Name: Yaban Hayatından Helmint Toplama ve Tanımlama (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-14T20:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Öğrenin yaban hayatından helmint toplama, koruma ve tanımlama yöntemlerini. Bu protokol, vahşi omurgalıların organlarından parazit çıkarma, temizleme ve boyama teknikleriyle tür tanımlaması sağlar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Yazarlar, Purdue Üniversitesi'ndeki Indiana USDA APHIS Yaban Hayatı Hizmetleri Programı Hastalık Biyoloğu Dr. Joe N. Caudell'e, bu videonun üretimi için helmintlerin toplanmasında kullanılan örnekleri sağladığı için teşekkür eder. Jennifer Serafin tüm kimyasal çözeltileri hazırladı.

Aşağıdaki deneylerde kullanılan hayvanlar, yolda öldürülürken ölü bulundu.
1. Hayvan Nekropsisi ve Helminth Koleksiyonu için Ana Organların Taraması
<ol>
	<li>Hayvanı düz bir yüzeye yerleştirin ve kulaklar, ağız boşluğu ve gözler dahil olmak üzere tüm dış açıklıkları nematodların (yuvarlak) ve trematodların (düz ve segmentsiz) varlığı açısından bir büyüteçle inceleyin (bkz. Şekil 1).</li>
	<li>Kuşlarla çalışıyorsanız, diseksiyondan önce tüyleri nemlendirmek için musluk suyuyla yıkayın.</li>
	<li>Keskin bir bıçak veya bıçak kullanarak ve bir çift diseksiyon forseps yardımıyla, herhangi bir organı yırtmamaya dikkat ederek karın boşluğu üzerinde bir kesi yapın. Sert bir kabuğa sahip kaplumbağalar için, göğüs ve karın izleri arasındaki köprü alanındaki kemiği kesmek için el tipi bir testere kullanın.</li>
	<li>Göğüs boşluğunu yukarıdaki gibi açın; büyük hayvanlar için, kaburgaları kesmek için kemik kesiciler veya küçük bir el testeresi gerekebilir.</li>
	<li>Kuşlarla çalışıyorsanız, herhangi bir organı çıkarmadan önce hava keseciklerini yerinde inceleyin. Gerekirse bir büyüteç kullanın.</li>
	<li>Her iki boşluğu da filarial yuvarlak kurtlar ve büyük trematodlar için inceleyin.</li>
	<li>Gastrointestinal sistemi karın boşluğundan çıkarmadan önce, yemek borusunun başlangıcına yakın bir ip ve kalın bağırsağın (rektum) ucuna bir tane daha bağlayın.</li>
	<li>Aşağıdaki torasik organları stereo mikroskop (10-30X) altında incelenmek üzere Petri kaplarına (veya organlar çok büyükse cam tepsilere) ayırın: kalp ve ana kan damarları, trakea ve akciğerler.</li>
	<li>Karaciğeri, safra kesesini ve kanalını, pankreas, dalak, böbrekleri ve idrar kesesini çıkarın ve adım 1.8'de anlatıldığı gibi inceleyin.</li>
	<li>Tüm sindirim sistemini çıkarın ve her bölümü cam tabaklara/tepsilere yerleştirin.</li>
	<li>Organlar çıkarıldıktan sonra, vücut boşluğunu %0.9 tuzlu su ile doldurulmuş bir hortum veya fışkırtma şişesi ile 106 μm'lik bir elek içine yıkayın ve elek içeriğini stereo mikroskop altında filariyal solucanlar veya kan trematodlarının varlığı açısından inceleyin.</li>
	<li>Her sindirim sistemi bölümünü makasla açın, mukozayı kazıyın ve büyük parazitlerin (>1 cm) varlığını dikkatlice inceleyin. Gerekirse bir büyüteç kullanın. Akantosefalaların hortumu genellikle bağırsak duvarına derinden gömülür ve forseps ve/veya küçük bir makasla dokudan dikkatlice çıkarılması gerekebilir.</li>
	<li>Açılan her bölümü akan suyun altına yerleştirin ve tüm içeriği adım 1.11'de açıklandığı gibi 106 μm'lik bir elek içine yıkayın.</li>
	<li>Kalbi ve ana kan damarlarını (pulmoner ve aort), trakeayı, idrar ve safra keselerini açın ve içeriği aynı şekilde inceleyin.</li>
	<li>Akciğerler, karaciğer, böbrekler, dalak ve pankreas gibi katı organları keskin bir bıçak ve forseps kullanarak dilimleyin ve ayırın. Bunları akan su altında, adım 1.11'de açıklandığı gibi 106 μm'lik bir elek içine yıkayın.</li>
	<li>Bulunan parazit türlerini, her türün sayısını ve bulundukları organları kaydedin. Fiksasyon ve boyama yöntemleri aşağıda listelenmiştir.</li>
	<li>Kurşun kalemle yazılmış düz bir indeks kartının küçük bir parçasını yerleştirerek şişeleri / kavanozları etiketleyin (mürekkep ve çizgili indeks kartları alkol ve leke örneklerinde "çalışacaktır").</li>
</ol>
2. Helmintlerin Korunması
<ol>
	<li>Daha sonraki genetik çalışmalar için korunması gereken helmintler için, bunları doğrudan% 80-90 etanol (gliserinsiz) içine yerleştirin. Etanol, tercihen reaktif derecesi olmak üzere% 95 etanolün seyreltilmesiyle yapılmalıdır (Tablo 1). Bu örneklerin formaline maruz kalmasına asla izin vermeyin, çünkü formalin DNA'yı kullanılamaz bir duruma düşürür.</li>
	<li>Canlı trematodları bir damla tuzlu su içinde bir cam mikroskop lamı üzerine yerleştirin, bir cam örtü fişi yerleştirin ve salini kaynatmadan lamı bir alevin üzerinden geçirin.
	<ol>
		<li>Slaytı AFA (alkol-formalin-asetik asit, bkz. Tablo 1) içeren bir Petri kabına bırakın ve kapağın kaymasına izin verin.</li>
		<li>AFA'da bir ila birkaç gün sabitleyin, musluk suyuyla durulayın ve uzun süreli saklama için% 70 etanol ile doldurulmuş 5 ml'lik cam şişelere (veya parazitlerin boyutuna ve miktarına bağlı olarak daha büyük cam şişeye / kavanoza) aktarın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ölü trematodları 48 saat boyunca AFA veya% 10 tamponlu formalin içinde sabitleyin ve daha sonra uzun süreli depolama için% 70 etanol ile doldurulmuş şişeye / kavanoza aktarın.</li>
	<li>Üzerlerine kaynamaya yakın su dökerek bir Petri kabındaki canlı sestodları gevşetin ve ardından uzun süreli saklama için %70 etanol ile doldurulmuş şişeye/kavanoza aktarın.</li>
