Name: Desenho, Tratamento de Superfícies, Cellular Galvanização e Cultura de modulares Neuronal de redes formadas por Circuitos Funcionalmente Inter-conectados (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
Description: Aprenda a criar redes neurais modulares in vitro usando estênceis de PDMS para padronizar adesão celular. Este método permite estudar circuitos interconectados e atividade eletrofisiológica em neurociência.

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Este trabalho foi apoiado pelo BRIANBOW Projeto Europeia (FP7 Jovens Exploradores, Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Jacopo Tessadori para comentários úteis sobre o manuscrito, e Silvia Chiappalone por sua ajuda na produção dos gráficos usados ​​no vídeo.

O procedimento foi realizado em conformidade com as normas do NIH para o cuidado e uso de animais de laboratório e foi aprovado pelo cuidado e uso Comitê de Tel-Aviv University Animal (número de autorização - L-14-019). 1. Preparação de Instrumentos e PDMS <ol><li> Preparar a bolacha (Tabela de Materiais, ou encomendar a bolacha a partir de um laboratório de microfabricação), um bisturi, e um par de pinças - a esterilização não é necessária. </li><li> Adicione solução de poli-D-lisina (PDL) de acordo com as seguintes condições: 4 mg / ml em tampão borato 0,1 M, pH 8, e armazenar a -20 ° C. </li><li> Prepare stencils PDMS de acordo com o seguinte procedimento: <ol><li> Prepare de polidimetilsiloxano (PDMS, elastómero de silicone) misturando em conjunto a base e o agente de cura com um rácio de 10: 1, em seguida, agitar as duas substâncias de aproximadamente 5 min. </li><li> Lugar na câmara de vácuo duas vezes durante 15 minutos de cada vez e verificar bolhas sumiram. </li><li> Quandoo PDMS está pronto, preparar rotação revestidor: botões de azoto abertos para permitir o uso de gás, colocar a pastilha de silício (Figura 1A) na fieira, e usar a vácuo para impedi-lo de se mover. </li><li> Verta sobre bolacha de PDMS e activar o botão rotativo durante 1 min a 1000 rpm (aproximadamente 100 pm cria altura). </li><li> Coloque bolacha sobre uma placa quente a 100 ° C durante 30 min. </li><li> Quando o PDMS tem endurecido, delinear as fronteiras do estêncil com PDMS, utilizando pipeta Pasteur. Coloque bolacha sobre uma placa quente a 100 ° C durante 30 min. </li><li> Quando as fronteiras PDMS ter endurecido, usar um bisturi para cortar stencils de acordo com as fronteiras e retire o estêncil de silício do wafer (a PDMS quadrados contendo um único padrão). </li></ol></li></ol> 2. Disco de Petri e tampa de deslizamento Preparação <ol><li> Prepare 23 milímetros lamelas de vidro quadrado e limpá-los de acordo com a seguinte ordem: <ol><li> Lava-se com água destilada, etanol a 70%, e acetona. </li><html><li> Lavar com isopropanol e seca rápido com nitrogênio. </li></ol></li><li> Coloque estampados PDMS stencils na lamela, e pressione suavemente para verificar se eles estão firmemente ligado à superfície do vidro. Coloque na câmara de vácuo durante 15 min. </li><li> Aplicar 1 ml da PDL em stencil. Inserir a lamela na câmara de vácuo duas vezes durante 20 min de cada vez, e deixar PDL O / N para secar. </li><li> Prepare uma placa de Petri para criar uma rede de células de apoio: <ol><li> Cobrir a superfície do prato (3.5 cm) com 1 ml de PDL durante 2 horas em RT. Remover o PDL gota, usando uma pipeta. </li><li> Lavar com água destilada e deixar secar. Colocar uma pequena gota de massa de silicone em cada canto da lamela. </li></ol></li><li> Coloque a lamela no centro da placa de Petri (ou seja, os PDMS deve estar voltado para cima) e pressione delicadamente para verificar anexo. </li><li> Remova cuidadosamente PDMS de lamela usando uma pinça. Para a esterilização, expor a iluminação UV para 7 min. </li></ol>le &quot;&gt; 3. multieletrodos Array (MEA) Preparação <ol><li> Limpe MEA nesta ordem (Tabela de Materiais): <ol><li> Lavar com água debaixo da torneira e sonicate em um detergente concentrado, enzimática 3 vezes. </li><li> Sonicate em água destilada 3 vezes. </li><li> Lavar com água destilada (na capa, 1.000 ul ponta) por 3 vezes e colocar sob UV por 30 min. </li></ol></li><li> Apoiar a preparação da rede: <ol><li> Prepare o molde rede de apoio projetado. <ol><li> Pour PDMS em uma placa de 12 poços (22 mm de diâmetro). </li><li> Quando o PDMS é endurecido retirar o