Name: Il Coniglio Blood-shunt modello per lo studio di acuta e sequele tardive di emorragia subaracnoidea: Aspetti tecnici (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Scopri il modello di shunt ematico nel coniglio per studiare l'emorragia subaracnoidea acuta e le sue sequele tardive. Questo metodo permette di monitorare la pressione intracranica e il flusso cerebrale in modo indipendente.

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Gli autori ringraziano Laurie von Melchner, Bern University Hospital, Dipartimento di Neurochirurgia, Berna, in Svizzera, per la revisione e la modifica del manoscritto e Paskus Geremia, Hospital di Boston per bambini, Boston, MA per la correzione della bozza iniziale. Apprezziamo la gestione sapiente di cura degli animali, anestesia e assistenza operativa da Daniel Mettler, DVM, Max Müller, DVM, Daniel Zalokar, e Olgica Beslac, Experimental Surgical Institute, Dipartimento di Ricerca Clinica, Università di Berna, Berna, Svizzera. Ringraziamo Michael Lensch, Responsabile Ricerca Infermiere, Dipartimento di Terapia Intensiva, Università di Berna Hospital e Università di Berna, Berna, Svizzera, per il monitoraggio dei dati in tempo reale e post-elaborazione dei parametri fisiologici. Ringraziamo Edin Nevzati, Carl Muroi, e Salome Erhardt, per la loro eccellente laboratorio di assistenza tecnica ed operativa. Questo lavoro è stato sostenuto dal Dipartimento della Intensive Care Medicine, Università di Berna Hospital e Università di Berna, Berna, Svizzera, il Dipartimento di Ricerca Clinica, Università di Berna, Berna, Svizzera, e il Fondo di ricerca del Kantonsspital Aarau, Aarau, Svizzera. Ringraziamo Elsevier, il permesso di ristampa per figure 1 e 2.

