Name: Üçüncü Dönem Drosophila melanogaster Larvasında Bir Koku Alma Devresi Nöronunun İn-vivo ve Ex-vivo Kalsiyum Görüntülemesi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-31T14:55:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Keşfedin, Drosophila melanogaster larvalarında kalsiyum görüntüleme yöntemlerini. GLUture yapıştırıcı ile in-vivo ve ex-vivo deneylerde stabilite sağlayan bu teknik, nörofizyolojik araştırmalarda güvenilir veri sunar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

1. Üçüncü dönem Drosophila larvalarının kalsiyum görüntüleme için hazırlanması
<ol>
	<li>Sinekleri standart sinek yemi üzerinde tutun ( Malzeme Tablosuna bakınız) 25 °C'de, P-60 bağıl nem (RH) ve 12 saatlik aydınlık/karanlık döngüsü ile.</li>
	<li>İlgilenilen nöron(lar)da ('X') nöron tanımlaması için Kırmızı Floresan Proteini (RFP) ve GCaMP6f'yi (kalsiyum göstergesi) eksprese etmek için, X-Gal4 hattının bakire dişilerini UAS-GCaMP6f ve UAS-tdTomato22 taşıyan erkeklerle çaprazlayın. NOT: Bu çalışma için, Keystone-Gal4 hattı, larva beynindeki tek bir çift inhibitör lokal nöronda (Keystone-LN'ler) tdTomato ve GCaMP6f ekspresyonunu yönlendirmek için kullanıldı18,19.</li>
	<li>Erkek ve dişi sineklerin çiftleşmesine ve 48 saat yumurtlamasına izin verdikten sonra yetişkinleri taze bir şişeye aktarın.</li>
	<li>Üçüncü dönem larvalarını (yumurtlamadan yaklaşık 120 saat sonra) 'lik bir sakaroz çözeltisi üzerinde yüzdürerek çıkarın. Yüzen larvaları 1.000 mL'lik bir cam behere aktarmak için bir P1000 mikropipet kullanın.</li>
	<li>Beherdeki suyu her seferinde 800 mL taze damıtılmış su ile değiştirerek larvaları 3-4 kez yıkayın. Protokolün geri kalanına geçmeden önce larvaların 10 dakika dinlenmesine izin verin.</li>
</ol>
2. Üçüncü dönem Drosophila larvaları için açlık protokolü (aç ve aç olmayan koşullar test ediliyorsa)
<ol>
	<li>6 cm'lik Petri kaplarına küçük bir kare laboratuvar mendili yerleştirerek iki besleme odası hazırlayın. Aç olmayan koşullar için 350 μL 0,2 M sükroz çözeltisi ekleyin; aç koşullar için 350 μL damıtılmış su ekleyin.</li>
	<li>Her besleme odasına eşit sayıda yıkanmış larva aktarın. Larvaların oda sıcaklığında 2 saat boyunca sakaroz (aç kalmamış) veya damıtılmış su (aç) ile beslenmesine izin verin.</li>
</ol>
3. İn-vivo kalsiyum görüntüleme
NOT: Doku yapıştırıcısını içeren tüm deneyler standart laboratuvar güvenlik uygulamaları kullanılarak yapılmalıdır. Nitril eldivenler, laboratuvar önlüğü ve koruyucu gözlük veya yüz siperi dahil olmak üzere kişisel koruyucu ekipman (KKD) gereklidir; Siyanoakrilat ile ekzotermik reaksiyonlar nedeniyle pamuklu eldivenlerden kaçınılmalıdır. Yapıştırıcının cilt, göz veya mukoza zarlarıyla temasından kaçının. Cildin yapışması durumunda, bölgeyi ılık, sabunlu suya batırın ve nazikçe ayırın; Gözün maruz kalması durumunda ≥5 dakika ılık suyla yıkayın ve derhal tıbbi yardım alın. Kürlenmiş yapıştırıcı yandığında tahriş edici dumanlar çıkarabileceğinden, yapıştırıcı açık alevden ve yüksek ısıdan uzak tutulmalıdır. Yapıştırıcıyı ≤30 °C'de, nemden ve doğrudan güneş ışığından uzakta, kullanılmadığı zaman sıkıca kapatılmış bir kapta saklayın.
<ol>
	<li>Kalsiyum görüntüleme tamponunu aşağıdaki bileşimle hazırlayın: NaCl 110 mM, KCl 5.4 mM, CaCl2 1.2 mM, MgCl2 0.8 mM, D-glukoz 10 mM ve HEPES 10 mM. Kullanılmadığı zaman 4 °C'de saklayın. NOT: 110 mM NaCl içeren modifiye salin, larva CNS diseksiyonu ve görüntüleme için yaygın olarak kabul edilen bir formülasyondur ve elektrofizyoloji ve görüntüleme çalışmalarında kullanılan tipik aralığa (≈108-128 mM NaCl) 23,24,25,26 girer.</li>
	<li>24 x 50 mm (1,5 mm kalınlığında) mikroskop kapak camında, bir şırıngadan dağıtılan vazelin kullanarak bir kuyu oluşturun.</li>
