Name: Fare Yara Modelleri ve Tek Hücreli Süspansiyonların Hazırlanması (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-09-27T12:55:00.000+00:00
Duration: 4 min 3 s
Description: Öğrenin fare yara modelleri oluşturma ve tek hücreli süspansiyon hazırlama yöntemlerini. MSC kaynaklı ekstraselüler veziküllerin yara iyileşmesindeki rolünü inceleyen bu teknik, hücresel canlılığı koruyarak detaylı analizler sağlar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu araştırma, Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı tarafından finanse edilmiştir (#82373494).

Tüm prosedürler, Çin'deki Çin PLA Genel Hastanesi Yedinci Tıp Merkezi'nin Etik Komitesi tarafından onaylandı. 6 haftalık erkek C57/BL6 fareler kullanıldı. 
1. Fare yara iyileşme modeli
<ol>
	<li>Hayvan gruplaması
	<ol>
		<li>Fareleri rastgele deney ve kontrol gruplarına atayın (her biri 6 adet). Ev fareleri, 23-25 °C'de tutulan sıcaklık, %50-60 nem ve 12 saatlik aydınlık-karanlık döngüsü ile belirli bir patojen içermeyen (SPF) hayvan tesisinde.</li>
		<li>Farelere standart yiyeceklere ve otoklavlanmış musluk suyuna sınırsız erişim sağlayın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ameliyat öncesi hazırlık
	<ol>
		<li>Bir sınırlayıcı kullanarak veya fareyi yüzüstü konumda güvenli bir şekilde tutarak fareyi nazikçe tutun. Şırıngaya, 0.1 mL / 20 g vücut ağırlığı dozunda uygulanan, oda sıcaklığına geri getirilmiş% 1 pentobarbital sodyum yükleyin. 
		NOT:% 1 pentobarbital sodyum çözeltisi karanlık bir ortamda 4 ° C'de saklanmalıdır.</li>
		<li>Farenin karnını alkollü pamuklu çubuklarla temizleyin. Şırıngayı karnın içine hafif bir açıyla yerleştirin. Mesaneye veya bağırsaklara yanlışlıkla uygulanmasını önlemek için enjeksiyondan önce aspire edin. 10 dakika bekleyin.</li>
		<li>Fare seğirmeyi durdurduktan ve artık uyaranlara yanıt vermedikten sonra, kuruluğu önlemek için her iki göze de beyaz vazelin uygulayın. Daha uzun sırt kürkünü kesmek için bir tıraş makinesi kullanın.</li>
		<li>Sırtınıza tüy dökücü krem sürün, 2 dakika bekleyin ve farenin cildine zarar vermemek için nemli gazlı bezle nazikçe silin. Tüy dökücü kremin uzun süre açık bırakılmadığından emin olun.</li>
		<li>Çevredeki cildi üç alternatif swab betadin ve% 70 alkol ile nazikçe dezenfekte edin.</li>
		<li>Otoklav cilt biyopsisi zımbası, makas, forseps ve sterilizasyon için diğer aletler. Steril bir çalışma alanı sağlayın. Sonraki ameliyatı yeni bir cerrahi bez üzerinde gerçekleştirin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tam kalınlıkta cilt eksizyonu 
	NOT: Yara iyileşmesi için tedavinin etkinliğini değerlendirmek için yara ateli modeli kullanıldı.
	<ol>
		<li>Kalıcı bir işaretleyici kullanarak, farenin sırt bölgesinin üst orta alanını 8 mm çapında bir daire ile işaretleyin.</li>
		<li>Temiz forseps kullanarak sırt derisini kaldırın ve ince cerrahi makas kullanarak ilk kesimi yapın. İlk kesimin ardından, kısmen çıkarılan cilt bölgesini forseps kullanarak tutun ve işaretli daireleri dikkatlice kesin.</li>
		<li>Özel olarak tasarlanmış paslanmaz çelik bir halka kullanın (iç çap 15 mm, dış çap 18 mm). Metal halkayı 5-0 emilmeyen dikişlerle kesi yerinin çevresine dikin, kesi yeri derisinin kasılmasını önleyin (Şekil 1A). Paslanmayı ve deformasyonu önlemek için halka malzemesi olarak paslanmaz çelik kullanın.</li>
		<li>Ameliyat sonrası ağrıyı tedavi etmek için yaranın yakınına tek bir 0.1 mL deri altı %10 buprenorfin hidroklorür seyreltme enjeksiyonu uygulayın.</li>
		<li>Tek tek kafesleri temizlemek için fareyi yeniden tanıtın. Fareyi yüzüstü pozisyona getirin. Fare bilincini geri kazanmadan önce fareyi gözetimsiz bırakmayın.</li>
		<li>Adım 1.2'de anlatıldığı gibi anesteziyi takiben yara boyutunu ölçmek için her 2 günde bir fare yarasını gözlemleyin ve fotoğraflayın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Biyopsi dokusu elde etmek için yara damgası işaretlemesi