	<li>Hortum tamamen boşalana kadar buzdolabında (~ 4 ° C) musluk suyunda bir ila birkaç saat boyunca bir Petri kabına koyarak canlı acanthocephalans'ı rahatlatın (bu 24 saate kadar sürebilir). Uzun süreli saklama için %70 etanol veya AFA ile doldurulmuş şişeye/kavanoza aktarın.</li>
	<li>Ölü sestodları ve akantosefalaları ölü trematodlarla aynı şekilde tedavi edin (yukarıya bakın).</li>
	<li>Canlı küçük (<5 mm veya kırılgan nematodlar (örn. trichostrongylids, capillarids) sıcak (kaynamaya yakın)% 70 etanolde öldürün ve solucanları korumak için% 5 gliserin ile% 70 etanol ile doldurulmuş şişe/kavanozda saklayın (Tablo 1) buharlaşma durumunda solucanları korumak için.</li>
	<li>Orta ila büyük (>5 mm) nematodları (örn. askaridler, spiruridler, oksiüridler, filaridler) soğuk buzlu asetik asit içeren bir Petri kabına koyarak ve 15 dakika sonra %70 etanol ve %5 gliserin ile doldurulmuş şişe/kavanoza aktararak öldürün (ve temizleyin). Asetik asit bu şekilde tekrar tekrar kullanılabilir.</li>
	<li>Ölü nematodları doğrudan %70 etanol ve %5 gliserin ile doldurulmuş şişe/kavanoza yerleştirin.</li>
</ol>
3. Helmintlerin Taksonomik Tanımlanması
<ol>
	<li>Hematoksilini alkolde çözerek ve amonyum alüminyum sülfatı suda ısı ile çözerek Harris'in hematoksilinini hazırlayın. Her iki çözeltiyi de karıştırın ve kaynatın.
	<ol>
		<li>Sodyum iyodat ekleyin ve 2-3 dakika kaynatın. Filtre (541 filtre kağıdı) solüsyonunu oda sıcaklığına döndükten sonra.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>trematodları, sestodları ve akantosefalaları gece boyunca seyreltilmiş (1:10) Harris'in hematoksilen veya Semichon'un karmininde bırakarak aşırı boyayın (bkz. Tablo 1).
	<ol>
		<li>Organlar görünene kadar %70 asit etanol kullanarak lekeyi çıkarın (birkaç saniye ile bir saatten fazla sürebilir ve yakından izlenmelidir).</li>
		<li>Numuneleri en az 30 dakika boyunca %70 bazik etanole aktararak leke gidermeyi durdurun. Daha sonra, bunları bir dizi dereceli etanolde (%80, %95, %100) kurutun ve ksilen veya metil salisilat içinde temizleyin.</li>
		<li>Bir damla Kanada balsamı ve bir kapak fişi ekledikten sonra numuneleri bir mikroskop lamına monte edin. Gece boyunca kurumaya bırakın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Küçük ila orta nematodları ve akantosefanları, bir kapak kaymalı bir mikroskop lamı üzerinde geçici laktofenol yuvalarında 15-30 dakika boyunca temizleyin.
	<ol>
		<li>Büyük nematodlar (askaridler ve spiruridler) ve akantosefalalılar için 60 dakikaya kadar% 80 fenol kullanın. Daha küçük yapıların (erkek spiküller ve kancalar) değerlendirilmesi için ışık mikroskobu (40-400X) altında inceleyin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Özel yapıların incelenmesi için aşağıdaki yaklaşımları kullanın.
	<ol>
		<li>Cestodlar için, skoleks'i kesin ve laktofenol içinde bir mikroskop lamı üzerine yerleştirin ve rostellal kancalarını ölçmek ve saymak için bir kapak fişi ile "kabak" yapın (bkz. Şekil 1B).</li>
		<li>Nematodlar için, ön ucu kesin ve yüzü birkaç damla laktofenol (lamel olmadan) veya kalıcı bir montaj için gliserin jölesi içinde (kapak kaymalı) bir mikroskop lamı üzerine monte edin ve ağız parçalarını ışık mikroskobu altında gözlemleyin (35-400X) (bkz. Şekil 1D).</li>
		<li>Büyük nematodların kuyruklarını kesin ve bir ışık mikroskobu altında erkeklerin ventral papilla ve spikül morfolojisini gözlemlemek için bir kapak kayması ile laktofenol içinde bir mikroskop lamına monte edin (bkz. Şekil 1D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Birincil literatür ve aşağıdakiler gibi standart taksonomik referansların bir kombinasyonunu kullanarak parazitleri türlere tanımlayın:
	<ol>
		<li>Trematodlar: Yamaguti (1958, 1971)3,4 ve Gibson ve diğerleri. 5-7</li> arası
		<li>Acanthocephalans: Yamaguti8</li>
		<li>Cestodlar: Yamaguti9, Schmidt10 ve Khalil et al. 11</li>
		<li>Nematodlar: Yamaguti12 ve Anderson ve ark. 13</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. ABD Ulusal Parazit Koleksiyonundaki Helmintlerin Deposu
<ol>
	<li>Temsili helmint örneklerini ABD Ulusal Parazit Koleksiyonu'nda (USNPC) saklayın. Bu, çoğu parazit dergisi için zorunludur. Gönderildikten sonra, her helmint türüne el yazmalarına dahil edilmek üzere bir katılım numarası atanır.</li>
	<li>Örnekleri gönderirken aşağıdaki bilgileri ekleyin: 1) Parazitin bilimsel adı; 2) ev sahibi bilgileri (coğrafi konumun tür, boylam/enlem koordinatları); 3) konakta bulunan organ; 4) Örnekleri kimin topladığı ve toplanma tarihi; 5) kullanılan fiksatif, leke veya temizleme/montaj ortamının türü; 6) başka bir yerde ek örnekler sunulmuşsa, diğer koleksiyonların yeri (müze ve katılım numaraları); ve 7) yayın ve dergi ile ilgili bilgiler. Bu veriler ayrıca numunelerle birlikte ve ayrı bir kapak altında gönderilmelidir.</li>
	<li>Numuneleri darbeye dayanıklı emici malzeme ile güçlü kaplarda paketleyin. Bant/Parafilm vidalı kapakları cam şişelere yerleştirin ve her şişeyi ayrı bir plastik torbaya koyun. Slaytları kağıda sarın ve aralarında şok emici malzeme bulunan bir slayt kutusuna yerleştirin.</li>
	<li>Numuneleri ve numuneler hakkında bilgi içeren ayrı bir mektubu şu adrese gönderin: ABD Ulusal Parazit Koleksiyonu, USDA, ARS, ANRI, Bldg. 1180, BARC-East, 10300 Baltimore Avenue, Beltsville, MD 20705-2350.</li>
</ol>

