Name: LarvaSPA, Uzun Süreli Hızlandırılmış Görüntüleme için Drosophila Larva Montajı Için Bir Yöntem (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Öğrenin, Drosophila larvalarında 10 saatten uzun süreli canlı görüntüleme için LarvaSPA yöntemini. Bu teknik, periferik duyu nöronlarındaki dinamik hücresel süreçleri ve dendrit gelişimini incelemek için kullanılır.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Biz LarvaSPA yönteminin önceki bir sürümünü kurmak için Lingfeng Tang teşekkür; Glenn Swan Cornell Olin Hall Machine mağazasında görüntüleme odasının önceki prototipleri yapmak için; Philipp Isermann metal çerçeveler inşa etmek ve PDMS kübik ler yapma konusunda öneriler sunmak için; Mikroskoplara erişim için Cornell BRC Görüntüleme tesisi (NIH hibe S10OD018516 tarafından finanse edilmektedir); Maria Sapar makalenin eleştirel okuması için. Bu çalışma, H.J.'e verilen Cornell Bursu ile desteklenmiştir; C.H.J. ve C.H.'ye verilen Bir Cornell başlangıç fonu ve NIH hibeleri (R01NS099125 ve R21OD023824) projeyi tasarladı ve deneyleri tasarladı. Deneyleri H.J. yaptı. Taslağı H.J. ve C.H. yazdı.

