Name: Nöral Kret Hücrelerindeki Mekanik Sinyalleri İncelemek İçin Optimize Edilmiş Bir O9-1/Hydrogel Sistemi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 2 s
Description: Öğrenin, O9-1 nöral kret hücrelerinde mekanik sinyalleri ve kimyasal sinyallerle etkileşimlerini incelemek için poliakrilamid hidrojel sistemini nasıl kullanacağınızı. Bu yöntem, hücre davranışlarını ve gelişim mekanizmalarını anlamada araştırmacılara yardımcı olur.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Teksas Üniversitesi Sağlık Bilimleri Merkezi Atomik Kuvvet Mikroskop-UT Çekirdek tesisinin işletmecisi Dr. Ana-Maria Zaske'ye bu projede AFM'ye katkı sağlayan uzmanlığı için teşekkür ederiz. Ayrıca Ulusal Sağlık Enstitüleri'nin (K01DE026561, R03DE025873, R01DE029014, R56HL142704 ve R01HL142704'ten J. Wang'a) finansman kaynaklarına teşekkür ederiz.

1. Hidrojel hazırlama
NOT: Tüm adımlar, steriliteyi korumak için kullanılmadan önce etanol ve ultraviyole (UV) ile dezenfekte edilmiş bir hücre kültürü davlumbazında yapılmalıdır. Cımbız ve pipet gibi aletler etanol ile püskürtülmelidir. Tampon çözeltileri de steril filtrelenmelidir.
<ol><li>Aminosilane kaplı cam kapakların hazırlanması<ol>
<li>İstediğiniz sayıda cam örtü parçasını bir laboratuvar mendilinin üzerine yerleştirin. NOT: Kolayca kırılırken yeterli yedekleme kaynağı sağlamak için ek bir 3-4 kapak kılıfı hazırlayın. Cam kapakların farklı malzemeleri, hücre tohumlama ve ataşmanının farklı uyumluluğunu sağlayacaktır. Denemelere başlamadan önce hangi türün denemeye en uygun olduğunu belirlemek daha iyidir (bkz. Malzeme Tablosu).</li>
		<li>Her kapak sıvısını alevden ileri geri geçirerek sterilize etmek için bir alkol yakıcı veya Bunsen brülörü kullanın (protein test deneyleri için 30 s). Her bir cam örtü kapağını soğuması için bir laboratuvar mendiline yerleştirin.</li>
		<li>Cam kapaklar soğutulduktan sonra, kaymayı önlemek için parafilm ile kaplı bir Petri kabına aktarın. NOT: Kapaklar yeterince serin değilse, artık ısı parafilm'i kaymaların üzerine eriterek kullanılamaz hale getirir.</li>
		<li>Kapakları sırasıyla 12 mm ve 25 mm coverlip için yaklaşık 200 μL ve 800 μL 0,1 M NaOH ile örtün ve 5 dakika bekletin. Ardından, 0,1 M NaOH'u aspire edin ve kapakların eşit bir film oluşturmak için 5 dakika daha havayla kurumasını bekleyin.</li>
		<li>Kapaklar kuruduktan sonra, pipet sırasıyla 12 mm ve 25 mm coverlips için yaklaşık 80 μL ve 150 μL 3-aminopropil triethoxysilane (APTS). Çözeltinin parafilme dökülmesini önlemeye dikkat edin. Çözeltinin 5 dakika oturmasına izin verin.</li>
		<li>Mümkün olduğunca fazla APTS'yi epire edin ve artık APTS'nin 5 dakika kurumasını bekleyin. Kapakları steril, deiyonize (DI) H 2 O'ya her seferinde5dakika boyunca üç kez batırarak iyice durulayın. NOT: Cam kapaklar iyi durulanmazsa, artık APTS glutaraldehit ile istenmeyen reaksiyonlara neden olur, beyaz bir çökelti oluşmasına neden olur ve kullanılamaz kapakçıklara neden olur.</li>
		<li>Kapakları, reaktif tarafı yukarı bakacak şekilde yeni bir Petri kabına taşıyın. Petri kabına kapakları tamamen kaplayacak ve kapakların 30 dakika oturmasını sağlayacak kadar% 0.5 glutaraldehit ekleyin.</li>
		<li>% 0.5 glutaraldehiti aspire edin ve kapakları bir kez DI H 2 O'da3dakika boyunca tekrar durulayın. Kapak reaktif tarafını kullanmadan önce tamamen havayla kuruması için bir laboratuvar mendiline veya temiz bir Petri kabına yerleştirin. NOT: Protokol burada duraklatılabilir; kapaklar kullanıma kadar steril DI H2O'ya yerleştirilmelidir.</li>
	</ol></li>
	<li>Silikon kapak örtülerinin hazırlanması<ol>
<li>Aminosilane kaplı kapaklarla aynı sayıda kapak kılıfını (adım 1.1.1) parafilm ile kaplı bir Petri kabına yerleştirin.</li>
		<li>Pipet 40 μL veya 150 μL için sırasıyla 12 mm ve 25 mm coverlips, diklorometilsilane (DCMS) kapak kapağının bir tarafına ve çözeltinin 5 dakika oturmasını sağlar.</li>
		<li>Kapak sapından kalan herhangi bir çözeltiyi epire edin, steril DI H2O'da bir kez 1 dakika yıkayın ve reaktif kapakları bir sonraki adıma geçmeden önce tamamen havayla kuruması için bir laboratuvar mendiline yerleştirin.</li>
	</ol></li>
	<li>Hidrojellerin hazırlanması<ol><li>Farklı sertliklerde 500 μL çözelti hazırlamak için akrilamid, bis-akrilamid ve DI H2O'yu 1,5 mL santrifüj tüpünde karıştırın (bkz. Tablo 1). Vortex çözeltisini iyice karıştırmak için 30 sn.</li>
		<li>Hızlı bir şekilde çalışarak, %10 amonyum persülfat çözeltisini (APS) ve tetrametrinediamin (TEMED) tüpe ekleyin ve çözeltileri karıştırmak için çözümleri tekrar girdaplayın. NOT: Taze %10 APS hazırlayın ve hassas donma/çözülme döngüsü nedeniyle buzda bırakın veya tek kullanımlık aliquots içinde dondurun.</li>