	<li>Kapak camının ortasına küçük bir damla topikal doku yapıştırıcısı (` 2-oktil ve @ n-bütil siyanoakrilat) yerleştirin. Yapıştırıcıyı bir cam çubuk kullanarak ince, düzgün bir tabaka halinde eşit şekilde yayın.</li>
	<li>Tek bir larvayı bir fırça veya ince tel kullanarak yapıştırıcının üzerine dikkatlice aktarın. Larvanın ventral tarafını yapıştırıcının üzerine hafifçe bastırın. Larvanın tamamen hareketsiz olduğundan emin olarak yapıştırıcının kurumasını bekleyin.</li>
	<li>Larva hareketsiz hale getirildikten sonra, kapak camını ters mikroskop aşamasına yerleştirin (Şekil 1A).</li>
</ol>
4. Ex-vivo kalsiyum görüntüleme
<ol>
	<li>Larva diseksiyon tamponunu aşağıdaki bileşimle hazırlayın: NaCl 110 mM, KCl 5.4 mM, CaCl2 0.3 mM, MgCl2 0.8 mM, D-glukoz 10 mM ve HEPES 10 mM. Kullanılmadığı zaman 4 °C'de saklayın.</li>
	<li>Ishimoto ve Sano10 tarafından tarif edildiği gibi beyin diseksiyonlarını inceleyin. Kısaca, bir fırça veya ince bir tel kullanarak, tek bir larvayı, altta Silikon Elastomer tabakalı 3,5 cm'lik bir Petri kabına aktarın.</li>
	<li>Diseksiyon mikroskobu altında, larvayı ventral tarafı yukarı bakacak şekilde konumlandırın ve beyni bulun. Diseksiyon makası kullanarak, larvanın ön ucunun yaklaşık üçte biri kadar bir kesim yapın. Ağız kancalarında bir kesim daha yapın. Vücut ve ağız kancalarını çıkarırken beyni koruyun (Janelia Flylight Protokolü27'den uyarlanmıştır).</li>
	<li>Ventral korddan motor nöron içeren sinir kümesini tanımlayın. Forseps kullanarak beyni disseke edilen larvaların geri kalanından nazikçe çekin. Beyindeki fazla dokuyu kesin. NOT: Beyin kırılgan olduğu için hafifçe aşırı güç kullanmak doku hasarına neden olabilir.</li>
	<li>Adım 3.2 ila 3.3'te açıklandığı gibi kalsiyum görüntüleme için doku yapıştırıcısı ile bir mikroskop kapak camı hazırlayın.</li>
	<li>Bir P10 mikropipet kullanarak, diseke edilmiş beyni Petri kabından 5 μL diseksiyon solüsyonu ile dikkatlice aspire edin. Beyni yavaşça yapıştırıcının üzerine atın. Yapıştırıcı kurumadan önce, beyni dorsal tarafı yukarı bakacak şekilde yönlendirin (iki beyin lobu aşağı bakacak ve dorsal ventral kord yukarı bakacak şekilde).</li>
	<li>Bir P200 mikropipet kullanarak, 100 μL kalsiyum görüntüleme tamponunu kapak camındaki hareketsizleştirilmiş larva beyni üzerine aktarın.</li>
	<li>Kapak camını beyinle birlikte ters çevrilmiş mikroskobun üzerine yerleştirin, dönen bir disk konfokal tarayıcı modülüne ve kalsiyum görüntüleme için bir CCD kameraya bağlayın (Şekil 1B). NOT: Ex-vivo preparatlar için, yapıştırıcı hala ıslakken beyni doğru yönlendirdiğinizden emin olun. Optimum görüntü kalitesi için beyni, ROI mikroskop hedefine en yakın olacak şekilde konumlandırın ve ROI'nin yakınında fazla yapıştırıcı uygulamaktan kaçının.</li>
</ol>
5. Görüntüleme protokolü
<ol>
	<li>Konfokal mikroskobu kullanarak kalsiyum görüntüleme yazılımını açın. GFP lazer (uyarma 488 nm, yoğunluk p, emisyon 525 nm/50 m, OD8) ve RFP lazer (uyarma 561 nm, yoğunluk P, emisyon 610 nm/75 m, OD8) arasında filtre geçişi ile 10x/1,4 NA objektif kullanarak görüntüler yakalayın. Pozlamayı 100 ms ile 1.000 ms arasında, kazancı karşılık gelen pozlama değerinin P'sinde ve görüntü yakalama sırasında 2'lik bir gruplama faktörü ayarlayın.</li>
	<li>Mikroskobu 10x büyütmeye ayarlayın ve beyni parlak alan aydınlatması altında bulun.</li>
	<li>RFP lazeri ile tdTomato sinyalini arayarak ilgilenilen nöronu tanımlayın (uyarma 561 nm'ye ayarlanmıştır). NOT: Doğru pozlama değerini ayarlamak için doygunluğu seçin ve gamayı azaltın.</li>
	<li>İlgilenilen bölge (ROI) belirlendikten sonra, GCaMP488f sinyallerini yakalamak için GFP lazere (uyarma 6 nm'ye ayarlanmış) geçin. Her iki kanalın yığın görüntülerini yakalamadan önce hem tdTomato hem de GCaMP sinyallerinin birlikte lokalize olduğundan emin olun. NOT: Floresansı en üst düzeye çıkarmak için tdTomato ve GCaMP6f yığın kayıtları için görüntü ayarlarını yapın.</li>