1. Görüntüleme odasının yapılması
<ol><li>Metal çerçeve tipik bir makine mağazasında bir alüminyum blok inşa edilebilir. Çerçevenin özellikleri Şekil 1A'dagösterilmiştir.</li>
	<li>Görüntüleme odasını oluşturmak için metal çerçevenin altını uzun bir kapak kayması (22 mm x 50 mm) ve UV tutkal(Şekil 1A)kullanarak kapatın. Uv tutkalını el yapımı uv lambası kullanarak tedavi edin.</li>
</ol>2. PDMS kübik yapma
<ol><li>PDMS kübikler için kalıp hazırlayın.<ol>
<li>Ambalaj bandı katmanlarını dikdörtgen (80 mm x 55 mm) Petri kabının veya yuvarlak hücre kültür plakasının iç yüzeyine takın. İkinci instar larvaları için bir tabaka (0,063 mm kalınlığında), erken üçüncü yıldız larvaları için 2 kat (0,126 mm kalınlığında) veya geç üçüncü yıldız larvaları için üç kat (0,189 mm kalınlığında) kullanın (Şekil 1B).</li>
		<li>Bandı jiletle belirli genişlikte şeritler halinde kesin: 1 katmanlı bant için 1,5 mm ve 2 katmanlı veya 3 katmanlı bant için 2 mm. Şeridin genişliği ve kalınlığı, son PDMS kübikinin tutabileceği larvaların boyutunu belirler. İki şerit arasında en az 5 mm boşluk bırakın. Alanı kaplayan bant katmanlarını çıkarın (Şekil 1B).</li>
		<li>Yapışkan bant kullanarak plakanın iç yüzeyindeki tozu çıkarın. Kalıp kullanıma hazırdır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PDMS karışımını hazırlayın.<ol>
<li>Küçük bir kapta 7 g PDMS tabanını ve 0,7 g kür leme maddesini (10:1 oranı) iyice karıştırın.</li>
		<li>Karışımdan havayı çıkarmak için kabı en az 15 dakika vakum lu bir kurutucuya yerleştirin.</li>
		<li>Yavaş yavaş 1-2 mm kalınlığı(Şekil 1B)ulaşmak için kalıp üzerine PDMS karışımı yaklaşık 5,5 g dökün.</li>
		<li>PdMS karışımını, karışımdan kalan hava kabarcıklarını temizlemek için en az 15 dakika boyunca tekrar vakum kurutucuya yerleştirin. Bir pipet ucu ile son birkaç kabarcıklar break.</li>
		<li>PDMS'yi 65 °C'de bir ısı kuluçka makinesinde düz bir yüzeyde 2 saat boyunca tedavi edin.</li>
		<li>Küfün kenarı boyunca kürlenmiş PDMS gevşetmek ve kalıptan ayırmak için bir jilet kullanın. PDMS'yi oda sıcaklığında iki parça büyük yapışkan bant arasında saklayın.</li>
		<li>Erken ve geç üçüncü instar larvaları için PDMS'yi küboidin uzun tarafının ortasına bant şeridi (adım 2.1.2) tarafından oluşturulan oluk konumlandırarak 8 mm x 2 mmx 1 mm kübik küboidler (Şekil 1B'dekinoktalı çizgiler boyunca) kesin. İkinci yıldız larvaları için küboidi 8 mm x 1 mm x 1 mm'ye kesin.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Uzun süreli hızlandırılmış görüntüleme için larva montajı
<ol><li>Montaj için üst kapak kaymasını hazırlayın.<ol>
<li>Larvaların boyutlarına uyan oluklara sahip altı PDMS kübik seçin. 2.1.1, 2.1.2 ve 2.2.7 adımlarını temel alan önerilen PDMS ritmini ve boyutunu izleyin.</li>
		<li>PDMS'nin yüzeyindeki tozu yapışkan bantla çıkarın.</li>
		<li>Daha sonra PDMS kübiklerini sabitlemek için uzun bir kapak kaymasına (22 mm x 50 mm) dört adet çift taraflı bant (12 mm x 5 mm) takın. Çift taraflı teyp iki adet arasındaki boşluklar PDMS oluk genişliği ile aynı olmalıdır.</li>
		<li>Her PDMS cuboid oluk içine UV tutkal küçük bir damla (~ 1.2 μL) uygulayın ve coverslip üzerinde çift taraflı bant arasındaki boşluğa UV tutkal altı küçük damla ekleyin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Larvaları montaja hazırlayın.<ol>
<li>Bir çift forceps kullanarak, vücut yüzeyinden gıda kaldırmak için su daki larvaları temizleyin.</li>
		<li>Bir kapak olmadan küçük bir (35 mm) Petri çanak nemlendirilmiş kağıt küçük bir parça üzerinde temiz larvayerleştirin. Küçük Petri kabını kuru mendil kağıdı içeren büyük (60 mm) petri kabına yerleştirin. Kimyasal bir başlıkta, plastik transfer pipet kullanarak kuru mendil kağıdına 8-12 damla (160-240 μL) uygulayın ve büyük Petri kabının kapağını kapatın.</li>
		<li>Larvaları izlerken 2-3 dk bekleyin. Ağız kancaları hareket etmeyi bıraktıktan sonra büyük Petri kabından larvaları çıkar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hayvanları dağın.<ol>
<li>Hayvanın sırt tarafındaki yapıları görüntülemek için, hareketsiz edilmiş larvaları kapak kaymasına bakan dorsal mite ile kapak taki çift taraflı bant arasındaki UV tutkalının üzerine yerleştirin.</li>
		<li>Her larvayı bir PDMS bloğuyla kapatın ve larvanın gövdesini PDMS'nin oluğuna sığdırın. Larvanın başını ve kuyruğunu PDMS oluğunun dışında bırakın. Larvanın spiracles'ini tutkalla engellemekten kaçının.</li>
		<li>PDMS bloğunun uçlarına, oluk üzerinde kuvvet uygulamadan çift taraflı banda bastırın. PDMS altında miğde düzleştirmek için larva kuyruğunu yavaşça çekin.</li>
		<li>Yüksek ayarda (yaklaşık 0,07 mW/mm2)bir el UV lambası kullanarak 4 dakika boyunca UV tutkal Cure. DİkKAT: UV lambasını kullanırken gözleri güvenlik gözlükleri ile koruyun.</li>
		<li>Kapağı ters çevirin ve 3.3.4 adımını tekrarlayın.</li>
		<li>20 μL-30 μL su ile küçük bir mercek kağıdını (15 mm x 30 mm) nemlendirin. Nemlendirilmiş mercek kağıdını görüntüleme odasının altına yerleştirin(Şekil 1A,D).</li>
		<li>Larvalar odanın içine bakacak şekilde kapak fişini odaya yerleştirin. Kapağın her iki ucunu da UV tutkal kullanarak metal yüzeye yapıştırın(Şekil 1A,D). Larvaların dorsal tarafı konfokal mikroskop altında görüntülemeye hazırdır (Şekil 1E).</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Görüntüleme
<ol><li>Uygun bir mikroskop ile görüntü larvaları. Bu protokolde gösterilen tüm sonuçlar(Şekil 2, Şekil 3, Video S2, Video S3, ve Video S4) 40x (1.30 NA) yağ hedefine sahip bir konfokal sistem kullanılarak elde edildi.</li>
</ol>5. Görüntüleme odası ve PDMS kübiklerinin iyileşmesi
<ol><li>Görüntülemeden sonra, bir lens kağıdı kullanarak üst kapak üzerinde yağ çıkarın. Üst kapağı metal çerçeveden ayırarak kapak ve metal çerçeve arasındaki boşluğu bir jiletle ayırın. Görüntüleme odası yeniden kullanıma hazır.</li>
	<li>PDMS kübiklerini üst kapaktan forceps ile ayırın. Tutkal kalıntısı ve toz kaldırmak için yapışkan bant üzerinde PDMS cuboids rulo. PDMS kübikleri yeniden kullanıma hazır.</li>
</ol>