	<ol>
		<li>Adım 1.1 ve 1.2'de açıklandığı gibi deneye hazırlanın.</li>
		<li>Daire çapı 8 mm ve kare kenar uzunluğu 10 mm olan özelleştirilmiş fare sargısı işaretleme damgaları oluşturun (Şekil 1B).</li>
		<li>Fareyi yüzüstü pozisyonda konumlandırın ve sırt derisini alkollü pamuklu çubuklarla dezenfekte edin. Damgayı mürekkebe batırın. Farenin sırtının üst-orta kısmına damga ile bir işaret yapın.</li>
		<li>Kas tabakasını tamamen açığa çıkararak cerrahi makas kullanarak sırtın tüm cilt tabakasını dairesel işaret boyunca dikkatlice çıkarın. Yaranın durumuna müdahale etmemek için yarayı pansuman yapmadan açık bırakın. Fareyi temiz ve dezenfekte edilmiş bir ortama yerleştirerek ve yaranın doğal olarak bir kabuk oluşturmasına izin vererek yaranın sterilitesini koruyun.</li>
		<li>Ameliyat sonrası ağrıyı tedavi etmek için yaranın yakınına tek bir 0.1 mL deri altı %10 buprenorfin hidroklorür seyreltme enjeksiyonu uygulayın.</li>
		<li>Tek tek kafesleri temizlemek için fareyi yeniden tanıtın. Fareyi yüzüstü pozisyona getirin. Fare bilincini geri kazanmadan önce fareyi gözetimsiz bırakmayın.</li>
		<li>Adım 1.2'de anlatıldığı gibi anesteziyi takiben yara boyutunu ölçmek için her 2 günde bir fare yarasını gözlemleyin ve fotoğraflayın.</li>
		<li>Tedavi uygulamasını 1.4'te tarif edildiği gibi gerçekleştirin</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tedavi uygulaması
	<ol>
		<li>Fare bilincini geri kazandıktan 4 saat sonra, 1.2.2-1.2.3 adımlarında anlatıldığı gibi anestezi uygulayın.</li>
		<li>İstenilen tedaviyi deri altına enjekte edin, burada tedavi grubu için insizyon bölgesi çevresinde 200 μL PBS içinde çözülmüş 100 μg insan göbek kordonu mezenkimal kök hücre türevi eksozom (hucMSC-Exo).</li>
		<li>Kontrol grubu için insizyon bölgesinin etrafına deri altından 200 μL PBS enjekte edin.</li>
		<li>1.5.2 ve 1.5.3 adımlarını 14 güne kadar her iki günde bir tekrarlayın. Enjeksiyon bölgesinde herhangi bir şişlik, kızarıklık veya enfeksiyon belirtisi olup olmadığını kontrol edin.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Tek hücreli RNA dizilimi için hazırlık
<ol>
	<li>Doku toplama ve hazırlama
	<ol>
		<li>Anesteziyi adım 1.2.2-1.2.3'te anlatıldığı gibi gerçekleştirin.</li>
		<li>Temiz forseps kullanarak sırt derisini kaldırın ve kabukları çıkarın. Yaranın yakınındaki cildi yaklaşık 2cm2 kesin, yağ dokusunu ve büyük kan damarlarını kesin.</li>
		<li>Steril forseps ile deri biyopsisini önceden soğutulmuş 4 mL PBS ile doldurulmuş 6 oyuklu bir plakanın kuyusuna aktarın.</li>
		<li>Biyopsiyi görünür kan kalmayana kadar 4 mL PBS ile doldurulmuş yeni kuyucuklara (6 oyuklu plaka) sırayla aktararak PBS ile yıkayın.</li>
		<li>Cildi bir neşter ile yaklaşık 2 mm büyüklüğünde parçalar halinde kesin, daha fazla% 0.04 BSA içeren DPBS'de yıkayın ve kalıntıları temizleyin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Enzimatik ayrışma (Şekil 2)
	<ol>
		<li>1 mL Kollajenaz I (10 mg / mL), 1 mL Kollajenaz IV (5 mg / mL), 1 mL Kollajenaz D + Dispas II (15 mg / mL), 1 mL DNaz I (5 mg / mL) ve 6 mL DPBS'yi sindirim solüsyonunu hazırlamak için steril bir konik tüpte birleştirin. Homojenliği sağlamak için bileşenleri iyice karıştırın.</li>
		<li>Sindirim solüsyonunu önceden ısıtmak için konik boruyu 10 dakika boyunca 37 °C'ye ayarlanmış bir su banyosuna yerleştirin.</li>
		<li>Dokuya 2.5 mL sindirim çözeltisi ekleyin ve 37 ° C'de 70 dakika sindirin, iyice karıştırmak için test tüpünü her 10 dakikada bir çevirin.</li>
		<li>Yıkama tamponu ile 70 μm'lik bir süzgeci önceden ıslatın (PBS'de %0,2 BSA). Ayrışmış hücreler ve artık doku parçaları dahil olmak üzere reaksiyon karışımını, süzgeç üzerinde 1 mL geniş delikli bir pipet ucu kullanarak aktarın.</li>
		<li>Bu karışımı önceden ıslatılmış 70 μm hücre süzgecinden 15 mL'lik bir santrifüj tüpüne süzün.</li>
