Name: Revêtements de graphène pour les implants biomédicaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 21 s
Description: Découvrez comment revêtir le nitinol de graphène par dépôt chimique en phase vapeur pour améliorer l'hémocompatibilité des implants biomédicaux. Cette méthode permet d'évaluer la viabilité cellulaire et la réponse des cellules endothéliales.

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1. Graphène revêtement de NiTi <ol><li> Les échantillons de graphène utilisés dans cette étude ont été cultivées sur cuivre (Cu) des substrats en utilisant la technique de dépôt chimique en phase vapeur, et ensuite transférés à 4,5 mm 2 substrats NiTi. </li><li> Cu feuilles (1 cm x 1 cm) ont été placés dans un four tubulaire 1 po quartz et chauffés à 1.000 ° C en présence de 50 sccm de H 2 et 450 sccm d&#39;Ar. </li><li> Ensuite, le méthane (1 et 4 sccm) a été introduit dans le four à différents débits de 20-30 min. Les échantillons ont été finalement refroidi à la température ambiante sous un courant d&#39;H 2, Ar et CH 4. </li><li> Ensuite, les feuilles de cuivre ont été déposé à la tournette de PMMA (dilué avec de l&#39;anisole 4%) à 4.000 tours par minute suivi d&#39;un traitement thermique pendant 5 minutes à 150 ° C. Graphène attachée à la couche de PMMA a été obtenue par gravure de la feuille de Cu en utilisant Transene Inc, CE-100 décapant, et suivie d&#39;un rinçage à 10% de HCl et de l&#39;eau désionisée pendant 10 min. </li><li> Le sexemples ont été transférées à NiTi substrats (4,5 mm 2) et recuit à 450 ° C à Ar (300 sccm) et H 2 (700 sccm) pendant 2 heures pour éliminer le PMMA. Enfin, les substrats ont été lavés avec de l&#39;acétone pour dissoudre le PMMA résiduel pour obtenir l&#39;échantillon Gr-NiTi. Un monochromateur de Dilor XY triple réseau a été utilisée pour la caractérisation de micro-Raman (en utilisant objectif 100X) de tous les NiTisamples GR-avec l&#39;excitation 514,5 nm d&#39;un laser à ions Ar +. </li></ol> 2. Toxicité in vitro des Gr-NiTi Cellules endothéliales aortiques de rat (Cellule d&#39;application Inc) ont été cultivées sur un enduit de gélatine glissant 8 chambres. Pour tester la croissance cellulaire, la vierge et Gr-NiTisubstrates ont été placés dans des puits sans enrobage de gélatine. Numérisation des images de microscopie électronique ont été obtenues en utilisant un Hitachi S-4800 SEM. En outre, les cellules de rat musculaires lisses aortiques ont également été cultivées dans CellBIND plaques à 96 puits en tant que groupe de contrôle (Corning) dans Dulbecco Eagle modifié Moyen (ATCC). <ol><li> Pour tester la viabilité des cellules, les cellules (cellules musculaires lisses et endothéliales fois) ont été ensemencées à 10 5 cellules / puits dans des puits contenant vierge NiTi, 1 sccm ou 4 sccm Gr-NiTi substrats, où la sccm indiqué correspond au débit de méthane utilisé dans le croissance CVD de graphène. Les cellules ont été cultivées pendant la période de temps désirée dans un incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2, en échangeant les médias tous les jours. </li><li> Au point de fin, on a éliminé et du milieu frais contenant 0,5 mg / ml de bromure thiazolyle tétrazolium (MTT ou obtenus auprès de Sigma) a été ajouté à chaque puits. Les cellules ont ensuite été incubées pendant 3 heures supplémentaires. Pour le dosage de MTS, on a éliminé à l&#39;instant final et remplacé par 120 pi de solution de travail MTS (Cell niveau 96 aqueuse, Promega) et incubé pendant 3 heures. </li><li> Ensuite, les médias ont été éliminées en douceur et 100 ml de diméthylsulfoxyde (Sigma) a été ajouté à chaque puits. Après