Tre mesi di età femminile conigli New Zealand che pesano 2,5-3,5 kg sono stati utilizzati per questa procedura. Lo studio è stato eseguito in conformità con il National Institutes of linee guida sanitarie per la cura e l&#39;uso di animali da esperimento e con l&#39;approvazione del Comitato del Cantone di Berna, Svizzera (approvazione N ° 105/13) Animal Care. Tutte le procedure chirurgiche sono state eseguite in condizioni sterili presso l&#39;Istituto Sperimentale Chirurgica del Dipartimento di Ricerca Clinica presso l&#39;Università di Berna Hospital di Berna, in Svizzera. Un anestesista veterinario monitorato gli animali durante l&#39;intervento chirurgico e durante il recupero. 1 Preparazione degli animali, posizionamento e succlavia Cannulazione <ol><li> Indurre anestesia generale nel coniglio con iniezione intramuscolare di ketamina (30 mg / kg; Ketalar, 50 mg / ml) e xilazina (6 mg / kg; Xylapan 20 mg / ml) e la profondità di controllo dell&#39;anestesia controllando la risposta del coniglio nocivi stimoione (ad esempio, un pizzico tep). Vedere 1.7 in caso di risposta positiva. </li><li> Abbassare le palpebre inferiori di entrambi gli occhi e applicare una piccola quantità di pomata per le palpebre per prevenire la secchezza e l&#39;ulteriore irritazione. </li><li> Cateterizzarla la vena orecchio laterale con un Gbutterfly venflon 20 (20 G catetere vascolare), fissare con nastro adesivo, e connettersi a un sacchetto di gravità contenente 0,9% di cloruro di sodio (500 ml / 24 hr) e ketamina (40 mg / kg / ora) / xilazina (4 mg / kg / ora) per endovenosa continua (iv) l&#39;anestesia. Somministrare analgesici supplementari ogni 15 min iv (Fentanyl, 1 mcg / kg). Nota: Evitare anestetici volatili del gas, che è associato con una diminuzione CPP, aumentando CBF, e la diminuzione del tasso metabolico cerebrale di ossigeno 11 anestetici endovenosi offrono più caratteristiche ideali per Neuroanestesia preservando CBF e vasocostrizione cerebrale, 12, che è di importanza superiore quando si studia cerebrale. vasospasmo. Inoltre, anche se la mortalità è aumentata in SPONTaneously respirazione animali, essa può meglio imitare la situazione umana di SAH acuta. </li><li> Fornire ossigeno (1 - 2 L / min) tramite una maschera respiratoria che permette di anidride carbonica di fine espirazione (EtCO2) monitoraggio. </li><li> Installare un elettrocardiogramma a 3 canali (ECG) .Montare tre elettrodi sottocutanei in una disposizione triangolare sul lato ventrale del coniglio; in particolare, posizionare un elettrodo sulla regione mediotoracico destra (con distanza dal campo sterile rasata per l&#39;arteria succlavia incannulamento) e due elettrodi nel basso addome distribuiti su entrambi gli arti. </li><li> Monitorare la profondità dell&#39;anestesia ogni 15 minuti durante l&#39;intervento seguendo frequenza respiratoria, frequenza cardiaca (HR) controllato dal segnale ECG, e la reazione alla stimolazione nociva. </li><li> In caso di risposta positiva alla stimolazione nocicettiva (pizzico tep), adeguare la profondità dell&#39;anestesia da ketamina bolo (6 mg / kg) e xilazina ev in bolo (0,05 mg / kg) ev e / o un bolo analgesia supplementare con Fentanyl (1 mcg / kg) iv </li><li> Fissare il coniglio in posizione supina su una piastra riscaldante corpo, inclinando la testa di 20 ° verso il basso e ruotando leggermente controlateralmente al lato su cui sarà esposta l&#39;arteria succlavia. </li><li> applicare unguento occhio e preparare l&#39;area per un intervento chirurgico con la rasatura dei capelli sopra il muscolo pettorale destro intorno al terzo medio della clavicola, e sopra il cranio frontal-, parietal- e occipitale, il collo, e sul diritto arteria femorale comune. </li><li> Disinfettare la pelle per 3 minuti con un ampio spettro di antisettico, ad es., Povidone-iodio. </li><li> Coprire il coniglio con teli sterili. Eseguire tutte le altre procedure in condizioni sterili e spesso applicano il 4% papaverina HCl e soluzione antibiotica (neomicina solfato 5 mg / ml) per via topica per prevenire il vasospasmo arterioso dalla manipolazione nave e infezioni locali. </li><li> Infiltrati il ​​muscolo pettorale con anestetici locali (lidocaina 1% massimo 6 mg / kg). Fare un incisione cutanea parasternale e preparare ilmuscolo pettorale. Utilizzando il microscopio, sezionare l&#39;arteria succlavia e fissare con una prossimale e distale legature (4-0 suture polifilamento) intorno l&#39;estremità esposta. Mantenere una legatura vicino al controllo prossimale in posizione per fissare il catetere e legare il vaso distale. </li><li> Eseguire un arteriotomia nella parete dell&#39;arteria succlavia incidendo la arteria con un microscissor curvo e cannulate succlavia retrograda con un piccolo intravasale rubinetto a 3 vie. Fissare il catetere doppio nodo legatura verso la legatura distale al fine di impedire la torsione arteriosa o piegatura della parte prossimale dell&#39;arteria e di evitare la fuoriuscita slittamento o massiccio. </li></ol> 2. Pressione del sangue e monitoraggio arterioso Sangue Gas <ol><li> Collegare il 3-way rubinetto di arresto per i) la cannula intravasale di gas del sangue arterioso (ABG) analisi, pH, PaCO2, PaO2, il bicarbonato, l&#39;eccesso di base, e SO 2, ii) il sangue arterioso invasivapressione dispositivo di misurazione, e iii) il dispositivo shunt. </li><li> Raccogliere campioni di sangue per lo stato ABG (PaCO2, PAO 2) e monitorare costantemente parametri standard cardiovascolari e respiratorie (pressione sanguigna, HR, ECG, frequenza respiratoria e di fine espirazione di CO 2) e di trasferimento dei dati tramite l&#39;interfaccia di uscita analogica ad un analogico- convertitore digitale / registratore di dati e memorizzare. NOTA: Le pressioni saranno azzerati a livello del cuore prima e dopo ogni sessione, e la calibrazione pressione analogico / digitale-convertitore e sistema di registrazione dei dati sarà fatto una volta prima che la serie si avvia. </li></ol> 3 Baseline Digital sottrazione angiografia <ol><li> Inserire un dispositivo di dimensionamento esterno (piccola sfera) su entrambi gli angoli mandibolari per calibrare l&#39;angiografia. NOTA: Questo permette di confronto esatto delle misurazioni post-hoc di basale e follow-up diametro del vaso. </li><li> Eseguire la sottrazione angiografia digitale (DSA) da retrograda intra-abolo rterial di non ionico Iopamidolo (0,6 ml / kg, 5 ml / sec per 2 sec) attraverso l&#39;arteria cannulata e lavare immediatamente la cannula dopo l&#39;iniezione del bolo di soluzione fisiologica per evitare occlusione di quest&#39;ultimo. </li><li> Ottenere immagini (7 immagini a 14 sec) del sistema vertebrobasilare utilizzando una rapida registrazione angiografia sequenziale in posizione obliqua 5 ° sinistro anteriore. </li><li> Infiltrati l&#39;area intorno alla destra arteria femorale comune con anestetici locali (lidocaina 1%, massimo 6 mg / kg). Fai una piccola incisione cutanea