		<li>Reaksiyon karışımını sindirilmiş doku ile 300 x g'da, oda sıcaklığında 5 dakika santrifüjleyin. Süpernatanı atın ve peleti (hücreleri) bir sonraki ayrışma adımı için saklayın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kırmızı kan hücresi parçalanması
	<ol>
		<li>Kırmızı kan hücresi lizis çözeltisini (10x) 1:10 oranında çift damıtılmış su ile seyreltin. Hücreleri konik bir tüpte 1: 10 oranında 1x kırmızı kan hücresi lizis çözeltisi ile seyreltin.</li>
		<li>Karışımı 5 saniye vorteksleyin, oda sıcaklığında 2 dakika inkübe edin ve ardından 5 dakika boyunca 300 x g'da santrifüjleyin. Süpernatanı aspire edin, hücreleri eşit hacimde DPBS'de yeniden süspanse edin ve buz üzerinde saklayın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Filtrasyon
	<ol>
		<li>Hücre süspansiyonunu alın ve 40 μm'lik bir süzgeçten geçirerek yeni bir konik tüpe süzün.</li>
		<li>Kalan hücrelerin toplanmasını sağlamak için tüpü 2x 4.5 mL RPMI (%10 FCS) ile durulayın.</li>
		<li>Hücre süspansiyonunu oda sıcaklığında 300 x g'da 5 dakika santrifüjlemeye devam edin.</li>
		<li>Süpernatanı atın, peleti hafifçe vurun ve hücreleri 50 μL% 0.04 BSA PBS'de geniş delikli uçlarla yeniden süspanse edin. Bu işlem boyunca hücreleri buz üzerinde tutun.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ölü hücre uzaklaştırma
	<ol>
		<li>1 adet bağlayıcı tampon elde etmek için ölü hücre temizleme kiti 20x stok tamponunu nükleaz içermeyen su ile 1:20 oranında karıştırın.</li>
		<li>Numuneyi 300 x g'da santrifüjleyin, süpernatanı çıkarın ve 60 mg cilt numunesi için 10 μL ölü hücre giderme mikro boncukları ekleyin.</li>
		<li>Oda sıcaklığında 15 dakika inkübe edin. 500 μL'ye ulaşana kadar stok tamponu ekleyin. Numuneyi kitte hazırlanan kolona yükleyin ve ayrıştırıcıya takın.</li>
		<li>Canlı hücreleri ayırmak için ayrıştırıcı programını çalıştırın. Program sona erdikten sonra, süspansiyonu 30 μm'lik bir filtreden süzün ve eşit hacimde D-PBS. ile seyreltin
		NOT: Damlama hızı gözle görülür şekilde yavaşlarsa, yabancı maddelerin gözenekleri tıkamasını ve hücre iyileşmesini etkilemesini önlemek için sütunu derhal değiştirin.</li>
		<li>Otomatik bir hücre sayacı kullanarak Akridin Portakal / Propidyum İyodür (AO / PI) boyama ve hücre sayımı gerçekleştirin. Aşağıdaki kabul kriterlerini kullanın: hücre canlılığı %85≥, hücre agregasyon oranı < %20 ve görünür kırmızı kan hücreleri veya hücre parçaları yok.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Çok dokulu ayrışma kiti için ayrışma prosedürü (Alternatif)
	<ol>
		<li>2.5 mL RPMI 1640, 100 μL Enzim D, 50 μL Enzim R ve 12.5 μL Enzim A1'i yumuşak bir MACS C tüpüne (Çoklu Doku Ayrışma Kitinden bileşenler) karıştırın.</li>
		<li>Dokuyu enzim karışımını içeren yumuşak MACS C tüpüne aktarın ve sıkıca kapatın.</li>
		<li>Tüpü 37 ° C'de 90 dakika boyunca bir su banyosuna yerleştirin ve ayrışma çözeltisine yeterli doku maruziyetini sağlamak için her 10 dakikada bir hafifçe ters çevirin.</li>
		<li>Ayrışma solüsyonunu atın ve dokuları DPBS ile yıkayın.</li>
		<li>Tek hücreli süspansiyonları sırayla 70 μm ve 40 μm hücre süzgeçlerinden geçirin ve 4 °C'de 300 x g'da 10 dakika santrifüjleyin.</li>
		<li>Adım 2.3 ile aynı prosedürü izleyerek kırmızı kan hücresi lizis reaktifini kullanarak kırmızı kan hücrelerini parçalayın.</li>
		<li>Adım 2.58'deki prosedürün aynısını izleyerek ölü hücre temizleme kitini kullanarak ölü hücreleri çıkarın.</li>
		<li>Otomatik bir hücre sayacı kullanarak AO/PI boyama ve hücre sayımı gerçekleştirin. Aşağıdaki kabul kriterlerini kullanın: hücre canlılığı %85≥, hücre agregasyon oranı < %20 ve görünür kırmızı kan hücreleri veya hücre parçaları yok.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Optimized Protocol for Mouse Wound Healing Model with Stem Cell-Derived Exosomes