alloaile 10 min pour les cristaux MTT de dissolution, la solution a été transféré à une autre plaque à puits. Pour le dosage de MTS, pas de diméthylsulfoxyde a été ajouté dans les puits. Contenu des puits ont été transférés à une nouvelle plaque. </li><li> L&#39;absorbance a été lue à 490 nm et la viabilité pour cent a été déterminée par la normalisation de l&#39;absorbance à l&#39;absorbance moyenne de l&#39;échantillon vierge NiTi. Au moins cinq répétitions ont été effectuées pour chaque type d&#39;échantillon. </li></ol> 3. Des études de microscopie confocale de la morphologie cellulaire <ol><li> Pour l&#39;imagerie confocale de cellules aortiques de rat musculaires lisses, les substrats ont été placés dans une diapositive 8-chambre (Thermo Scientific). Les cellules ont été ensemencées à 25000 cellules / chambre et incubées pendant 3 jours à 37 ° C et 5% de CO 2. </li><li> Les cellules ont été fixées sur le substrat avec du formaldéhyde 4% dans un tampon phosphate salin pendant 20 min. </li><li> Perméabilisées avec 0,1% de Triton-X pendant 1 min. </li><li> Actine a été coloré avec Alexa Fluor 488 phalloïdine (LifTechnologies e). 100 ul d&#39;AlexaFluor 488 phalloïdine à 200 unités / ml de méthanol a été ajouté à 1,9 ml de tampon phosphate salin. Les cellules ont été colorées avec 250 pi de AlexaFluor 488 phalloïdine pendant 45 min, puis lavées deux fois avec du tampon phosphate salin. </li><li> Les noyaux ont été montées avec un milieu de montage Vectashield fluorescente contenant du DAPI (Vector Laboratories). Les images confocales ont été recueillies à l&#39;aide d&#39;un Nikon confocale TI. Une chambre ensemencé avec des cellules sans substrat a été utilisé comme témoin. </li></ol> 4. Protéines Les études d&#39;adsorption <ol><li> Dimensions du substrat ont été mesurées avec étriers avant de commencer les expériences d&#39;adsorption des protéines. Trois mesures ont été prises pour chaque côté des échantillons carrés environ et en moyenne pour obtenir la longueur et la largeur. </li><li> Chaque échantillon, vierge NiTi, 1sccm et 4sccm Gr-NiTiwere incubées avec 1 mg / ml d&#39;albumine dans un tampon phosphate salin (PBS) ou 1 mg / ml de fibrinogène dans du PBS à la salle de température pendant 3 heures. </li><li> Initiales à l&#39;Identique échantillons ont été combinés dans un microtube avec 200 pi de tampon d&#39;échantillon réducteur et on fait bouillir pendant 5 min. </li><li> Les échantillons ont ensuite été dilués dans un tampon Tris / Glycine / SDS (Bio-Rad) et courir à travers un gel de 4-15% Tris électrophorèse de polyacrylamide (Bio-Rad) à 90 V pendant 100 min. </li><li> Les gels ont ensuite été colorées avec SYPRO Rouge. Diluer la solution mère SYPRO Rouge (Life Technologies) à 1:5000 dans 7,5% d&#39;acide v / v acétique. Colorer les gels pendant 60 min. </li><li> Gels d&#39;image en utilisant un SP Flourchem (Alpha Innotech). Intensité de fluorescence a été quantifiée en utilisant le logiciel ImageJ. Intensité de fluorescence de chaque échantillon a été normalisé par la surface totale du substrat et du fibrinogène adsorption a été comparée à l&#39;albumine par adsorption. </li></ol> 5. Western blot pour l&#39;expression des protéines <ol><li> Western blot a été réalisée afin d&#39;analyser l&#39;actine dans les cellules aortiques totale musculaires lisses de rat. Les cellules ont été ensemencées à 10000 cellules / substrat dans un 96-wplaque ell. </li><li> Les cellules ont été cultivées pendant trois jours avant de retirer médias. Protéine totale a été extrait à l&#39;aide du tampon RIPA et un niveau BCA (Lamda) a été réalisée afin de quantifier la