inguinale. Utilizzando il microscopio per la visualizzazione, sezionare l&#39;arteria femorale comune e fissare con una prossimale e distale legature (4-0 suture polifilamento) intorno l&#39;estremità esposta. </li><li> Dopo arteriotomia, incannulare l&#39;arteria femorale con una guaina 5-F. Lavare l&#39;attacco laterale della guaina con soluzione fisiologica. </li><li> Avanzare un catetere 5-F nell&#39;arteria brachiocefalica attraverso la guaina sotto fluoroscopia. Creare una mappa stradale, poi avanzare un filo guida di the sistema vertebro-basilare. Iniettare un bolo di non ionico Iopamidolo (0,6 ml / kg, 5 ml / sec a 2 sec) per DSA come descritto al punto 3.2. </li></ol> 4. rotazione alla posizione prona <ol><li> Dopo basale DSA, riposizionare il coniglio da posizione supina a quella prona. Fare attenzione a non manipolare o spostare la posizione dei cateteri intra-arteriose. </li><li> Posizionare la testa in un testa-porta ad un angolo di 30 °, orientato a testa in giù. </li></ol> 5. Cisterna Magna Puncture <ol><li> Disinfettare la pelle sopra la testa e il collo con Povidone-iodio 3 volte per 1 minuto ciascuna, e coprire l&#39;area chirurgica con teli sterili. </li><li> Inserire un 22 G x 40 mm pediatrica ago accesso spinale transcutanea nella cisterna magna, senza alcuna incisione cutanea preventiva o spostamento muscolare. </li><li> Verificare che l&#39;animale è completamente anestetizzato garantendo una mancanza di risposta toe-pinch prima di far scorrere l&#39;ago verso il basso lungo la osseo protuberanza occipitale esternafinché non viene rilevato un gap; non spingere ulteriormente l&#39;ago. </li><li> Verificare il corretto posizionamento dell&#39;ago osservando sgocciolatura spontanea del liquido cerebrospinale con la testa di coniglio inclinato verso il basso con un angolo di 20 ° per pochi minuti. </li></ol> 6 Installazione di pressione intracranica e cerebrale monitoraggio del flusso sanguigno <ol><li> Dopo la pelle linea mediana e galea incisione, inserire un piccolo divaricatore chirurgico. </li><li> Fai tre turno osteotomie (2 mm di diametro) con un microdrill ad alta velocità nella parte frontale del cranio secondo i punti di riferimento cranio esterne (Figura 1) 9, vale a dire, il bulbo olfattivo e frontale bilaterale per il posizionamento di un dispositivo neuromonitoring se necessario. Usare un righello scala millimetrata per determinare le coordinate di bava posizionamento del foro come segue: pressione intracranica (ICP) di monitoraggio in linea midpupillary, 1-2 mm dalla linea sagittale mediano; intraparenchimali sonde laser-Dopplerquattro a cinque mm anteriormente e lateralmente al bregma (Figura 1). </li><li> Visualizza la dura madre, ed eseguire l&#39;emostasi meticolosa: usare la cera ossea per l&#39;emostasi ossea in virtù della sua azione tamponamento ed eseguire l&#39;emostasi locale utilizzando la coagulazione bipolare della dura. </li><li> Posizionare il intraparenchimale pressione intracranica (ICP) tip monitor nel bulbo olfattivo di destra ad una profondità di 2 mm e quindi calibrare. </li><li> Bel posto sonde ad ago i due laser-Doppler flussimetria con un sistema di bloccaggio esterno e inserirli nei fori corrispondenti bave sia gli emisferi destro e sinistro frontali laterali al sistema ventricolare, cioè, sulla linea mediana per evitare interferenze con il liquido cerebrospinale. Posizionare una sonda ad ago a una profondità di 2,5 mm. </li><li> Dopo il posizionamento delle sonde neuromonitoring, sigillare tutti i fori bave con uno spesso tappo di cera ossea al fine di mantenere il cranio tenuta di fluido. </li><li> Misurare i parametri di base della pressione arteriosa media (MAP), ICP e il flusso ematico cerebrale (CBF) utilizzando un monitor multiparametrico e tessuti laser-Doppler Monitor perfusione sanguigna a quattro canali. </li></ol> 7 Shunt induzione <ol><li> Collegare l&#39;ago di accesso vertebrale nella cisterna magna per l&#39;arteria succlavia in precedenza cateterismo attraverso tubi monitoraggio della pressione sanguigna-riempita. Utilizzare il rubinetto a 3 vie per la misurazione della pressione arteriosa e come porta di prelievo di sangue. NOTA: La gravità di SAH dipende dalla quantità di sangue, e può essere approssimativamente stimato l&#39;ampiezza di coaguli subaracnoidea al momento del raccolto cervello 5,11. </li><li> Monitorare costantemente MAP, HR, ECG, frequenza respiratoria e di fine espirazione di CO 2 ad una frequenza di campionamento di 1 Hz da 6 min prima fino a almeno 20 min dopo SAH. </li><li> Verificare che l&#39;animale è completamente anestetizzato garantendo una mancanza di risposta pizzico punta prima di aprire il collegamento shunt tra l&#39;arteria succlavia e la cisterna magna per indurre SAH dal Tem pressionent. NOTA: Un SAH controllato può essere ottenuto chiudendo lo shunt in qualsiasi punto di tempo (ad esempio, ad un livello desiderato di ICP.). </li><li> Registrare i valori di stato stazionario per un periodo di tempo di circa 15 min. </li><li> Dopo ICP raggiunge il suo picco, tenere l&#39;ago di accesso spinale in vigore fino ICP ritorna a uno stato stazionario vicino ai valori basali. Se l&#39;altopiano ICP viene mantenuta per più di 10 secondi o se ICP diminuisce spontaneamente, chiudere lo shunt. </li><li> Rimuovere CBF sonde fine-ago e sonda ICP, tappare buchi bave con la cera ossea, rimuovere tutti i cateteri (compresi catetere succlavia, dal momento che la manipolazione del catetere con emorragia consecutiva è associata ad alta morbilità e mortalità, e aumenta il tasso di infezione), effettuare una rigorosa irrigazione ferita con solfato di neomicina e suturare la pelle. </li></ol> 8 Gestione postoperatoria <ol><li> La procedura dura circa 2 ore. A causa delle emivite di ketamina e xilazina, il tempo di recupero di animal è abbastanza breve - circa 1 ora. Gli animali sono tenuti sotto una lampada riscaldante durante il recupero. Non sono forniti altri liquidi. Durante questa prima fase di recupero post-operatorio, si applicano buprenorfina 0,02 mg / kg sc ogni 8 ore per 24 ore. </li><li> Applicare le patch fentanil transdermico a matrice rilasciando 12,5 mcg / ora nella regione del collo rasato degli animali per l&#39;analgesia efficace nei prossimi 72 hr. </li><li> Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere decubito sternale. </li><li> Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico in compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li></ol> 9 Follow-up digitale sottrazione angiografia per valutare DCVS al Day 3 <ol><li> Eseguire i passaggi 1,1-3,6 come descritto sopra. </li><li> Euthanize gli animali per iniezione intra-arteriosa bolo di thiopenthal sodio (40 mg / kg) (Pentothal, Ospedalia AG, Hünenberg, Svizzera). Nei casi in cui istologia e immunohistochemistry è necessario, effettuare una perfusione-fissazione intracardiaco a temperatura ambiente ad una pressione di perfusione 100 cm H 2 O. </li></ol>

