Name: Bestimmung der die Abrechnung bei Ton/Cyanobakterien Stapelfaser (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Erfahren Sie eine Methode zur Messung von Sedimentationsraten von Ton und Cyanobakterien-Flokkulen im Labor. Diese Technik liefert quantitative Daten und visuelle Aufzeichnungen für sedimentologische Studien.

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Die Autoren erkennen dankbar, Mittel aus den Naturwissenschaften und Engineering Research Council of Canada (05448, 165831 und 213411).

1. Vorbereitung der Cyanobakterielle Kulturen
<ol><li>
Vorbereitung der Inokulation Kulturen mit festen Medien
	<ol>
<li>Erhalten Sie axenic Zellen Zellen von der American Type Culture Collection oder Pasteur Culture Collection. Zum Beispiel die einzelligen, marine vorkommenden SP. PCC 7002 wurde von Pasteur Culture Collection erhalten, es wird im folgenden vorkommendenbezeichnet werden.</li>
		<li>Vorkommenden Zellen auf Tellern mit festen Medien (A + flüssige Medien14 und 1,5 % Agar15) zu erhalten. Diese werden im folgenden als Impfung Kulturen bezeichnet.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Platten bei 32 ± 2 ° C mit Dauerlicht zur Verfügung gestellt um 30 – 50 µmol Photonen m-2 s-1,15,18.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 1.1-1.3 und ersetzen A + Medien mit BG-11-16 im Schritt 1.1.2 für Cyanobakterien Süßwasserarten wie Synechocystis SP. PCC 680316,17, im folgenden genannten Synechocystis. Die Zusammensetzung des A + und BG-11 Medien finden Sie unter Tabellen 1 – 4 .</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Flüssige Kulturen vorbereiten: jeder Tank Experiment erfordert eine 400 mL Cyanobakterien Kultur.
	<ol>
<li>Sammeln Sie ein 250 mL und zwei 1 L hitzebeständige Erlenmeyerkolben.</li>
		<li>Spülen Sie jede Flasche mit einer 4 M Salzsäure (HCl)-Lösung (30 mL HCl-Lösung für jede Flasche), gefolgt von destilliertem Wasser. Achtung: Salzsäure ist ätzend und giftig. Stellen Sie sicher, dass ein Laborkittel, Schutzbrille und säureresistente Handschuhe getragen werden, wobei die 4 M HCl-Lösung. Führen Sie diesen Schritt in einem Labor-Waschbecken und befolgen Sie die örtliche Vorschriften bei der Entsorgung von 4 M HCl-Lösung</li>
		<li>Füllen Sie die 250 mL Flasche mit 50 mL flüssiger Medien (A + oder BG-11). Füllen Sie eine 1 L Flasche mit 400 mL flüssiger Medien (A + oder BG-11) und der andere 1 L Flasche mit 600 mL Medien (A + oder BG-11).</li>
		<li>Jede Flasche mit einem Gas durchlässige Schaum stopfen verschließen und den Schaum Stopper und Kolben Hals mit Alufolie abdecken.</li>
		<li>Label und Autoklaven ermöglichen die Fläschchen bei 121 ° C und 100 kPa für 25 min. der Kolben auf Raumtemperatur abkühlen lassen.</li>
		<li>Bereiten Sie eine laminare Strömung Kapuze durch Sterilisierung der Oberfläche mit 70 % Alkohol.</li>
		<li>Sammeln Sie eine Drahtschlinge Inokulation, ein Bunsenbrenner, gekühlten 50 mL flüssige Medien Kolben (aus Schritt 1.2.5) und die Impfung-Kultur (ab Schritt 1.1). Legen Sie diese Elemente in die sterilisierten Fluss-Haube.</li>
		<li>Sterilisieren Sie die Drahtschlinge Impfung kurz mit der Flamme einen Bunsenbrenner zu und lassen Sie es abkühlen.</li>
		<li>Ziehen Sie die coole Schleife entlang der Oberfläche der Inokulation Kultur um Cyanobakterien Zellen zu sammeln.</li>