protéine totale. </li><li> Les échantillons ont été dilués à la même concentration dans RIPA et ensuite bouillie dans un tampon d&#39;échantillon réduire pendant 5 min. </li><li> Les protéines ont été séparées par un gel de polyacrylamide 4-15% Tris par électrophorèse à 90 V pendant 100 min. Une protéine kaléidoscope standard (Bio-Rad) a été utilisée pour évaluer le poids moléculaire de la protéine. </li><li> Les protéines ont été transférées sur une membrane PVDF et bloqué avec un 1% de lait écrémé (Bio-Rad) solution sec. </li><li> Actine totale a été marqué avec un anticorps de lapin anti-actine rat (Sigma). Un kit de chimiluminescence BM (Roche) a été utilisée pour détecter l&#39;anticorps primaire. Les membranes ont été imagées par FlourChem SP équipement d&#39;imagerie et d&#39;intensité de fluorescence a été mesurée en utilisant le logiciel ImageJ. Intensité de fluorescence a été normalisée par comparaison à la pristine NiTisample. </li></ol>

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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Biocompatibilité et la cytotoxicité: Le dépôt chimique en phase vapeur (CVD) a donné des échantillons polycristallins de graphène qui imitaient des grains cristallins Cu, comme le montre la figure 1a. Nous avons utilisé la spectroscopie Raman pour confirmer la présence d&#39;une monocouche (couche de quelques-uns) graphène sur 1 sccm (4 sccm) échantillons (voir figure 1b). Il est clair, 1 sccm (4 sccm) échantillons présentent bande indicative de monocouche intense (relativement...

Les trois dernières décennies ont vu la découverte de nouveaux matériaux à base de thérapies et dispositifs pour le traitement des maladies et des diagnostics. Les alliages nouveaux tels que le nitinol (NiTi) et en acier inoxydable sont souvent utilisés dans la fabrication implant biomédical en raison de leurs propriétés mécaniques supérieures 1-3. Toutefois, de nombreux défis restent dus à la cytotoxicité matériel exogène, bio-et d&#39;hémo-compatibilité. La nature métallique des alliages de ces résultats en faible bio-et hémocompatibilité en raison de la lixiviation des métaux, le manque d&#39;adhérence cellulaire, la prolifération et la thrombose quand il entre en contact avec le sang circulant (tels que des cathéters, des greffons vasculaires, des endoprothèses vasculaires, des valves cardiaques artificielles etc.). 1, 4, 5 L&#39;interaction des protéines ou des cellules vivantes avec la surface de l&#39;implant peut conduire à une forte réponse immunitaire et la cascade de réactions biochimiques qui a suivi peut nuire à la fonctionnalité du dispositif. Par conséquent, il est Pertinent de réaliser un contrôle sur les interactions entre les implants biomédicaux et de son environnement biologique environnant. Modification de surface est souvent utilisée pour réduire ou empêcher la réponse physiologique néfaste provenant du matériau de l&#39;implant. Un revêtement de surface idéal devrait avoir la force d&#39;adhérence élevée, inertie chimique, lissé élevé, et bon hémo-et la biocompatibilité. Auparavant, de nombreux matériaux, y compris carbone de type diamant (DLC), le SiC, TiN, TiO 2 et de nombreux matériaux polymères ont été testés en tant que bio-compatibles revêtements de surface d&#39;implants. 