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Nessuno. Gli autori non hanno alcun interesse finanziario o commerciale in nessuno dei farmaci, materiali o attrezzature utilizzate. Non sono stati ricevuti finanziamenti specifici per questo lavoro. Gli autori sono gli unici responsabili della progettazione e della conduzione dello studio presentato e non riportano alcun conflitto di interessi riguardo ai materiali e ai metodi utilizzati in questo studio o ai risultati specificati nell'articolo. Confermano l'aderenza agli standard etici. Lo studio è stato condotto in conformità con le linee guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da esperimento e con l'approvazione del Comitato per la cura degli animali del Cantone di Berna, Svizzera (approvazione #109/07 e #107/09).

Il modello di shunt produce patologia simile a quello osservato negli esseri umani dopo SAH acuta 3,8,10. E &#39;stato suggerito che EBI può esacerbare, mantenere e persino scatenare DCVS 12, e come tale questo modello può essere di aiuto nelle indagini sia nella fase DCVS precoce e tardiva, tra cui EBI e DCVS interazioni seguenti SAH. In particolare, ripetibile in vivo DCVS tecniche di monitoraggio, compresi i DSA 13, tomografia computerizzata angiografia 14, e Doppl...

Emorragia subaracnoidea aneurismatica (SAH) è uno dei più in pericolo di vita condizioni neuropatologici, spesso portando a danni neurologici permanenti o la morte 1. Precedenti ricerche si è concentrata sul vasospasmo cerebrale ritardata (DCVS) come l&#39;eziologia primaria di deficit neurologici associati con SAH 2. Tuttavia, generalmente i poveri risultati clinici di pazienti affetti da emorragia subaracnoidea dopo il trattamento del vasospasmo ha portato ad un ampliamento del centro di ricerca per includere gli effetti della lesione cerebrale precoce (EBI) dopo SAH 3. Maggiore comprensione del significato di entrambi EBI e DCVS nel contribuire a poveri risultati clinici dopo SAH è essenziale per lo sviluppo di più efficaci strategie terapeutiche. Fino ad oggi, singola e doppia iniezione di sangue autologo nella cisterna magna è stato il metodo standard per l&#39;induzione SAH per lo studio di DCVS 2-6. Anche se comunemente usato in studi precedenti,questo modello molto probabilmente non riprodurre le modifiche principali neuropatologici associati SAH indotto EBI 7. Al contrario, la perforazione endovascolare è noto per produrre gravi alterazioni fisiopatologiche acute che in parte imitano i sintomi di EBI 7. La relazione descrive un modello di coniglio romanzo SAH progettato per consentire indagine sia EBI e DCVS, consentendo caratterizzazione più accurata della patologia SAH indotta 8-10. Con la tecnica descritta, modello standard cisterna magna è adattato collegando il sistema arterioso dell&#39;arteria succlavia e la cisterna magna tramite uno shunt extracorporea. Il flusso di sangue è quindi legata alla fisiologia del coniglio e guidato dalla differenza di pressione tra il sangue arterioso e la pressione intracranica. L&#39;emorragia si arresta quando la pressione intracerebrale (ICP) è uguale pressione diastolica e il sangue nel sistema shunt coagula. Utilizzando l&#39;host &amp; #8217; s fisiologia riduce SAH induzione esaminatore-dipendenti, portando ad un modello più coerente di SAH che produce in modo affidabile sia EBI e DCVS fenotipi 3,8-10.