<ol><li>Zomer, H. D., Trentin, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+wound+healing+in+humans+and+mice%3A+Challenges+in+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Dermatol+Sci%22%5BJournal%5D)">Skin wound healing in humans and mice: Challenges in translational research.</a> J Dermatol Sci. 90 (1), 3-12 (2018).</li>
<li>Wu, J., Landén, N. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+skin+wound+healing+using+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Meth+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Investigation of skin wound healing using a mouse model.</a> Meth Mol Biol. 2154, 239-247 (2020).</li>
<li>Reinke, J. M., Sorg, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+repair+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Wound repair and regeneration.</a> Eur Surg Res. 49 (1), 35-43 (2012).</li>
<li>Dunn, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+model+of+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine model of wound healing.</a> J Vis Exp. (75), e50265(2013).</li>
<li>Ganguli-Indra, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+cutaneous+wound+healing+assay+in+a+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Meth+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Protocol for cutaneous wound healing assay in a murine model.</a> Meth Mol Biol. 1210, 151-159 (2014).</li>
<li>Burja, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+tissue+dissociation+protocol+for+single-cell+rna+sequencing+analysis+of+fresh+and+cultured+human+skin+biopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">An optimized tissue dissociation protocol for single-cell rna sequencing analysis of fresh and cultured human skin biopsies.</a> Front Cell Dev Biol. 10, 872688(2022).</li>
<li>Levenberg, S., Ferreira, L. S., Chen-Konak, L., Kraehenbuehl, T. P., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+differentiation+and+characterization+of+vascular+cells+derived+from+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Isolation, differentiation and characterization of vascular cells derived from human embryonic stem cells.</a> Nat Protoc. 5 (6), 1115-1126 (2010).</li>
<li>Dead cell removal kit. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://static.miltenyibiotec.com/asset/150655405641/document_9ndq9pouph0pvf6lmr5osgv41s?content-disposition=inline">https://static.miltenyibiotec.com/asset/150655405641/document_9ndq9pouph0pvf6lmr5osgv41s?content-disposition=inline</a> (2015).</li>
<li>Chen, L., Mirza, R., Kwon, Y., Dipietro, L. A., Koh, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+murine+excisional+wound+model%3A+Contraction+revisited%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+Regen%22%5BJournal%5D)">The murine excisional wound model: Contraction revisited.</a> Wound Repair Regen. 23 (6), 874-877 (2015).</li>
<li>Rowland, M. B., Moore, P. E., Bui, C., Correll, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+wound+closure+in+mice+using+skin-punch+biopsy%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Assessing wound closure in mice using skin-punch biopsy.</a> STAR Protoc. 4 (1), 101989(2023).</li>
<li>Gao, C., Zhang, M., Chen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+comparison+of+two+single-cell+sequencing+platforms%3A+Bd+rhapsody+and+10x+genomics+chromium%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Genomics%22%5BJournal%5D)">The comparison of two single-cell sequencing platforms: Bd rhapsody and 10x genomics chromium.</a> Curr Genomics. 21 (8), 602-609 (2020).</li>
<li>Nguyen, Q. H., Pervolarakis, N., Nee, K., Kessenbrock, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+considerations+for+single-cell+rna+sequencing+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Experimental considerations for single-cell rna sequencing approaches.</a> Front Cell Dev Biol. 6, 108(2018).</li>
<li>Denisenko, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+assessment+of+tissue+dissociation+and+storage+biases+in+single-cell+and+single-nucleus+rna-seq+workflows%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Systematic assessment of tissue dissociation and storage biases in single-cell and single-nucleus rna-seq workflows.</a> Genome Biol. 21 (1), 130(2020).</li>
</ol>