		<li>Entfernen Sie die Schaumstoff-Stöpsel und Folie Kappe aus der 250 mL-Flasche (ohne Berührung den Schaum-Stopper) und Sterilisieren Sie den Rand der Erlenmeyerkolben zu, indem man es kurz durch die Flamme.</li>
		<li>Kippen Sie die Flasche zu, so dass das Medium in der Nähe von den Hals der Flasche ist, und legen Sie die Impfschlinge beschichtet mit Zellen in den Kolben. Sobald die Schleife in den Medien eingetaucht ist, rühren Sie die Impfschlinge um die Zellen zu entfernen.</li>
		<li>Entfernen Sie die Impfschlinge und resterilisieren Sie die Lippe des Kolbens mit dem Bunsenbrenner Flamme.</li>
		<li>Ersetzen Sie den Schaumstoff-Stöpsel und Folie Kappe auf dem Erlenmeyerkolben (ohne Berührung den Schaum-Stopper).</li>
		<li>Die Impfschlinge innerhalb der Bunsenbrenner-Flamme zu sterilisieren.</li>
		<li>Bereiten Sie ein Wachstum Zimmer (das Wachstum Kammer genannt) wo die Temperatur bleibt bei 30 ° C15,18 und Lichtintensität ist 30 – 50 µmol Photonen m-2 s-1,15,18 . Feuchtigkeit wird nicht aktiv gesteuert.</li>
		<li>Ermöglichen Sie die beimpften 50 mL Kultur auszubrüten durch Schütteln bei 150 u/min in der Wachstums-Kammer mit einer gepflegten Temperatur von 30 ° C. Halten Sie den Mund des Kolbens bedeckt, während die Erregung zu kontrollieren Verdunstungsverluste und Verunreinigung zu verhindern.</li>
		<li>Lassen Sie die Cyanobakterien Kultur(en) für 96 h wachsen. Eine erfolgreiche Kultur sollte erscheinen leuchtend grün und haben eine optische Dichte (OD) bei 750 nm von 0,4 – 0,6.</li>
		<li>Die Kultur genug geworden ist, legen Sie die 50 mL-Kultur und die 1 L Flasche mit 400 mL flüssiger Medien (aus Schritt 1.2.5) in der Laminar-Flow-Haube. Sicherstellen Sie, dass die Strömung Haube sterilisierte Folgeschritt 1.2.6 ist.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 1.2.10 für beide Flaschen innerhalb einer Laminar-Flow-Haube.</li>
		<li>Die 50 mL-Kultur in der 400 mL der Medien in der 1 L Flasche Gießen und die Lippe der 1 L Flasche mit dem Bunsenbrenner Flamme resterilisieren.</li>
		<li>An die Stelle der Schaum stopfen und Folie Kappe befestigen Sie einen sterilen sprudelnden Apparat, bestehend aus einem Schaumstoff-stopfen, Pipette, Kunststoffrohre, Inline-Filter und vereiteln Sie Abdeckung bis zur Mündung des Kolbens zu.</li>
		<li>Schütteln Sie die 1 L Flasche mit 150 u/min bei 30 ° C mit dem Wäscher Apparat angebracht zu einer Luftpumpe, die eine befeuchtete Luft-Gemisch durch die Lösung15,18 bei 300 mL/min zirkuliert.</li>
		<li>Lassen Sie Kultur(en) innerhalb der Kammer Wachstum bei 30 ° C für 120-168 h wachsen. Eine erfolgreiche Kultur sollte erscheinen leuchtend grün und haben ein OD750 nm von 0,4 – 0,6.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 1.2 zu einer Kontrollkultur zu produzieren, die nicht mit dem Ton gemischt werden.</li>
		<li>Experimente mit Toten Biomasse erfordern einen zusätzlichen Schritt. Autoklaven die 1 L Flasche Kultur für 60 min bei 121 ° C und auf Raumtemperatur abkühlen lassen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) experimentelle einrichten
<ol><li>Platzieren Sie einen rechteckige Acryl Tank (Länge 20 cm), Breite 5,1 cm und Höhe von 30 cm vor einer Bank von Leuchtstoffröhren (neun T8 Lampen, mindestens 2.600 Lumen; Abbildung 1) 19.</li>
	<li>Legen Sie eine durchscheinende, weiße Plastikfolie zwischen der Bank von Lichtern und den Tank, das Licht zu verbreiten, der den Tank durchscheint. Diese Einrichtung wurde von Sutherland Et al. 19