<table><tbody><tr><td>Attrezzatura</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio operatorio</td><td>Zeiss, Jena, Germania</td><td>Zeiss, OPMI-MD</td><td></td></tr><tr><td>microscopio operatorio Attrezzatura chirurgica</td><td>B. Braun, Germania</td><td></td><td>Pinze mediche n. 5; forbici per vasi 8 cm; microclip 4 mm</td></tr><tr><td>Respiratore</td><td>Hugo Sachs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tagliacapelli</td><td>3M Surgical Clipper&nbsp;</td><td></td><td>Starter Kit 9667A</td></tr><tr><td>Piastra calda corporea</td><td>FHC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analizzatore di gas ematici</td><td>Radiometro, Copenaghen, Danimarca</td><td>ABL 725</td><td></td></tr><tr><td>Monitoraggio cardiaco</td><td>Monitor multiparametrico Camino, Integra, Plainsboro, NJ, US</td><td>AP-05</td><td></td></tr><tr><td>Analisi software</td><td>BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA</td><td></td><td>Biopac MP100 e software acqKnowledge, versione 3.8.1</td></tr><tr><td>Analisi del software</td><td>ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA</td><td></td><td>Versione Image-Pro Plus&nbsp;</td></tr><tr><td>Apparecchio per angiografia</td><td>DFP 2000 A-Toshiba</td><td>MIIXR0001EAA</td><td></td></tr><tr><td>monitor ICP</td><td>Camino Laboratories, San Diego, CA, USA</td><td></td><td>Monitor ICP, Modello 110-4B</td></tr><tr><td>Monitor di flusso sanguigno</td><td>Oxford Optronix Ltd., Oxford, Regno Unito</td><td>Soluzione di microsfere KIT</td><td></td></tr><tr><td>CAL Sonde ad ago sottile per flussimetria laser Doppler</td><td>Oxford Optronix Ltd., Oxford, Regno Unito</td><td></td><td>MNP110XP, diametro 0,48 mm</td></tr><tr><td>Tubo a pressione</td><td>B. Braun, Germay</td><td></td><td>PE 1,0 mm & volte; 2,0 mm</td></tr><tr><td>Monitor per anestesia</td><td>GE Medical Systems, Svizzera&nbsp;</td><td></td> Catetere vascolare <td>Datex S5</td></tr><tr><td>Monitor 20</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>G</td><td>Catetere endovenoso Smiths Medical</td><td></td><td>Jelco, REF 4057</td></tr><tr><td>Catetere venoso centrale a tre lumi da 5,5 F</td><td>Connettori, Tagelswangen, Svizzera</td><td></td><td>Catetere in silicone STH-C040</td></tr><tr><td>ago da 22 G x 40 mm.</td><td>Emergo Group Inc., Paesi Bassi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microtrapano ad alta velocità</td><td>Stryker, Soletta, Svizzera</td><td>5400-15&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cera d'osso</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, NJ, USA</td><td>ETHW31G</td><td></td></tr><tr><td>Forcipe bipolare</td><td>Aesculap, Inc., PA, Stati Uniti</td><td>US349SP&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Xilazina</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto</td></tr><tr><td>generico Cerotti transdermici alla matrice di fentanil&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Lidocaina 1%</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>4% papaverin HCl&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Neomicina solfato&nbsp;</td><td>Research Organics Inc., OH, USA</td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Povidone-iodio&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>0,9% cloruro di</td><td></td><td></td> sodio <td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Iopamidolo</td><td>Abott Laboratories, IL, USA</td><td></td><td>Qualsiasi prodotto generico</td></tr><tr><td>Sutura riassorbibile 3-0</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>Sutura VCP824G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 non assorbibile</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>Suture in polifilamento 8618G</td><td></td></tr><tr><td>4-0</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>VCP284G</td><td></td></tr></tbody></table>

il coniglio blood-shunt modello per lo studio di acuta e sequele tardive di emorragia subaracnoidea: aspetti tecnici