molde e, usando um bisturi, cortar um furo no meio para criar uma forma de anel. </li><li> Coloque um molde de rede de suporte concebido em a centro da MEA (Figura 2A) e cobrir o resto da superfície com PDL durante 2 horas à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Remover PDL utilizando uma pipeta e lava-se com água destilada. </li><li> Retirar o molde e deixar secar (Figura 2A). &lt;/ Li&gt; </ol></li><li> Alinhar estêncil de MEA da seguinte forma: <ol><li> Coloque stencil sobre micro manipulador designado. Usar um microscópio invertido para alinhar com precisão a estrutura modelada eléctrodos, e diminuir o estêncil até que seja colocado na superfície MEA (Figura 2B). Nota: Entre em contato com um MEA bem limpo proporciona aderência de concorrência entre as PDMS e do próprio MEA. </li><li> Levantar o micromanipulador e, se necessário, utilizar uma pinça para aplicar uma pequena quantidade de pressão acima do PDMS para evitar que desprendam do MEA. </li><li> Pressione suavemente stencil à superfície MEA, e usar microscópio para verificar se ele está bem encaixada, e bem alinhados. (Figura 2C-D). </li></ol></li><li> Coloque MEA em câmara de vácuo durante 15 min; colocar uma gota 1 ml de PDL em stencil. </li><li> Insira na câmara de vácuo 2 vezes por 20 min cada. Deixar secar PDL O / N na incubadora. </li><li> Antes de chapeamento, retire as PDMS stencils da AAM e lavagem usando estéril water. Coloque sob iluminação UV para 7 min. </li></ol> 4. Dissecção e Cultura <ol><li> Prepare culturas como descrito na Herzog et al 2011 21.. </li></ol> 5. Galvanização <ol><li> Calcular o número de células necessário para efeitos de revestimento, usando um hemocitómetro (densidade óptima de acordo com o tamanho do circuito como discutido nos resultados). <ol><li> Certifique-se que a câmara de contagem (hemocitômetro) é limpa e coloque uma lamínula sobre ele (o uso de álcool para limpar). </li><li> Diluir 10 uL da suspensão de células em 190 ul de meio de plaqueamento (diluição de 1:20). </li><li> Carregar 10 ml de células diluídas para a borda da câmara de contagem e lentamente pipetar as células para fora permitindo que a câmara encher-se. </li><li> Usando um microscópio invertido, visualizar a grade hemocitï¿½etro. Determinar o número de células na câmara através da contagem direta (células saudáveis ​​devem ser redondos). Contar as células dentro da grande witho quadradout aqueles que cruzam as bordas. </li><li> Calcula-se a concentração de células: Número total de células / 1000 ul = Total de células contadas × fator de diluição × 10 4 (área da hemocitômetro). Nota: Por exemplo, se o factor de diluição foi de 20 e o total de células contadas foi de 100: 100 × 20 × 10 4 = 0,1 x 10 7 células / ul ou 1 1,000 x 10 6/100 ul. A fim de placa de 0,75 x 10 6 células, tomar 75 ul para fora das células. </li></ol></li><li> Tirar o número de células necessário para o chapeamento por MEA único ou numa caixa de Petri, ressuspender as células para evitar a agregação e placa-los no centro, em cima da área do patternate (se necessário, é possível diluir as células no meio) . Para o MEA, colocar uma gota 100 uL no meio. Para tampa de deslizamento, coloque uma gota de 1.000 l no meio. </li><li> Incubar as células plaqueadas a 37 ° C durante 40 min. Adicionar meio de plaqueamento para as células plaqueadas, até 1ml por MEA e 2 ml por tampa de deslizamento. </li><li> Manter a 37 ° C e, a cada 4 dias, dilui-se com meio de crescimento fresco enriquecido com 0,5 Pen-Strep, 2% de B-27 e 0,75% glutamax. </li><li> De 6/7 DIV, depois de ver ligações entre as ilhas, dilua com meio de 10 ul / ml de FUDR (25 mg desoxiuridina + 62,5 mg de uridina em 12,5 ml de MEM (Meio Mínimo Essencial de Eagle)) ou qualquer outro agente anti-mitótico para evitar glial supercrescimento. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Um protocolo para crescer redes neuronais modulares 2D in vitro composto por circuitos funcionalmente interligadas é descrito. O procedimento baseia-se moldando uma camada adesiva celular. A padronização é conseguido com PDMS stencils reproduzindo a característica negativa da arquitectura da rede desejada. Stencils PDMS definir as áreas onde a camada adesiva celular é depositada. Uma vez que as células são banhados, eles se reúnem espontaneamente para as ilhas revestidos e auto-organizar-se em circuitos interli...