		<li>Pipet, çözeltinin yaklaşık 33 μL veya 100 μL'si, sırasıyla kurutulmuş 12 mm veya 25 mm aminosilane kaplı kapak örtülerine (bölüm 1.1) üzerine.</li>
		<li>Kavisli cımbız kullanarak, dcms ile işlenmiş kapak anahtarını hemen jel çözeltisinin üzerine yerleştirin ve işlenmiş taraf jel çözeltisine dokunur, böylece jel çözeltisini DCMS ile işlenmiş kapak ve aminosilane kaplı kapak arasında sandviç.</li>
		<li>Jel çözeltisinin 5-15 dakika polimerize olmasını sağlarken, tüpte kalan çözeltinin jel polimerizasyonunu aktif olarak takip edin.</li>
		<li>Jel polimerize edildikten sonra, DCMS ile işlenmiş kapak sapını kavisli cımbız veya jiletle ayırın ve jeli orijinal aminosilane kaplı kapak kapağına bağlı bırakın.</li>
		<li>Jelin kurumasını önlemek için, kapak sapını önceden belirlenmiş 4 kuyu/24 kuyu ve 6 kuyulu bir plakaya yerleştirin ve jelin kurumasını önlemek için sırasıyla 12 mm ve25mm kapaklar için 500 μL ve 2 mL steril PBS veya DI H 2 O ile kaplanmış.</li>
		<li>Tüm kapaklar için 1.3.4-1.3.7 adımlarını yineleyin.</li>
		<li>Fazla akrilamid çözeltisini çıkarmak için hidrojelleri steril PBS veya DI H2O'ya 30 dakika batırın. Hidrojelleri steril PBS veya DI H 2 O'da4°C'de depolayın.</li>
		<li>Karanlık bir odada, 50 mM 2-[4) 2,5 mL karıştırarak sülfosuçinidyl 6-(4'-azido-2'-nitrophenylamino) heksanat (sulfo-SANPAH) karışımını hazırlayın -(2-hidroksyetil) piperazin-1-yl] etanesülfonic asit (HEPES) (pH=8.5) ile 50 μg/mL sülfo-SANPAH'ın 25 μL'si konik tüpte, ışıktan korumak için alüminyum folyoya sarılır. Kullanmadan önce çözeltiyi iyice karıştırmak için bir pipet kullanın. NOT: Yaklaşık yirmi beş adet 12 mm hidrojel veya beş adet 25 mm hidrojel için 2,5 mL sülfo-SANPAH çözeltisi hacmi yeterlidir.</li>
		<li>Kuyu plakasından PBS veya DI H2O'ya aspire edin. Jeli örtmek için sırasıyla 12 mm ve 25 mm kapaklar için yaklaşık 100 μL veya 500 μL sülfo-SANPAH çözeltisi (adım 1.3.10) ekleyin. Çözeltinin jeli tamamen kapladığından emin olun. NOT: Güçlü kuvvetin hidrojelleri parçalamasını veya rahatsız etmesini önlemek için vakum emme mukavemetini ayarlayın.</li>
		<li>Çözeltili jelleri, sülfo-SANPAH ile reaksiyona sokan UV ışığının herhangi bir parazitini en aza indirmek için 10 dakika boyunca 15 W, 365 nm UV ışığın altına yerleştirin.</li>
		<li>Çözeltinin mümkün olduğunca çoğunu toplamak için plakayı yatırarak fazla sülfo-SANPAH'ı aspire edin. Jeli 50 mM HEPES ile iki ila üç kez yıkayın.</li>
		<li>Hidrojel içeren her kuyuya% 0.2 asetik asitle seyrelttiğim 50 mg / mL kollajen sırasıyla 12 mm ve 25 mm jeller için 500 μL ve 2 mL ekleyin. Jellerin 37 °C, %5 CO2 inkübatörde gece boyunca kuluçkaya yatmasına izin verin. NOT: Kollajen I'in homojen dağılımını ve bağlanmasını teşvik etmek için kollajen I'i 50 mM HEPES yerine% 0.2 asetik asitte seyreltin.</li>
		<li>Kollajen I'i epire edin ve her yıkamada 5 dakika boyunca fazla kollajen I'i çıkarmak için jelleri steril PBS ile üç kez yıkayın. PBS'deki hidrojelleri % 10 at serumu, 37 ° C'de 2 h için% 5 FBS, % 5 CO2 inkübatörü ile kuluçkaya yatırın. NOT: %10 at serumunun eklenmesi, önceki yayında olduğu gibi sadece FBS kullanmaya kıyasla daha yüksek çoğalma sağlar.</li>
		<li>Ortamı aspire edin. Her kuyuya %10 FBS ve %1 penisilin-streptomisin (P/S) ile 500 mL steril filtreli Dulbecco Modifiye Kartal Orta (DMEM) ekleyin. Jelleri hücre kültürüne hazır olana kadar 37 °C,%5 CO 2 inkübatörde saklayın.</li>
		<li>Hazır olduktan sonra kültür yemeklerinde bazal ortamda yaklaşık 1,5 ×10 4 O9-1 hücre/cm2 tabaklayın. Hücreleri 37 °C'de bir inkübatörde 2 gün kuluçkaya yatır, %5 CO2. Hücrelerin jellere yeterince bağlı olduğundan ve analiz için toplanmadan önce hücre sayısının yeterli olduğundan emin olmak için hücrelerin izleniyor. NOT: O9-1 hücrelerinin20'ninkurtarılması, geçirilmesi ve toplanması adımları için daha önce yayımlanmİş protokole bakın.</li>
		<li>Hidrojellerin daha fazla analizi için bölüm 2, 3 veya 4'e geçin.</li>
	</ol></li>
</ol>2. AFM ile sertliğin nicel analizi
<ol><li>AFM sistem bilgisayarını ve ardından AFM denetleyicisini başlatın (Bkz. Malzeme Tablosu).</li>
	<li>AFM cantilever'i AFM prob tutucusuna monte edin. Yamyamın sonuna monte edilmiş 0,5 μm silika boncuklu küresel bir dokunsal kapitilat kullanın (küresel boncuklu dokunsal). NOT: 10 kPa, 20 kPa ve 40 kPa gibi daha sert hidrojeller için, 0,24 N/m yay sabiti ile daha sert bir prob kullanılmıştır. 0,5 kPa ve 1 kPa gibi daha yumuşak hidrojeller için 0,059 N/m yay sabiti ile daha yumuşak bir prob kullanılmıştır.</li>