<ol><li>Atkinson, C. T., Thomas, N. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtkinson%2C+CT+%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Birds%22">Parasitic Diseases of Wild Birds</a>. Hunter, D. B. , John Wiley & Sons, Blackwell Press. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Mammals%22">Parasitic Diseases of Wild Mammals</a>. Samuel, W. M., Pybus, M. J., Kocan, A. A. , Second Edition, Iowa State University Press. Ames, Iowa, USA. (2001).</li>
<li>Yamaguti, S. Parts 1 and 2. The Digenetic Trematodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. I, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1958).</li>
<li>Yamaguti, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Synopsis+of+Digenetic+Trematodes+of+Vertebrates%22">Synopsis of Digenetic Trematodes of Vertebrates</a>. I and II, Keigaku Publishing Company. Tokyo, Japan. (1971).</li>
<li>Gibson, D. I., Jones, A., Bray, R. A. Keys to the Trematoda. 1, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2002).</li>
<li>Jones, A., Bray, R. A., Gibson, D. I. Keys to the Trematoda. 2, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2005).</li>
<li>Bray, R. A., Gibson, D. I., Jones, A. Keys to the Trematoda. 3, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2008).</li>
<li>Yamaguti, S. Acanthocephala of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. V, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1963).</li>
<li>Yamaguti, S. The Cestodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. II, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1959).</li>
<li>D, G. Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aD%2C+G+%22CRC+Handbook+of+Tapeworm+Identification%22">CRC Handbook of Tapeworm Identification</a>. , CRC Press Inc. Boca Raton, Florida, USA. (1986).</li>
<li>Khalil, L. F., Jones, A., Bray, R. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhalil%2C+LF+%22Keys+to+the+Cestode+Parasites+of+Vertebrates%22">Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates</a>. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (1994).</li>
<li>Yamaguti, S. The Nematodes of Vertebrates. Parts 1 and 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. III, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1961).</li>
<li>Anderson, R. C., Chabaud, A. G., Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates: Archival Volume (Nos). 1-10. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2009).</li>
</ol>