Evidências experimentais e teóricas suporta a possibilidade de que o cérebro opera através da activação coordenada de conjuntos de células de 1-5, que pode ser considerado como unidades funcionais dinâmicos que transitoriamente interagem uns com os outros, para modelar e subjacentes estados cerebrais diferentes. Modularidade funcional também é dependente e associado com a organização estrutural de modular os circuitos cerebrais 6,7. Como a função e estrutura dos circuitos cerebrais mutuamente moldar o outro ainda é uma das principais questões em aberto na neurociência. Para fornecer uma compreensão mais profunda da questão, é importante para identificar estruturas experimentais ótimas, onde é possível resolver, pelo menos em parte, esses problemas. Desde a manipulação da dinâmica espaço-temporal de redes neuronais controlada em experimentos in vivo é um desafio, o desenvolvimento de modelos in vitro redes neuronais é de interesse significativo devido à sua acc fácilessibility, monitoramento, manipulação e modelagem de 8,9. Nos últimos anos, no domínio das tecnologias in vitro apoiados por métodos substrato padronização avançados têm permissão para induzir redes neuronais para desenvolver uma gama de estruturas modulares pré-definidos e 3 para estudar as propriedades funcionais das redes com topologias impostas 10. Em particular, os métodos foram recentemente usados ​​para organizar redes através da imposição de restrições físicas 4,11. Com efeito, para estudar a relação entre a estrutura e função em redes neuronais e para fornecer uma representação simplificada mas plausível de interagir conjuntos neuronais, em sistemas in vitro devem proporcionar sub-populações neuronais interligados. Culturas neuronais homogêneos 2D amplamente estudados não impor quaisquer restrições espaciais sobre a fiação emergente auto-organizada dos circuitos. Portanto, uma possível abordagem para modelar conjuntos de células artificialmente interconectadas é posicionar diferentes populações neuronais em brigaially áreas distintas. A distância entre estas áreas não impede que as inter conexões assembléias. Esta abordagem, assegurando ao mesmo tempo um controlo considerável sobre a complexidade da rede, tem sido mostrado para fornecer um repertório mais rica de modelos de sincronização 6,7,12. A fim de facilitar a cultura reprodutível de assembléias neuronais modulares, um protocolo para montar a auto-organização das redes em agrupamentos neuronais ligados por axônios e dendritos é apresentado e descrito. A estrutura polimérica para o confinamento físico de culturas neuronais foi criado a partir de polydimtheylsiloxane (PDMS). PDMS é um elastómero amplamente utilizado para aplicações biomédicas devido à sua biocompatibilidade, a transparência e a permeabilidade a gases 13. O PDMS é preparado e excluídos do SU8 microusinado 2075 14,15 estruturas por um PDMS líquido sobre um &quot;mestre&quot;, como descrito anteriormente em Jackman et al-spin coating. 16 TEle alcançou modelado redes neuronais são compostos de módulos interligados de tamanho diferente e eles têm sido obtidos com êxito em ambas as lamelas e Microeletrodos Arrays (AMA) 17-20. A densidade das ligações entre os módulos podem alterar as características da rede de sincronização, a partir de uma rede totalmente sincronizados, típico das culturas uniformes, para estados transientes de sincronização entre os módulos.

