Name: La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Scopri i metodi diagnostici per rilevare ecto- ed endoparassiti in ratti e topi da laboratorio. Queste tecniche di screening garantiscono la salute delle colonie animali e l'integrità della ricerca scientifica.

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1. Endoparassiti esame (Tabella 1) 1. Nastro di prova perianale (vedi anche sezione 5, queste sono di solito eseguite nello stesso momento) <ol><li> Rimuovere una lunghezza di chiaro, non satinato, nastro adesivo da un distributore. Nastro deve essere sufficientemente lungo da gestire da un lato senza toccare al centro (circa 5 cm). Può essere più facile fare a meno di diverse lunghezze in una sola volta, allegando a bordo di una superficie di lavoro pulita e utilizzando, se necessario. </li><li> Sollevare un topo dalla gabbia e posto sul coperchio della gabbia, tenendolo per la coda. Eseguire questa azione in una cappa a flusso laminare o armadio biosicurezza se lo stato di salute dell&#39;animale lo richiede. </li><li> Trattenere il mouse per la coda, alzando zampe posteriori dalla gabbia. Afferrare l&#39;estremità del nastro tra pollice e indice, quindi applicare al centro del nastro con decisione per perineo del mouse, tra cui la zona perianale parecchie volte. Capelli devono essere visto per essere aderente al nastro per il saggio da considerare di successo. </li><li> Posto sul retro del mouse nella gabbia. </li><li> Mettere una goccia di olio minerale su un vetrino di vetro etichettati pulita, applicare il nastro alla diapositiva, poi un&#39;altra goccia di olio minerale. Coprire con un coperchio in vetro antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. Il test del nastro perianale è meglio a rilevare le uova Syphacia, anche se le uova di parassiti altre volte sono trovati. </li></ol> 2. Flottazione fecale <ol><li> Assemblare soluzione di galleggiamento, a fondo piatto flaconcino (fiala pillola o dispositivo di galleggiamento fecale come Ovatector), Petri, vetrino, vetrino da microscopio, e applicatore / penne mescolando. Soluzione di galleggiamento, come Fecasol, dovrebbe avere un peso specifico di 1,20-1,30 e può essere fatta da vari sali di sodio, zucchero, solfato di zinco, o acquistati sul mercato. (Tabella 2) </li><li> Raccogliere 2-5 pellet fecali dalla gabbia o fresco di animale (s) nella camera di galleggiamento. Se le feci sono molto secche, sia a causa dell&#39;età o di una specie producono la materia fecale, inumidendo le feci con 500 ml di soluzione salina allo 0.9% può essere utile. </li><li> Posizionare il flaconcino nella capsula di Petri per proteggere la superficie di lavoro da troppo pieno di feci sciolto. Aggiungere un piccolo volume di media galleggiamento e purè e mescolare accuratamente. Nessun grossi pezzi di materiale deve rimanere. Continuare ad aggiungere medio di galleggiamento fino a quando si forma un menisco sopra il bordo del flaconcino. </li><li> Mettere il vetrino sul menisco e incubare a temperatura ambiente per 15 minuti. Uova di parassiti e alcuni oocisti protozoo salirà verso l&#39;alto e aderire al vetrino. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, ascensore e invertire la polizza di copertura. Posizionare il vetrino su un vetrino da microscopio. </li><li> Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Anche se a bassa tecnologia e facile da eseguire, in generale, questa tecnica non è raccomandato per topi o ratti. Come regola generale, è più adatta per gli animali che producono un volume maggiore di feci. </li></ol> 3. Concentrazione fecale e centrifugazione <ol><li> Assemblare soluzione di galleggiamento, provetta, vetrino, vetrino da microscopio, e applicatore / penne agitazione e tappi tubo. Soluzione di galleggiamento deve avere un peso specifico di 1,18-1,30 e può essere fatta da vari sali di sodio, zucchero, solfato di zinco, o acquistati sul mercato. (Tabella 2) </li><li> Raccogliere 2-10 pellet fecali dalla gabbia o fresco di animale (s) in un tubo di raccolta. Se le feci sono molto secche, sia a causa dell&#39;età o di una specie producono la materia fecale, inumidendo le