1, 6-23 Cependant, ces matériaux sont toujours pas en mesure de répondre à tous les critères fonctionnels pour un revêtement de surface de l&#39;implant approprié. La découverte de l&#39;atome épaisse couche de carbone sp 2, connu sous le nom de graphène, a ouvert des portes pour le développement de nouveaux matériaux multifonctionnels. Le graphène est censé être un candidat idéal pour le revêtement de surface de l&#39;implant, car ilest chimiquement inerte, atomiquement lisse et très durable. Dans cette lettre, nous étudions la viabilité de graphène comme un revêtement de surface pour les implants biomédicaux. Nos études montrent que le graphène nitinol recouvert (Gr-NiTi) satisfait à tous les critères fonctionnels, et prend également en charge le muscle lisse et une excellente croissance des cellules endothéliales conduisant à la prolifération cellulaire mieux. Nous constatons également que le sérum albumine adsorption sur Gr-NiTi est plus élevé que le fibrinogène. Surtout, (i) les mesures spectroscopiques détaillées confirmé l&#39;absence de transfert de charge entre le graphène et le fibrinogène suggérant que le revêtement graphène inhibe l&#39;activation des plaquettes par des implants, (ii) des revêtements de graphène ne présentent aucun significative de la toxicité in vitro pour endothéliales et musculaires lisses des lignées cellulaires confirmant leur biocompatibilité, et (iii) des revêtements de graphène sont chimiquement inertes, résistantes et imperméables dans un courant sanguin environnement. Ces hémo-et propriétés biocompatibles, avec st élevéerength, inertie chimique et de la durabilité, de rendre revêtements de graphène comme un revêtement de surface idéal.

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> Réactif </td></tr><tr><td> Eagle modifié par Dulbecco moyen </td><td> ATCC </td><td> 30-2002 </td><td></td></tr><tr><td> Thiazolyle tétrazolium bleu </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> M2128 </td><td></td></tr><tr><td> CellTiter 96 aqueuse un essai de prolifération cellulaire solution (MTS) </td><td> Promega </td><td> G3582 </td><td></td></tr><tr><td> Le diméthylsulfoxyde </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D8418 </td><td></td></tr><tr><td> Formaldéhyde 36,5% </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> F8775 </td><td></td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T8787 </td><td></td></tr><tr><td> AlexaFluor 488 phalloïdine </td><td> Life Technologies </td><td> A12379 </td><td></td></tr><tr><td> Vectashield milieu de montage avec DAPJe </td><td> Vector Laboratories </td><td> H-1200 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;albumine sérique humaine </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A9511 </td><td></td></tr><tr><td> Le fibrinogène humain </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Tris / Glycine / SDS </td><td> Bio-Rad </td><td> 161-0732 </td><td></td></tr><tr><td> Prêt gel Tris-HCl Gel </td><td> Bio-Rad </td><td> 161-1158 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;acide acétique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 45726 </td><td></td></tr><tr><td> SYPRO Rouge </td><td> Life Technologies </td><td> S-6653 </td><td></td></tr><tr><td> Protéines dosage BCA bas </td><td> Lamda Biotech </td><td> G1003 </td><td></td></tr><tr><td> Precision Plus norme Kaléidoscope protéines </td><td> Bio-Rad </td><td> 161-0375 </td><td></td></tr><tr><td> Immun-Blot membrane de PVDF </td><td> Bio-Rad </td><td> 162-0177 </td><td></td></tr><tr><td> Buvard qualité bloqueur non gras du lait en poudre </td><td> Bio-Rad </td><td> 170-6404XTU </td><td></td></tr><tr><td> Anti-actine anticorps produit chez le lapin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A2066 </td><td></td></tr><tr><td> Chimiluminescence BM kit Western Blot (souris / lapin) </td><td> Roche Applied Science </td><td> 11520709001 </td><td></td></tr><tr><td> Tampon RIPA </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> R0278 </td><td></td></tr><tr><td> NiTi (Ni 51%, 49% Ti) </td><td> Alfa Aesar- </td><td> 44953 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Horiba JobinYvon </td><td> Raman spectromètre </td><td> Dilor XY 98 </td><td></td></tr><tr><td> Nikon </td><td> Microscope confocal </td><td> Eclipse TI microscope </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Thermoscientific </td><td> Lecteur de plaque </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Bio-Rad </td><td> Alimentation </td><td> 164-5050 </td><td> Alimentation électrique de base PowerPac </td></tr><tr><td> Bio-Rad </td><td> Cellule d&#39;électrophorèse </td><td> 165-8004 </td><td> Mini-PROTEAN cellule tétra </td></tr><tr><td> Bio-Rad </td><td> Cassette support de gel </td><td> 170-3931 </td><td> Minicassette support de gel </td></tr></tbody></table>

revêtements de graphène pour les implants biomédicaux

Graphene Coatings for Biomedical Implants

Graphène atomiquement lisse comme un revêtement de surface a un potentiel pour améliorer les propriétés d&#39;implants. Cela démontre une méthode pour les alliages de nitinol revêtement avec des couches de graphène nanométriques d&#39;épaisseur pour les applications comme matériau de stent. Le graphène a été cultivé sur des substrats de cuivre par dépôt chimique en phase vapeur, puis transférés sur des substrats en nitinol. Afin de comprendre comment le revêtement graphène pourrait modifier la réponse biologique, la viabilité cellulaire des cellules endothéliales aortiques de rat et des cellules de rat muscle lisse aortique a été étudiée. En outre, l&#39;effet de graphène-revêtements sur l&#39;adhésion cellulaire et de morphologie a été étudiée avec la microscopie confocale fluorescente. Les cellules ont été colorées pour l&#39;actine et des noyaux, et il y avait des différences notables entre les échantillons nitinol vierges par rapport aux graphène enduits échantillons. L&#39;expression d&#39;actine total à partir de cellules musculaires de rat lisses aortiques a été trouvé en utilisant western blot. Protéines caractéristiques d&#39;adsorption, un indicateur de thrombogénicité potentielle, were déterminée pour le fibrinogène et l&#39;albumine sérique par électrophorèse sur gel. En outre, le transfert de charge à partir du fibrinogène au substrat a été déduite en utilisant la spectroscopie Raman. Il a été constaté que le revêtement de graphène sur substrats nitinol satisfait aux exigences fonctionnelles pour un stent et amélioré la réponse biologique par rapport aux non couché nitinol. Ainsi, le graphène enduit de nitinol est un candidat viable pour un matériau de stent.

<img src="/files/ftp_upload/50276/50276fig1.jpg" alt="Figure 1"/> . Figure 1 un graphène) CVD polycristallin Cu feuilles cultivé sur imite les grains cristallins métalliques (barre d&#39;échelle: 10 um). b) spectre Raman de 1 sccm (4 sccm) graphène monocouche montre bande indiquant intense (relativement faible) G &#39;(couche peu) la nature telle qu&#39;elle est préparée de graphène. c) image AFM de graphène transférée sur NiTi présente une rugosité de ~ 5 nm. ...

Graphène présente un potentiel en tant que matériau de revêtement pour des implants biomédicaux. Dans cette étude, nous démontrons une méthode pour les alliages de nitinol revêtement avec des couches de graphène nanométriques d&#39;épaisseur et de déterminer comment le graphène peut influencer la réponse implant.

Revêtements de graphène pour les implants biomédicaux

Atomically smooth graphene as a surface coating has potential to improve implant properties. This demonstrates a method for coating nitinol alloys with ...