<table><tbody><tr><td>PDMS, Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Câmara de vácuo Nalgene</td><td>Thermo</td><td>5305-0609</td><td></td></tr><tr><td>Poli-D-lisina PDL</td><td>Sigma</td><td>P7886</td><td></td></tr><tr><td>Graxa de silicone - SILICAID 1010</td><td>aidchim Ltd</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>Revestidor giratório</td><td>Laurell - Technologies Corporation</td><td>WS-650-23</td><td></td></tr><tr><td>Placa de cultura de 12 poços</td><td>Sigma</td><td>CLS3336</td><td></td></tr><tr><td>5-Fluoro-2'-desoxiuridina</td><td>Sigma</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Uridina</td><td>Sigma</td><td>U3003</td><td></td></tr><tr><td>MEA1060-Inv-BC</td><td>Sistemas</td><td></td><td></td>Multicanal</tr><tr><td>TC02</td><td>Sistemas</td><td></td><td></td>Multicanal</tr><tr><td>Caneta Strep</td><td>Biological Industries Beit Haemek</td><td>03-033-1c</td><td></td></tr><tr><td>B-27</td><td>Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>glutaMAX</td><td>Gibco</td><td>35050-038</td><td></td></tr><tr><td>MEM Mínimo Essencial Médio-Águia</td><td>Biológica Indústrias Beit Haemek</td><td>01-025-1B</td><td></td></tr><tr><td>Micro Eletrodo Arrays 4Q</td><td>Multi Channel Systems</td><td>60-4QMEA1000iR-Ti-pr</td><td>manual de limpeza: <a href="http://www.multichannelsystems.com" target="_blank">http:// www.multichannelsystems.com< / a ></td></tr> <tr><td>wafer de silício</td><td>microchem</td><td>SU8-2075</td><td>Protocolo de preparação: <a href = "http://www.microchem.com" target = "_blank" >http://www.microchem.com< / a></td></tr></tbody></table>

desenho, tratamento de superfícies, cellular galvanização e cultura de modulares neuronal de redes formadas por circuitos funcionalmente inter-conectados

Design, Surface Treatment, Cellular Plating, and Culturing of Modular Neuronal Networks Composed of Functionally Inter-connected Circuits