<ol><li>Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tiling+of+the+Drosophila+epidermis+by+multidendritic+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons.</a> Development. 129 (12), 2867-2878 (2002).</li>
<li>Schmid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+site-specific+changes+of+glutamate+receptor+composition+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo.</a> Nature Neuroscience. 11 (6), 659-666 (2008).</li>
<li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72 (2), 202-230 (2011).</li>
<li>Daniele, J. R., Baqri, R. M., Kunes, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+axonal+trafficking+via+a+novel+live-imaging+technique+reveals+distinct+hedgehog+transport+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Analysis of axonal trafficking via a novel live-imaging technique reveals distinct hedgehog transport kinetics.</a> Biology Open. 6 (5), 714-721 (2017).</li>
<li>Csordas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+immunostaining+of+hemocyte+compartments+in+Drosophila+for+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">In vivo immunostaining of hemocyte compartments in Drosophila for live imaging.</a> PLoS One. 9 (6), 98191(2014).</li>
<li>Han, C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancer-driven+membrane+markers+for+analysis+of+nonautonomous+mechanisms+reveal+neuron-glia+interactions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Enhancer-driven membrane markers for analysis of nonautonomous mechanisms reveal neuron-glia interactions in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (23), 9673-9678 (2011).</li>
<li>He, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direction+Selectivity+in+Drosophila+Proprioceptors+Requires+the+Mechanosensory+Channel+Tmc%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Direction Selectivity in Drosophila Proprioceptors Requires the Mechanosensory Channel Tmc.</a> Current Biology. 29 (6), 945-956 (2019).</li>
<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism%2C+segment%2C+and+somatic+body+wall+musculature%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> The Journal of Neuroscience. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li>
<li>Vaadia, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Proprioceptive+System+Dynamics+in+Behaving+Drosophila+Larvae+Using+High-Speed+Volumetric+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Characterization of Proprioceptive System Dynamics in Behaving Drosophila Larvae Using High-Speed Volumetric Microscopy.</a> Current Biology. 29 (6), 935-944 (2019).</li>
<li>Mishra, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+microfluidics+chips+for+live+imaging+and+study+of+injury+responses+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in Drosophila larvae.</a> Journal of Visualized Experiments. (84), e50998(2014).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+the+Drosophila+larval+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of the Drosophila larval neuromuscular junction.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 481-489 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+an+imaging+chamber+for+in+vivo+imaging+of+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 476-480 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+Drosophila+larval+neuromuscular+junction+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of Drosophila larval neuromuscular junction morphology.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 490-493 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+Drosophila+larval+neuromuscular+junctions+to+study+synapse+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of Drosophila larval neuromuscular junctions to study synapse assembly.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 407-413 (2012).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+intact+Drosophila+larvae+at+sub-cellular+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of intact Drosophila larvae at sub-cellular resolution.</a> Journal of Visualized Experiments. (43), e2249(2010).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nature Protocols. 2 (12), 3285-3298 (2007).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+depresses+glutamate+release+by+reducing+neuronal+excitability+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction.</a> The Journal of Physiology. 558, Pt 2 489-502 (2004).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+reduces+excitability+of+Drosophila+larval+motoneurons+by+activating+a+hyperpolarizing+leak+conductance%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance.</a> Anesthesiology. 108 (3), 434-446 (2008).</li>
<li>Chaudhury, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+chip+cryo-anesthesia+of+Drosophila+larvae+for+high+resolution+in+vivo+imaging+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">On chip cryo-anesthesia of Drosophila larvae for high resolution in vivo imaging applications.</a> Lab on a Chip. 17 (13), 2303-2322 (2017).</li>
<li>Han, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrins+regulate+repulsion-mediated+dendritic+patterning+of+drosophila+sensory+neurons+by+restricting+dendrites+in+a+2D+space%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space.</a> Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).</li>
<li>Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrins+establish+dendrite-substrate+relationships+that+promote+dendritic+self-avoidance+and+patterning+in+drosophila+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in drosophila sensory neurons.</a> Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).</li>
<li>Grueber, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projections+of+Drosophila+multidendritic+neurons+in+the+central+nervous+system%3A+links+with+peripheral+dendrite+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology.</a> Development. 134 (1), 55-64 (2007).</li>
<li>Poe, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+space-filling+requires+a+neuronal+type-specific+extracellular+permissive+signal+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Dendritic space-filling requires a neuronal type-specific extracellular permissive signal in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (38), 8062-8071 (2017).</li>
<li>Han, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+cells+are+the+primary+phagocytes+in+the+fragmentation+and+clearance+of+degenerating+dendrites+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila.</a> Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).</li>
<li>Song, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+Drosophila+sensory+neuron+axons+and+dendrites+is+regulated+by+the+Akt+pathway+involving+Pten+and+microRNA+bantam%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%2C+Development%22%5BJournal%5D)">Regeneration of Drosophila sensory neuron axons and dendrites is regulated by the Akt pathway involving Pten and microRNA bantam.</a> Genes, Development. 26 (14), 1612-1625 (2012).</li>
<li>Stone, M. C., Albertson, R. M., Chen, L., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrite+injury+triggers+DLK-independent+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dendrite injury triggers DLK-independent regeneration.</a> Cell Reports. 6 (2), 247-253 (2014).</li>
<li>Sapar, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylserine+Externalization+Results+from+and+Causes+Neurite+Degeneration+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylserine Externalization Results from and Causes Neurite Degeneration in Drosophila.</a> Cell Reports. 24 (9), 2273-2286 (2018).</li>
<li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468 (7326), 921-926 (2010).</li>
<li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+Mouse+Imaging%3A+From+Two-Photon+Microscopy+to+Blood+Oxygen+Level-Dependent+Functional+Magnetic+Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%3A+Cognitive+Neuroscience+and+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Awake Mouse Imaging: From Two-Photon Microscopy to Blood Oxygen Level-Dependent Functional Magnetic Resonance Imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li>
<li>Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+optical+brain+imaging+in+live+adult+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Long-term optical brain imaging in live adult fruit flies.</a> Nature Communications. 9 (1), 872(2018).</li>
<li>Low, R. J., Gu, Y., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+resolution+optical+access+to+brain+regions+in+fissures%3A+imaging+medial+prefrontal+cortex+and+grid+cells+in+entorhinal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cellular resolution optical access to brain regions in fissures: imaging medial prefrontal cortex and grid cells in entorhinal cortex.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (52), 18739-18744 (2014).</li>
</ol>

Yazarlar hiçbir rakip çıkarları beyan.