L'objectif général de cette procédure est de démontrer une méthode permettant de recouvrir un alliage métallique à mémoire de forme, le nitinol, de graphène afin d'améliorer sa compatibilité hémodynamique dans les matériaux d'implants en contact avec le sang. Cette opération s'effectue en deux étapes : premièrement, la croissance du graphène sur des feuilles de cuivre par dépôt chimique en phase vapeur, puis, deuxièmement, la gravure du cuivre et le transfert du graphène préparé vers des substrats en nitinol.Ensuite, les substrats de nitinol revêtus de graphène sont utilisés pour la culture de cellules endothéliales et de cellules musculaires lisses. Afin de quantifier la cyto-compatibilité, un autre test consiste à évaluer l'hémo-compatibilité en fixant les deux protéines, le fibrinogène et l'albumine, sur les substrats de nitinol revêtus de graphène. Enfin, la spectroscopie micro-Raman, la microscopie confocale, les tests d'otoxicité in vitro et l'analyse protéique par électrophorèse SDS-PAGE sont utilisés pour démontrer un revêtement de graphène réussi, une morphologie cellulaire améliorée, une viabilité cellulaire accrue et une meilleure hémo-compatibilité.Le principal avantage de cette technique par rapport aux techniques existantes, comme le revêtement polymère, est que les revêtements en graphène sont extrêmement durables et résistants à la corrosion. Les implications de cette technique s'étendent à l'amélioration des technologies de stents, car les propriétés intrinsèques du matériau graphène devraient réduire l'absorption des protéines et limiter l'activation des facteurs de coagulation due au changement de conformation des protéines. Bien que cette méthode permette d'obtenir des informations sur les stents en nitinol revêtus de graphène, elle peut également être utilisée pour d'autres systèmes, tels que les valves cardiaques ou les cathéters.Pour commencer, placez des feuilles de cuivre d'un centimètre sur un centimètre dans un four en tube de quartz d'un pouce et chauffez à 1000 degrés Celsius en présence de 50 SCCM d'hydrogène et de 450 SCCM d'argon. Ensuite, introduisez du méthane à raison de un à quatre SCCM dans le four à 1000 degrés Celsius à différents débits pendant 20 à 30 minutes. Refroidissez les échantillons à température ambiante à l'intérieur du four sous un courant d'hydrogène, d'argon et de méthane.Après avoir retiré les échantillons du four, découpez-les en carrés de 4,5 millimètres et utilisez du PMMA dilué avec 4 % Anole pour déposer par centrifugation sur les feuilles de cuivre à 4 000 tr/min, suivi d'un traitement thermique de cinq minutes à 150 degrés Celsius. Gravez la feuille de cuivre à l'aide de l'agent de gravure CE 100 jusqu'à ce que la feuille de cuivre soit entièrement gravée. Rincez dans de l'acide chlorhydrique à 10 % pendant 10 minutes, puis dans de l'eau déionisée pendant 10 minutes.Pour obtenir l'échantillon de graphène transféré sur PMMA, transférez les échantillons de graphène sur des substrats en nitinol de 4,5 millimètres carrés. Ensuite, traitez-les à 450 degrés Celsius sous 300 SCCM d'argon et 700 SCCM d'hydrogène pendant deux heures. Pour éliminer le PMMA, lavez enfin les substrats en nitinol avec de l'acétone afin de dissoudre le PMMA résiduel et d'obtenir l'échantillon de graphène sur nickel-titane.Pour commencer les tests de toxicité, ajouter des substrats de nitinol vierge, du nitinol avec un SCCM ou du nitinol avec quatre SCCM de graphène, dans des plaques de 96 puits, où le SCCM indiqué correspond au débit de méthane utilisé lors de la croissance du graphène par dépôt chimique en phase vapeur. Ensuite, ensemencer des cellules endothéliales aortiques de rat à raison de 10⁵ cellules par puits dans certains puits contenant du nitinol vierge, du nitinol avec un SCCM ou du nitinol avec quatre SCCM de graphène. Dans un autre ensemble de puits, ensemencer des cellules musculaires lisses aortiques de rat de manière similaire.Faites