O cérebro opera por meio da ativação coordenada e comunicação dinâmica das assembléias neuronais. A questão em aberto é importante como um vasto repertório de motivos dinâmicos, que são a base mais diversas funções do cérebro, pode emergir de uma organização fixa topológico e modular dos circuitos cerebrais. Em comparação com estudos in vivo de circuitos neuronais que apresentam dificuldades experimentais intrínsecas, preparações in vitro oferece uma possibilidade muito maior para manipular e sondar as propriedades estruturais, dinâmicos e químicos de sistemas neuronais experimentais. Este trabalho descreve uma metodologia experimental in vitro que permite a cada vez maior de redes modulares compostos por, assembléias neuronais funcionalmente interligadas espacialmente distintas. O protocolo permite o controlo da arquitectura bidimensional (2D) da rede neuronal a diferentes níveis de complexidade topológica. A padronização rede desejada pode serconseguido tanto em lamelas regulares e substrato incorporado matrizes micro eletrodos. Micromachined estruturas estão em alto relevo sobre uma bolacha de silício e utilizada para criar matrizes poliméricas biocompatíveis, que incorporam as características negativas do arquitectura de rede desejada. As matrizes são colocados sobre os substratos de cultura durante o processo de revestimento da superfície com uma camada molecular para promover a adesão celular. Após a remoção das matrizes, os neurónios são plaqueadas e eles espontaneamente redireccionado para as áreas revestidas. Diminuindo a distância entre o compartimento, é possível obter os circuitos neuronais isolados ou interligados. Para promover a sobrevivência celular, as células são co-cultivadas com uma rede neuronal de suporte, que está localizado na periferia da placa de cultura. Registros eletrofisiológicos e ópticas da atividade de redes modulares obtidos, respectivamente, utilizando substrato incorporado micro matrizes de eletrodos e de imagem de cálcio são apresentados. Enquanto cada módulo mostra espontsincronizações globais aneous, a ocorrência de sincronização entre módulos é regulada pela densidade de ligação entre os circuitos.

A SU8-2075 molde sobre uma pastilha de silício, com espessura característica de aproximadamente 100 mm foi utilizada para moldar as PDMS. O padrão foi composta por quadrados de várias dimensões, com um comprimento lateral e distância que varia entre 200 e 700 um (Figura 1B). O tamanho do quadrado foi escolhida para se adaptar ao campo de visão de um 10X (por ilhas com um comprimento lateral &lt;800 um) e de uma objectiva de 20x (por ilhas com um comprimento lateral &lt;400 um). Três parâmetros, nomeadam...

Este manuscrito descreve um protocolo para crescer em redes modulares vitro que consistem em espacialmente confinados, circuitos neuronais funcionalmente inter-relacionados. Uma máscara polimérico é utilizado para uma camada de padrão de proteína para promover a adesão celular sobre o substrato de cultura. Neurônios Banhado crescer em áreas revestidas estabelecendo conexões espontâneas e exibem atividade eletrofisiológica.

Desenho, Tratamento de Superfícies, Cellular Galvanização e Cultura de modulares Neuronal de redes formadas por Circuitos Funcionalmente Inter-conectados

The brain operates through the coordinated activation and the dynamic communication of neuronal assemblies. A major open question is how a vast repertoire ...