	<li>AFM yazılımını kişi modu altında ayarlayın.</li>
	<li>Silikon gofreti AFM örnek aşamasına monte ederek kuvvet eğrilerini toplayın, ancak silikon substrata dokunmak için düğmeye tıklayarak kuvvet eğrilerini üretin.</li>
	<li>Kalibrasyon için yukarıdaki kuvvet eğrilerini (2,4) kullanın, termal ayar koşulu altında kantileverin ortalama yay sabitini elde etmek için kontrol yazılımındaki Kalibrasyon'a tıklayın ve kalibre edilmiş değerleri kontrol yazılımına kaydedin.</li>
	<li>Kapak kapağını ekli hidrojel ile 60 mm Petri kabına AFM tarama aşamasına yerleştirerek numuneleri monte edin. Jelin kurumasını önlemek için ölçümler yapmadan önce yemeğe 3 mL PBS ekleyin.</li>
	<li>Ölçümü başlatmak için AFM'yi temas modunda (akışkan) çalışacak şekilde ayarlayın. Jel örneğine sürekli dokunmak ve kaldırmak için küresel belayı devreye alın.</li>
	<li>Ayar setini, sapma eşiği 10 nm'de olacak şekilde ayarlayın. Sondanın rampa boyutunu 10 μm'de tutun. Ardından, kuvvet eğrilerini adım 2.4'te olduğu gibi kaydedin.</li>
	<li>Hidrojel yüzeyinde en az 3 ila 10 farklı noktadan en az 20 kuvvet eğrisi elde edin.</li>
	<li>AFM görüntüleme ve analiz yazılımıyla her nokta için ortalama Young'ın ~20 kuvvet eğrisi modüllerini hesaplayın. Uzatma rampa kuvveti eğrileri ve doğrusal bir model (küresel) kullanın. Son sertliği elde etmek için her numune için tüm noktaların ortalamasını hesaplayın. NOT: Young'ın modülü ve ilgili verileri(yani standart sapmalar) otomatik olarak elektronik tablo olarak kaydedilir.</li>
	<li>Tüm örnekler için 2.6-2.10 adımlarını yineleyin.</li>
</ol>3. İmmünoresans lekeleme yoluyla sertliğin moleküler analizi
<ol><li>Doğrudan plakaya yetiştirilen hücrelerden gelen yanlış sinyalleri en aza indirmek için kapak kapağını yeni bir tabağa taşımak için cımbız kullanın. Ölü hücreleri ve kalan kültür ortamlarını çıkarmak için hücreleri 500 μL steril PBS ile üç kez yıkayın.</li>
	<li>Hücreleri oda sıcaklığında 10 dakika boyunca bozulmadan 500 μL% 4 paraformaldehit (PFA) kullanarak sabitlayın. Ardından, her biri 2 dakika boyunca 500 μL PBS / kuyu kullanarak hücreleri üç kez yeniden yıkayın. NOT: Prosedürel bir durak için 4 °C'de saklayın.</li>
	<li>Hücreleri oda sıcaklığında 15 dakika boyunca % 0,1 Triton X-100'ün 500 μL'si ile tedavi edin. Ardından, hücreleri 500 μL PBS / kuyu ile üç kez yıkayın.</li>
	<li>Hücreleri oda sıcaklığında 30 dakika boyunca kuyu başına %10 eşek serumu (PBS'de seyreltilmiş ve%0,1 Ara 20) ile 250 μL ile tıkayın.</li>
	<li>Hücreleri oda sıcaklığında 2 saat boyunca veya 4 °C'de gece boyunca 250 μL birincil antikorla kuluçkaya yatırın. Ardından, hücreleri her biri 5 dakika boyunca 500 μL PBS / kuyu ile üç kez yıkayın. NOT: Bu deneyde Anti-Vinculin (Vcl) (1:250) ve anti-AP2 alfa (1:250) kullanılmış ve %10 eşek serumunda seyreltilmiştir.</li>
	<li>Hücreleri, oda sıcaklığında 30 dakika boyunca% 10 eşek serumunun 250 μL'sinde 1:400 seyreltmede F-akrin lekeleme için kullanılan ikincil antikorlar ve / veya phalloidin ile kuluçkaya yatırın. Ardından, hücreleri PBS ile her biri 5 dakika boyunca üç kez yıkayın. NOT: 568 nm Phalloidin, 488 nm veya 647 nm sekonder antikorlarla veya kendi başına ortaklaşa kuluçkalanabilir.</li>
	<li>Hücreleri 4′, 6-diamidino-2-fenylindole (DAPI, 1:1000 seyreltme) ile 250 μL PBS'de 10 dakika kuluçkaya yatırın ve ardından 2 dakika boyunca pbs'nin son bir yıkaması.</li>
	<li>Her kuyuya 3-4 damla montaj ortamı ekleyin. Montaj ortamının düzgün ayarlandığından emin olmak için görüntülemeden önce en az 2 saat ayarlamak için numuneleri 4 °C'de saklayın.</li>
	<li>Floresan mikroskopla hidrojel numune başına en az 3 rastgele karenin görüntülerini yakalayın, bireysel ve birleştirilmiş kanallar üretin.</li>
</ol>4. Nicel gerçek zamanlı PCR (RT-qPCR)
<ol><li>Hücre plakasına bağlı hücrelerden istenmeyen RNA'yı en aza indirmek için RNA toplama için yapışık hücrelere sahip hidrojelleri yeni bir tabağa aktarın. Ölü hücreleri ve kültür ortamını çıkarmak için hücreleri PBS ile üç kez yıkayın.</li>
	<li>Bir RNA çıkarma kiti kullanarak toplam mRNA'yı çıkarın. Üreticinin talimatlarını izleyerek ters transkripsiyon süpermiksi kullanarak RNA'dan cDNA'ya ters transkripsiyon gerçekleştirin.</li>
	<li>Rt-qPCR'yi Vcl için astarlarla tercih ettiği sertlik göstergesi olarak gerçekleştirin ve 2-ΔΔCT yöntemini kullanarak analiz edin. NOT: Vcl'nin astar dizisi: İleri 5' GCTTCAGTCAGACCCCACTCG 3'; ters 5' AGGTAAGCAGTAGGTCAGATGT 3'.</li>
</ol>