Burada LarvaSPA, uzun süreli hızlandırılmış görüntüleme için canlı Drosophila larvamontaj çok yönlü bir yöntem açıklar. Bu yöntem, larvaların kurtarılmasını veya yeniden monte edilmesini gerektirmez ve kesintisiz görüntüleme sağlar. Bu nedenle, dendrite dejenerasyonu ve rejenerasyon gibi tamamlanması saatler alan biyolojik süreçleri izlemek için idealdir. Bu yöntem aynı zamanda hücre içi kalsiyum dinamikleri ve mikrotübül büyümesi gibi hücre altı olayları görüntüleme için kullanılabilir. Larva gövde duvarı görün...

Hızlandırılmış canlı görüntüleme dinamik hücresel süreçleri incelemek için güçlü bir yöntemdir. Zaman atlamalı filmlerin sağladığı mekansal ve zamansal bilgiler hücre biyolojisi sorularını yanıtlamak için önemli ayrıntıları ortaya çıkarabilir. Şeffaf vücut duvarı iç yapıların noninvaziv görüntüleme için izin verir çünkü Drosophila larva canlı görüntüleme kullanarak araştırmalar için popüler bir in vivo modeli olmuştur1,2. Buna ek olarak, çok sayıda genetik araçlar Drosophila floresanca etiket anatomik yapılar ve makromoleküllermevcuttur 3. Ancak, Drosophila larvalarının uzun süreli hızlandırılmış görüntülemesi zordur. Sabit erken embriyolar veya pupa aksine, Drosophila larvaları sürekli hareket, canlı görüntüleme için immobilizasyon gerektiren. Canlı Drosophila larvaları hareketsizleştirmenin etkili yolları arasında kloroform4ile halokarbon yağımontajı, izofluran veya Dichlorvos solüsyonukullanılarakanestezi 5 , ve kapak kaymave mikroskop slayt ı arasında sıkıştırma6. Bu yöntemlerden bazıları mikroskopi için kullanılmış olsa da, bunların hiçbiri uzun süreli canlı görüntüleme de etkili değildir. Konvansiyonel konfokal mikroskopi veya ışık sayfası mikroskobu7,8,9kullanılarak tarama larvalarında vücut duvarı nöronlarının görüntülenmesi için başka yöntemler geliştirilmiştir. Ancak, bu yöntemler larvaların hareketi nedeniyle hücresel dinamikleri izlemek için ideal değildir.
Drosophila larvalarının uzun süreli hızlandırılmış görüntülemesini sağlamak için yeni yöntemler geliştirilmiştir. Bir polidimethylsiloxane kullanarak (PDMS) "larva çipi", Drosophila larva etkili anestezi olmadan özel bir mikrohazret vakum üretilen emme yoluyla immobilize edilebilir. Ancak, bu yöntem hücre biyolojisi çalışmaları için yüksek zamansal çözünürlük sunmuyor ve hayvan boyutu üzerinde sıkı sınırlamalar vardır10. Bir anestezi cihazı kullanarak başka bir yöntem birden fazla zaman noktalarında Drosophila larvacanlı görüntüleme elde ve nöromüsküler kavşaklar 11 çalışma için uygulanmıştır11,12,13,14,15,16. Ancak, bu yöntem aynı zamanda 30 dakikadan daha uzun süre sürekli görüntüleme için izin vermez ve tekrar tekrar desfluran kullanarak gerektirir, hangi nöral aktiviteyi inhibe edebilir ve biyolojik süreci etkileyebilir17,18. Son zamanlarda, mikroakışkan cihaz ve kriyoanestezi birleştiren yeni bir yöntem kısa süreler için çeşitli boyutlarda larvaları hareketsiz leştirmek için kullanılmıştır (dakika)19. Ancak, bu yöntem bir soğutma sistemi ve immobilizasyon uzun süre lervalar tekrarlanan soğutma gerektirir gibi özel cihazlar gerektirir.
Burada 10 saatten daha uzun süre kesintisiz zaman atlamalı görüntüleme ile uyumlu Drosophila larvaları hareketsiz hale getirmenin çok yönlü bir yöntemini salıyoruz. "Kısmi Bağlanmaya Göre Larva Stabilizasyonu" (LarvaSPA) dediğimiz bu yöntem, larva miğanınözel olarak yapılmış bir görüntüleme odasında görüntüleme için bir kapak kaymasına yapıştırılmasını içerir. Bu protokol, görüntüleme odasının nasıl yapılacağını ve larvaların çeşitli gelişim evrelerinde nasıl monte edilebildiğini açıklar. LarvaSPA yönteminde, istenilen gövde segmentleri UV-reaktif tutkal kullanılarak kapak kaymasına yapıştırılır. Bir PDMS kübik ayrıca larvalara basınç uygulayarak kaçışı önler. Görüntüleme odasındaki hava ve nem, görüntüleme sırasında kısmen hareketsiz olan larvaların hayatta kalmasını sağlar. LarvaSPA'nın diğer tekniklere göre avantajları şunlardır: (1) Yüksek zamansal ve uzamsal çözünürlüğe sahip, bozulmamış Drosophila larvalarının saatlerce sürekli canlı görüntülenmesine olanak sağlayan ilk yöntemdir; (2) Yöntemin larva boyutu üzerinde daha az sınırlaması vardır; (3) Görüntüleme odası ve PDMS kübikler en az maliyetle imal edilebilir ve yeniden kullanılabilir.
Larva montaj yöntemini tanımlamanın yanı sıra, Drosophila dendritik arborization (da) nöronlarının dendritgelişimi ve dendriter dejenerasyonu için uygulamanın birkaç örneğini savuruyoruz.