feci con 500 ml di soluzione fisiologica 0,9% o con la soluzione di galleggiamento in uso può essere utile. </li><li> Mescolare campione in una soluzione di galleggiamento appropriato all&#39;interno di una provetta di vetro. Agitazione meccanica con un vortex possono essere utilizzati per miscelare campioni. Se un vortex è usato, salvapercussori deve essere collocato sulla cima del tubo per evitare la fuoriuscita e la contaminazione incrociata. Di routine, i campioni sono preparati in 1,18 solfato di zinco specifica gravità, tuttavia altre soluzioni possono essere utilizzati in aggiunta (in un tubo di preparazione separato) o in sostituzione. </li><li> Aggiungere la soluzione aggiuntiva di galleggiamento ad ogni provetta per formare un menisco lievemente positivo su ciascun tubo. Applicare una copertura in plastica antiscivolo per ogni tubo, e assicurarsi che il contatto pieno con labbro tubo è realizzato. Collocare il flessibile (s) nella centrifuga. </li><li> Centrifugare a circa 616-760 RCF per 10 minuti. Se scivola copertura vengono persi o rotti durante il processo di centrifugazione, una scivolata nuova copertina può essere collocato sul tubo campione e il tubo può essere delicatamente punta in modo che il menisco tocca il nuovo slittamento di copertura. Nessun centrifugazione supplementare è necessario. </li><li> Togliere il coperchio scivolare dalla provetta e posto su un etichetta, vetrino pulito microscopio. Se le soluzioni più centrifugazione sono stati utilizzati per valutare un campione fecale, due copri possono essere collocati sullo stesso vetrino. </li><li> Macchia la diapositiva con lo iodio. Questo consente per l&#39;eAsier identificazione delle cisti. </li><li> Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. </li></ol> 4. Esame diretto degli intestini per elminti e protozoi <ol><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Utilizzando pinze, sollevare la parete addominale presso l&#39;area genitale. Utilizzando le forbici, con attenzione incidere la parete addominale ventrale dalla zona genitale alla base della gabbia toracica rimuovendo entrambe pelle e il muscolo ed esponendo l&#39;intestino. Rimuovere l&#39;intestino, con inizio alle duodeno (il segmento di inizio intestino all&#39;uscita dello stomaco) e continuando il colon discendente (il segmento dell&#39;intestino che termina l&#39;ano e di solito contiene feci formate). </li><li> Intestini posto in un piatto da 100 ml di Petri. Raccogliere una porzione di intestino cieco e del duodeno dall&#39;animale eutanasia e posto su una tavola di dissezione. Incise ogni segmento intestinale longitudinalmente per esporre la mucosa. </li><li> Utilizzando le forbici, tagliare l&#39;intestino rimanente in piccole sezioni. Aggiungere abbastanza acqua di rubinetto per il piatto di immergere il tessuto appena raccolti. </li><li> Incubare la miscela campione a 35-40 ° C in un forno a laboratorio o incubatore per un minimo di 10 minuti. Questo libererà ed esporre elminti luminale. Mentre il campione è in incubazione, effettuare le seguenti operazioni. </li><li> Inserire due gocce di soluzione salina 0,9% fianco a fianco su una singola diapositiva etichettati, per consentire la preparazione dei campioni da due segmenti intestinali (duodeno e cieco). </li><li> Calore sterilizzare e raffreddare un ansa o equivalente. </li><li> Raschiare la mucosa del duodeno e posizionare la raschiatura sul lato sinistro della diapositiva (lato più vicino al bordo smerigliato). </li><li> Raschiare la mucosa del cieco e posizionare la raschiatura dal sul lato destro della diapositiva. </li><li> Inizio la raschiatura con un vetrino coprioggetti. Esaminare scorrere preparati con l&#39;obiettivo 40x con un microscopio a contrasto di fase); ingrandimento aumentare, se necessario per l&#39;identificazione. Se i parassiti vengono rilevati, identificare basata sulla morfologia. </li><li> I contenuti piatto sarà pronto per l&#39;esame di questo punto. Esaminare il contenuto piatto sotto un microscopio da dissezione. Utilizzare una sonda o un bastone applicatore se necessario per spostare il contenuto all&#39;interno del piatto per completare un esame approfondito. Se ossiuri sono presenti appariranno come piccoli, bianchi, capelli come vermi. Se tenie sono presenti, appariranno come segmentato, vermi piatti (più grande della filiforme ossiuri). </li><li> Se elminti sono accertata o sospetta, raccogliere il campione con una piccola coppia di pinze. </li><li> Montare il campione su un etichetta, pulito vetrino in una goccia di olio di paraffina o minerali e mettere un vetrino sulla parte superiore del campione. Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. </li></ol> 2. Ectoparassita esame (Tabella 3) 5. Fur cogliere esame per gli ectoparassiti (prova del nastro) <ol><li> Rimuovere una lunghezza di chiaro, non satinato, nastro adesivo da un distributore. Nastro deve essere sufficientemente lungo da gestire da un lato senza toccare al centro (circa 5 cm). Può essere più facile fare a meno di diverse lunghezze in una sola volta, allegando a bordo di una superficie di lavoro pulita e utilizzando, se necessario. </li><li> Sollevare un topo o ratto dalla sua gabbia e posto sul coperchio della gabbia, tenendolo per la coda. Eseguire questa azione in una cappa a flusso laminare o armadio biosicurezza se lo stato di salute dell&#39;animale lo richiede. </li><li> Trattenere il mouse o ratto. Afferrare la pelliccia con hemostats e delicatamente strappare pelo dalla zona scapolare del mouse, ventrale, regione cervicale, zona ascellare, zona inguinale, dorsale e groppa. Posizionare il pelo sul nastro. Capelli devono essere visto per essere aderente al nastro per il saggio da considerare di successo. Posizionare il mouse o indietro topo in gabbia. </li><li> Mettere una goccia di olio minerale su un vetrino etichettato bicchiere pulito, applicare il nastro, poi un&#39;altra goccia di olio minerale. Coprire con un coperchio in vetro antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Questo esame è meglio per la rilevazione di pelliccia, quali acari Radfordia, Myobia e Myocoptes. </li></ol> 6. Raschiare la pelle <ol><li> Montare i seguenti materiali: animale da testare, olio minerale, vetrino da microscopio, vetrino, bisturi e forbici. Se questo test deve essere eseguito su animali vivi, devono essere anestetizzati prima di iniziare. </li><li> Campione del dorso vicino alla base della coda e della regione temporale della testa. In alternativa, lesioni cutanee e / o di altri siti possono essere raschiato. </li><li> Profondamente raschiare la pelle con il bisturi in direzione opposta alla crescita dei peli, di erodere l&#39;epidermide. Taglio del pelo prima di raschiare può migliorare la sensibilità di screening, riducendo l&#39;ostruzione visiva (eccesso di peli), suldiapositive. </li><li> Mettere una goccia di olio sul vetrino. Applicare il campione al calo del petrolio pulendo la lama (con esempio allegato) sulla superficie del vetrino. Aggiungere olio supplementare alla diapositiva, se necessario, e top con una copertura antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Il raschiare la pelle viene generalmente usato per rilevare Demodex (dermatofiti e funghi). </li></ol> 7. Esame diretto del pelage <ol><li> Posizionare il mouse eutanasia o ratto sul palcoscenico di un microscopio da dissezione. </li><li> Esaminare i peli della pelliccia di circa 10 volte utilizzando un bastoncino applicatore o uno strumento analogo a parte i capelli ed osservare la base del fusto del capello. </li><li> Esaminare il cranio, tra gli occhi e padiglioni auricolari, tra i padiglioni auricolari, tra le scapole, sotto la mandibola e le zone inguinale e ascellare. In alternativa, l&#39;intera carcassa può essere esaminata. </li><li> Raccogliere qualsiasi ectoparassiti o materiali sospetti visto con una piccola coppia di pinze. Ectoparassiti può spesso apparire come forfora o un accumulo di cera gialla alla base del fusto del capello o direttamente sulla pelle. </li><li> Montare il campione su un vetrino pulito in una goccia di olio di paraffina o minerali e mettere un vetrino sulla parte superiore del campione. Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li></ol> 3. Rappresentante dei risultati: Vedere i file allegati identificare i parassiti seguente: (Nota: queste procedure rilevare eventuali uova, elminti, cisti o presenti nelle feci o sulla pelle e pelliccia, ma solamente alcune di queste sono elencati di seguito) Endoparassiti: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia Muris (uovo, vite senza fine) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (uovo, vite senza fine) </td><td> Hexamastix Muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (uovo, vite senza fine) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (uovo, vite senza fine) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas Muris </td><td> Spironucleus Muris </td></tr><tr><td> Entamoeba Muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparassiti: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Nastro di prova </td><td> Flottazione fecale </td><td> FCC </td><td> Esame diretto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoi </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoi </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ossiuri </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tenia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascaridi altri 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Questo metodo richiede l&#39;eutanasia dell&#39;animale. 2. Non ci sono i metodi di rilevamento PCR attualmente disponibili per ogni protozoo. 3. Questo metodo è più appropriato per rilevare Syphacia spp. 4. Questo metodo sarà più probabile per rilevare Aspiculuris, e meno probabilità di rilevare Syphacia. 5. Tenie e ascaridi diversi da ossiuri sono molto rare nei topi di laboratorio moderno e ratti. Tabella 1. Classe di endoparassiti e metodo di rilevazione adeguati. Alcuni metodi richiedono l&#39;eutanasia dell&#39;animale. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti + indica idoneità del metodo di rilevazione del parassita in questione, e -. Indica che il metodo non è consigliabile per questo parassita. <table border="1"><tbody><tr><td> Soluzione </td><td> Peso specifico </td><td> Ingredienti per 1 litro di H 2 O </td></tr><tr><td> Cloruro di sodio </td><td> 1,20 </td><td> 311 g di cloruro di sodio </td></tr><tr><td> Nitrato di sodio </td><td> 1,20 </td><td> 338 g di nitrato di sodio </td></tr><tr><td> Nitrato di sodio </td><td> 1,30 </td><td> 616 g di nitrato di sodio </td></tr><tr><td> Zucchero </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g saccarosio 1 </td></tr><tr><td> Di zucchero Sheather </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g di saccarosio 1 </td></tr><tr><td> Solfato di zinco </td><td> 1,18 </td><td> 493 g di zinco solfato </td></tr></tbody></table> 1. Queste soluzioni richiedono refrigerazione o l&#39;aggiunta di 9 ml di fenolo come conservante. Tabella 2. Soluzioni di flottazione fecale (da Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur cogliere (prova del nastro) </td><td> Raschiare la pelle 1 </td><td> Esame diretto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Pidocchi </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Acari </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Pulci 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Zecche 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Questo metodo richiede l&#39;anestesia se deve essere eseguito su un animale vivo. 2. Questo metodo richiede l&#39;eutanasia dell&#39;animale. 3. Non ci sono i metodi di rilevamento PCR attualmente disponibili per ogni specie di acaro. 4. Pulci e zecche sono estremamente rare in strutture moderne animali da laboratorio. Tabella 3. Classe di ectoparassita e metodo di rilevazione adeguati. Alcuni metodi richiedono l&#39;eutanasia degli animali, e altri metodi richiedono l&#39;anestesia per eseguire in animali vivi. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti + indica idoneità del metodo di rilevazione del parassita in questione, e -. Indica che il metodo non è consigliabile per questo parassita.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Gli autori sono tutti i dipendenti del Charles River, un fornitore di test diagnostici e reagenti, comprese le prove di cui sopra.