Açıklayacak hiçbir şeyimiz yok

Helmint parazitlerini, hatta cins olarak, zayıf materyale dayanarak tanımlamak son derece zordur. Özellikle sestodlar ve trematodlar, konağın ölümünden sonra oldukça hızlı bir şekilde ölme ve bozulma eğilimindedir. Sestodların taksonomisi büyük ölçüde, genellikle donmuş malzemede kaybolan yıldız kancalarının sayısına, boyutuna ve şekline bağlıdır. Aynısı, ekinostomlar ve heterofitidler gibi oral emici çevresinde dikenler bulunan ve sıklıkla kaybolan bazı trematodlar için de geçerlidir. Kalın kütikülleri nedeniyle nematod...

Omurgalılar, dört ana helmint (solucan) grubu tarafından parazitlenir. Gruplardan ikisi, trematodlar veya parazitler ve sestodlar veya tenyalar, Phylum Platyhelminthes'e girer. Diğer iki grup nematodlar veya yuvarlak kurtlar (Nematoda) ve akantosefalanlar veya dikenli kurtlardır (Acanthocephala). Bu parazitlerin birçoğu yabani kuşlarda ve memelilerde morbidite ve mortalite nedenleri olarak belgelenmiştir1,2.
Çoğu helmint, birden fazla ana bilgisayarı içeren karmaşık yaşam döngülerine sahiptir1,2 . Örneğin, trematodların bir veya iki ara konakçısı (genellikle omurgasızlar) ve son bir konağı vardır. Döngünün tamamlanması ve dolayısıyla yetişkin helmintlerin son konakçılarda (bu makalenin konusu olan) bulunması için tüm konakçıların mevcut olması gerekir. Bu nedenle, bazı helmint türlerinin yaygınlığında ve yoğunluğunda mevsimsel dalgalanmaların meydana gelebileceğini ve belirli bir konakçının aunasının tam helmintini yakalamak için uzun vadeli izlemenin arzu edildiğini akılda tutmak önemlidir.
Helmintleri toplamak için en uygun yöntem, ötenazi yapılmış bir konağı incelemektir. Bu, helmintlerin hala canlıyken toplanmasına ve uygun şekilde gevşemesine ve sabitlenmesine izin verir. 24 saatten daha uzun süre önce ölmüş veya incelenmek üzere donmuş ve çözülmüş konakçılardan elde edilen materyaller genellikle daha düşüktür ve tanımlanması zordur. Donmuş veya formalize edilmiş konakçılardan gelen trematodlar ve sestodlar genellikle kötü bir şekilde kasılır ve trematodlardaki oral dikenler veya tenyaların skoleksindeki kancalar gibi tanımlama için çok önemli yapıları kaybetmiştir. Bununla birlikte, gerçek şu ki, bugünlerde omurgalı konakçılarından elde edilen çoğu materyal donmuş veya korunmuştur.
helmintler için DNA dizi bilgilerini içeren veri tabanları hızla büyüyor ve bu nedenle birçok tür için taksonomik tanımlama zaten mümkün. Bu nedenle, potansiyel DNA analizleri için helmintler mümkün olduğunca korunmalıdır. Bununla birlikte, örnekler formalin içinde sabitlenirse, iyi kalitede DNA mümkün değildir. Helmintleri toplamak ve öldürmek için burada özetlenen yöntemler, DNA ekstraksiyonu ve genetik analizler için uygun materyal verecektir.
Aşağıda, helmintlerin toplanması için omurgalıların (amfibiler, sürüngenler, kuşlar ve memeliler; balıklardan elde edilen monojen trematodlar dahil değildir) nasıl nekropsi yapılacağına dair ayrıntılı yöntemleri ve ardından taksonomik tanımlama için bunların nasıl korunacağı ve işleneceğine ilişkin prosedürleri açıklıyoruz.