O objetivo geral deste procedimento é cultivar in vitro redes modulares compostas por circuitos neuronais funcionais, interconectados e confinados espacialmente. Isso é realizado primeiramente preparando os estênceis de PDMS para padronizar uma camada de proteína que promova a adesão celular ao substrato de cultivo. O segundo passo é limpar os substratos de cultivo.Nomeadamente, as superfícies de placas de Petri, lamínulas e matrizes de eletrodos múltiplos. Em seguida, os estênceis de PDMS são depositados sobre o substrato de cultura e são criados os padrões desejados de camadas de proteínas adesivas. O passo final é o plaqueamento das células neuronais e gliais.Por fim, gravações com matriz de eletrodos e imagem de cálcio são utilizadas para demonstrar a dinâmica das redes neuronais modulares obtidas. Este método pode ajudar a responder perguntas-chave ainda em aberto na área de neurociência, como investigar a dinâmica da comunicação entre conjuntos neuronais, e haverá condições experimentais comparativas. O polimetil siloxano ou PDMS é produzido primeiramente misturando uma parte do agente de cura com dez partes do agente base.Após cinco minutos de mistura, transfira a mistura para uma câmara de vácuo por 15 minutos. Após 15 minutos, verifique a presença de bolhas e retorne a solução à câmara por mais 15 minutos. Em seguida, prepare uma pastilha no codificador de rotação.Abra os reguladores de gás para o gás nitrogênio. Coloque uma pastilha no rotor e fixe-a no lugar com o vácuo. Em seguida, despeje uma camada fina de PDMS sobre a pastilha.Gire a pastilha com PDMS por um minuto a 1000 RPM para obter um revestimento de PDMS com 100 mícrons de espessura sobre a pastilha. Em seguida, transfira a pastilha para uma placa aquecedora a 100 graus Celsius. Deixe assar por 30 minutos.Após a cura do PDMS, use uma pipeta para delinear as bordas do estêncil com mais PDMS. Em seguida, aqueça o PDMS adicionado sobre a pastilha. Como antes, quando as bordas de PDMS tiverem endurecido, corte o estêncil ao longo das bordas e retire o estêncil de silicone da pastilha para iniciar os RINs.23 milímetros quadrados de lamínulas de vidro com água destilada, seguido por etanol a 70%, depois acetona, então isopropanol e, finalmente, água destilada. Novamente, seque os quadrados sob um fluxo de gás nitrogênio. Em seguida, pressione suavemente um estêncil de PDMS com padrão sobre cada lamínula.Coloque as lamínulas com os estênceis em uma câmara de vácuo por 15 minutos. Após a aplicação do vácuo, adicione um mililitro de PDL sobre os estênceis e retorne os conjuntos à câmara de vácuo por 20 minutos. Repita o ciclo de vácuo de 20 minutos uma vez e, em seguida, deixe o PDL secar durante a noite no dia seguinte.Prepare os recipientes de Petri que irão suportar as células para rede. Primeiro, cubra as placas de 3,5 centímetros com um mililitro de PDL por duas horas. Posteriormente, à temperatura ambiente, remova o PDL do recipiente por aspiração.Em seguida, lave as placas com água destilada e deixe-as secar. Após a secagem de uma placa, adicione um pequeno volume de graxa de silicone na placa, aplicando nos quatro cantos do lamínula. Coloque os lamínulas sobre a placa com a face do PDMS voltada para cima e pressione suavemente para garantir que estejam bem fixados.Agora, remova cuidadosamente com pin&ccedil;as o A-P-D-M-S das lam&iacute;nulas, deixando o padr&atilde;o de PDL. Por fim, esterilize as placas expondo-as &agrave; luz UV por sete minutos. Primeiro, limpe o arranjo de microeletrodos lavando-o com &aacute;gua corrente e, em seguida, submeta-o &agrave; sonicac&atilde;o em um detergente enzim&aacute;tico concentrado.Repita esses passos três vezes. Em seguida, sonique a MEA em água destilada pura três vezes, depois disso, sob uma capela. Lave a MEA com água destilada antes.Sterilize-o com luz UV por 30 minutos. Em seguida, prepare primeiro a rede de suporte. Despeje PDMS em uma