Quando si lavora in un laboratorio, la sicurezza deve sempre essere una preoccupazione. Ricordatevi di indossare dispositivi di protezione quando si lavora con gli animali e per ripulire la vostra postazione di lavoro con il disinfettante prima e dopo. Questi metodi sono progettati principalmente per trovare tutti i parassiti dei roditori da laboratorio nei luoghi esaminati, cioè, in grado di rilevare esotici o parassiti estremamente rari e le più comuni ossiuri ed acari pelliccia. Anche se sono applicabili anche ad altre specie, roditori selvatici possono avere parassiti aggiuntivi in ​​luoghi come il fegato, sottocute e cervello, non valutati con i metodi di cui sopra.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagente nome </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Tagliere </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Forbicine </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lame 23mm, 3,5 &quot;di lunghezza, dritto </td></tr><tr><td> Forbici di media </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinza-curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, seghettata, leggera curva </td></tr><tr><td> Pinza-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(EWALD) </td></tr><tr><td> Pinza-tessuto Pinze </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Rat dente </td></tr><tr><td> Metallo sonda </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vantaggio </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Applicatore bastoni </td><td> Puritano </td><td> Applicatori 6in, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio da dissezione </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Scatola di Petri </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Coprioggetto </td><td> VWR </td><td> Micro vetro di copertura, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositive </td><td> VWR </td><td> VistaVision microscopio diapositive Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculando ciclo </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio ottico </td><td> Olimpo </td><td> Modello # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Laboratorio forno </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Modello 10 Laboratorio Forno </td><td></td></tr><tr><td> Centrifuga </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortex </td><td> VWR </td><td> Mini-vortex </td><td></td></tr><tr><td> Provetta </td><td> Kimble-Chase </td><td> 15 ml di tubo di centrifuga monouso, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Coprioggetto </td><td> VWR </td><td> Plastica microscopio copri-oggetto, 22mm, Cat # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Cappucci bianchi </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Iodio </td><td> Rowley biochimici istituto </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Solfato di zinco </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Saccarosio </td><td> Mallinckrodt chimici </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenolo </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Cellophane nastro </td><td> Staples </td><td> Nastro invisibile, Cat. # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Olio minerale </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

la diagnosi di ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Parassiti interni ed esterni rimangono una preoccupazione significativa in strutture roditori di laboratorio, e strutture di ricerca molti porto alcuni animali parassitati. Prima di iniziare l&#39;esame degli animali per i parassiti, due cose dovrebbe essere considerato. Uno: quale uso verrà fatto delle informazioni raccolte, e due: che prova è la più appropriata. Sapendo che gli animali sono parassitati può essere qualcosa che la struttura accetta, ma vi è spesso una necessità di trattare gli animali e poi per determinare l&#39;efficacia del trattamento. I parassiti possono essere rilevati negli animali attraverso varie tecniche, tra cui campioni prelevati da animali vivi o di eutanasia. Storicamente, i test con la massima sensibilità diagnostica necessaria l&#39;eutanasia degli animali, anche se la PCR ha permesso ad alta sensibilità di prova per diversi tipi di parassiti. Questo articolo illustra le procedure per la rilevazione di endo-e ectoparassiti nei topi e ratti. Le stesse procedure si applicano a altri roditori, anche se le specie di parassiti trovati sarà diverso.

Questo articolo descrive le diverse procedure di screening per i ratti e topi per rilevare endo o ectoparassiti. Diversi test diagnostici sarà dimostrato, sia quelli adatti per l&#39;uso su animali vivi e di quelli utilizzati dopo l&#39;eutanasia dell&#39;animale. Fotografie per facilitare l&#39;identificazione dei parassiti ratto e nel topo saranno inclusi.

La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

I parassiti interni ed esterni continuano a rappresentare una preoccupazione significativa nelle strutture per roditori da laboratorio, e molte strutture di ricerca ospitano esemplari parassitati...