<table><tbody><tr><td>6061 Alüminyum çubuklar</td><td>McMaster-Carr</td><td>9246K421</td><td></td></tr><tr><td>3M çift taraflı bant</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16093</td><td></td></tr><tr><td>3M Scotch Ambalaj bandı</td><td>3M</td><td></td><td>1.88"G x 22.2 Yard</td></tr><tr><td>DUMONT #3 Forseps</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-241-34</td><td></td></tr><tr><td>Cam lamel</td><td>Azer Scientific</td><td>1152250</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Midwest Veteriner Malzemeleri</td><td>193.33161.3</td><td></td></tr><tr><td>Leica Konfokal Mikroskop</td><td>Leica</td><td>SP8 bir rezonans ile donatılmıştır tarayıcı</td><td></td></tr><tr><td>Lens kağıdı</td><td>Berkshire</td><td>LN90.0406.24</td><td></td></tr><tr><td>Petri kapları (orta)</td><td>VWR</td><td>25373-085</td><td></td></tr><tr><td>Petri kapları (küçük)</td><td>VWR</td><td>10799-192</td><td></td></tr><tr><td>Tıraş bıçağı</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>121-20</td><td></td></tr><tr><td>Dikdörtgen petri kabı</td><td>VWR</td><td>25384-322</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD 184 kiti (PBMS kiti)</td><td>Elektron Mikroskobu Bilimleri</td><td>24236-10</td><td></td></tr><tr><td>Pipetin aktarılması</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>1371126</td><td></td></tr><tr><td>UV yapıştırıcı</td><td>Norland ürünleri</td> <td># 6106, NOA 61</td><td>Kırılma İndeksi 1.56</td></tr><tr><td>UV lambası (Workstar 2003)</td> <td>Maxxeon</td><td></td><td></td>MXN02003</tr><tr><td>Vakum kurutucu Elektron</td><td>Mikroskobu Bilimleri</td><td>71232</td><td></td></tr><tr><td>Mendil</td><td>Kimberly-Clark</td><td>Kimwipes</td><td></td></tr></tbody></table>

larvaspa, uzun süreli hızlandırılmış görüntüleme için drosophila larva montajı için bir yöntem

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

Canlı görüntüleme hücre biyolojisi sorularını araştırmak için değerli bir yaklaşımdır. Larva vücut duvarı ve iç organların çoğu saydam olduğu için Drosophila larvaözellikle in vivo canlı görüntüleme için uygundur. Ancak, 30 dakikadan uzun süre bozulmamış Drosophila larvalarının sürekli canlı görüntülemesi, invaziv olarak hareketsiz hale getirmek uzun süre larvaları hareketsiz hale getirmek zor olduğu için zor olmuştur. Burada larvaSPA adı verilen ve 10 saatten uzun süre yüksek temporal ve mekansal çözünürlüğe sahip canlı Drosophila larvalarının sürekli görüntülenmesine olanak tanıyan larvaspa adı verilen bir montaj yöntemi salıyoruz. Bu yöntem, uv-reaktif tutkal kullanarak coverslip'e kısmen larva takmayı ve ayrıca polidimethylsiloxane (PDMS) bloğu kullanarak larva hareketini kısıtlamayı içerir. Bu yöntem ikinci instar dan üçüncü instar wandering gelişim aşamalarında larvalar ile uyumludur. Drosophila somatosensoriyel nöronların dinamik süreçlerini incelerken bu yöntemin uygulamalarını gösteriyoruz, buna dendrit büyümesi ve yaralanmaya bağlı dendrit dejenerasyonu da dahil. Bu yöntem aynı zamanda larva gövde duvarı yakınında meydana gelen diğer birçok hücresel süreçleri incelemek için uygulanabilir.

