 50 nanogram), sadece SDF tek başına kullanıldığında olduğundan daha fazla hematopoetik hücre dolaşımdan bölmeye göç etmiştir. Geliştirilmesinin ardından bu teknik, tıp ve biyolojik bilimlerin farklı alanlarındaki araştırmacıların dokuya özgü vasküler yatakları in vitro olarak modellemelerine ve dolaşımdaki hücrelerin normal dokulara karşı hastalıklı dokulara göçünü yöneten hücresel ve moleküler mekanizmaları araştırmalarına yol açmıştır.

a-novel-three-dimensional-flow-chamber-device-to-study-chemokine

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Biyomühendislik

Steril bir sürekli akış devresi, laminer akış kayma gerilmesi tabi yapışık hücrelere için bir yöntem tarif. Hücrelerin yapışma, morfoloji, şeffaf oda ile devre metaboliti analizi ve gelecek deneyler ya da kültür için kayma maruz kaldıktan sonra hasat hücreleri için alınan numuneler incelenmiştir olabilir.

Laminer Akış Kesme Stres altında endotel progenitör hücrelerin değerlendirin Paralel plakalı Akış Odası ve Sürekli Akış Devre

İnterstisyel sıvı akışı solid tümörler yüksek olan ve tümör hücre invazyonu modüle olabilir. Burada bir matris içinde gömülü hücrelere interstisyel sıvı akışı uygulayıp sonra hücre işgali üzerine etkilerini ölçmek için bir tekniği açıklar. Bu teknik, kolayca diğer sistemlerle çalışmaya adapte edilebilir.

Tümör Hücre Invasion üzerine İnterstisyel Akışkan Etkilerinin Ölçülmesi için üç boyutlu Hücre Kültürü Modeli

Source: Claes, J., et al, In Vitro and In Vivo Model to Study Bacterial Adhesion to the Vessel Wall Under Flow Conditions. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method for studying host-pathogen interactions using a micro-parallel plate flow chamber seeded with human primary endothelial cells. Following endothelial cell activation by an ionophore and perfusion with fluorescently labeled bacteria, the cells release von Willebrand factor (VWF), which binds bacterial adhesins under shear...

Micro-Parallel Plate Flow Chamber Model for Studying Bacterial Adhesion to Human Endothelial Cells

Video, stromal hücrelerin lökosit alımı üzerindeki etkisini araştırmak için bir yöntem göstermektedir. Paralel bir plaka akış odası modelinde, pro-inflamatuar sitokinler, endotel hücreleri tarafından adezyon reseptörlerinin ekspresyonunu indükleyerek nötrofil alımını ve göçünü kolaylaştırır. Stromal hücreler ve endotel hücreleri arasındaki çapraz konuşma, endotel hücrelerine nötrofil alımını azaltır.

Stromal Hücrelerin Lökosit Alımı Üzerindeki Etkisinin İn Vitro Flow Araştırması

Bu protokol, sağlam tekrarlanabilirlik ile, bütün haldeki kan, bir damla, insan nötrofil kemotaksisi ölçmek için tasarlanmış bir tahlil göstermektedir. Bu yaklaşım, nötrofil ayrılması için ihtiyaç dışı eden ve deney hazırlama zaman sadece birkaç dakika gerektirir. Mikroakışkan çip bebeklerde veya örnek hacmi sınırlıdır küçük memeliler, zamanla nötrofil kemotaksisinin tekrarlanan ölçü sağlar.

İşlenmemiş kandan Nötrofil Kemotaksis Ölçüm mikroakışkan Platformu

Lökositler paraselüler veya transselüler yolu kullanarak endotel tek tabaka çapraz. Biz endojen junctional dağıtım VE-kaderin ve PECAM-1 lökosit transendotelyal göç sırasında fizyolojik akış altında iki âlemden yolları arasında ayrım için takip basit bir deney geliştirildi.

Nötrofil Hicret altında Fizyolojik Akış sırasında endotel hücre-hücre Eklemlerinin Gerçek zamanlı Görüntüleme

Burada, biz araştırmacı bir fare dolaşım sistemine endotel kaynaklı yapışma molekülleri ile kaplanmış bir odayı bağlayarak lökosit işe dinamikleri ex vivo değerlendirmek için izin veren bir protokol mevcut. Göreceli biyolojik şartlar altında lökosit değerlendirme sağlar, bu yöntem önemli avantajlar sunar.

Bir Flow Koşullarında lökosit-endotel Etkileşimleri değerlendirilmesi Ex vivo Autoperfused Microflow Odası Deneyi

Hücre göçü, insan gelişiminin ve yaşamının önemli bir parçasıdır. Hücre göçünü değiştirebilecek mekanizmaları anlamak için, mevcut tahlillerin modern difüzyon odası sınırlamalarının üstesinden gelmeye izin veren bir 3D kollajen matrisinde kemotaksisi araştırmak için düzlemsel bir gradyan difüzyon sistemi sunuyoruz.

Planar Gradient Difüzyon Sistemi 3D Kollajen Matrix Kemotaksis Araştırma

Bu protokol, aynı zamanda, bir polimer matrisi üzerinden bir ilacın difüzyon hızını belirlemek için kullanılabilir chemoattractants yanıt olarak hücre göçü ölçmek için özelleştirilebilir yöntemi göstermektedir.

Ölçme Hücre Göç Bir Özelleştirilebilir Odası

Lökosit heyecanla damar hücreleri ve trombositlerin damar duvar yaralanma sonra veya enflamasyon sırasında etkileşim. Burada, lökosit ve hücresel eşleri arasındaki etkileşimler altında yatan moleküler mekanizmaları karakterize etmek için basit bir laminar akış tabanlı tahlil açıklayın.

Lökosit işe kültürlü damar hücreleri ve yapışık trombositler üzerinde araştırmak için Laminar akış tabanlı deneyleri

Bu protokolde, fizyolojik olarak ilgili bir mikrovasküler ortamı yeniden üretebilen ve tüm lökosit adezyon / migrasyon kaskadını yeniden üretebilen bir biyomimetik mikroakışkan testi, inflamatuar hastalıkta lökosit-endotel hücre etkileşimlerini incelemek için kullanılmaktadır.

Enflamasyon Sırasında Lökosit-Endotelyal Hücre Etkileşimini İnceleyen Mikrofizyolojik Bir Sistem

Keşfedin, dolaşım hücrelerinin kemokin gradyanına doğru ekstravazasyonunu fizyolojik kayma gerilimi altında ölçmek için üç boyutlu akış odası cihazını kullanmayı. Bu yöntem, hücre göçü ve kanser biyolojisi araştırmalarında ileri düzey analizler sağlar.

Fizyolojik Akış Koşullarında Sirkülasyon Hücre Kemokin-yönettiği Ekstravazasyon Eğitim Bir Roman Üç boyutlu Akış Odası Cihazı

Daha fazla video keşfet