placa de 12 ou 24 poços.Após a cura do PDMS, remova-o com uma agulha. Em seguida, corte orifícios no centro dos discos para formar anéis, que servirão como suporte para o molde. Coloque agora um suporte de molde no centro da MEA e cubra a superfície exposta externa da MEA.Deixe repousar por duas horas à temperatura ambiente. Em seguida, aspire a lavagem de PDL, lave a superfície externa exposta da MEA com água destilada e remova o suporte de molde para que a MEA possa secar. Agora, fixe um estêncil a um micromanipulador preparado sob um microscópio invertido.Inspecione e alinhe a estrutura padronizada para coincidir com os eletrodos da MEA. Em seguida, use o micromanipulador para abaixar o estêncil até a superfície da MEA. Uma vez fixado, levante o micromanipulador e, se necessário, use pinças para aplicar uma pequena pressão e evitar que o PDMS se solte.Agora transfira a MEA para a câmara de vácuo por 15 minutos. Em seguida, aplique uma gota de um mililitro de PDL sobre o estêncil e retorne à câmara de vácuo por dois ciclos de 20 minutos. Deixe o PDL secar durante a noite no dia seguinte.Remova os estênceis de PDMS dos dispositivos com pinça. Por último, esterilize os dispositivos por UV por sete minutos. Em seguida, eles estarão prontos para as células, na preparação de culturas celulares e na preparação de suspensões conforme o protocolo descrito no texto.Após suspender o número necessário de células no meio de re-suspensão, plaque-as no centro da área padronizada na MEA ou na lamínula. Uma MEA deve ser carregada com volumes de 100 microlitros e uma lamínula acomoda 1000 microlitros.Incube as células da placa por 40 minutos, depois adicione meio de plaqueamento para manter as células a cada quatro dias. Reponha o meio de crescimento suplementado fresco. Após o sexto ou sétimo dia, as conexões neuronais entre os módulos devem começar a se formar nesse momento.Dilua o meio de cultura com um agente anti-mitótico para prevenir o crescimento excessivo de células gliais. Após quatro dias in vitro, é possível observar que os neurônios aderiram dentro das áreas codificadas PD DL de 600 mícrons quadrados após 14 dias. Em cultura, os neurônios estabelecem espontaneamente conexões dentro dos módulos e entre os módulos, formando redes funcionais ativas.Foram observados circuitos neuronais de 300 mícrons quadrados ajustando o tamanho da estrutura de PDMS, mantendo-se a mesma concentração de plaqueamento. A imagem de cálcio foi realizada usando uma objetiva Forex para detectar amplamente a atividade nas redes cultivadas. Entre os módulos verde e rosa, observa-se um número maior de conexões, enquanto os módulos azul e vermelho apresentam menos conexões com os demais módulos.Um gráfico de listagem dos inícios dos eventos de cálcio é mostrado para um vídeo adquirido a 30 hertz com uma imagem de 1 milhão de pixels. Os módulos verde e rosa estavam altamente sincronizados, enquanto os módulos azul e vermelho eram menos. Rede modular cortical composta por três circuitos distintos foi registrada aos 21 dias in vitro.Utilizando uma MEA, descobriu-se que circuitos neuronais separados por cerca de 600 mícrons estavam interconectados. Sua atividade eletrofisiológica foi reconstruída. Com um algoritmo preciso de detecção de potenciais de ação, foi gerado um gráfico de roster com cinco minutos desses dados, contendo dados de agrupamento codificados por cores.Isso permite uma comparação da atividade de toda a rede e de um único agrupamento e fornece uma compreensão da sincronia intra-agrupamento. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como preparar estênceis de PDM e utilizá-los para padronizar a adesão de células neurogliais, levando ao estabelecimento de uma rede modal funcional.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este protocolo fornece as informações necessárias para a criação, cuidando, e gravação de estimular eletricamente as culturas na AAM.