</li>
	<li>Mark Acryl Tank in einer Höhe von 10 cm, gemessen senkrecht von der Basis. Alle Messungen sollten in dieser Höhe in der Wassersäule, die Kohärenz der alle Probenahme erfolgen.</li>
	<li>Legen Sie eine Kamera auf einem Stativ, 1 m vor dem Tank, jedes Experiment aufzunehmen. Eine Videokamera wird empfohlen, da Bilder aus video-Dateien extrahiert werden können, und mithilfe mathematischer Modellierungssoftware Videodateien können zur Beilegung Dynamik19modelliert.</li>
	<li>Platzieren Sie ein schwarzes Tuch über die leichte Bank, Tank und Kamera, das Experiment von externen Lichtquellen (Abbildung 1) zu schützen.</li>
</ol>(3) Flockung experimentelles Protokoll
<ol><li>Sammeln Sie die 400 mL Kultur (Schritt 1.2), einen großen Messzylinder und 600 mL zusätzliche Wachstum Medien in eine 1 L Flasche (Schritt 1.2.5).</li>
	<li>Verdünnen Sie die 400 mL-Kultur (erste Zellkonzentration von 4 – 6 mg/mL) mit zusätzlichen Wachstumsmedien (A + oder BG-11) zu Endvolumen von 1 L mit den Messzylinder. Fügen Sie diese Lösung mit dem Acryl Tank.</li>
	<li>Bereiten Sie 2 mL Microfuge Röhren durch Kennzeichnung und legte sie in einer günstigen Lage in der Nähe von Acryl Tank. 50 g aus Ton für das Experiment zu messen.</li>
	<li>Beginnen Sie video-Aufzeichnung. Im Falle mehrerer Experimente können ein Zeichen mit dem Experiment Bezeichner vorübergehend vor der Kamera statt.</li>
	<li>Mit einer Pipette, nehmen Sie eine 1 mL Probe und platzieren Sie es in einem beschrifteten Microfuge Rohr. Verwenden Sie dieses Beispiel, um die ersten Cyanobakterien Zellzahl bestimmen durch die Messung der OD750 nm Werte. Nehmen Sie alle Proben in dreifacher Ausfertigung, um exakte Ergebnisse zu gewährleisten.</li>
	<li>Gießen Sie schnell den Ton (50 g) in den Tank unter kräftigen rühren mit einem mitreißenden Stick für 10 – 15 s.</li>
	<li>Der Timer gestartet und die ersten 1 mL Probe Chl eine Bestimmung mit einer Pipette P1000 (Probe Zeit0).</li>
	<li>Nehmen Sie zusätzliche Proben in angemessenen Zeitabständen (z.B., 1 min, 2 min, 3 min, 4 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 60 min, 180 min und 240 min.).</li>
	<li>Wenn das Experiment beendet ist, speichern Sie die Videodatei, schalten Sie die Video-Kamera und verarbeiten Sie alle Proben für Chl eine Bestimmung (Schritt 4).</li>
	<li>Autoklaven der restliche Lehm/Cyanobakterien Lösung. Abhängig von Cyanobakterien Arten, lokaler Gesetzgebung und Politik Lab entsorgen Sie die Lösung mit geeigneten Methoden. Reinigen der Tank mit Wasser und Seife, spülen Sie ihn mit destilliertem Wasser und Luft trocknen.</li>
	<li>Bereiten Sie ein kontrollexperiment mit kein Ton hinzugefügt. Nehmen Sie Proben zu den gleichen Zeitpunkten. Diese Daten können verglichen werden, an die anderen experimentellen Daten zu bestätigen, dass die Einschwingzeit Preise aufgrund der Flockung mit Ton, kein Ergebnis einer natürlichen Abrechnung verbessert werden.</li>
	<li>Wenn Tote Biomasse während des Experiments verwendet wird, verwenden Sie die gleichen experimentelle Verfahren. Jedoch erfordert die Beseitigung Verfahren der Lösung nicht autoklavieren.</li>
</ol>4. Probieren Sie Verarbeitung und Auswertung