	<li>tdTomato ve GCaMP6f sinyallerinin iki ayrı zaman serisi kaydını aynı anda 0,5 kare/sn hızında (toplam 2 dakika) yakalayın. NOT: Diseke edilen larva beyni, bu tamponlama koşulları altında yaklaşık 10 dakika canlı kalır; Bu süreden sonra sinyaller bozulacaktır.</li>
	<li>Örnek görüntülenmeye hazır olduğunda, tdTomato ve GCaMP6f sinyallerinin iki ayrı zaman serisi kaydını aynı anda 0,5 kare/sn hızında (toplam 2 dakika) yakalayın. NOT: Diseke edilen larva beyni, bu tamponlama koşulları altında yaklaşık 10 dakika canlı kalır; Bu süreden sonra sinyaller bozulacaktır. NOT: Kantitatif analiz yaparken, doğrusal yoğunluk ölçeklendirmesini korurken lazer gücünü artırmanızı ve dedektör pozlama kazancını gerektiği gibi ayarlamanızı öneririz.</li>
</ol>
6. Veri işleme ve analizi
<ol>
	<li>tdTomato ve GCaMP6f sinyal yığınlarını açın ve ImageJ (NIH)28'e aktarın.</li>
	<li>Doğru ilgi alanını (ROI) belirlemek için, ortak yerelleştirmeyi doğrulamak üzere tdTomato ve GCaMP6f sinyallerini birleştirin. Doğrulamadan sonra tdTomato ve GCaMP6f kanallarını ayırın.</li>
	<li>Üst menüde Eklentiler | Yeni'ye tıklayın ve yeni bir makro başlatmak için Makrolar'a tıklayın. Ardından, özel yatırım getirisi tabanlı makroları ImageJ'ye aktarın. GCaMP6f yığınını seçin ve kalsiyum analizi için Çalıştır'a basın.</li>
	<li>Özel bir ImageJ makrosu (https://github.com/MathewLab/JoVE-Calcium-imaging) kullanarak floresan sinyallerini işleyin. Makro önce maksimum yoğunluk projeksiyonları oluşturur, StackReg eklentisini (Katı Kayıt modu)29 kullanarak hareket düzeltmesi gerçekleştirir ve ağartma düzeltmesi uygular.</li>
	<li>Kullanıcıların manuel olarak geniş bir yatırım getirisi elde etmesine olanak tanıyan manuel yatırım getirisi seçimi talep eden bir "İşlem Gerekli" açılır penceresi görünecektir. Analize devam etmek için Tamam'ı tıklatın. Hareket düzeltmesini gerçekleştirmek için, çerçeveler arasında yerel uzamsal ve ROI şeklini korurken doğru hareket düzeltmesi için dikdörtgen kutunun tüm çerçevelerdeki tüm yatırım getirisini kapsadığından emin olun. NOT: Kayıtlar StackReg kullanılarak ImageJ'ye kaydedildi. Düzlem içi hareket büyük olduğunda (kümülatif XY yer değiştirmesi 1 μM &gt;) veya eksenel Z-kayması odak kaybına yol açtığında, kayıt güvenilmez hale geldi veya numune görüntüleme penceresinden tamamen kayboldu. Bu nedenle, aşırı sürüklenme veya azalan kalsiyum sinyalleri (%&gt;30) gösteren numuneler otomatik olarak etiketlendi ve nöronal aktivitenin doğru ölçümlerini sağlamak için aşağı akış analizinden çıkarıldı. Bu eşikler, kalsiyum görüntüleme çalışmalarında yaygın olarak uygulanan kalite kontrol uygulamalarıyla tutarlıdır 30,31,32,33. Dışlama ayrıca, analizler için yalnızca güvenilir uyarana bağlı kalsiyum geçişlerine sahip kararlı kayıtların kullanılmasını sağlamıştır.</li>
	<li>Analiz için, piksel otokorelasyonu tarafından yönlendirilen manuel olarak tanımlanmış dairesel ROI'lerden floresan izlerini çıkarın; bu yatırım getirileri tüm kilit taşı nöron alanını kapsayacaktır.<ol>
		<li>İki florofor için ham floresan yoğunluğu verilerini çıkarın: GCaMP6f/GFP ve tdTomato/RFP, ImageJ'deki (v1.54p) özel makroları kullanarak (https://github.com/MathewLab/JoVE-Calcium-imaging, bkz.</li>
		<li>Görüş alanı boyunca 20 x 20 piksel yatırım getirisi ve 10 piksel adım boyutu olan bir kayan pencere uygulayın. Her ROI için makro şunları hesaplayacaktır: (1) tüm karelerdeki yoğunluk, (2) temel dalgalanma farkı (yani, ilk 10 karedeki maksimum ve minimum yoğunluk değerleri arasındaki fark) ve (3) maksimum kareden kareye yoğunluk değişimi (ΔF). 10 birimden daha az yoğunluk dalgalanmaları gösteren ROI'ler ortadan kaldırılacak ve daha fazla analiz için yalnızca en keskin ΔF değerleri seçilecektir.</li>