Como gravar, Cultura e estimular redes neuronais em Micro-Arrays eletrodo (MEA)

A técnica de litografia versátil plasma foi desenvolvido para gerar padrões de superfície estável para orientar adesão celular. Esta técnica pode ser aplicada para criar redes de células, incluindo as que imitam tecidos naturais e tem sido usada para estudar vários tipos de células distintas.

Padronização de plasma de superfície litografia para a Criação de Redes de celular

Este vídeo demonstra o desenvolvimento de uma cultura neuronal 3D acoplada a uma matriz de microeletrodos planares com neurônios do hipocampo. Os neurônios isolados formam uma rede 2D na área ativa do conjunto de microeletrodos e aderem a microesferas de vidro em uma placa de vários poços com uma inserção de membrana. Ao transferir essas microesferas revestidas de neurônios para o eletrodo, elas se organizam em uma rede neural 3D interconectada.

Construindo redes neuronais tridimensionais acopladas a matrizes de microeletrodos

Este vídeo demonstra o processo de cultura de células neuronais em uma matriz de múltiplos eletrodos padronizada (MEA) para estabelecer redes neuronais modulares. Este método permite o estudo da transmissão de sinais neurais e interações celulares.

Construindo circuitos neuronais padronizados em uma matriz de vários eletrodos

Protocolos para único neurônio microfluídicos arraying e mascaramento de água para a padronização dos revestimentos de biomateriais plasma em-chip são descritos. Altamente interligados co-cultura pode ser preparado através de entradas de células mínima.

Preparação de Neuronal co-culturas com precisão única célula

Neste trabalho, um novo modelo experimental no qual culturas neuronais 3D são acopladas a matrizes planares de microeletrodos (MEAs) é presented. 3D redes são construídas semeando neurônios em um andaime composto de microesferas de vidro nas quais os neurônios crescem e formam estruturas 3D interconectadas.

Interface 3D Engineered culturas neuronais para Micro-Arrays eletrodo: An Innovative<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo Experimental

Este manuscrito detalha a fabricação de redes neurais manipuladas com micro-tecidos: construções tridimensionais de tamanho micrométrico, constituídas por longos trilhos axonais alinhados que abrangem a (s) população (s) neuronal agregada (s) envolvida (s) em um hidrogel tubular. Esses andaimes vivos podem servir como relés funcionais para reconstruir ou modular circuitos neurais ou como bancas biofidais que imitam a neuroanatomia de matéria cinza-branca.

Redes neuronais modificadas por micro-tecidos tridimensionais com inspiração anatômica para a reconstrução, modulação e modelagem do sistema nervoso

Neste protocolo, nosso objetivo é descrever um método reprodutível para os neurônios de células-tronco derivadas de pluripotentes humanas combinando dissociado e astrócitos juntos em 3D sphere cocultures, mantendo estas esferas em condições de flutuação livre e, posteriormente medindo a atividade sináptica circuito das esferas com immunoanalysis e gravações de matriz multielectrode.

Modelagem de microcircuito sináptica com Cocultures 3D de astrócitos e neurônios de células-tronco pluripotentes humanas

Este protocolo descreve o uso de chips de plástico para cultura e compartimentar os neurônios primários de murino. Esses chips são preassembled, fácil de usar e compatível com alta resolução, ao vivo e a imagem latente de fluorescência. Este protocolo descreve como neurônios hippocampal do rato dentro estes chips da placa e executar imunocoloração, axotomy e isolamento fluídico.

Uso de Chips microfluídicos plástico pré-montados para compartimentar os neurônios primários de murino

Este protocolo demonstra o uso de microplaquetas microfluídicos compartimentadas, injeção moldada em um copolímero cíclico do olefinas aos neurônios cultivados diferenciados das pilhas de haste humanas. Estes chips são pré-montados e mais fáceis de usar do que os tradicionais dispositivos de poli (dimetilsiloxano) compartimentalizados. Vários paradigmas experimentais comuns são descritos aqui, incluindo a rotulagem viral, o isolamento fluídico, a axotomia e a imunocoloração.

Compartimentalização de neurônios derivados de células-tronco humanas dentro de chips de plástico Microfluídico pré-montados

A impressão 3D em escala micrométrica permite a prototipagem rápida de dispositivos poliméricos para culturas de células neuronais. Como prova de princípio, as conexões estruturais entre os neurônios foram restringidas pela criação de barreiras e canais que influenciam o crescimento dos neuritos, enquanto as consequências funcionais de tal manipulação foram observadas pela eletrofisiologia extracelular.

Polimerização de dois fótons Impressão 3D de dispositivos de cultura de células neuronais em microescala

Aprenda a criar redes neurais modulares in vitro usando estênceis de PDMS para padronizar adesão celular. Este método permite estudar circuitos interconectados e atividade eletrofisiológica em neurociência.

Desenho, Tratamento de Superfícies, Cellular Galvanização e Cultura de modulares Neuronal de redes formadas por Circuitos Funcionalmente Inter-conectados (Vídeo) | JoVE Journal

Desenho, Tratamento de Superfícies, Cellular Galvanização e Cultura de modulares Neuronal de redes formadas por Circuitos Funcionalmente Inter-conectados

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