Encyclopedia of Experiments: Biology
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- Dans la mouche adulte, les muscles indirects du vol, ou MIF, sont les plus grands muscles de la mouche couvrant l’ensemble du thorax. Les IFMs orchestrent les mouvements caractéristiques des ailes à haute fréquence chez les mouches à deux ailes, y compris la drosophile. Deux groupes de fibres musculaires opposées comprennent les MIF.
Tout d’abord, les muscles longitudinals dorsal, ou DLMs, sont situés le long du plan médian du thorax au-dessus de l’intestin et s’étendent de l’antérieur au postérieur. Deuxièmement, les muscles ventraux dorsal, ou DVMs, s’étendent du haut au bas du thorax et sont flanqués par le TDT, ou muscle de saut. Les deux groupes musculaires sont attachés à la cuticule.
Environ 48 heures après la formation du puparium, ou CSA, les IFM arrivant à maturité peuvent être identifiés visuellement à l’aide d’un simple microscope à dissection. Dans le protocole de l’exemple, nous recueilleons des MCI à partir de pupes de plus de 48 heures de FPA pour une analyse à haut débit.
- Pour la dissection IFM après 48 heures de FPA, utilisez un pinceau légèrement mouillé pour transférer les pupes mises en scène sur une bande de ruban adhésif à double face monté sur une lame de microscope. Orientez les pupes dans une ligne, côté ventral vers le bas, et antérieur vers le bas de la glissière. Lorsque tous les chiots ont été placés, utilisez des forceps pour taquiner et ouvrir le premier boîtier pupal au-dessus des spiracles antérieurs, et glissez doucement une paire de forceps dorsalement vers le postérieur, coupant le boîtier pupal pendant que les forceps se déplacent.
Libérez la pupe du boîtier ouvert, et transférez immédiatement la pupe à une goutte de PBS sur une deuxième lame de microscope. Lorsque toutes les pupes sont libérées, utilisez de fines ciseaux pour couper l’abdomen des pupes loin du thorax et pousser les abdomens dans un tas séparé. Lorsque toutes les thoraxes ont été enlevées, utilisez un morceau de papier de soie pour enlever la majorité du PBS et le tas d’abdomens.
Ajoutez une goutte de PBS fraîchement refroidi aux thoraxes restants avant d’utiliser les ciseaux pour couper de la tête le long de l’axe longitudinal du corps en un seul mouvement pour diviser le thorax en deux. Lorsque tous les chiots ont été disséqués, utilisez les forceps numéro cinq pour sélectionner l’une des hémisections et insérer doucement les extrémités d’un forceps au-dessus et au-dessous du milieu des MSI.
En tenant la première paire de forceps immobile, utilisez de fines ciseaux pour couper une extrémité de l’IFM loin de la cuticule et des tendons avant de faire pivoter la pupe à 180 degrés pour permettre à l’autre extrémité de l’IFM d’être coupée libre de la cuticule et des tendons. Utilisez des forceps pour transférer le faisceau IFM du thorax au bord de la bulle PBS en utilisant la tension de l’eau pour maintenir le faisceau en place.
Ensuite, poussez la carcasse de l’autre côté de la glissière et disséquez le reste des IFM de la même manière. Lorsque tous les IFM ont été collectés, utilisez les forceps numéro cinq pour enlever les fragments de muscle saut ou de cuticule qui pourraient avoir trouvé leur chemin dans les échantillons. Ensuite, utilisez la tension de l’eau pour capturer doucement les IFM disséqués entre une paire de forceps et placer les MFI dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 millilitre contenant 250 microlitres de PBS réfrigérés.