<ol><li>Chl eine Konzentration in jeder Zelle Probe mittels eines Verfahrens von Owttrim16geändert zu bestimmen. Einmal gesammelt, pellet-Zellen von jeder Probe für 3 min bei 13.000 X g mit einem Microcentrifuge bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Entfernen Sie überschüssiges Medium mit einer Pipette P1000 und 1 mL 100 % Methanol (20 ° C). Wirbel der Probe auf Hochtouren für 1 min um die Zelle Pellet aufzuwirbeln. Achtung: Methanol ist giftig und brennbar. Tragen Sie Handschuhe und Schutzbrille und fernhalten Sie Methanol von Zündquellen.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Proben bei-20 ° C für 24 h zur Gewinnung von Chl eineErleichterung.</li>
	<li>Nach der Inkubation pellet die zelltrümmer wie unter 4.1 beschrieben, die grüne überstand an eine Küvette mit einer Pipette übertragen und legen Sie die Küvette in das Spektrophotometer. Die Probe zur Ruhe im Spektralphotometer für 1 min um sicherzustellen, dass alle verbleibenden Ton innerhalb der Stichprobe setzt sich und nicht bei der Messung stört zu ermöglichen.</li>
	<li>Spektralphotometrisch Chl eine Konzentration zu bestimmen, durch Messung der Extinktion bei 665 nm und 652 nm und OD bei 750 nm. Die Chl eine Konzentration wird bestimmt mit der Formel Chl eine = 16,29 x (ein665 - OD750) - 8.54 x (eine652 - OD750) 20. CHL Konzentration dient als Proxy Zellkonzentration. Darüber hinaus ein Umrechnungsfaktor von 7,4 x 1010 Zellen/L = 10 g/L21 kann verwendet werden, um die Zellkonzentration in Gramm einige Cyanobakterien Arten berechnen.</li>
	<li>Grundstück berechnet Chl Werte im Vergleich zur Zeit .</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Flockung, katalysiert durch Cyanobakterien Zelle-Ton Interaktion hat ein großes Interesse in den Bereichen Ökologie und Technik2,3,4,5,6,7 angezogen. ,8,9,10,11,<sup class="xr...

Mit heutigen Umweltbedingungen und Prozesse, vorbei an Erosionsprozesse Mechanismen abzuleiten ist seit langem eine Untermauerung der Sedimentologie. Während moderne Ablagerungsbedingungen Analoga, wie das Schwarze Meer verwendet wurden, um die Ablagerung von organischen reichen, feinkörnige Ablagerungen zu verstehen, haben Labor-Experimente das Potenzial, zusätzlichen Aufschluss über die Herkunft der Schiefer-Lagerstätten. Eine ist Anfrage bei der Entstehung der schwarzen Schiefer die Abscheiderate und Mechanismus der ursprünglichen Formation. Traditionell hat theoretisiert, daß schwarze Schiefer Umgebungen gebildet wo die Sedimentation Rate, PRIMÄRPRODUKTIVITÄT und organischer Substanz Atmung Preise die Erhaltung der organischen Substanz im Sediment1,2 fördern ,3. Jedoch die Rolle der Cyanobakterien und Ton Flockung ist weitgehend unberücksichtigt geblieben. Dieser Mechanismus der Flockung würde es ermöglichen schnelle Ablagerung von organischen reichen, feinkörnige Sedimente auftreten, und ist nicht erforderlich, sauerstoffarmen. In Anbetracht dieser Prämisse dieses Protokolls hat zwei Ziele: (1) messen die Sedimentation Rate der Cyanobakterien/Ton Stapelfaser, und (2) den Sedimentationsprozess in Echtzeit zu visualisieren. Diese Methodik, neben geochemische Analyse wurde verwendet, zu zeigen, dass Cyanobakterien/Ton Flockung in der Tat ein wichtiger Mechanismus für Shale Formation1sein kann. Während ursprünglich für die Modellierung von Schiefer Ablagerung, gilt diese Methode zu anderen Disziplinen wie Biologie und Umweltsanierung wo der Einfluss der Ton-Eingang auf bakteriellen Stoffwechsel und Bevölkerung gemessen werden muss.