Yazarların açıklayacak çıkar çatışmaları yoktur.

Mevcut çalışmanın amacı, NCC'lerdeki mekanik sinyallerin etkisini daha iyi anlamak için etkili ve verimli bir in vitro sistem sağlamaktır. Yukarıda belirtilen adım adım protokolü takip ederek, araştırmacıların O9-1 NCC'lerin hücre kültürünün hidrojel hazırlamak için kullanılan cam kapakların türünden etkilendiğini akılda tutmaları gerekir. Örneğin, belirli bir cam kapak kapağı türüne tohumlanmış hücrelerin (Bkz. Malzeme Tablosu)hayatta kaldığı ve iyi çoğaldığı, diğer cam kapak örtülerinde tohuml...

Nöral kret hücreleri (NCC'ler), omurgalı embriyogenez sırasında çeşitli organ ve dokuların gelişimine katkıda bulunma ve göç etme yeteneğine sahip bir grup kök hücredir. NCC'ler, eksenel kökenlinin konumuna ve NCC1,2'ninyerel çevresel rehberliğine bağlı olarak duyusal nöronlar, kıkırdak, kemik, melanositler ve düz kas hücreleri de dahil olmak üzere farklı hücre tiplerine farklılık gösterilebilir. Çok çeşitli hücre tiplerine farklılaşma yeteneği ile, nöral kret (NC) gelişiminin herhangi bir aşamasında düzensizliğe neden olan genetik anormallikler çok sayıda doğumsal hastalığa yol açabilir2. Örneğin, NCC'lerin oluşumu, göçü ve gelişimi sırasındaki pertürbasyonlar, toplu olarak nörokristopatiler olarak bilinen gelişimsel bozukluklara yol açar1,3. Bu hastalıklar, Treacher Collins sendromu gibi NCC oluşumundaki başarısızlığa bağlı kraniyofasiyal defektlerden, melanom3,4,5,6'dagörüldüğü gibi NCC metastatik göçmen yeteneğine bağlı çeşitli kanserleringelişmesinekadar uzanır. Son birkaç on yılda, araştırmacılar NCC'lerin gelişim ve hastalıklardaki rolleri ve mekanizmaları hakkında dikkat çekici keşifler yaptılar, bulguların çoğu kimyasal sinyallere odaklandı7,8. Daha yakın zamanda, mekanik sinyallerin NCC gelişiminde kritik ama iyi anlaşılmamış bir rol oynadığı belirtilmiştir9,10.
NCC'lerin çevresel ipuçları, NCC farklılaşmanın çeşitli hücre türlerine düzenlenmesi de dahil olmak üzere gelişimleri sırasında kritik bir rol oynar. Çevresel ipuçları, örneğin, fiziksel ipuçları, işlevsel çeşitlendirme gibi önemli davranışları ve hücresel yanıtları etkiler. Mechanotransduction, hücrelerin çeşitli biyolojik süreçleri sürdürmek için bu ipuçlarını hissetmelerini ve yanıt vermelerini sağlar2. NCC'ler komşu hücreler ve hücre dışı matris (ECM) gibi farklı substratlarla çevrilidir, bu da homeostazı korumak ve kader belirleme, çoğalma ve kesmez yoluyla değişikliklere uyum sağlamak için mekanik uyaranlara yol açabilir11. Mechanotransduction, mekanik hücre dışı uyaranların duyusal bileşeninin meydana geldiği plazma zarında başlar ve hücre içi düzenleme ile sonuçlanır12. Plazma zarının bütünleşimleri, odak yapışmaları ve kavşakları, kesme kuvvetleri, stres ve çevredeki substratların sertliği gibi mekanik sinyalleri hücresel yanıtlar üretmek için kimyasal sinyallere röle eder12. Plazma membranından gelen kimyasal sinyallerin son hücresel düzenlemeye aktarılması, organizma için farklılaşma gibi hayati süreçleri sonuçlandırmak için farklı sinyal yolları aracılığıyla gerçekleştirilir.
Çeşitli çalışmalar, substrat sertliğinden mekanik sinyal vermenin hücre farklılaşmasında rol oynadığını ileri sürtünmektedir13,14. Örneğin, önceki çalışmalar, beyin dokusununkine benzer bir sertliğe sahip yumuşak substratlarda yetişen mezenkimal kök hücrelerin (MSC'ler) nöronal hücre farklılaşmasına neden olduğunu göstermiştir15,16. Bununla birlikte, daha fazla MSC, kas sertliğini taklit eden 8-17 kPa substratlarında büyüdüğünde miyosit benzeri hücrelere farklılık sağlarken, MSC'ler sert substratlar üzerinde kültürlendiğinde osteoblast benzeri farklılaşma gözlenmiştir (25-40 kPa)15,16. Mekanotransdüksiyonun önemi, kanser, kardiyovasküler hastalıklar ve osteoporoz17 , 18,19dahil olmak üzere ciddi gelişimsel kusurlara ve hastalıklara yol açabilecek mekanik sinyal yollarındaki düzensizlikler ve anormallikler ile vurgulanır. Kanserlerde normal meme dokusu yumuşaktır ve meme kanseri riski artar Sert ve yoğun meme dokusunda, meme tümörlerine daha çok benzeyen bir ortam15. Bu bilgi birikimi ile, mekanik sinyalizasyonun NCC gelişimi üzerindeki etkileri, bir in vitro sistem aracılığıyla substrat sertliğinin basit manipülasyonu ile incelenebilir ve NC ile ilgili hastalığın ilerlemesinin ve etiyolojisinin temellerini anlamada daha fazla avantaj ve olasılık sağlar.
NCC'lerdeki mekanik sinyallerin etkisini incelemek için, daha önce yayınlanan yöntemlerin optimizasyonuna ve NCC'lerin farklı mekanik sinyallere verdiği yanıtların değerlendirilmesine dayanan NCC'ler için verimli bir in vitro sistem kurduk20,21. NCC'lerde mekanik sinyalizasyonun etkisinin farklı hidrojel sertliği hazırlanması ve değerlendirilmesi için ayrıntılı bir protokol sağlanmıştır. Bunu başarmak için, O9-1 NCC'ler sert ve yumuşak hidrojellere yanıt olarak etkileri ve değişiklikleri incelemek için NC modeli olarak kullanılır. O9-1 NCC'ler, 8.5. günde fare embriyosundan (E) izole edilmiş kararlı bir NC hücre hattıdır. O9-1 NCC'ler, tanımlanmış farklılaşma ortamı22'deçeşitli NC türevli hücre türlerine farklılaşabildiğinden, NCC'leri in vivo olarak taklit eder. NCC'lerin mekanik sinyallerini incelemek için, istenen sertliği elde etmek için çeşitli akrilamid ve bis-akrilamid çözelti konsantrasyonlarından ayarlanabilir elastikiyetli bir matris substratı imal edildi, biyolojik substrat sertliği20 , 21,23ile ilişkili. NCC'ler, özellikle O9-1 hücreleri için matris substrat koşullarını optimize etmek için, daha önce yayınlanan protokol20'dendeğişiklikler yapıldı. Bu protokolde yapılan bir değişiklik, kollajen I'deki hidrojelleri kuluçkaya yatırmaktı, bir gecede 50 mM HEPES yerine% 0.2 asetik asitle seyreltildi. Asetik asidin düşük pH'ı homojen bir dağılıma ve daha yüksek kollajen I bünyesine yol açar, böylece ECM proteininin daha düzgün bir şekilde bağlanmasına izin verir24. Ek olarak, hidrojelleri inkübatörde depolamadan önce, fosfat tampon salininde (PBS) sırasıyla% 10 ve% 5 konsantrasyonlarında at serumu ve fetal sığır serumu (FBS) kombinasyonu kullanılmıştır. At serumu, % 1025konsantrasyonda hücre çoğalmasını ve farklılaşmayı teşvik etme yeteneği nedeniyle FBS'ye ek bir takviye olarak kullanılmıştır.
Bu yöntemle, NCC'lerin büyümesi ve hayatta kalması için doğru bir in vitro ortam oluşturmak için ECM protein kaplaması (örneğin, Kollajen I) tarafından biyolojik bir ortam taklit edildi20,21. Hazırlanan hidrojellerin sertliği, elastik modül26'yıtasvir etmek için iyi bilinen bir teknik olan atomik kuvvet mikroskopisi (AFM) ile nicel olarak analiz edildi. Farklı sertlik seviyelerinin NCC'ler üzerindeki etkisini incelemek için, vahşi tip O9-1 hücreleri, substrat sertliğindeki değişikliklere yanıt olarak hücre yapışması ve morfolojilerindeki farklılıkları göstermek için filamentli aktilona (F-actin) karşı immünofluoresans (IF) lekelenmesi için hidrojeller üzerinde kültürlendi ve hazırlandı. Bu in vitro sistemi kullanan araştırmacılar, NCC'lerdeki mekanik sinyallemenin rollerini ve diğer kimyasal sinyallerle etkileşimini inceleyerek NCC'ler ve mekanik sinyaller arasındaki ilişkiyi daha derinlemesine anlayabilecekler.