<table><tbody><tr><td><güçlü > Sabitleme< / güçlü ></td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Alkol-Formalin-Asetik Asit (AFA)</td> <td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) F75F-1GAL (formaldehit) BP2401500 (buzlu asetik asit)</td> <td>Etanol% 85 (85 ml) + formaldehit% 37 (10 ml) + buzlu asetik asit (5 ml)</td></tr> <tr><td>Öldürme ve uzun süreli koruma için etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Etanol %100 (70 ml) + damıtılmış su (30 ml)</td></tr><tr><td>Sabitleme ve DNA çalışmaları için etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC61511-0010</td><td>Etanol sırasıyla %80-90 (80-90 ml) + damıtılmış su (20-10 ml)</td></tr><tr><td>Formalin Tamponlu</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Formalin %10 (10 ml) + damıtılmış su (90 ml)</td></tr><tr><td>Gliserin-alkol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) AC15365-1000 (gliserin)</td><td>Etanol %70 (95 ml) + gliserin (5 ml)</td></tr><tr><td><güçlü>Temizleme, boyama ve montaj</güçlü></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boyama sırasında dehidrasyon için etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Etanol %80, %95, %100 (80 ml, 95 ml, 100 ml) + damıtılmış su (20 ml, 5 ml, 0 ml)</td></tr><tr><td>Laktofenol</td><td>Fisher Scientific</td><td>R400-27-Fenol</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>A931I-1 (fenol) A407-1 (etanol)</td><td>Fenol %100 (80 ml) + etanol %100 (20 ml)</td></tr><tr><td>Harris' Hematoksilen</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25347 (hematoksilen) A407-1 (etanol) A567-500 (amonyum alüminyum sülfat) S25553 (sodyum iyodat)</td><td>Hematoksilen (5 g) + etanol %100 (50 ml) + amonyum alüminyum sülfat (100 g) + sodyum iyodat (0.37 g) + damıtılmış su (1.000 ml)&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Semichon' asetik karmin</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2401500 (buzlu asetik asit) S25236 (karmin) A407-1 (etanol)</td><td>Buzlu asetik asit (100 ml) + karmin (1.5 g) + damıtılmış su (100 ml). Kaynar su banyosunda 15 dakika ısıtın ve soğutun. Stok çözeltisi yapmak için filtreleyin. Boyama için 1:2 oranında %70 alkol ile karıştırın.</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Fisher Scientific</td><td>X4-4</td><td>Yalnızca kimyasal çeker ocak altında kullanın.</td></tr><tr><td>Metil salisilat</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25437-Etanol</td><td></td></tr> <tr><td>bazik</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) S25159A (konsantre amonyum hidroksit)</td><td>Etanol %70 (100 ml) + amonyum hidroksit (0,1 ml)</td></tr><tr><td>Etanol asidi</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) SA9233-100 (hidroklorik asit)</td><td>Etanol %70 (99,5 ml) +&nbsp; hidroklorik asit (0,5 ml)</td></tr><tr><td>Kanada balsamı</td><td>Fisher Scientific</td><td>B10-100</td><td>-</td></tr></tbody></table>

yaban hayatından helmint toplama ve tanımlama

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Vahşi hayvanlar genellikle çok çeşitli helmintler tarafından parazitlenir. Dört ana helmint türü "yuvarlak kurtlar" (nematodlar), "dikenli başlı solucanlar" (acanthocephalans), "parazitler" (trematodlar) ve "tenyalar" (sestodlar). Helmintleri toplamak için en uygun yöntem, çoğu helmint hala hayatta olacağından, 4-6 saatten daha kısa bir süre önce ölmüş bir konakçıyı incelemektir. Kapsamlı bir otopsi yapılmalı ve tüm ana organlar incelenmelidir. Organlar akan su altında 106 μm'lik bir elek üzerinde yıkanır ve içerik stereo mikroskop altında incelenir. Tüm helmintler sayılır ve temsili bir sayı sabitlenir (% 70 etanol,% 10 tamponlu formalin veya alkol-formalin-asetik asit). Türlerin tanımlanması için, helmintler ya laktofenol (nematodlar ve küçük akantosefalanlar) içinde temizlenir ya da Harris'in hematoksilini veya Semichon'un karmini kullanılarak boyanır (trematodlar, sestodlar ve büyük akantosefalanlar). Helmintler, farklı yapıları inceleyerek türlere bağlanır (örneğin, nematodlardaki erkek spiküller veya sestodlardaki rostellum). Burada özetlenen protokoller herhangi bir omurgalı hayvana uygulanabilir. Farklı organları tanıma ve helmintleri diğer doku kalıntılarından veya bağırsak içeriklerinden ayırt edebilme konusunda biraz uzmanlık gerektirirler. Toplama, koruma ve boyama, minimum ekipman ve reaktif gerektiren basit tekniklerdir. Taksonomik tanımlama, özellikle türler için çok zaman alıcı olabilir ve örneklerin bir uzmana veya DNA analizine sunulmasını gerektirebilir.

Yukarıda özetlenen yöntemler kullanılarak, 2007-2011 yılları arasında Montana, Missoula County'de maskeli fare Sorex cinereus'un helmintleri üzerine bir araştırma yürütülmüştür. Pitfall tuzaklarından toplam 56 fare toplanmış ve ölümden sonraki 2 saat içinde incelenmiştir. Genel enfeksiyon prevalansı %96 olarak bulunmuş; sadece 2 farede parazite rastlanmamıştır. Cestodların 9 türü ve nematodların 6 türü olmak üzere toplam on beş helmint türü tanımlanmıştır. Staphylocystoides cinsine ait bir cestod türü d...