croître les cellules pendant trois jours ou sept jours dans un incubateur à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone, en renouvelant le milieu tous les deux jours. Au moment final, retirez le milieu des puits contenant les cellules musculaires lisses et ajoutez un milieu frais contenant 0,5 milligramme par millilitre de MTT à chacun. Incubez les cellules pendant trois heures supplémentaires.Ensuite, retirez délicatement le milieu et ajoutez 100 microlitres de diméthylsulfoxyde dans chaque puits. Après avoir laissé les cristaux de MTT se dissoudre pendant 10 minutes, transférez la solution dans une autre plaque de puits. Pour le test MTS, retirez le milieu des puits contenant les cellules endothéliales au moment final.Remplacer par 120 microlitres de solution MTS et incuber pendant trois heures. Ensuite, transférer le contenu des puits dans une nouvelle plaque. Lire l'absorbance à 490 nanomètres et déterminer le pourcentage de viabilité en normalisant l'absorbance par rapport à l'absorbance moyenne de l'échantillon de nitinol vierge.Répétez cette étape au moins cinq fois pour chaque échantillon. Pour l'imagerie confocale de cellules musculaires lisses aortiques de rat, placez les substrats dans une lame à huit chambres, en laissant une chambre vide comme témoin. Ensuite, semez les cellules dans toutes les chambres à raison de 25 000 cellules par chambre et incubez pendant trois jours à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone.Après avoir retiré le milieu des lames, fixer les cellules sur le substrat avec du formaldéhyde 4 % dans un tampon PBS pendant 20 minutes. Rincer avec du PBS, puis rendre les cellules perméables avec du Triton X 0,1 % pendant une minute. Après un rinçage avec du PBS, ajouter 100 microlitres de la solution LOR 4 88 PHIN à 1,9 millilitre de tampon PBS.Pour visualiser l'actine, colorer les cellules avec 250 microlitres de LOR 4 88 Phin pendant 45 minutes, puis laver deux fois avec du tampon PBS. Ensuite, colorer les noyaux avec un milieu de montage fluorescent contenant du dpi. Acquérir les images confocales à l'aide d'un Nikon confocal ti.Avant de commencer les expériences d'absorption des protéines albumine et fibrinogène, mesurer les dimensions du substrat à l'aide d'un pied à coulisse. Effectuer trois mesures pour chaque côté des échantillons approximativement carrés et en calculer la moyenne. Pour obtenir la longueur et la largeur, placer l'échantillon de nitinol vierge, l'échantillon de nitinol avec graphène SCCM, et l'échantillon de nitinol avec graphène SCCM quadruple dans deux 12.Ajouter dans les puits du tampon PBS contenant un milligramme par millilitre d'albumine. Ajouter de la température ambiante à l'une des plaques et incuber séparément pendant trois heures. Incuber les trois types d'échantillons avec du tampon PBS contenant un milligramme par millilitre d'albumine.Fibrinogène à température ambiante pendant trois heures après lavage des échantillons au PBS, combiner les échantillons similaires dans un tube de microcentrifugeuse contenant 200 microlitres de tampon d'échantillonnage réducteur et faire bouillir pendant cinq minutes. Diluer les échantillons selon un rapport volumique de un à neuf de tampon SDS glycine T dans de l'eau déionisée et les faire migrer sur un gel d'électrophorèse en polyacrylamide tris à 4-15 % à 90 volts pendant 100 minutes. Diluer la solution mère de Spro red selon un rapport de un à 5 000 dans de l'acide acétique à 7,5 %.Ensuite, colorer les gels pendant 60 minutes avec la solution SPro Red diluée. Envelopper dans du papier d'aluminium pour protéger la SPro Red de la lumière, puis imager les gels à l'aide d'un Fluor chem SP et quantifier l'intensité fluorescente à l'aide du logiciel Image J. Normaliser ensuite l'intensité fluorescente de chaque échantillon par rapport à la surface totale du substrat, puis comparer l'absorption du fibrinogène à celle de l'albumine.La méthode de dépôt