<table><tbody><tr><td>12 mm #1 Corning 0211 Cam Lamel</td><td>Chemglass Yaşam Bilimleri</td><td>CLS-1763-012</td><td></td></tr><tr><td>%2 Bis-Akrilamid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1533</td><td></td></tr><tr><td>24 kuyulu plaka</td><td>Greiner Bio-one</td><td>662165</td><td></td></tr><tr><td>25 mm #1 Corning 0211 Cam Lamel</td><td>Chemglass Yaşam Bilimleri</td><td>CLS-1763-025</td><td></td></tr><tr><td>3-aminopropil trietoksisilan (APTS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A3648</td><td></td></tr><tr><td>4 oyuklu hücre kültürü plakası</td><td>Thermo Scientific</td><td>179830</td><td></td></tr><tr><td>%4 Paraformaldehit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>J61899-AP</td><td></td></tr><tr><td>%40 Akrilamid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A4058</td><td></td></tr><tr><td>%50 glutaraldehit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7651</td><td></td></tr><tr><td>6 oyuklu hücre kültürü plakası</td><td>Greiner Bio-one</td><td>657160</td><td></td></tr><tr><td>AFM konsol (küresel boncuk)</td> <td>Novascan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AFM yazılımı</td><td>Katalizör NanoScope</td><td></td><td>Model: 8.15 SR3R1</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Phalloidin</td><td>Thermo Fisher</td><td>A12379</td><td></td></tr><tr><td>Amonyum Persülfat (APS)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>248614</td><td>Toz</td></tr><tr><td>anti-AP-2 ve alfa; Antikor</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-12726</td><td></td></tr><tr><td>anti-Vinculin antikoru</td><td>Abcam</td><td>ab129002</td><td></td></tr><tr><td>Atomik Kuvvet Mikroskobu (AFM) Biyoskop Katalizörü</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kollajen tip I (100mg)</td> <td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>DAPI (4 ',6-Diamidino-2-Fenilindol, Dihidroklorür)</td> <td>Thermo Fisher</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Diklorometilsilan (DCMS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>440272</td><td></td></tr><tr><td>Eşek serumu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D9663</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco'nun Modifiye Kartal Ortamı (DMEM)</td><td>Corning</td><td>10-017-CV</td><td></td></tr><tr><td>Fetal sığır serumu (FBS)</td><td>Corning</td><td>35-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Floresan mikroskobu</td><td>Leica</td><td></td><td>Model DMi8</td></tr><tr><td>Fluoromount-G montajı orta</td><td>SouthernBiotech</td><td>0100-35</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3375</td><td>Toz</td></tr><tr><td>At serumu</td><td>Corning</td><td>35-030-CI</td><td></td></tr><tr><td>iScript Ters Transkripsiyon Supermix</td><td>Bio-Rad</td><td>1708841</td><td></td></tr><tr><td>Penisilin-Streptomisin antibiyotik</td><td>Thermo Fisher</td><td>15140148</td><td></td></tr><tr><td>RNeasy mikro kiti</td><td>Qiagen</td><td>74004</td><td></td></tr><tr><td>Steril 1x PBS</td><td>Hidroklon</td><td>SH30256.02</td><td></td></tr><tr><td>Steril deiyonize su</td><td>Hardy Diagnostics</td><td>U284</td><td></td></tr><tr><td>sülfo-SANPAH</td><td>Thermo Fisher</td><td>22589</td><td></td></tr><tr><td>SYBR yeşil</td><td>Uygulamalı Biyosistemler</td><td>4472908</td><td></td></tr><tr><td>TEMED</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T9281</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Ara 20</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9416</td><td></td></tr></tbody></table>

nöral kret hücrelerindeki mekanik sinyalleri İncelemek İçin optimize edilmiş bir o9-1/hydrogel sistemi