Larva görüntüleme odası, özel yapım metal çerçeve ve iki kapak birbirine yapıştırılarak oluşturulur. Metal çerçevenin tasarımı Şekil 1A'dabelirtilmiştir. Oda içinde Drosophila larvaları UV tutkal ve PDMS kübikler yardımı ile üst coverslip yapıştırılır. PDMS kübik üzerindeki oluk ve kübik bant, larvaları tutmak için boşluk oluşturmak için bağlanır (Şekil 1B,C). PDMS ayrıca larva gövde duvarını düzleştirmek ve larva hareketini fiziksel olarak kısı...

Bu protokol, drosophila larvalarının sağlam canlı hayvanlarda 10 saatten daha uzun süre kesintisiz zaman atlamalı görüntüleme elde etmek için bir yöntem inşama yöntemini açıklamaktadır. Bu yöntem larva gövde duvarına yakın birçok biyolojik süreci görüntülemek için kullanılabilir.

LarvaSPA, Uzun Süreli Hızlandırılmış Görüntüleme için Drosophila Larva Montajı Için Bir Yöntem

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because ...

LarvaSPA yüksek temporal ve mekansal çözünürlük ile 10 saatten fazla bozulmamış drosophila larvaların sürekli canlı görüntüleme sağlayan ilk yöntemdir. Bu yöntem larva periferik duyusal nöronların dinamik hücresel süreçlerini ortaya çıkarmak ve larva vücut duvarı yakınında meydana gelen diğer birçok hücresel süreçleri incelemek için kullanılır. Bu yöntemin kullanımı kolaydır ve larva boyutu üzerinde daha az sınırlama vardır.Aynı anda görüntüleme odasına 6-9 larva monte edilebilir, bu da deneyi mümkün kılar. PDMS kübiklerinin görüntüleme odası en düşük maliyetle üretilebilir ve yeniden kullanılabilir. Bu yöntem özellikle drosophila larva dendritik yetkilendirme nöronlar kullanılarak dendrit gelişimi ve dendrit dejenerasyon mekanizmaları nın incelenmesinde yararlıdır.Aynı nöronu saatlerce görüntüleyebilmek, dendritik desenlerdeki küresel değişikliklerin bireysel dal düzeyindeki kısa süreli davranışlardan ne kadar uzun süreli olarak ortaya çıkarıldığını ortaya çıkarabilir. Larva larınva boyutlarına uyan PDMS kübiklerinin kullanılması larvaları hareketsiz hale getirmenin başarı oranını artıracaktır. Lütfen sorun giderme bölümümüzde daha kullanışlı kasetler bulabilirsiniz.Bir makine dükkanından alüminyum blok inşa ettikten sonra, UV tutkal ile uzun bir kapak kayma kullanarak metal çerçevenin alt mühür. 30 saniye boyunca bir el UV lambası kullanarak UV ipucu cure. Ambalaj bandı katmanlarını dikdörtgen petri kabının veya yuvarlak hücre kültür plakasının iç yüzeyine takın.İkinci yıldız larvaları için bir katman, erken üçüncü yıldız larvaları için iki katman veya üçüncü yıldız larvaları için üç katman kullanın. Bir jilet ile belirli genişlikte gezileri içine bant, bir katman bant için 1,5 milimetre ve iki katman veya üç katmanlı bant için iki milimetre kesin. İki şerit arasında en az beş milimetrelik bir boşluk bırakın.Alanı kaplayan bant katmanlarını çıkarın. Yapışkan bant kullanarak plakanın iç yüzeyindeki tozu çıkarın. Bundan sonra, kalıp kullanıma hazırdır.PDMS karışımını hazırlamak için, yedi gram PDMS tabanını 0,7 gram kür maddesini küçük bir kapta iyice karıştırın. Karışımdan havayı çıkarmak için kabı en az 15 dakika vakumlu kurutucuya yerleştirin. Yavaş yavaş bir ila iki milimetre kalınlığı ulaşmak için kalıp üzerine yaklaşık 5,5 gram PDMS karışımı dökün.PdMS karışımını, karışımdan kalan hava kabarcıklarını temizlemek için en az 15 dakika boyunca tekrar vakum kurutucuya yerleştirin. Bir pipet ucu ile son birkaç kabarcıklar break. PDMS'yi 65 santigrat derecede bir ısı kuvözde düz bir yüzeyde iki saat boyunca tedavi edin.Daha sonra, küfün kenarı boyunca kürlenmiş PDMS gevşetmek ve kalıp tan ayırmak için bir jilet kullanın. PDMS'yi oda sıcaklığında iki parça büyük yapışkan bant arasında saklayın. Erken ve geç üçüncü yıldız larvaları için, küboidin uzun tarafının ortasında bant şeridi tarafından oluşturulan oluğu konumlandırarak PDMS'yi ikiye iki keserek bir milimetre küpü kesin.