The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects

Lesione cerebrale precoce e ritardata vasospasmo cerebrale entrambi contribuiscono a risultati sfavorevoli dopo emorragia subaracnoidea (SAH). Modelli animali riproducibili e controllabili che simulano entrambe le condizioni sono al momento raro. Pertanto, sono necessari nuovi modelli, al fine di mimare condizioni fisiopatologiche umani derivanti da SAH. Questo rapporto descrive le sfumature tecniche di un sangue-shunt modello SAH coniglio che consente il controllo della pressione intracerebrale (ICP). Un shunt extracorporea è posto tra il sistema arterioso e lo spazio subaracnoideo, che consente esaminatore indipendente SAH in un cranio chiuso. Step-by-step istruzioni procedurali e le attrezzature necessarie sono descritte, così come considerazioni tecniche per produrre il modello con mortalità minima e morbilità. Dettagli importanti necessarie per la riuscita creazione chirurgica di questo modello SAH coniglio robusto, semplice e coerente ICP-controllato sono descritti.

Il modello di shunt sangue di coniglio di SAH descritto in questo rapporto produce EBI nell'ippocampo (Figura 2A, B), la corteccia basale (Figura 2A, B), e la vascolarizzazione cerebrale (Figura 2C) già a partire 24 ore dopo l'infortunio e mostra una caratteristica distribuzione del sangue (Figura 2D) 8. Inoltre, il modello attiva da moderata a grave gradi di DCVS in tre giorni dopo SAH induzione (Figura 3) 10. Il ...

Il modello sperimentale di emorragia subaracnoidea (SAH) con shunt sanguigno controllato a pressione intracranica nel coniglio combina le procedure standard: incannulamento dell'arteria succlavia e puntura transcutanea della cisterna magna, che consente di imitare da vicino le condizioni fisiopatologiche umane dopo SAH. Presentiamo istruzioni dettagliate e discutiamo i punti chirurgici chiave per una creazione sperimentale di SAH di successo.

Il Coniglio Blood-shunt modello per lo studio di acuta e sequele tardive di emorragia subaracnoidea: Aspetti tecnici

Early brain injury and delayed cerebral vasospasm both contribute to unfavorable outcomes after subarachnoid hemorrhage (SAH). Reproducible and ...