		<li>Aşağıdaki yöntemleri kullanarak floresan izlerini normalleştirin:<ol>
			<li>Fmax ve Fmin normalleştirme: Aşağıdaki formülü kullanarak normalleştirilmiş Δ'yi hesaplayın: 
			<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68956/68956eq1.jpg" style="margin: auto;"> F'nin her zaman noktasındaki ham floresan olduğu yerde, Fmin minimum floresanstır (başlangıç) ve Fmax kayıt sırasındaki maksimum floresandır.</li>
			<li>ΔF/F 0 normalleştirme: Ek olarak, aşağıdaki formülü kullanarak Fo (taban çizgisi) her kaydın ilk 10 karesi tarafından belirlendiği ΔF/Fo normalleştirmesini gerçekleştirin: 
			<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68956/68956eq2.jpg" style="margin: auto;"> Burada Ft , t zamanındaki floresanstır ve F0 , ilk 10 kareden hesaplanan temel değerdir.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>GCaMP6f sinyallerini çıkardıktan sonra, sol tıklayın ve Tümünü Seç, Kes ve Yapıştır tüm değerleri yeni bir Excel elektronik tablosuna aktarmak için. Üst menü çubuğunda Veri | Metinden Sütunlara. Bir "Metinden Sütuna" sihirbazı açılır penceresi görünecektir. 1. adımda Sınırlanmış'ı seçin ve ardından İleri'ye tıklayın. 2. adımda, Sınırlayıcılar'ın altında Sekme ve Virgül'ü seçin ve ardından İleri'yi tıklatın. 3. adımda Son'u seçin. İSTEĞE BAĞLI: Normalleştirilmiş kalsiyum sinyallerini çizmek için Fnorm_FminFmax vurgulayın ve Dağılım Grafiği'ni seçin.</li>
	<li>Aşağıdakileri içeren bir .csv dosyası arayın: (1) ham floresan değerleri F, (2) ΔF/Fo ve (3) Fnorm (normalleştirilmiş floresan yoğunluğu). Nihai veri kümesini dört sütun halinde düzenleyin: (1) zaman (çerçeveler), (2) örnek koşul (aç veya beslenmiş), (3) çoğaltma kimliği (bireysel örnek) ve (4) normalleştirilmiş yoğunluk (0'dan 1'e ölçeklendirilmiş Fnorm değerleri).</li>
	<li>Son olarak, özel R komut dosyalarını kullanarak R'de veri analizi ve görselleştirme gerçekleştirin (https://github.com/MathewLab/JoVE-Calcium-imaging. bkz. Malzeme Tablosu).<ol>
		<li>Özel R betiğini yeni bir R projesine aktarın. Analizi çalıştırmadan önce ggplot2, dplyr ve readr dahil olmak üzere gerekli R paketlerinin yüklendiğinden ve güncellendiğinden emin olun.</li>
		<li>Özel R betiğinin 1. satırından başlayarak, kalsiyum analizini gerçekleştirmek için Sürekli çalıştır'a basın. Ayrıca çıktının, ilk 30 kare, 60 kare ve zaman serisi kaydının tüm kareleri için normalleştirilmiş kalsiyum yoğunluğunu gösteren ısı haritalarını ve normalleştirilmiş yoğunlukların medyanını göstermek için kutu grafiklerini içerdiğinden emin olun.</li>
		<li>Mann-Whitney U testini kullanarak normalleştirilmiş kalsiyum yoğunluğunun önemini değerlendirin.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Atık bertarafı ve dekontaminasyonu
<ol>
	<li>Deneylerden sonra, akan su altında aletlerden ve yüzeylerden büyük kalıntıları temizleyin, ardından p etanol veya çamaşır suyu ve ardından steril su ile dezenfekte edin. Dezenfekte edilmiş bir yüzey üzerinde çalışın ve eldiveni çıkardıktan sonra ellerinizi yıkayın; Laboratuvarda yemek yemeyin veya içmeyin.</li>
	<li>Larva dokusunu ve kontamine tek kullanımlık malzemeleri atmadan önce biyolojik tehlike torbalarına ve otoklava koyun.</li>
	<li>Tamamen kürlenmiş yapışkan atıkları genel çöp kutusuna atın; Kürlenmemiş yapıştırıcı ve kontamine tek kullanımlık malzemeler, kapalı, etiketli bir tehlikeli kimyasal atık kabında toplanmalıdır.</li>
	<li>Tüm kesici aletleri (bıçaklar, iğneler, kırık cam) delinmeye karşı dayanıklı bir kesici alet kabına koyun.</li>
	<li>Yanıcı çözücüleri (etanol, aseton) etiketli, yanıcı atık kaplarında toplayın.</li>
</ol>