An Optimized O9-1/Hydrogel System for Studying Mechanical Signals in Neural Crest Cells

Nöral kret hücreleri (NCC'ler), çeşitli organ ve dokulara yol açan çok çeşitli hücre tiplerine göç ürebilen ve farklılaşabilen omurgalı embriyonik multipotent hücrelerdir. Doku sertliği, NCC farklılaşmasında kritik bir rol oynayan fiziksel bir işaret olan mekanik kuvvet üretir; ancak mekanizma belirsizliğini koruyor. Burada açıklanan yöntem, değişen sertlikteki poliakrilamid hidrojellerin optimize edilmiş üretimi, bu sertliğin doğru ölçümü ve vivo NCC'leri taklit eden bir NCC hattı olan O9-1 hücrelerindeki mekanik sinyallerin etkisinin değerlendirilmesi için ayrıntılı bilgi sağlar.
Hidrojel sertliği atomik kuvvet mikroskopisi (AFM) kullanılarak ölçüldü ve buna bağlı olarak farklı sertlik seviyeleri belirtildi. Değişen sertlikte hidrojeller üzerinde kültürlenen O9-1 NCC'ler, mekanik sinyal değişikliklerinin neden olduğu çeşitli biyolojik etkilere işaret eden farklı hücre morfolojisi ve stres liflerinin gen ekspresyonunun farklı olduğunu göstermiştir. Dahası, bu, hidrojel sertliğinin değiştirilmesinin, jel sertliğini değiştirerek ve NCC'lerdeki moleküler ve genetik regülasyonu analiz ederek mekanik sinyali manipüle etmek için etkili bir in vitro sistemle sonuçlendiğini ortaya çıkarmıştır. Bu nedenle, bu in vitro sistem, NCC'lerde mekanik sinyalin rolünü ve kimyasal sinyallerle etkileşimini incelemek için güçlü bir araçtır, bu da araştırmacıların sinirsel tepe gelişimi ve hastalıklarının moleküler ve genetik mekanizmalarını daha iyi anlamalarına yardımcı olacaktır.

AFM ve Hertz modeli ile hidrojel hazırlama ve sertlik değerlendirmesi Burada akrilamid ve bis-akrilamid oranını düzenleyerek değişen sertlikte poliakrilamid hidrojeller üretmek için ayrıntılı bir protokol sağlanmaktadır. Bununla birlikte, poliakrilamid hidrojeller ECM proteinlerinin eksikliği nedeniyle hücrelerin yapıştırılmasına hazır değildir. Böylece, bir bağlayıcı olarak hareket eden sulfo-SANPAH, UV aktivasyonundan sonra sülfo-SANPAH'taki N-hidroksisuçinid ester yoluyla ECM proteinlerini...

Çok güçlü O9-1 nöral kret hücreleri ve değişen sertlikteki poliakrilamid hidrojeller kullanılarak in vitro mekanik sinyallerin incelenmesi için ayrıntılı adım adım protokoller burada açıklanmıştır.

Nöral Kret Hücrelerindeki Mekanik Sinyalleri İncelemek İçin Optimize Edilmiş Bir O9-1/Hydrogel Sistemi

Neural crest cells (NCCs) are vertebrate embryonic multipotent cells that can migrate and differentiate into a wide array of cell types that give rise to ...