L'obiettivo generale di questa procedura è stabilire un modello indipendente di pressione intracranica da parte dell'esaminatore, o shunt sanguigno controllato da ICP, emorragia subaracnoidea acuta o SAH nel coniglio. Ciò si ottiene incannulando prima l'arteria succlavia. Nella seconda fase, viene eseguita l'angiografia a sottrazione digitale, quindi le sonde di neuromonitoraggio e un ago di accesso spinale vengono posizionati nella fase finale.L'ago di accesso spinale e l'arteria succlavia sono collegati a uno shunt per indurre l'esaminatore, l'ICP indipendente controlla l'SAH acuta, in definitiva il flusso sanguigno cerebrale ICP o CBF e la risposta cardiorespiratoria dell'animale all'ASH acuta possono essere monitorati. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo neurovascolare, come ad esempio il modo in cui la lesione cerebrale precoce e il campione ritardato del vaso cerebrale contribuiscono all'esito del parto e alla mortalità. Dopo l'emorragia subica aneurismatica Iniziare posizionando il coniglio sedato in posizione supina con entrambe le zampe anteriori e posteriori fissate alla superficie operatoria.Installare un elettrocardiogramma a tre canali in quanto tale. Posizionare tre elettrodi sottocutanei in forma triangolare sul lato ventrale del coniglio. Successivamente, disinfettare la pelle con iodio povidone o simile sul muscolo pittorico destro attorno al terzo medio della clavicola, coprire l'animale con fogli sterili.Dopo aver infiltrato il muscolo pettorale con anestetici locali, praticare un'incisione cutanea paramous laterale ed esporre il muscolo pettorale. Dividere la fibra muscolare superiormente e inferiormente mediante dissezione smussata fino a quando l'arteria succlavia può essere visualizzata. Quindi, al microscopio, sezionare l'arteria succlavia utilizzando due micro pinze diritte e quindi legarla distalmente e posizionare una legatura attorno all'estremità prossimale esposta utilizzando quattro suture in polifilamento O e una micro pinza curva.Quindi, usa una micro forbice curva per incidere la parete dell'arteria succlavia e incannulare l'arteria retrograda. Quindi fissare il catetere mediante legatura a doppio nodo verso la legatura prossimale e, inoltre, fissare il catetere mediante legatura a doppio nodo verso la legatura distale al fine di prevenire la torsione o la flessione arteriosa delle parti prossimali dell'arteria e per evitare scivolamenti o sanguinamenti massicci. Quindi raccogliere campioni di sangue per lo stato dell'emogasanalisi arteriosa e monitorare continuamente i parametri cardiovascolari e respiratori standard.Posizionare un dispositivo di dimensionamento esterno sugli angoli della mandibola per calibrare l'angiogramma e consentire un confronto esatto delle misurazioni post hoc della linea di base e del diametro del vaso di follow-up. Quindi eseguire l'iniezione retrograda intra arteriosa in bolo di IOP non ionica attraverso l'arteria cannulata e lavare immediatamente la cannula con soluzione fisiologica per prevenire l'occlusione della scala. Dopo l'angiografia di sottrazione digitale al basale, riposizionare il coniglio in posizione prona, facendo attenzione a non manipolare o riposizionare il catetere intra-arterioso.Collega il monitoraggio della pressione arteriosa e inizia a monitorare continuamente i parametri cardiovascolari e respiratori standard, tra cui elettrocardiogramma, pressione arteriosa, saturazione periferica di ossigeno, anidride carbonica espiratoria e temperatura interna. Trasferisci i dati tramite l'interfaccia di uscita analogica a un data logger con convertitore digitale analogico e memorizzali. Posizionare la testa in un supporto con un angolo di 30 gradi orientato verso il basso, quindi disinfettare la pelle sopra la testa e il collo con iodio povidone tre volte per un minuto ciascuna.Dopo aver coperto la nuova area chirurgica con teli sterili, praticare un'incisione cutanea sulla linea mediana. Inserire un piccolo divaricatore chirurgico per realizzare tre osteotomie rotonde in base ai punti di riferimento esterni del cranio e calibrare le sonde di neuromonitoraggio. Posizionare la pressione intercranica e le punte di neuromonitoraggio del flusso sanguigno doppler laser interparenchimali e sigillare i fori della fresa con cera ossea per mantenere il fluido cranico stretto e per consentire una condizione di cranio chiuso al fine di mantenere lo stato stazionario di I-C-P-P-P e MAP.Successivamente, inserire un ago di accesso spinale pediatrico da 22 gauge 40 millimetri transcutaneo nella cisterna magna. Quindi far scorrere l'ago verso il basso lungo la protuberanza occipitale esterna ossea fino a quando non viene rilevata una fessura. Confermare il corretto posizionamento dell'ago osservando il gocciolamento spontaneo del liquido cerebrospinale con la testa del coniglio inclinata verso il basso con un angolo di 20-30 gradi per alcuni minuti.Ora, utilizzare un tubo di monitoraggio della pressione riempito di sangue per collegare l'ago di accesso spinale nella cisterna magna al rubinetto di arresto a tre vie collegato all'arteria succlavia precedentemente cateterizzata. Quindi aprire la connessione dello shunt tra l'arteria succlavia e l'IC sterno magna per indurre l'emorragia subaracnoidea. Dopo l'apertura dello shunt, la pressione intracranica inizia ad aumentare fino a valori vicini alla pressione arteriosa diastolica.A quel punto, il flusso nello shunt si interrompe se il plateau intercranico viene mantenuto per più di 10 secondi, o se la pressione diminuisce spontaneamente, chiudere lo shunt dopo che la pressione intercranica ha raggiunto il suo picco, mantenere l'ago di accesso spinale in posizione fino a quando la pressione non ritorna a uno stato stazionario vicino ai valori basali. Infine, rimuovere l'ago sottile del flusso sanguigno cerebrale e le sonde di pressione intracranica. Tappare i fori della fresa con cera ossea, quindi utilizzare il solfato di neomicina per eseguire una rigorosa irrigazione della ferita e suturare la pelle.Per prima cosa, sutura la pelle sopra i fori della fresa. Quindi, dopo il riposizionamento del coniglio in posizione supina e la rimozione del catetere dell'arteria succlavia, suturare il muscolo pettorale e la pelle. Il modello di shunt sanguigno rabbioso di SAH descritto in questo rapporto produce lesioni cerebrali precoci nell'ippocampo, nella corteccia basale e nella vascolarizzazione cerebrale già 24 ore dopo la lesione, inducendo una caratteristica distribuzione del sangue.Inoltre, questo modello innesca gradi da moderati a gravi di vasospasmo cerebrale ritardato del terzo giorno. Dopo l'induzione dell'SAH, il tasso di mortalità della procedura è di circa il 20% a causa di arresto respiratorio o grave bradicardia al momento dell'SAH acuta durante la quale gli animali sono in anestesia completa. Da un punto di vista tecnico, questo modello di shunt sanguigno consente sia l'induzione SAH indipendente dall'esaminatore che quella controllabile.Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di fissare saldamente questa arteria sottoclavo, prendere una grande macchina e riposizionare l'animale ed essere molto gentili e pazienti durante l'agopuntura Cy Sternum.

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Una tecnica ottimizzata per la creazione microchirurgico di aneurismi arteriosi biforcazione imitando biforcazione aneurismi cerebrale umana è descritta. Un sacchetto venoso viene suturata in una biforcazione creata artificialmente vero di entrambe le arterie carotidi comuni. Tecniche microchirurgiche facilitato ed aggressiva terapia anticoagulante ed analgesia postoperatoria portare a tassi di morbilità ridotta al minimo e alti tassi di pervietà aneurisma.