chimique en phase vapeur a permis d'obtenir des échantillons de graphène polycristallin imitant les grains cristallins du cuivre. La spectroscopie Raman a été utilisée pour confirmer la présence de graphène monocouche sur les échantillons à un SCCM et à quatre SCCM. L'échantillon à un SCCM présente une bande GPR intense, indiquant la nature monocouche du graphène ainsi préparé. En revanche, l'échantillon à quatre SCCM montre une bande GPR relativement plus faible, ce qui confirme la présence de quelques couches de graphène. L'image ici présentée est une image de microscopie à force atomique du graphène transféré sur des substrats en nitinol.Des mesures détaillées de l'échantillon ont donné une valeur de rugosité de surface d'environ cinq nanomètres. Voici les images de microscopie optique confocale de cellules musculaires lisses cultivées sur une lame de verre contrôlée, sur des substrats de nitinol vierges, sur des substrats de nitinol avec un SCCM de graphène, et sur des substrats de nitinol avec quatre SCCM de graphène. Les cellules sont denses et sphériques sur les deux surfaces de nitinol avec graphène, ce qui démontre une meilleure morphologie cellulaire.Les tests MTT et MTS montrent qu'un et quatre substrats de nitinol avec graphène à SCCM n'exhibent aucune différence significative de viabilité des cellules musculaires lisses par rapport au nitinol vierge. Les tests MTS montrent que la viabilité cellulaire des cellules endothéliales après trois jours n'était pas significativement différente de celle des témoins. Les images de microscopie électronique à balayage montrent que les cellules endothéliales cultivées sur des substrats de nitinol vierge sont clairsemées et allongées, tandis qu'elles sont ellipsoïdales et denses sur les substrats de nitinol avec graphène à un et quatre SCCM.Ces résultats démontrent que les revêtements de graphène conduisent à une morphologie cellulaire sphérique améliorée des cellules endothéliales ; les échantillons de nitinol-graphène à 1 SCCM et à 4 SCCM présentent un rapport faible entre la fibrinogène et l'albumine par rapport à l'échantillon de nitinol vierge, suggérant une hémocompatibilité accrue due au graphène. L'équilibrage du niveau de Fermi est illustré par le diagramme des niveaux d'énergie pour la fibrinogène et la densité des états électroniques du graphène. Un transfert d'électrons de la fibrinogène vers le nitinol-graphène n'est possible qu'à partir des états électroniques occupés de la molécule de fibrinogène vers des états électroniques vides du nitinol-graphène situés au même niveau d'énergie.Le graphène mono- et oligocouches est un semi-métal à température ambiante, avec une faible densité d'électrons au niveau de Fermi, ce qui entraîne un faible transfert de charge du fibrinogène vers le graphène. Le graphène ne présente aucune modification de la forme ou de la fréquence de la bande GB, indiquant un faible transfert de charge en provenance des protéines plasmatiques. Les pics D déconvolués obtenus par ajustement de courbe sont représentés en noir afin de démontrer l'utilité et la viabilité du graphène comme revêtement d'implant.Une pièce de cuivre revêtue de graphène a été exposée à du peroxyde d'hydrogène à 5 %. La partie recouverte de graphène est restée inchangée, tandis que la partie non recouverte a été décolorée par la solution de peroxyde d'hydrogène. De plus, du nitinol recouvert de graphène immergé dans de l'acide nitrique à 70 % n'a montré aucune modification de la fréquence de la bande GB, confirmant que le revêtement de graphène est extrêmement durable.De plus, le revêtement de graphène dans le nitinol graphéné a réduit au taux X la corrosion du cuivre sous-jacent, indiquant l'imperméabilité des membranes de graphène. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment transférer le graphène sur des implants biomédicaux afin d'améliorer leur biocompatibilité.

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