Yöntem, nöral kret hücrelerinin mekanik sinyallerinin ve kimyasal sinyallerle etkileşiminin incelenmesine yardımcı olur. Ayrıca hastalıklarda nöral kret gelişiminin moleküler ve genetik mekanizmalarına yardımcı olabilir. Cam kapak kaymalarını aktarmak en zor olanıdır, bu nedenle kırılmalarını ve düşmelerini önlemek için yavaşça ve dikkatlice aktarın.Prosedürü gösteren ben ve laboratuvarımdan doktora sonrası bir adam olan Dr. Sherry Zhao olacak. İstediğiniz sayıda cam kapak fişini bir laboratuvar mendili parçasına yerleştirerek başlayın. Daha sonra her kapak kaymasını alkol yakıcının alevinden ileri geri geçirerek sterilize edin.Kapak kaydığında, 12 milimetrelik kapak kaymasını yaklaşık 200 mikrolitre ve 25 milimetre kapak kaymasını 800 mikrolitre 0,1 molar sodyum hidroksit ile örtün. Beş dakika sonra, sodyum hidroksit aspire edin ve kapak kaymalarının eşit bir film oluşturmak için beş dakika boyunca kurumasını bekleyin. Kapak kaymaları kuruduktan sonra, 12 milimetrelik bir kapak kaymasına yaklaşık 18 mikrolitre aminopropil triethoxysilane veya APTS ve 25 milimetrelik kapak kaymasına 150 mikrolitre APTS ekleyin.Artık APTS'nin beş dakika kurumasını sağlamak için APTS'ye erişim apireti yapın. Daha sonra, kapak kaymalarını her seferinde beş dakika steril deiyonize suya batırarak üç kez durulayın. Yıkanmış kapak kaymalarını, reaktif tarafı yukarı bakacak şekilde taze bir Petri kabına taşıyın.Ve kapak kaymalarını 30 dakika boyunca yeterli% 0.5 glutaraldehit içine batırarak tedavi edin. Glutaraldehiti aspire ettikten sonra, kapak kaymalarını üç dakika boyunca deiyonize suyla bir kez durulayın ve kapak kaymalarını reaktif tarafı yukarı bakacak şekilde kurulayın. Silikon kaplı kapak kaymalarını hazırlamak için, aminosilane kaplı kapak kaymaları para filmi ile kaplı bir Petri kabına kaydığı için eşit sayıda kapak kayması yerleştirin.Daha sonra, 12 milimetrelik kapak kaymalarını 40 mikrolitre ve 25 milimetre kapak kaymalarını 150 mikrolitre dikloromethane silane veya DCMS ile beş dakika boyunca tedavi edin. Reaktif kapak kaymalarını laboratuvar silme işlemine yüzüstü yerleştirmeden önce kapak kaymalarını steril deiyonize suyla bir dakika boyunca yıkayın. Hidrojelleri hazırlamak için pipet, kurutulmuş aminosilane kaplı kapak kaymalarına taze hazırlanmış akrilamid jel çözeltisi.Kavisli cımbız kullanarak, DCMS işlem görmüş kapak fişini jel çözeltisinin üzerine derhal aktarın ve işlenmiş taraf jel çözeltiye dokunur, böylece jel çözeltisini iki kapak kayması arasında değiştirin. Jel polimerize edildikten sonra, DCMS işlem görmüş kapak kaymasını kavisli cımbızla ayırın ve jeli aminosilane kaplı kapak kaymasına bağlı bırakın. Daha sonra, 12 milimetrelik kapak kaymasını önceden belirlenmiş 4 kuyulu veya 24 kuyulu bir plaka ile 500 mikrolitre steril PBS veya deiyonize su ile kaplanmış ve 25 milimetrelik kapak kaymasını 30 dakika boyunca iki mililitre steril PBS veya deiyonize su ile kaplı 6 kuyulu bir plakaya batırın.Fazla akrilamid çözeltisini çıkardıktan sonra, hidrojelleri steril PBS veya deiyonize suda oda sıcaklığında 30 dakika saklayın. Daha sonra, jeli tamamen örtmek için Sulfo-succinimydyl veya Sulfo-SUNPAH çözeltisi eklemeden önce kuyu plakasından PBS veya deiyonize su epire edin. Ve çözeltili jelleri 10 dakika boyunca açık 15 watt, 365 nanometre ultraviyole ışığın altına yerleştirin.Plakayı yatırarak çözelti başına mümkün olduğunca Sulfo-SANPAH toplayın. Ve sonra jeli 15 milimolar HEPES ile iki ila üç kez yıkayın. Hidrojel içeren her kuyuya mililitre başına 15 miligram ekleyin Kollajen 1% 0.2 asetik asitte seyreltilmiş.Ve jelleri bir gecede 37 santigrat derece ve %5 karbondioksitle kuluçkaya yatır. Ertesi gün, hidrojelleri% 10 at serumu ve 37 Santigrat'ta% 5 FBS ve% 5 karbondioksit içeren PBS ile kuluçkaya yatırmadan önce el yazmasında açıklandığı gibi yıkamayı gerçekleştirin. İki saatlik inkübasyondan sonra, her kuyuya%10 FBS ve %1 penisilin streptomisi ile 500 mikrolitre steril filtreli DMEM ekleyin ve jelleri 37 santigrat derece ve% 5 karbondioksitte saklayın.Hücre kültürü hazır olduğunda, bazell ortamında santimetre başına yaklaşık 1,5 çarpı 10 ila dördüncü 09-1 hücreyi plakalayın. Doğrudan tabağa yetiştirilen hücrelerden gelen yanlış sinyalleri en aza indirmek için kapak kaymalarını yeni bir tabağa taşımak için cımbız kullanın. Daha sonra, 500 mikrolitre %4 paraformaldehit kullanarak hücreleri oda sıcaklığında %0,1 Triton X-100'lük 500 mikrolitre ile tedavi etmeden önce 10 dakika sabitleyin.15 dakika sonra, % 10 eşek serumunun 250 mikrolitresi ile hücreleri gezdirin. F-actin hücrelerini% 10 eşek serumunun 250 mikrolitresinde 1 ila 400 seyreltmede felodipinin ile lekeleyin, ardından 10 dakika boyunca DAPI ile inkübasyon yapın. Her kuyuya üç ila dört damla montaj ortamı eklemeden önce hücreleri PBS ile iki dakika yıkayın.Floresan mikroskopta, hidrojel numune başına en az üç rastgele karenin görüntülerini yakalayın ve bireysel ve birleştirilmiş kanallar üretin. Hidrojelin atomik kuvvet mikroskopisi veya AFM yoluyla sertlik değerlendirmesinde, AFM probundan gerekli kuvvet daha az olduğu için kuvvet eğrisinin eğimi yumuşak hidrojeller için yumuşaktı. Bununla birlikte, sert hidrojellerde, üretilen eğim çok daha dikti.AFM ölçümleri daha sonra Young'ın kilopaskallerdeki elastik modülünden hidrojellerin ortalama sertliğini hesaplamak için kullanıldı. P19 ve 09-1 hücrelerinin büyüme özellikleri bir kilopaskal ve 40 kilopaskal hidrojel kontrol ve modifiye jel sistemlerinde gözlendi. Orijinal jel sistemlerinde yetişen 09-1 hücreleri daha fazla sayıda ölü hücre ile sonuçlandı.Buna karşılık modifiye jel sistemlerinde yetişen 09-1 hücreleri sağlıklı hücre büyümesi ve minimum yuvarlak hücrelerle belirtilen az hücre destesi ile hidrojel substrata yeterli bağlanma gösterdi. Her iki hidrojel sistemde de kaplanmış P19 hücreleri, yuvarlak yüzen hücrelerin fazlalığını ve hücre substrat ataşmanlarının eksikliğini gösterdi. Nöral kret hücrelerinin veya NCC'lerin modifiye hidrojel sistemi ile uyumluluğu AP-2 için immünoflooresan boyama ile değerlendirildi.Modifiye hidrojel sistem üzerine kaplanmış 09-1 hücrede AP-2 ekspresyonunda anlamlı bir artış gözlenmiştir. Ek olarak, 09-1 hücreleri, stres liflerinin değişen miktarları aracılığıyla düşük veya yüksek sertlikteki hidrojellere dayanan farklı morfolojiler sergiledi. 40 kilopaskal hidrojel üzerinde yetiştirilen 09-1 hücredeki anti-vinkülin ekspresykülü, daha yumuşak substratlarda yetişen hücrelerin sert substrattan minimum odak ekleme kompleksleri oluşturduğunu yansıtan bir kilopaskal hidrojelde yetişenlerden daha yüksekti.Akrilamidler hücreler için toksik olduğu için hidrojellerin polimerizasyonu için uygun bekleme süresi çok önemlidir. Daha iyi sonuçlar elde etmek için hidrojelleri PBS veya deiyonize suya en az 30 dakika batırın.

an-optimized-o9-1hydrogel-system-for-studying-mechanical-signals

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Gelişim Biyolojisi

Biz yeni bir agaroz jel tabanlı mikroakışkan cihaz kullanarak nöral kök hücreler (NSC'lerde) motilite epidermal büyüme faktörü reseptörleri (EGFR) aşırı ifade artırdığını göstermektedir. Bu teknoloji, insan sinir kök hücreleri gibi hücre kaynakları kıt olan diğer memeli hücre sistemleri, kolayca adapte olabilir ve zaman etrafında dönüş kritik öneme sahiptir.