<ol><li>Winding, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+connectome+of+an+insect+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The connectome of an insect brain.</a> Science. 379 (6636), eadd9330(2023).</li>
<li>Eschbach, C., Zlatic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Useful+road+maps%3A+studying+Drosophila+larva%27s+central+nervous+system+with+the+help+of+connectomics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Useful road maps: studying Drosophila larva's central nervous system with the help of connectomics.</a> Curr Opin Neurobiol. 65, 129-137 (2020).</li>
<li>Aimon, S., Grunwald Kadow, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+complex+brain+dynamics+using+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">Studying complex brain dynamics using Drosophila.</a> J Neurogenet. 34 (1), 171-177 (2020).</li>
<li>Riemensperger, T., Pech, U., Dipt, S., Fiala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+calcium+imaging+in+the+nervous+system+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">Optical calcium imaging in the nervous system of Drosophila melanogaster.</a> Biochim Biophys Acta. 1820 (8), 1169-1178 (2012).</li>
<li>Fukumasu, K., Nose, A., Kohsaka, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+of+bouton-like+structures+from+neuropil+calcium+imaging+data%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Netw%22%5BJournal%5D)">Extraction of bouton-like structures from neuropil calcium imaging data.</a> Neural Netw. 156, 218-238 (2022).</li>
<li>Yamaguchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-neuronal+recording+in+unrestrained+animals+with+all+acousto-optic+random-access+line-scanning+two-photon+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Multi-neuronal recording in unrestrained animals with all acousto-optic random-access line-scanning two-photon microscopy.</a> Front Neurosci. 17, 1135457(2023).</li>
<li>Marescotti, M., Lagogiannis, K., Webb, B., Davies, R. W., Armstrong, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+brain+activity+and+behaviour+in+freely+moving+Drosophila+larvae+using+bioluminescence%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Monitoring brain activity and behaviour in freely moving Drosophila larvae using bioluminescence.</a> Sci Rep. 8 (1), 9246(2018).</li>
<li>Si, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+odorant+response+patterns+across+a+complete+olfactory+receptor+neuron+population%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Structured odorant response patterns across a complete olfactory receptor neuron population.</a> Neuron. 101 (5), 950-962.e7 (2019).</li>
<li>Ji, H., Han, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larvaspa%2C+a+method+for+mounting+Drosophila+larva+for+long-term+time-lapse+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Larvaspa, a method for mounting Drosophila larva for long-term time-lapse imaging.</a> J Vis Exp. (156), e60792(2020).</li>
<li>Ishimoto, H., Sano, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+calcium+imaging+for+visualizing+brain+responses+to+endocrine+signaling+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Ex vivo calcium imaging for visualizing brain responses to endocrine signaling in Drosophila.</a> J Vis Exp. (136), e57701(2018).</li>
<li>Maier, G. L., Komarov, N., Meyenhofer, F., Kwon, J. Y., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taste+sensing+and+sugar+detection+mechanisms+in+Drosophila+larval+primary+taste+center%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Taste sensing and sugar detection mechanisms in Drosophila larval primary taste center.</a> Elife. 10, (2021).</li>
<li>Carreira-Rosario, A., York, R. A., Choi, M., Doe, C. Q., Clandinin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosensory+input+during+circuit+formation+shapes+Drosophila+motor+behavior+through+patterned+spontaneous+network+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanosensory input during circuit formation shapes Drosophila motor behavior through patterned spontaneous network activity.</a> Curr Biol. 31 (23), 5341-5349.e4 (2021).</li>
<li>Yoon, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((System+level+analysis+of+motor-related+neural+activities+in+larval+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">System level analysis of motor-related neural activities in larval Drosophila.</a> J Neurogenet. 33 (3), 179-189 (2019).</li>
<li>Vaadia, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+proprioceptive+system+dynamics+in+behaving+Drosophila+larvae+using+high-speed+volumetric+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of proprioceptive system dynamics in behaving Drosophila larvae using high-speed volumetric microscopy.</a> Curr Biol. 29 (6), 935-944.e4 (2019).</li>
<li>Utashiro, N., Williams, C. R., Parrish, J. Z., Emoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prior+activity+of+olfactory+receptor+neurons+is+required+for+proper+sensory+processing+and+behavior+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Prior activity of olfactory receptor neurons is required for proper sensory processing and behavior in Drosophila larvae.</a> Sci Rep. 8 (1), 8580(2018).</li>
<li>Gillespie, J. M., Hodge, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CASK+regulates+CaMKII+autophosphorylation+in+neuronal+growth%2C+calcium+signaling%2C+and+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Mol+Neurosci%22%5BJournal%5D)">CASK regulates CaMKII autophosphorylation in neuronal growth, calcium signaling, and learning.</a> Front Mol Neurosci. 6, 27(2013).</li>
<li>Francis, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitory+circuit+motifs+in+Drosophila+larvae+generate+motor+program+diversity+and+variability%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Inhibitory circuit motifs in Drosophila larvae generate motor program diversity and variability.</a> PLoS Biol. 23 (4), e3003094(2025).</li>
<li>Berck, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+wiring+diagram+of+a+glomerular+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">The wiring diagram of a glomerular olfactory system.</a> Elife. 5, (2016).</li>
<li>Odell, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+state+affects+local+neuron+function+in+an+early+sensory+processing+center+to+shape+olfactory+behavior+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Internal state affects local neuron function in an early sensory processing center to shape olfactory behavior in Drosophila larvae.</a> Sci Rep. 12 (1), 15767(2022).</li>
<li>Worrell, J. W., Levine, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+voltage-dependent+Ca2%2B+currents+in+identified+Drosophila+motoneurons+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of voltage-dependent Ca2+ currents in identified Drosophila motoneurons in situ.</a> J Neurophysiol. 100 (2), 868-878 (2008).</li>
<li>Marley, R., Baines, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+third-instar+Drosophila+larvae+for+electrophysiological+recording+from+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection of third-instar Drosophila larvae for electrophysiological recording from neurons.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011 (9), (2011).</li>
<li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li>
<li>Held, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aminergic+and+peptidergic+modulation+of+insulin-producing+cells+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Aminergic and peptidergic modulation of insulin-producing cells in Drosophila.</a> Elife. 13, (2025).</li>
<li>Kim, S. M., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+imaging+of+pheromone+responses+in+the+insect+antennal+lobe%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Calcium imaging of pheromone responses in the insect antennal lobe.</a> Methods Mol Biol. 1068, 179-187 (2013).</li>