Yabani hayvanlar genellikle çok çeşitli helmintler tarafından parazitlenir. Dört ana helmint türü "yuvarlak kurtlar" (nematodlar), "dikenli başlı solucanlar" (akantosefalanlar), "parazitler" (trematodlar) ve "tenyalar" (sestodlar). Burada helmintlerin omurgalı bir hayvandan nasıl toplandığını ve nasıl korunduğunu ve taksonomik olarak nasıl tanımlandığını açıklıyoruz.

Yaban Hayatından Helmint Toplama ve Tanımlama

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Bu prosedürün genel amacı, yaban hayatından helmintleri toplamak, korumak ve tanımlamaktır. Bu işlem, öncelikle yabani bir hayvana nekropsi yapılarak gerçekleştirilir. Ardından, farklı organlardan helmintler toplanır ve daha sonra tanımlanmak üzere çeşitli teknikler kullanılarak korunur.Son olarak, kasklar şeffaflaştırılır, boyanır, monte edilir ve tür teşhisi yapılır. Nihayetinde, şeffaflaştırma ve/veya boyama teknikleri aracılığıyla, tür tanımlamaya büyük ölçüde yardımcı olabilecek spesifik kask yapılarını gösteren sonuçlar elde edilebilir. Bu yöntem memeliler, kuşlar, sürüngenler ve amfibilerin kasklarının tanımlanması için de uygulanabilir.Bu yöntem balıklar gibi diğer organizmalar için de uygulanabilir. Başlamak için hayvanı düz bir yüzeye yerleştirin ve kulaklar, ağız boşluğu ve gözler dahil olmak üzere tüm dış açıklıkları nematodlar, CSE'ler, parmaklar ve trematodların varlığı açısından büyüteç kullanarak inceleyin. Keskin bir bıçak ve bir çift diseksiyon pensi kullanın.Herhangi bir organı yırtmamaya dikkat ederek abdominal boşluk üzerinde bir insizyon yapın. Ardından kemik kesicilerle veya gerekirse küçük bir el testeresiyle torasik boşluğu açın. Her iki boşluğu da fat, yuvarlak solucan ve büyük trematodlar açısından inceleyin.Ardından, inceleme için özofagusun başlangıcına yakın bir yere ve kalın bağırsağın sonuna birer ip bağlayın. Bir stereo mikroskop altında kalp ve ana kan damarlarını, trakeayı ve akciğerleri ayrı Petri kaplarına ayırın. Karaciğeri, safra kesesini ve pankreas kanalını, dalağı, böbrekleri ve idrar torbasını çıkarın ve bunları stereo mikroskop altında inceleyin.Ardından tüm sindirim sistemini çıkarın ve her bir bölümü cam bir kaba yerleştirin. Organlar çıkarıldıktan sonra, vücut boşluğunu yıkamak için %0,9'luk saline ile doldurulmuş bir hortum veya sprey şişesi kullanın ve yıkanan sıvının 106 µm'lik bir ağ süzgeçten geçmesini sağlayın. Süzgecin içeriğini bir Petri kabına geri yıkayın ve içeriği, Fal solucanları veya kan trematodları açısından bir stereo mikroskop altında inceleyin. Makas kullanarak her bir sindirim kanalı bölümünü açın.Mukozayı sıyırın ve büyük parazitlerin varlığı açısından dikkatlice inceleyin. Encanto cephas'ın psci'leri genellikle bağırsak duvarına derinlemesine gömülüdür. Bu nedenle, gerekirse, onları dokudan dikkatlice ayırmak için pens ve/veya küçük makaslar kullanın.Her bir açık bölümü akan suyun altına tutun ve içeriği 106 µm'lik bir eleğe yıkayın. Ardından kalbi, ana kan damarlarını, trakeyi, idrar torbasını ve safra kesesini açarak içerikleri inceleyin. Benzer şekilde, karaciğer, akciğerler, böbrek, dalak ve pankreas gibi katı organları dilimlemek ve ayırmak için keskin bir bıçak ve pens kullanın, ardından içerikleri yıkayıp inceleyin. Parazit türlerini kaydedin.Her bir türün sayısını ve bulundukları organları belirleyin. Kaskların daha sonraki genetik çalışmalar için korunmasını sağlamak amacıyla, tüpleri veya kavanozları içerisine kurşun kalemle etiketlenmiş küçük bir düz indeks kartı parçası yerleştirerek etiketleyin. İlk olarak onları doğrudan etanola yerleştirin.Numuneyi bir ila birkaç gün boyunca sabitledikten sonra, uzun süreli saklama için 70% etanol ile doldurulmuş beş mililitrelik bir cam şişeye aktarın. Trematodları korumak için, canlı örnekleri bir damla salyen içeren cam mikroskop lamı üzerine yerleştirin, bir lam kapatıcı kapatın ve salyeni kaynatmadan lamı alev üzerinden geçirin. Ardından lamı alkol, formalin asetik asit veya FA içeren bir Petri kabına bırakın ve kapatıcının kendiliğinden ayrılıp yüzeye çıkmasını bekleyin.