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Protokolün başarısı için birkaç önemli adım gerekliydi. Bu adımlar, kapsamlı tıraş ve temizlik yoluyla yara bölgesinin hassas bir şekilde hazırlanmasını, belirli boyut ve derinlikte standartlaştırılmış yaralar oluşturulmasını ve enfeksiyonları izlemek ve uygun tedavileri uygulamak için yara sonrası özenli bakımı içeriyordu. Bu prosedürlerin standardizasyonu, deneysel koşullar arasında tutarlılığı sağladı ve böylece sonuçların güvenilirliğini ve tekrarlanabilirliğini artırdı10.
<p class="jove_c...

Fare, insanlara son derece homolog genetik dizilimi, hızlı üremesi, maliyet etkinliği ve yönetilebilir boyutu1 nedeniyle araştırmalarda yaygın olarak tanınan bir hayvan modelidir. Bununla birlikte, fareler ve insanlar arasında cilt yapısında farklılıklar vardır. Fareler, cildin kasılmasına katkıda bulunan ve bu türde yara iyileşmesinde çok önemli bir rol oynayan belirgin bir kutanöz zar tabakasına sahiptir. Buna karşılık, insan yara iyileşmesi öncelikle yeniden epitelizasyon ve granülasyon dokusu oluşumunu içerir1.
Deri yapısındaki bu türler arası farklılıklara rağmen, fare modeli yara onarımı araştırmalarında tercih edilen seçenek olmaya devam ediyor ve diğer hayvan modellerine kıyasla önemli önemini koruyor2,3. İnsan yara iyileşme süreçlerini taklit etmek için fare derisi kullanırken, etkileyen çeşitli faktörlerin dikkatli bir şekilde değerlendirilmesi önemlidir. Bu faktörler arasında cerrahi prosedürler için uygun bölgelerin seçilmesi, fare kılı folikül döngüsünün hesaba katılması ve kutanöz membran kasılmasının etkilerinin anlaşılması yer alır4,5. İlgili önlemlerin uygulanması, deneysel koşulları optimize etmek ve gözlemsel sonuçların doğruluğunu artırmak için hayati önem taşır.
Tek hücreli RNA dizilimi (scRNA-dizilimi), hücreleri geleneksel RNA dizilimine göre çok daha rafine bir seviyede sıralar ve minimum grup içi farklılıklarla numune kalitesi için çok daha yüksek bir gereksinime sahiptir. Stabil bir fare akut tam kalınlıkta cilt defekti modelini iyileştirmek için çok sayıda deney yapıldı. Bu deneyler, yara iyileşmesini kapsamlı bir şekilde değerlendirmek için literatürden yerleşik yöntemlerin ve yenilikçi yaklaşımların bir kombinasyonunu kullandı2,5. Yara iyileşme modelini geliştirmek için, yara onarımı ve rejenerasyonunun fizyolojik sürecini çoğaltmak için fare tam kalınlıkta cilt eksizyonu kullanıldı. Amacı, scRNA-seq kullanılarak çeşitli tedavilerin neden olduğu potansiyel değişiklikleri değerlendirmekti. Farelerden cilt dokusu ayrışması, tek hücreli süspansiyonların hazırlanması sırasında düşük hücre canlılığı ve yüksek agregasyon oranları dahil olmak üzere zorluklar ortaya çıkarır6. Bu zorluklar, cihaz tıkanması ve anormal hücre yakalama gibi sorunlara neden olabilir ve bu da veri kalitesini tehlikeye atabilir. Tek hücreli dizilemenin önemli maliyeti göz önüne alındığında, tek hücreli süspansiyonun kararlılığını ve güvenilirliğini sağlamak için birden fazla ön deney yapmak çok önemlidir. Bu çalışma, doku ayrışması için en uygun yaklaşımı belirlemek için karışık enzim ayrışmasının ve doku kiti ayrışma yönteminin etkinliğini değerlendirdi6,7. Bu çalışma, daha derinlemesine araştırmalar için sağlam bir temel oluşturmaktadır.