İkinci yıldız larvaları için, kübik leri bir milimetreye kadar sekize indirin. Montaj için üst kapak fişini hazırlamak için, larvaların boyutlarına uyan oluklara sahip altı PDMS kübik seçin. PDMS'nin yüzeyindeki tozu yapışkan bantla çıkarın.Daha sonra PDMS kübiklerini sabitlemek için 22'ye 50 milimetrelik uzun bir kapak fişine 12'ye beş milimetre boyutunda dört adet çift taraflı bant takın. İki çift taraflı bant parçası arasındaki boşlukları PDMS oluğunun genişliğiyle aynı şekilde ayarlayın. Her PDMS cuboid oluk içine UV tutkal küçük bir damla uygulayın ve kapak kayma çift taraflı bantlar arasındaki boşluğa UV tutkal altı küçük damla ekleyin.Montaj için larva hazırlamak için, forseps bir çift kullanarak, vücut yüzeyinden gıda kaldırmak için su daki larvaları temizleyin. Temiz larvaları küçük bir kapaksız küçük bir Petri kabına nemlendirilmiş kağıt parçasına yerleştirin ve küçük Petri kabını kuru mendil kağıdı içeren büyük bir Petri kabına yerleştirin. Kimyasal bir başlık, kuru mendil kağıt üzerine izofluran 160 ila 240 mikrolitre uygulamak ve büyük Petri kabının kapağını kapatmak için plastik transfer pipet kullanın.Larvaları izlerken 2-3 dakika bekleyin. Ağız kancaları hareket etmeyi bıraktıktan sonra, büyük Petri kabından larvaları çıkar. Immobilize larvaları, kapak fişine bakan dorsal miteile kapak kapağındaki çift taraflı bantlar arasında UV tutkalüzerine yerleştirin.Her larvayı bir PDMS bloğuyla kapatın ve larvanın gövdesini PDMS'nin oluğuna sığdırın. Larvanın başını ve kuyruğunu PDMS oluğunun dışında bırakın. Larvanın spiracles'ini tutkalla engellemekten kaçının.PDMS bloğunun uçlarına, oluk üzerinde kuvvet uygulamadan çift taraflı banda bastırın. PDMS altında miğde düzleştirmek için larva kuyruğunu yavaşça çekin. Güvenlik gözlüğü takın ve yüksek ayarda uv tutkalını dört dakika boyunca tedavi etmek için el yapımı UV lambası kullanın.Kapağı ters çevirin ve UV tutkalını dört dakika daha tedavi etmek için UV lambasını kullanın. Görüntüleme odasının altına 15'e 30 milimetre boyutunda küçük bir mercek kağıdı yerleştirin. Kağıdı 20 ila 30 mikrolitre su ile nemlendirin.Larvalar odanın içine bakacak şekilde kapak fişini odaya yerleştirin. Kapağın her iki ucunu metal yüzeye yapıştırmak için UV tutkalını kullanın. Larvaların dorsal tarafı konfokal mikroskop altında görüntülemeiçin hazırdır.Görüntülemeden sonra, lens kağıdı kullanarak üst kapak taki yağı çıkarın. Üst kapağı metal çerçeveden ayırArak kapak fişi ile metal çerçeve arasındaki boşluğu bir jiletle ayırın. Görüntüleme odası yeniden kullanıma hazır.PDMS kübiklerini üst kapaktan forceps ile ayırın. Tutkal kalıntısı ve toz kaldırmak için yapışkan bant üzerinde PDMS cuboids rulo. PDMS kübikleri yeniden kullanıma hazır.Bu protokolde drosophila larvaları sürekli görüntüleme için 10 saatten uzun süre hareketsiz hale getirildi. Bu rakam, odaya monte edilmiş altı geç üçüncü yıldız larvasını göstermektedir. Larvaların gövdeleri sabitken başları ve kuyrukları hareket etmekte özgürdü.Burada, larvaSPA'nın nöronal dendrite dinamiği ve dendrite dejenerasyonu çalışmalarında bir model olarak sınıf dört DA nöronlarını kullanarak uygulanmasını gösteriyoruz. Bu yöntemi kullanarak larvaları başarılı bir şekilde hareketsiz hale getirmek için, ağız kancaları hareket etmeyi bıraktıktan sonra larvaların isoflurana maruz bırakmayı bırakması ve larvalar tamamen uyanmadan önce UV tutkalını tedavi etmesi çok önemlidir. Dendrit dejenerasyonu ve rejenerasyonu incelemek için görüntüleme odasında larvalar hareketsiz kaldığında lazer hasarı yapılabilir.LarvaSPA, dinamik büyüyen dendritlerin hepatik hücre proteoglikanlarında olduğu gibi epidermal hücreleri nasıl innerve edemediğini ve lazer yaralanması sonrası dejeneratif dendritlerde fosfatidilserinin nasıl maruz kaldığını anlamamıza yardımcı olmuştur. UV lambasını kullanırken gözleri güvenlik gözlükleri ile koruyun. Isofluran kullanarak larvaların nakavt edilmesi duman kaputunda yapılmalıdır.

larvaspa-method-for-mounting-drosophila-larva-for-long-term-time

Research

JoVE Journal

Biology

Biyoloji

Mezoskopik floresan tomografi doku kesit floresan mikroskopi penetrasyon sınırları ötesinde faaliyet göstermektedir. Tekniği çok projeksiyon aydınlatma ve foton bir taşıma açıklamasına dayanmaktadır. Biz, in vivo morfolojilerinden tüm vücut 3B görselleştirme, GFP ifade kanat hayali diskler...