Ölü trematodları, uzun süreli saklama için %70 etanol dolu bir kavanoza aktarmadan önce 48 saat boyunca FA veya %10 tamponlu forminde sabitleyin. Bunları sabitlemek için, canlı hayvanların üzerine kaynama noktasına yakın su dökerek bir Petri kabında gevşetin ve ardından uzun süreli saklama için %70 etanol dolu bir kavanoza aktarın. Canlı encanto cephas'ları, proboscis tamamen geri çekilene kadar bir ila birkaç saat boyunca buzdolabındaki musluk suyu içeren bir Petri kabına yerleştirerek gevşetin.Uzun süreli saklama için onları %70 etanol veya FA ile doldurulmuş bir kavanoza aktarın. Küçük veya hassas nematodları sıcak %70 etanol ile öldürün ve öldürmek için %5 gliserin içeren %70 etanol ile doldurulmuş bir kavanozda muhafaza edin. Orta ve büyük boy nematodlar.Bunları soğuk glasiyal asetik asit içerisine yerleştirin ve 15 dakika sonra %70 etanol ve %5 gliserin ile doldurulmuş bir kavanoza aktarın. Hematin ve alkolü çözerek ve amonyum alüminyum sülfatı sıcak suda çözerek Harris Hematin'ini hazırlayın. Her iki çözeltiyi karıştırın ve kaynama noktasına getirin.Ardından sodyum iyodat ekleyin ve iki ila üç dakika kaynatın. Çözelti soğuduğunda, Trematod yumurtalarını boyamak için çözeltiyi 5 41 filtre kağıdı ile süzün ve çökeltiyi dekante edin. Numuneleri sabitlemek için gece boyunca Harris Hematin veya semicon Carmine içinde bekletin. Organlar görünür hale gelene kadar %70'lik asetik etanol içinde tutun.Boyama işlemini durdurmak için numuneleri en az 30 dakika boyunca %70'lik temel etanolle işleyin. Numuneleri etanol serisi ileydehidre edin ve bir mikroskop lamına monte etmek için ksilen veya metil salisilat kullanarak şeffaflaştırın; bir damla Canada Balsam ve bir lameli ekleyin. Küçük ve orta boy nematodlar ile encanto cephas'ları, bir mikroskop lamında laktofenol içinde monte ederek ve üzerine bir lamel kapatarak 15 ila 30 dakika boyunca kurumaya bırakın. Büyük nematodlar ve encanto Cephas'lar için.60 dakikaya kadar %80 fenol içine yerleştirin. Culex atos'un incelenmesi için daha küçük yapıların şeffaflaştığını doğrulamak amacıyla ışık mikroskobu altında inceleyin. Kesip çıkarın ve bir miktar laktofenol üzerine yerleştirin.Bir mikroskop lamı üzerinde. Roz stellar kancaların ölçülmesini ve sayılmasını sağlamak için Culex'i ezmek amacıyla bir lameli kullanın. Ön ucu kesin ve bir mikroskopta Foss üzerine monte edin.Lam üzerine birkaç damla laktofenol damlatın veya kalıcı montaj için gliserin jölesi kullanın. Ağız parçalarını ışık mikroskobu altında inceleyin. Büyük nematodların kuyruklarını kestikten ve laktofenol ile monte ettikten sonra, bu videoda açıklanan yöntemleri kullanarak erkeklerin ventral papilla ve spikula morfolojisini ışık mikroskobu altında gözlemleyin.Montana'nın Missoula County bölgesinde, maske farelenin kasklarının Sox senaryoları üzerine bir inceleme gerçekleştirilmiştir. 2007 ve 2011 yılları arasında, düşen tuzaklarla toplam 56 farelen toplandı ve ölümden sonraki iki saat içinde incelendi.Genel enfeksiyon prevalansı %96 idi. Sadece iki peltek fare parazitlerden arındırılmıştı. Dokuz esto türü ve altı nematod türü dahil olmak üzere 15 helminth türü tanımlandı. Esto cinsine ait bir staphylo türü daha önce tanımlanmamıştı.Enfeksiyon saptanan organlar arasında ince bağırsak, mide, akciğerler ve idrar kesesi yer almaktaydı. Enfeksiyonun toplam yoğunluğu, enfekte konak başına yedi ile 234 solucan arasında değişirken; enfekte konak başına düşen tür çeşitliliği veya kask türü sayısı bir ile sekiz arasında değişmiş ve ortalaması 4,1 olarak belirlenmiştir. Bu teknikte uzmanlaşıldığında, işlem sincap gibi küçük bir memelide bir ila iki tekrarda, rakun gibi daha büyük bir memelide ise dört ila beş tekrarda gerçekleştirilebilir.Bu videoyu izledikten sonra, yabani hayvanlardan kaskların nasıl toplanacağı, korunacağı ve tanımlanacağı konusunda oldukça iyi bir anlayışa sahip olmalısınız.

helminth-collection-and-identification-from-wildlife

Research

JoVE Journal

Environment

Çevre

Yaban Hayatından Helmint Koleksiyonu ve Tanımlama

Bu makale, endo-veya ectoparasitism algılamak için tarama sıçan ve fareler için çeşitli prosedürler açıklanmaktadır. Birkaç tanı testleri gösterilecektir, canlı hayvanlar üzerinde kullanım için uygundur ve bu hayvanın ötenazi sonra kullanılan hem de. Sıçan ve fare parazitlerin belirlenmesinde yardımcı Fotoğrafları dahil edilecektir.