<li>Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+stability+of+Drosophila+larval+neuromuscular+preparations+in+haemolymph-like+physiological+solutions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+%5BA%5D%22%5BJournal%5D)">Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions.</a> J Comp Physiol [A]. 175 (2), 179-191 (1994).</li>
<li>Macleod, G. T., Marin, L., Charlton, M. P., Atwood, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+vesicles%3A+test+for+a+role+in+presynaptic+calcium+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic vesicles: test for a role in presynaptic calcium regulation.</a> J Neurosci. 24 (10), 2496-2505 (2004).</li>
<li>Larval Dissection. , Howard Hughes Medical Institute. 
 <a target="_blank" href="https://www.youtube.com/watch?v=UVCPmuu2b6o">https://www.youtube.com/watch?v=UVCPmuu2b6o</a> (2019).</li>
<li>Schindelin, J., Rueden, C. T., Hiner, M. C., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ImageJ+ecosystem%3A+an+open+platform+for+biomedical+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Reprod+Dev%22%5BJournal%5D)">The ImageJ ecosystem: an open platform for biomedical image analysis.</a> Mol Reprod Dev. 82 (7-8), 518-529 (2015).</li>
<li>Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyramid+approach+to+subpixel+registration+based+on+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Image+Process%22%5BJournal%5D)">A pyramid approach to subpixel registration based on intensity.</a> IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).</li>
<li>Chen, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li>
<li>Dana, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-performance+calcium+sensors+for+imaging+activity+in+neuronal+populations+and+microcompartments%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments.</a> Nat Methods. 16 (7), 649-657 (2019).</li>
<li>De Vries, S. E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large-scale+standardized+physiological+survey+reveals+functional+organization+of+the+mouse+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex.</a> Nat Neurosci. 23 (1), 138-151 (2020).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+sensory+transmission+and+neuronal+plasticity+in+primary+sensory+neurons+with+a+positively+tuned+voltage+indicator%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Imaging sensory transmission and neuronal plasticity in primary sensory neurons with a positively tuned voltage indicator.</a> Nat Commun. 16 (1), 6396(2025).</li>
<li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145 (1), 133-144 (2011).</li>
<li>Slankster, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+underlying+starvation-dependent+modulation+of+olfactory+behavior+in+Drosophila+larva%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Mechanism underlying starvation-dependent modulation of olfactory behavior in Drosophila larva.</a> Sci Rep. 10 (1), 3119(2020).</li>
<li>Lehnert, B. P., Baker, A. E., Gaudry, Q., Chiang, A. S., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+roles+of+TRP+channels+in+auditory+transduction+and+amplification+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Distinct roles of TRP channels in auditory transduction and amplification in Drosophila.</a> Neuron. 77 (1), 115-128 (2013).</li>
<li>Murthy, M., Turner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-cell+in+vivo+patch-clamp+recordings+in+the+Drosophila+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Whole-cell in vivo patch-clamp recordings in the Drosophila brain.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013 (2), 140-148 (2013).</li>
<li>Giovannucci, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CaImAn%3A+an+open+source+tool+for+scalable+calcium+imaging+data+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">CaImAn: an open source tool for scalable calcium imaging data analysis.</a> Elife. 8, (2019).</li>
<li>Cao, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+targeted+optical+electrophysiology+in+intact+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Genetically targeted optical electrophysiology in intact neural circuits.</a> Cell. 154 (4), 904-913 (2013).</li>
<li>Simpson, J. H., Looger, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+imaging+and+optogenetics+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Functional imaging and optogenetics in Drosophila.</a> Genetics. 208 (4), 1291-1309 (2018).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Fly Stocks & Bakım</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nutrifly sinek maması</td><td>Genesee Scientific</td><td>66-112</td><td></td></tr><tr><td>UAS-GCaMP6f, tdTomato</td><td>Dr. JH Kim&nbsp'den hediye;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>w;; Keystone-Gal4 (GMR27F08-GAL4)</td><td>BDSC</td><td>49232</td><td></td></tr><tr><td>Açlık için reaktifler protokolü</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>6 cm Petri kabı</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-106G</td><td></td></tr><tr><td>Sakaroz</td><td>Millipore Sigma</td><td>S0389-500G</td><td></td></tr><tr><td>Görüntüleme ve Disseksiya Tamponu için Reaktifler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kalsiyum klorür</td><td>J.T. Baker, Avantor Bilimleri</td><td>JT1311-1</td><td>CAS: 1311-01, 500g</td></tr><tr><td>D-(+)-Glikoz</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A16828.36</td><td>CAS: 50-99-7, 500g</td></tr><tr><td>HEPES-2-[4-(2-Hidroksietil)-1-piperazinil]-etansülfonik asit</td><td>J.T. Baker, Avantor Bilimleri</td><td>JT4018-1</td><td>CAS: 4018-01, 100g</td></tr><tr><td>Magnezyum klorür</td><td>VWR</td><td>97064-150</td><td>CAS: 7786-30-3, 100g</td></tr><tr><td>Potasyum klorür</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>J64189.36</td><td>CAS: 7447-40-7, 500g</td></tr><tr><td>Sodyum klorür</td><td>EMD Milipore Sigma</td><td>EMD-SX0420-1</td><td>CAS: 7647-14-5, 500g</td></tr><tr><td>Diseksiyon için Araçlar ve Reaktifler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diseksiyon Tamponu</td><td></td><td></td><td>Metin içinde sunulan kompozisyon</td></tr><tr><td>Olympus Petri Kabları, 60 x 15mm havalandırmalı</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-105</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Elastomer Tabanı</td><td>Elektron Mikroskopi Bilimleri</td><td>24236-10A</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Elastomer Bazlı Kürleme Ajanı</td><td>Elektron Mikroskopi Bilimleri</td><td>24236-10B</td><td></td></tr><tr><td>Cimbizler Stili 5, EMS</td><td>Elektron Mikroskopi Bilimleri</td><td>78320-5</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Yay Makası - 3mm Kesici Kenar</td><td>Güzel Bilim Araçları</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Görüntüleme ve Montaj Ekipmanları/Reaktifler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Konfokal Tarayıcı modülü</td><td>Yokogawa</td><td>CSU-W1</td><td>Mikroskopa bağlı</td></tr><tr><td>Görüntüleme Tamponu</td><td></td><td></td><td>Metin içinde sunulan kompozisyon</td></tr><tr><td>Ters Mikroskop</td><td>Leica Microsystems</td><td>DMi8&nbsp;</td><td>Dönen disk konfokal tarayıcı modülü ve CCD kameraya bağlı</td></tr><tr><td>Mikroskop Kapak Camı, 24mm x 50mm, #1.5 Kalınlık</td><td>Globe Scientific Inc.</td><td>1415-15</td><td></td></tr><tr><td>MWI Veteriner GLUTURE Topikal Yapıştırıcı</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0632797</td><td></td></tr><tr><td>Saf Vazelin</td><td>Walgreens</td><td>912556</td><td></td></tr><tr><td>Kamuya Açık Kaynaklara Bağlantılar</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BioRender</td><td></td><td></td><td>https://www.biorender.com/</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>912556</td><td>https://imagej.net/ij/</td></tr><tr><td>Janelia Flylight protokol videosu</td><td>https://www.janelia.org/</td><td></td><td>https://www.youtube.com/watch?v=UVCPmuu2b6o</td></tr><tr><td>Mathew Lab Github</td><td></td><td></td><td>https://github.com/MathewLab/JoVE-Calcium-imaging</td></tr></tbody></table>