<table><tbody><tr><td>% 75 Alcolchol</td><td>Liuhe</td><td>JIUJING500ML</td><td></td></tr><tr><td>C57 / BL6J fareler</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kollajenaz D + Dispase II</td><td>Roche</td><td>11088858001</td><td></td></tr><tr><td>Kollajenaz I</td><td>Roche</td><td>5349907103</td><td></td></tr><tr><td>Kollajenaz IV</td><td>Roche</td><td>5267439001</td><td></td></tr><tr><td>Pamuklu Çubuklar</td><td>Haishi</td><td>MIANQIAN</td><td></td></tr><tr><td>Ölü Hücre Temizleme Kiti</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-10</td><td></td></tr><tr><td>DNase I</td><td>Roche</td><td>10104159001</td><td></td></tr><tr><td>gentleMAC Ayrıştırıcı</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-235</td><td></td></tr><tr><td>Tıbbi naylon iplik</td><td>Jinlong</td><td>HM507</td><td></td></tr><tr><td>Çoklu Doku Ayrışma Kiti 1</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-110-201</td><td></td></tr><tr><td>yumruk biyopsi iğnesi</td><td>Integra Miltex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>kırmızı kan hücresi lizis çözeltisi</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-094-183</td><td></td></tr><tr><td>Cerrahi Makas</td><td>Jinglu</td><td>JIANDAO</td><td></td></tr><tr><td>Beyaz vazelin</td><td>Shangyuan</td><td>BAIFANSHILIN</td><td></td></tr></tbody></table>