Microchirurgia arteriosa, venosa Pouch biforcazione aneurismi nel modello Rabbit: Aspetti Tecnici

Emorragia subaracnoidea aneurismatica (SAH) è il sanguinamento che si verifica nello spazio subaracnoideo quando una rottura dell'aneurisma. Mentre la morbilità e la mortalità di questo evento è stato su un declino a causa di migliori approcci terapeutici, il rischio di vasospasmo dopo emorragia subaracnoidea continua ad essere la stessa che era diversi anni fa. L'importanza della creazione di un modello animale completo e riproducibile per identificare gli eventi scatenanti di vasospasmo...

Un basso Rat modello di mortalità per valutare ritardata vasospasmo cerebrale dopo emorragia subaracnoidea sperimentale

Questo video mostra la procedura per stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea. A un ratto anestetizzato viene impiantate sonde per misurare la pressione intracranica e il flusso sanguigno cerebrale. Il sito target viene identificato e l'ago viene inserito in una posizione pre-chiasmatica. Il sangue autologo viene quindi iniettato nello spazio subaracnoideo, aumentando la pressione intracranica e diminuendo il flusso sanguigno cerebrale, stabilendo il modello.

Stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea indotta da iniezione di sangue autologo

Un modello di topo standardizzato di emorragia subaracnoidea da Circolo endoluminale di Willis perforazione viene descritto. Nave di perforazione e emorragia subaracnoidea sono monitorati da un monitoraggio della pressione intracranica. Inoltre diversi parametri vitali vengono registrati e controllati per mantenere condizioni fisiologiche.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

Lo sviluppo e la sperimentazione di dispositivi endovascolari per il trattamento dell'aneurisma intracranico è ancora di grande importanza. La maggior parte dei modelli di aneurisma utilizzati oggi mancano delle importanti caratteristiche di una parete degenerata arteriosa o dell'emodinamica di una vera biforcazione. Pertanto, abbiamo mirato a progettare un nuovo modello di biforcazione della sacca arteriosa nei conigli.

Sacchetto arterioso Modello di aneurisma di biforcazione microchirurgica nel coniglio

Abbiamo descritto in questo protocollo un modello di topo standardizzato di emorragia subarnoide (SAH) con una doppia iniezione di sangue intero autologo nella cisterna magna. L'elevato grado di standardizzazione della procedura a doppia iniezione rappresenta un modello medio-acuto di SAH con relativa sicurezza per quanto riguarda la mortalità.

Doppia iniezione diretta di sangue nella Cisterna Magna come modello di emorragia subarachnoide

L'emorragia subaracnoidea continua a portare un elevato carico di mortalità e morbilità nell'uomo. Per facilitare ulteriori ricerche sulla condizione e sulla sua fisiopatologia, viene presentato un modello pre-chiasmatico a singola iniezione.

Pre-chiasmatico, singola iniezione di sangue autologo per indurre emorragia subaracnoidea sperimentale in un modello di ratto

Qui presentiamo un modello murino SAH standardizzato, indotto dalla perforazione del filamento endovascolare, combinato con la risonanza magnetica (MRI) 24 ore dopo l'operazione per garantire il corretto sito di sanguinamento ed escludere altre patologie intracraniche rilevanti.

Modello di perforazione endovascolare per emorragia subaracnoidea combinata con risonanza magnetica (MRI)

La registrazione continua della pressione arteriosa consente l'indagine degli impatti di vari parametri emodinamici. Questo rapporto dimostra l'applicazione del monitoraggio continuo della pressione arteriosa in un ampio modello animale di ictus ischemico per la determinazione della fisiopatologia dell'ictus, l'impatto di diversi fattori emodinamici e la valutazione di nuovi approcci terapeutici.

Monitoraggio in tempo reale e modulazione della pressione sanguigna in un modello di coniglio di ictus ischemico

Descriviamo un modello murino del disturbo post traumatico da stress (PTSD) che rivela le alterazioni persistenti della funzione neuroendocrina e del ritardato a lungo termine, di risposta paura esagerata, caratteristici dei pazienti con PTSD. Il modello animale e metodi descritti qui sono utili per correlare biomarcatori nei nuclei del cervello, che sono meccanicistica ma non possono essere misurati nei pazienti, con biomarcatori nelle periferie globuli bianchi, che può.

Biomarcatori in un modello animale per Rivelare correlati neurali, ematologiche, e comportamentali di PTSD

Scopri il modello di shunt ematico nel coniglio per studiare l'emorragia subaracnoidea acuta e le sue sequele tardive. Questo metodo permette di monitorare la pressione intracranica e il flusso cerebrale in modo indipendente.

Il Coniglio Blood-shunt modello per lo studio di acuta e sequele tardive di emorragia subaracnoidea: Aspetti tecnici

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