L'obiettivo generale di questa procedura è determinare se nei ratti o nei topi di laboratorio siano presenti parassiti. Questo può essere ottenuto in diversi modi, tra cui l'esame del pelo e della pelle, l'esame delle feci e l'esame del contenuto intestinale. Alla fine, è possibile ottenere risultati che forniscono informazioni importanti sullo stato di salute complessivo della colonia attraverso l'esame routinario di questi campioni.La dimostrazione visiva di questi metodi è fondamentale, poiché, se non vengono eseguiti in modo accurato e scrupoloso, si potrebbe omettere la rilevazione di un'infezione parassitaria. In generale, le persone alle prime armi con questi metodi incontreranno difficoltà, perché anche quando le tecniche vengono applicate correttamente, i parassiti potrebbero essere identificati in modo errato.I metodi che illustreremo possono aiutare a rispondere a domande fondamentali riguardo allo stato di salute dei ratti e dei topi utilizzati per la vostra ricerca prima di prelevare campioni di pelo e perianali. Preparare almeno due vetrini per animale con gocce di olio minerale. Sollevare il topo di interesse dalla gabbia e posizionarlo sulla parte interna del coperchio della gabbia rovesciato.Tenendolo per la coda. Applicare saldamente un pezzo di nastro adesivo di cellophane lungo cinque centimetri sulla zona perineale e perianale del topo. Se l'operazione ha successo, dovrebbero rimanere attaccati al nastro dei peli.Continuare a immobilizzare l'animale e afferrare il suo pelo con pinzette. Estrarre delicatamente campioni di pelo dalla regione scapolare, dalla regione cervicale ventrale, dalla zona ascellare, dalla zona inguinale e dalla groppa dorsale. Posizionare tali campioni su un pezzo di nastro adesivo di cellophane lungo cinque centimetri.Man mano che si preleva ogni campione, applicare il nastro su un vetrino con il lato adesivo verso il basso. Una volta prelevati tutti i campioni, sovrapporre un’altra goccia di olio minerale su ciascun campione e applicare coprioggetti in vetro. Quando si esaminano i vetrini perianali, è improbabile trovare uova di parassiti diversi da si facia.Per l'esame delle feci, raccogliere da due a cinque pellet da ogni animale o dalla gabbia. Se i campioni sono estremamente secchi, inumidirli con 500 microlitri di soluzione salina 0,9%. Collocare i campioni in un flacone da 10 millilitri o in un dispositivo per il galleggiamento fecale.Posizionare il flacone di raccolta nella piastra di Petri e riempire il flacone per un quarto con mezzo di galleggiamento denso. Quindi schiacciare e mescolare le feci nella soluzione all'interno del flacone fino a quando non rimangono pezzi di grandi dimensioni. Continuare ad aggiungere mezzo di galleggiamento fino a formare un menisco al di sopra del bordo del flacone.Quindi posizionare il coprioggetto sul menisco e incubare il flaconcino a temperatura ambiente per 15 minuti. Durante l'incubazione, parassiti, uova, proteasoma e oasis risalgono e aderiscono al coprioggetto, che viene poi montato su un vetrino per ulteriori esami. Questo saggio può essere eseguito anche in un semplice flaconcino per pillole.Se non sono disponibili feizer, iniziare raccogliendo da due a dieci pellet fecali per animale e, se disidratati, reidratarli in 500 microlitri di soluzione salina 0,9%. Riempire un tubo centrifugo in vetro da 15 millilitri per un quarto con una soluzione densa di galleggiamento e mescolare il campione. Coprire il tubo di vetro con un tappo a scatto in plastica e vortexare la miscela per 15-30 secondi fino a quando non presenta un aspetto omogeneo.Ora, aggiungere ulteriore soluzione di galleggiamento a ciascun tubo del campione per formare un menisco leggermente convesso. Applicare una coprislitta di plastica a ogni tubo e assicurarsi che sia a completo contatto con la goccia presente sul tubo.Per sigillare al meglio, pulire il tubo con un bastoncino. Successivamente, centrifugare i tubi e i coprioggetti per 10 minuti dopo la rotazione. Se alcuni coprioggetti vengono persi o rotti, sostituirli e inclinare delicatamente i tubi in modo che il menisco tocchi il nuovo coprioggetto.Quindi rimuovere tutti i vetrini da copertura e