fare yara modelleri ve tek hücre süspansiyonlarının hazırlanması

Mouse Wound Models and Preparation of Single-Cell Suspensions

Akut tam kat deri yaralanmalarının yönetimi klinik uygulamada önemli bir zorluk teşkil etmektedir. Çeşitli hücre popülasyonlarını ve karmaşık yara mikro çevresini içeren yara iyileşmesinin karmaşıklığı, geleneksel deneysel yaklaşımlar kullanılarak tedavi etkilerinin ve bunların etkileşimlerinin değerlendirilmesini zorlaştırır. Tek hücreli transkriptom dizileme teknolojisi, yara iyileşmesi sırasında hücresel fonksiyonların ve mekanizmaların anlaşılmasında devrim yaratmıştır. Bununla birlikte, fare yara modelleri oluşturma metodolojilerindeki değişkenlik, deneysel sonuçları etkileyebilecek kafa karıştırıcı faktörleri ortaya çıkarmaktadır. Ayrıca, fare deri dokularını ayırma süreci, doğru transkriptom dizilimi için yüksek kaliteli tek hücreli süspansiyonlara olan kritik ihtiyacı vurgulayan önemli teknik engeller sunar. Bu nedenle, bu çalışma, sonraki sıralama sonucunu etkileyebilecek değişkenleri ortadan kaldırırken, yara kapanmasındaki değişiklikleri doğru bir şekilde değerlendirmek için fare yara modellerinin yapısını optimize etmeyi amaçlamaktadır. Ek olarak, tek hücreli süspansiyonların hazırlanması, maliyet ve etkinliği optimize etmek için hem enzim hazırlama protokolleri hem de test kiti protokolleri kullanılarak gerçekleştirildi.

Prosedürün birden fazla varyasyonu araştırılmıştır. Yara iyileşme sürecine minimum düzeyde müdahale ettikleri ve yara bütünlüğünü kaşınma ve dikiş gibi etkilerden korudukları için damgalama protokolleri tercih edilmiştir. Bu yaklaşımın amacı, sonraki sekanslama aşaması için tek hücre düzeyinde gürültü oluşmasını önlemektir. Farelerin her iki yanına yara oluşturulması, fare derisinin doğal elastikiyeti nedeniyle yara alanında belirgin farklılıklara yol açmıştır (Şekil 3A,B). ...

Bu çalışma iki önemli deneysel teknik sunmaktadır: yara kapanmasını değerlendirmek için bir murin yara modelinin oluşturulması ve hücresel canlılığı korumak için murin derisinden tek hücreli süspansiyonların hazırlanması.

Fare Yara Modelleri ve Tek Hücre Süspansiyonlarının Hazırlanması

The management of acute full-thickness skin injuries presents a considerable challenge in clinical practice. The complexity of wound healing, involving ...

mouse-wound-models-and-preparation-of-single-cell-suspensions

Research

JoVE Journal

Medicine

Tıp

Fare Yara Modelleri ve Tek Hücreli Süspansiyonların Hazırlanması 

Bu video gentleMACS Dissociator kullanarak fare dalak tek hücre süspansiyonları hazırlamak için otomatik doku ayrılma için basit, zaman tasarrufu sağlayan bir teknik açıklar.

Fare Dalak gentleMACS Dissociator Tek Hücreli Cezalar hazırlanması

Belirli doku tiplerinin hücreleri Dissociating doku aggitation için belirli parametreler uygulanabilir kültürlenebilen hücrelerinin yüksek ses elde etmek için gereklidir. Miltenyi gentleMACS Dissociator basit, pratik bir protokol ile bu görevi en iyi hale getirir. Bu yayında, nerual doku bu cihazların kullanımı açıklanmıştır.

Fare Sinir Doku Hücre Tek Cezalar Üretimi

Bu videoda, manyetik olarak aktive edilmiş hücre sıralaması kullanarak fare yavrusu beyinlerinden mikroglia da dahil olmak üzere CD11b hücrelerini izole etmek için bir protokol açıklıyoruz. Beyin dokuları, anti-CD11b antikor kaplı mikro boncuklarla inkübe edilen tek hücreli süspansiyonlar elde etmek için homojenize edilir, ardından CD11b+ hücre popülasyonunu saflaştırmak için manyetik sütun bazlı bir ayırma yapılır.

Mikroglia'nın Fare Yavrusu Beyinlerinden Manyetik İzolasyonu

Video, bir murin beyin dokusundan tek hücreli bir bağışıklık hücresi süspansiyonunun hazırlanmasını göstermektedir. Hücreleri beyin dokusundan serbest bırakmak için enzimatik sindirimi ve ardından tek hücreli süspansiyonu elde etmek için bağışıklık hücrelerini yoğunluklarına göre izole etmek için yoğunluk gradyanlı santrifüjlemeyi içerir.