Mezoskopik Floresans Tomografi için In-vivo Görüntüleme Geliştirme Drosophila</em

Bu protokol, bozulmamış anesthetization ve görüntüleme için güvenilir bir yöntem...

Alt hücresel Çözünürlük bozulmamış Drosophila Larva in vivo Görüntüleme

Source: Hellerman, M. B., et al. Drosophila Pupa Gözünün canlı görüntülemesi. J. Vis. Exp. (2015)Video, bir Drosophila melanogaster pupasında göz desenini incelemek için canlı görüntüleme tekniğini göstermektedir. Yeşil floresan proteini (GFP) etiketli belirteçler, gelişmekte olan göz yapısının oluşumu sırasında hücresel organizasyonun ve farklılaşmanın görselleştirilmesini sağlar.

Floresan mikroskobu kullanılarak Drosophila pupa gözünün canlı görüntülenmesi

Bu kağıdı doğrudan puparium aracılığıyla görüntü hücre davranışı hızlı bir tarama konfokal mikroskop kullanımını gösterir. Sağlam pupa davayı bırakarak, bu yöntem doğrudan çalışma zordur Drosophila bir gelişme aşamasında gözlem ve dinamik hücre süreçlerinin ölçülmesini sağlar.

Ve Pupa Durumunda sayesinde görüntüleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Burada bir yanal bakış açısıyla Drosophila yetişkin ve larva mutant fenotip yüksek kaliteli dijital video elde etmek için basit ve yaygın olarak erişilebilir mikroskopi tekniği açıklar.

Yüksek-Kalite Dijital Video Edinme Drosophila Bir Yanal Perspektifinden Larva ve Yetişkin Davranışları

Bu protokol, canlı Drosophila pupa göz nöroepitelini görüntülemek için etkili bir yöntem sunar. Bu yöntem, doku hareketini ve düzensiz topolojiyi telafi eder, birden fazla GFP etiketli bağlantı proteininin kullanılması yoluyla hücre sınırlarının görselleştirilmesini geliştirir ve kolayca monte edilebilen bir görüntüleme teçhizatı kullanır.

Canlı-görüntüleme Drosophila Pupa Göz

Bu protokol uzun vadeli ex vivo kültür ve Drosophila hayali diskin canlı görüntüleme için ayrıntılı bir yöntem tarif etmektedir. Göz diskin canlı görüntüleme 10 saat süre içinde fotoreseptör farklılaşma ve ommatidial dönüşünü gösterir. protokol basit ve pahalı kurulum gerektirmez.

Uzun süreli Canlı Görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Göz Disk

Burada yüksek spatio-zamansal çözünürlük vivo içindecanlı görüntüleme yara onarım ve ilişkili inflamatuar yanıt için bir iletişim kuralı mevcut. Bu yöntem uzun vadeli görüntüleme ve belirli hücre popülasyonlarının zaman içinde izleme etkinleştirmek için Drosophila geliştirme pupa aşaması kullanır ve verimli RNAi aracılı gen inactivation ile uyumludur.

İnflamatuar hücre dinamiği Drosophila pupa içinde uzun vadeli Vivo içinde izleme

Burada, Drosophila larva beyninin canlı bir hazırlığında son derece hareketli dendritik filopodia'yı görüntülemek için uyguladığımız yöntemi ve dendritin kantitatif değerlendirmeleri için hızlandırılmış 3D görüntüleme veri kümelerini ölçmek için geliştirdiğimiz protokolü anlatıyoruz. nöronlar gelişmekte dinamikleri.

Drosophila Nöronlarının Geliştirilmesinde Hızlı Dendritik Dal Dinamiğinin Hızlandırılmış Canlı Görüntüleme ve Nicelleştirilmesi

Işık tabakası bazlı floresan mikroskopisi gelişim biyolojisinde en değerli araçtır. Karşılaştırmalı çalışmalarda önemli bir konu ortam değişkenliğidir. Protokolümüz, birden fazla örneğin eşzamanlı canlı görüntülenmesi için deneysel bir çerçeveyi açıklar ve bu nedenle bu sorunu pro-aktif olarak ele alıp gidermektedir.

Örnek Oda Bazlı Işık Tabakası Floresan Mikroskoplarında Birden Fazla Böcek Embriyosunun EşZamanlı Canlı Görüntülenmesi

Burada, pupa evresinde Drosophila bacağının uzun süreli canlı görüntülenmesi için pupariumun tamamen çıkarılmasını içeren bir protokol sunulmaktadır. Bu protokol diğer dokulara da uygulanabilir.

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Öğrenin, Drosophila larvalarında 10 saatten uzun süreli canlı görüntüleme için LarvaSPA yöntemini. Bu teknik, periferik duyu nöronlarındaki dinamik hücresel süreçleri ve dendrit gelişimini incelemek için kullanılır.

LarvaSPA, Uzun Süreli Hızlandırılmış Görüntüleme için Drosophila Larva Montajı Için Bir Yöntem

Daha fazla video keşfet