Üçüncü dönem drosophila melanogaster larvasında bir koku alma devresi nöronunun İn-vivo ve ex-vivo kalsiyum görüntülemesi

In-vivo and Ex-vivo Calcium Imaging of an Olfactory Circuit Neuron in the Third-Instar Drosophila melanogaster Larva

Larva kalsiyum görüntüleme yaklaşımımızı göstermek için, bunu Drosophila larvalarının hem in-vivo hem de ex-vivo preparatlarına başarıyla uyguladık (Şekil 2 ve Şekil 3, Video 1, Video 2, Video 3 ve Video 4). Larva beyninde18,19 tek bir Keystone-LN çiftinde GCaMP6f ve Td-Tomato eksprese eden üçüncü dönem Drosophila larv...

Üçüncü Dönem Drosophila melanogaster Larvasında Bir Koku Alma Devresi Nöronunun İn-vivo ve Ex-vivo Kalsiyum Görüntülemesi

Calcium imaging is crucial for studying neural dynamics and brain function. However, current methods for imaging calcium in Drosophila larvae are ...

in-vivo-ex-vivo-calcium-imaging-an-olfactory-circuit-neuron-third

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Sinirbilim

Bu protokol, bozulmamış anesthetization ve görüntüleme için güvenilir bir yöntem...

Alt hücresel Çözünürlük bozulmamış Drosophila Larva in vivo Görüntüleme

Biz yaşam antennal lobda koku uyarılmış kalsiyum yanıtları ölçmek ve analiz etmek için kurulmuş bir tekniği...