Tanı Laboratuvarı Sıçanlar ve Fareler Ecto-Endoparasites

Kaynak: Morgan, E. ve diğerleri. Bağırsak mikrobiyomu bakterilerini zenginleştirmek amacıyla yabani caenorhabditis nematodlarının seçici temizlenmesi. J. Vis. Exp. (2021)Bu video, yabani Caenorhabditis solucanlarından ilgilenen bağırsak bakterilerinin izole edilmesi için bir protokolü göstermektedir. Solucanlar önce açlıktan kurtulup yıkanarak yüzeylerinden ve bağırsak lümenlerinden kalan besleyici bakterileri yok ederken, hedef mikropları korur. Yüzey temizliği ve birden fazla sürünme...

Bağırsak mikrobiyotasının zenginlenmesi için Caenorhabditis solucanlarının seçici temizlenmesi

Entomopatojenik nematodlar böcek geniş bir yelpazede parasitize toprakta yaşayan yuvarlak solucan bulunmaktadır. Sırasıyla toprak örneklerinin ve enfekte olmuş böcek kadavra, nematod geri kazanılması için böcek kızdırma ve modifiye edilmiş beyaz tuzak: iki teknikler kullanılarak topraktan bu nematod izolasyonu için kullanılan örnekleme yöntemlerini göstermektedir.

Toprak Örnekleme ve Entomopatojenik Nematodlar İzolasyonu (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Bentik makro omurgasızları kullanan hızlı biyolojik değerlendirme protokolleri genellikle su kalitesini izlemek ve değerlendirmek için kullanılır. Etkili bir protokol, Chironomidae yüzeyde yüzen pupa exuviae (SFPE) koleksiyonlarını içerir. Burada, saha toplama, laboratuvar işleme, slayt montajı ve Chironomidae SFPE'nin tanımlanması için teknikler açıklanmaktadır.

Chironomidae (Diptera) kullanılması Yüzey Yüzer Su Organları bir Rapid Bioassessment Protokolü Pupa Exuviae

Birçok ülkede insan trichinellosisli önlenmesi dünya çapında manyetik karıştırıcı yöntemi altın standart olarak kabul edilen sindirimi, yöntemleri ile duyarlı hayvanlardan kas örneklerinin laboratuvar incelemesinde dayanmaktadır.

Tespiti için Manyetik Karıştırıcı Yöntemi<em&gt; Trichinella</emKas Samples&gt; Larva

Bu protokol, alandaki doğal substratlardan canlı nematodları verimli bir şekilde çıkarmak için bir yöntem özetler.

Baermann Huni tarafından Vahşi Nematodların Hızlı İzolasyonu

Bu protokol, kendi kendine Caenorhabditis nematodlarının büyük ölçekli ekolojik araştırmalarını gerçekleştirmek için kullanılabilir. Bu yöntemin birincil avantajı, doğadan toplanan nematodlarla ilişkili ekolojik ve moleküler verilerin verimli bir şekilde düzenlenmesi ve analiz edilmesidir.

Kendinden Çıkan Caenorhabditis Nematodlarının Ekolojik Araştırmalarını Gerçekleştirmek için Yüksek Oranda Ölçeklenebilir Bir Yaklaşım

Daha sonraki analizler için ölçülebilir hemolenfleri küçük eklembacaklılardan verimli bir şekilde toplamak için bir yöntem tarif ediyoruz.

Küçük Eklembacaklılardan Hemolenf Toplamak için Kesin ve Ölçülebilir Bir Yöntem

Bu çalışma, tarla koşullarında 2017'den 2021'e kadar Meksika'daki köpeklerden toplanan dışkı örneklerinde tespit edilen Toxocara canis ve Ancylostoma spp.'yi tanımlamak için bir yüzdürme yönteminin kullanımını açıklamaktadır.

Zoonotik Nematodların Tarla ve Laboratuvar Koşullarında Teşhis Edilmesi İçin Basit Bir Fekal Flotasyon Yöntemi

Burada, eğitim ve erişim için yüksek kaliteli, reçine gömülü artropodların yaratılması sürecindeki temel adımları gösteriyoruz.

Eğitim, Medya ve Araştırma Amaçlı Olarak Yapraklıların Şeffaf Reçine Dökümü

Öğrenin yaban hayatından helmint toplama, koruma ve tanımlama yöntemlerini. Bu protokol, vahşi omurgalıların organlarından parazit çıkarma, temizleme ve boyama teknikleriyle tür tanımlaması sağlar.

Yaban Hayatından Helmint Toplama ve Tanımlama

Daha fazla video keşfet