posizionarli su un vetrino microscopico pulito etichettato. Una colorazione con iodio aiuterà l'identificazione delle cisti su un animale anestetizzato o eutanasizzato. Tagliare il pelo dorsale vicino alla base della coda e nella regione temporale della testa o intorno a qualsiasi lesione cutanea o altro sito da esaminare, quindi raschiare profondamente la pelle con la lama del bisturi nel verso opposto alla crescita del pelo.Questo erosione l'epidermide. Pulire la lama con olio minerale applicato su un vetrino etichettato. Aggiungere un'ulteriore goccia di olio se necessario.Prima di coprire il campione con un vetrino, posizionare un animale eutanasizzato su un tavolo da dissezione pulito e utilizzare una pinzetta per sollevare la parete addominale nella zona genitale. Quindi, con un paio di forbici, praticare con attenzione un'incisione lungo la parete addominale ventrale dalla zona genitale fino alla base della gabbia toracica ed eliminare la pelle e il muscolo per esporre l'intestino. Successivamente, raccogliere una porzione del cieco e del duodeno nel coperchio di una piastra di Petri.Incidere longitudinalmente ogni segmento intestinale. Per esporre la mucosa, posizionare due gocce di soluzione salina 0,9% su un singolo vetrino etichettato. Quindi, utilizzando un’ansa batteriologica sterilizzata, raschiare la mucosa e il duodeno, e depositare i prelievi in una goccia di soluzione salina.Ripetere il processo, trasferendo un campione dal cieco all'altra goccia. Rimuovere i restanti intestini. Iniziare dal duodeno e proseguire fino al colon discendente.Trasferire gli intestini nella parte inferiore di una piastra di Petri da 100 millilitri. Utilizzare delle forbici per tagliare gli intestini in sezioni più piccole. Aggiungere acqua del rubinetto sufficiente alla piastra in modo da coprire appena il tessuto raccolto.Incubare la miscela campione a 35-40 gradi Celsius per un minimo di 10 minuti. Questo permetterà di liberare ed esporre gli elminti luminali mentre il campione intestinale macerato è in incubazione. Utilizzare la microscopia a contrasto di fase per esaminare i campioni duodenali e SQL alla ricerca di parassiti.Al termine dell'incubazione del campione intestinale completo, esaminare il contenuto della piastra al microscopio stereoscopico. Utilizzando una sonda, effettuare un'esame accurato. I parassiti ossiuri appariranno come piccoli vermi bianchi simili a peli.I vermi piatti appariranno come parassiti segmentati. Raccogliere qualsiasi verme o materiale sospetto con una piccola pinzetta e montarli su un vetrino. Per un ulteriore esame al microscopio ottico, posizionare il topo o il ratto soppresso direttamente sul piano del microscopio stereoscopico con l'obiettivo 10 x, usare un bastoncino applicatore per separare il pelo ed osservare la base dei follicoli piliferi.I parassiti esterni possono apparire come forfora o come un accumulo giallo ceraceo alla base del follicolo pilifero o direttamente sulla pelle. Come minimo, cercare i parassiti esterni nella regione cranica, nelle regioni inguinale e ascellare.Controllare attentamente tra gli occhi e il centesimo, tra la scapola e sotto la mascella. Utilizzando pinzette piccole, trasferire eventuali ectoparassiti e altri materiali sospetti su un vetrino.Montarli in olio minerale per l'identificazione. Queste procedure permettono di individuare molti parassiti comuni. Ecco alcuni esempi.Questi sono uova di SE facia trovate in campioni prelevati da tamponi perineali. Un tappo di pelo è risultato contenere l'acaro myopia musculi proveniente da una preparazione di centrifugazione fecale. Questi sono uova di picis tetter.In questo esame diretto della mucosa intestinale, un trioni può essere osservato; l'esame di intestini macerati ha rivelato questi ossiuri adulti. Una volta acquisita padronanza, questo esame completo per parassiti può richiedere meno di un'ora. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire vari esami per parassiti in ratti e topi. Non dimenticare che alcuni di questi parassiti possono essere trasmessi agli esseri umani.Rispettare sempre le norme di sicurezza di base in laboratorio.

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