Koku-uyarılmış Cevaplarının Kalsiyum Görüntüleme Drosophila Antennal Lob

Bu videoda, GCaMP kullanılarak Drosophila nöronlarında in vivo kalsiyum görüntüleme açıklanmaktadır. Öne çıkan protokol klibi, bir koku alma koşullandırma deneyi sırasında mantar vücut nöronlarından GCaMP floresansındaki değişikliklerin nasıl kaydedileceğini gösterir.

Drosophila In Vivo Kalsiyum Görüntüleme: Nöronal Aktivitenin Fonksiyonel Görüntülenmesi İçin Bir Yöntem

Bu videoda, sineklerde sinaptik olarak lokalize kalsiyum sensörleri kullanılarak in vivo kalsiyum görüntüleme yöntemi gösterilmektedir. Sinekleri mikroskopi için hazırlamak, koku alma koşullandırması yapmak ve koku kaynaklı kalsiyum akışını görselleştirmek için adımları ana hatlarıyla belirtir.

In vivo (İn canlı) Drosophila melanogaster'de Sinaptik Lokalize Kalsiyum Sensörleri Kullanılarak Kalsiyum Görüntüleme

Kaynak: Ishimoto, H. et. al., Drosophila'da endokrin sinyalizasyona beyin tepkilerini görselleştirmek için ex vivo kalsiyum görüntüleme. J. Vis. Uzm.  (2018) Bu video, çalışmak için kalsiyum görüntülemeyi göstermektedirDrosophila nöropeptitlere beyin tepkileri. Floresan kalsiyum indikatörünü eksprese eden nöronlar, hücre içi kalsiyum dinamiklerini ve sinyal moleküllerine fonksiyonel tepkileri ortaya çıkarır.

Drosophila Beyninin Nöropeptitlere Tepkilerini İncelemek için Ex Vivo Kalsiyum Görüntüleme

Burada biz göstermek tek molekül fotoğraf-harekete geçirmek yerelleştirme mikroskobu canlı Drosophila melanogaster motor sinir terminal üzerinde yürütülen olabilir nasıl üçüncü larva biçim.

Vivo Tek molekül Drosophila Presynaptic Motor sinir Terminal izleme

Bu kağıt için ex vivo kalsiyum düşsel Drosophila beyin protokolünü açıklar. Bu yöntemde, doğal veya sentetik bileşikler beyindeki belli nöronlar etkinleştirmek için yeteneklerini test için tampon uygulanabilir.

Ex Vivo Endokrin Drosophila içinde sinyal beyin yanıt-e doğru görüntülenmesi için kalsiyum görüntüleme

Burada drosophila öğrenme ve bellek bağlamında pre-ve/ veya postsinaptik kalsiyum görselleştirilebilen bir protokol sayılmaktadır. Sinapti lokalize kalsiyum sensörleri kullanılarak yapılan in vivo kalsiyum görüntüleme, bu tür bir assosiyatif öğrenmenin altında yatan sinaptik plastisitenin belirlenebileceği klasik koku alma koşullandırma paradigması ile birleştirilir.

Drosophila melanogaster Öğrenme Kaynaklı Sinaptik Plastisite Vivo Optik Kalsiyum Görüntüleme

Burada, fizyolojik koşullar altında hücresel ve hücre altı dinamikleri gözlemlemek için Drosophila melanogaster üçüncü instar larvalarından canlı eksplant beyinlerini hazırlamak, parçalamak, monte etmek ve görüntülemek için bir iş akışını tartışıyoruz.

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larva Beyinlerinin Canlı Hücre Görüntülemesi

Burada, epileptiform aktiviteleri izlemek için GCaMP6 eksprese eden yetişkin Drosophila'da ex vivo kalsiyum görüntüleme için bir protokol sunuyoruz. Protokol, ex vivo kalsiyum görüntüleme yoluyla yetişkin Drosophila'daki iktal olayları araştırmak için değerli bir araç sağlar ve hücresel seviyelerde epilepsinin potansiyel mekanizmalarının araştırılmasına olanak tanır.

Ex Vivo (Canlı Canlı) Drosophila Epilepsi Modeli için Kalsiyum Görüntüleme

Kalsiyum görüntüleme yaklaşımı, labelluma bir çözelti uygulanırken uyanık sineklerin beyinlerinde tat kaynaklı tepkilerin kaydedilmesini sağlar. Drosophila melanogaster'deki birincil tat tepkileri örnek olarak kullanılır, ancak bu protokol aşağı akış nöronlarını veya diğer türleri incelemek için uyarlanabilir.

In vivo (İn canlı) Erişkin Drosophila'da Tat Kaynaklı Nöral Yanıtların Kalsiyum Görüntülemesi

Keşfedin, Drosophila melanogaster larvalarında kalsiyum görüntüleme yöntemlerini. GLUture yapıştırıcı ile in-vivo ve ex-vivo deneylerde stabilite sağlayan bu teknik, nörofizyolojik araştırmalarda güvenilir veri sunar.

Üçüncü Dönem Drosophila melanogaster Larvasında Bir Koku Alma Devresi Nöronunun İn-vivo ve Ex-vivo Kalsiyum Görüntülemesi

Daha fazla video keşfet