Murin Beyin Dokusundan Tek Hücreli Bağışıklık Hücrelerinin Süspansiyonunun Hazırlanması

Cilt, karmaşık bir bağışıklık hücresi ağına ev sahipliği yapar. Tek hücreli bir süspansiyon elde etmek ve deride bulunan farklı lökosit popülasyonlarını akış sitometrisi ile analiz etmek için hayvanın vücudunun farklı bölgelerinden fare derisinin sindirimi için etkili bir metodoloji açıklıyoruz.

Farklı Fare Cilt Bölgelerinden sitoflüorimetrik analize için tek hücre süspansiyonları hazırlanması

Bu makalede nasıl fare embriyonik arka beyin bir model olarak tüm organ ve doku bölümü hazırlıklar gelişimsel neurogenesis eğitimi için kullanılabileceğini gösterir.

Embriyonik Neurogenesis çalışmak için bir Model olarak fare arka beyin

Fare retinalarından elde edilen Müller glia primer kültürleri, mikroRNA tedavisinden sonra retinal progenitör hücrelere glial dönüşümü incelemek için çok sağlam ve güvenilir bir araçtır. Tek moleküller veya kombinasyonlar, daha sonra in vivo yaklaşımların uygulanmasından önce test edilebilir.

MikroRNA Tedavisi Sonrası Murine Müller Glia'nın Rejenerasyon Potansiyelini İncelemek için Birincil Hücre Kültürleri

Akış sitometrisi gibi aşağı akış analizleri için tek hücreli süspansiyonlar oluşturmak üzere dokuların kombine enzimatik ve yarı otomatik mekanik ayrışması için genel bir protokol sağlanır. Bu protokol için geliştirilen düşük maliyetli mekanik cihazın imalatı, montajı ve çalıştırılması için talimatlar dahildir.

Motorlu bir cihaz kullanarak tek hücre analizi için dokuların mekanik ayrışması

İntravital mikroskopi bulgularının translasyonu, dokuya sığ derinlik penetrasyonu ile karşı karşıyadır. Burada, intravital mikroskopi bulgularının klinik translasyonunu potansiyel olarak kolaylaştıran, doğrudan uzamsal korelasyon için intravital mikroskopi ve klinik olarak uygulanabilir görüntüleme modalitelerinin (örneğin, BT, MRI) birlikte kaydedilmesini sağlayan bir dorsal pencere odası fare modelini açıklıyoruz.

Translasyonel Kanser Araştırmalarında Kombine İntravital Mikroskopi ve Manyetik Rezonans Görüntüleme için Dorsal Deri Kıvrımlı Pencere Odası Tümör Fare Modeli

Bu protokol, aksonal yaralanma sonrası nöronal metabolik dinamikleri modelleyen, görüntüleme, çoklu omik analiz ve içsel metabolik yeniden şekillenmenin mekanik çalışmalarını mümkün kılan bir mikroakışkan sistemi tanımlar.

Aksonal Yaralanma Modelleri Yapımı ve Çoklu Omik Analizin Etkinleştirilmesi için Mikroakışkan Çip

Burada, kollajenaz A ve tripsin ile ardışık sindirim yoluyla tüm fare kornealarından yüksek kaliteli tek hücreli süspansiyonlar elde etmek için bir protokol sunuyoruz. Bu yöntem, yüksek RNA bütünlüğüne sahip geçerli tek hücreler sağlar ve bu da onları tek hücreli RNA dizileme ve akış sitometriy gibi sonraki uygulamalarla uyumlu kılar.

Fare Kornealarından Tek Hücreli Süspansiyonun Hasat İçin Bir Protokol

Öğrenin fare yara modelleri oluşturma ve tek hücreli süspansiyon hazırlama yöntemlerini. MSC kaynaklı ekstraselüler veziküllerin yara iyileşmesindeki rolünü inceleyen bu teknik, hücresel canlılığı koruyarak detaylı analizler sağlar.

Fare Yara Modelleri ve Tek Hücre Süspansiyonlarının Hazırlanması

Daha fazla video keşfet