Nöral Kök Hücre Motilite değerlendirilmesi Agaroz Jel tabanlı mikroakışkan Cihaz Kullanımı

Bu videoda, hücre iskeleti organizasyonunu görselleştirmek ve analiz etmek için değişen sertlikteki hidrojeller üzerinde kültürlenen nöral krest hücrelerinin falloidin boyamasını göstermek için floresan mikroskobu kullanarak floresan boyama gerçekleştirme prosedürünü açıklıyoruz.

Değişen sertlikteki hidrojeller üzerinde kültürlenen nöral krest hücrelerinin floresan boyanması

Biz minimum maliyetle veya uzmanlık ECM proteinlerinin doğrudan bağlanma sağlar hidroksi-PAAm adında yeni bir poliakrilamid hidrojel, sunuyoruz. Microcontact baskı hücresel mechanostransduction eğitim için doğal hücre mikroçevresinin birçok ipuçlarının bağımsız kontrolünü kolaylaştırır ile hidroksi-PAAm kombinasyonu hidrojellerinin.

Mechanotransduction Cues Etkileri Ayırma için Hidroksi-PAAm Hidrojeller hazırlanması

Biz kendi kendine montajı, üç boyutlu demetleri boyuna hizalanmış astrositik somata ve süreçlerin bir roman biomaterial encasement içindeki gelişimi vitrin. Bunlar "yaşam iskele santimetre uzunluğunda, genişletme hizmet edebilir henüz test-yatak nörogelişimsel mekanizmaları incelemek veya yönetmenlik nöronal göç ve/veya aksonal neuroregeneration kolaylaştırmak için mikron çaplı çapı sergileyen", mühendislik kılavuz.

Astrocyte ağlar gelişimsel mekanizmaları özetlemek ve sinir sistemi yeniden oluşturma işlemi kolaylaştırmak için tasarlanmış üç boyutlu doku uyumlu

Burada, biz fare 3D kültür için bir protokol beyin kaynaklı glia hücreleri, astrocytes, microglia ve oligodendrocytes de dahil olmak üzere mevcut. Biz birincil hücre kültürü, methacrylated hyaluronik asit (HAMA) hidrojel sentezi, HAMAphoto polimerizasyon ve hücre saklamasını ve confocal ve tarama elektron mikroskobik görüntüleme için işleme örnek göstermektedir.

Geliştirilmiş 3D hidrojel Neuroinflammation Vitro modelleme için birincil gliyal hücreler kültürleri

Bu iletişim kuralı bir fizyolojik alakalı, basınçlı sıvı yaklaşım varicosities nöronlar içinde hızlı ve geri dönüşümlü indüksiyon için açıklar.

Varisler oluşumu ve kurtarma merkezi nöron aksonlar içinde çalışmak için bir Microbiomechanical sistemi

O9-1 multipotent fare nöral crest hücre çizgidir. Burada O9-1 hücre kültürü çalışmalarının, O9-1 hücreleri belirli hücre türleri ayırt ve genetik olarak siRNA aracılı nakavt veya CRISPR-Cas9 genom düzenleme kullanarak O9-1 hücreleri manipüle ayrıntılı adım adım iletişim kuralları açıklar.

Kültür ve manipülasyon O9-1 nöral Crest hücre

Burada, 3D matrislerde büyüyen akons davranışlarını analiz etmek, doğal gelişimini taklit etmek için bir yöntem sağlıyoruz.

Sinir sistemi gelişimi sırasında axonal büyüme ve davranışı analiz etmek için 3-b kollajen bazlı hydrogels üretimi

Bu protokol, öncelikle hücre göçü çalışmaları için fare modellerinden kranial nöral krest hücrelerinin diseksiyon ve kültürünü açıklar. Kullanılan canlı görüntüleme tekniklerini ve hız ve hücre şekli değişikliklerinin analizini anlatıyoruz.

Nöral Krest Hücre Delaminasyonu ve Göçü Çalışması İçin Fareden Birincil Kranial Nöral Krest Hücrelerinin Diseksiyonu, Kültürü ve Analizi

Bu metodoloji, substrat sertliği, protein bileşimi ve hücre morfolojisi gibi hücre dışı matris ipuçlarının Schwann hücresi (SC) fenotipini düzenleyen mekanizmalarını göstermeyi amaçlamaktadır.

Schwann Hücre Fenotip Spesifikasyonunu Değerlendirmek Için Hücre Dışı Matriks Mikroortamlarının Hazırlanması

Bu protokol, nöral krest hücrelerinin hyaluronan bakımından zengin hücre dışı matrise in vivo göçünde rol oynayan moleküllerin fonksiyonel analizi için uygun bir in vitro migrasyon deneyini özetlemektedir.

In Vitro Hyaluronan Bakımından Zengin Hücre Dışı Matriksin Nöral Kret Hücre Migrasyonu Üzerine Etkilerinin İncelenmesi

Öğrenin, O9-1 nöral kret hücrelerinde mekanik sinyalleri ve kimyasal sinyallerle etkileşimlerini incelemek için poliakrilamid hidrojel sistemini nasıl kullanacağınızı. Bu yöntem, hücre davranışlarını ve gelişim mekanizmalarını anlamada araştırmacılara yardımcı olur.

Nöral Kret Hücrelerindeki Mekanik Sinyalleri İncelemek İçin Optimize Edilmiş Bir O9-1/Hydrogel Sistemi

Daha fazla video keşfet