Zahlreiche Studien wurden durchgeführt, um die Flockung von Cyanobakterien und Lehm, zur Abschwächung der schädlichen Algenblüten2,3,4,5,6,7 beobachten , 8 , 9 , 10 , 11 , 1 2. jedoch während der Messung Zellkonzentration im Laufe der Zeit, diese Studien haben nicht angewendet Cyanobakterien/Ton Flockung zur Modellierung der Ablagerung von der Rock-Datensatz. So fehlt diese Studien eine visuelle Komponente, die entscheidend sein kann, wenn Vergangenheit sedimentologische Prozesse zu modellieren. Zusätzlich zu die Mehrzahl der Studien nutzen Zellzählung (z. B. Pan Et Al. 11), die mühsam sein kann. Unsere Methode, mit der jüngsten Fortschritte in der Messtechnik Cyanobakterien Flockung, bestimmt die Änderungen in Cyanobakterien Zellkonzentration durch Messung Chlorophyll ein (Chl eine) in diskreten Zeitintervallen. Paarung Chl eine Messung mit visuellen Daten ist ein neuer Ansatz, die Erosionsprozesse Bedingungen abzuleiten verwendet werden können. Erzeugten Bilder können auch zur Sedimentation Rate nach der Arbeit von Du Et al.zu berechnen. 13. die Kombination von visuellen und numerischen Daten stärkt die Zuverlässigkeit der Ergebnisse. Darüber hinaus erläutern wir weitere Protokolle für die Sedimentation der Toten Biomasse und Ton ermöglichen auch beobachtet werden. Dies ist wichtig, wenn man vorbei an sedimentologische Umgebungen, wo Leben und tot Biomasse Co aufgetreten. Unterschiede im Verhalten der Toten Biomasse während der Flockung (z. B. Rückgang der Flockung Tarif) hätte möglicherweise sedimentologische folgen.

<table><tbody><tr><td>Cyanobakterien (in dieser Studie: Synechococcus sp. PCC 7002 und Synechocystis sp. PCC 6803)</td><td>Pasteurkultur-Sammlung</td><td>PCC 7002 oder PCC 6803</td><td>zur Inokulation der Platten</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Thermo Scientific</td><td>CM0003</td><td>zur Befüllung von zwei Petrischalen</td></tr><tr><td>Petriplatten (Standardbakteriologie, 100 x 15 mm)</td><td>Sarstedt</td><td>82.1473.001</td><td>2 erforderlich</td></tr><tr><td>1 L hitzebeständiger Erlenmeyerkolben</td><td>Pyrex</td><td>4980-125</td><td>1 benötigter</td></tr><tr><td>250 mL hitzebeständiger Erlenmeyerkolben</td><td>Pyrex</td><td>4980-250</td><td>1 benötigter</td></tr><tr><td>Nichrome-Impfschlaufe mit Griff</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-956-103</td><td>1 benötigte</td></tr><tr><td>Alufolie</td><td>Reynolds Wrap Aluminiumfolie</td><td>89079-067</td><td>50 cm erforderlich; wird zum Abdecken des Schaumstoffstopfens und des Halses von Erlenmeyerkolben verwendet</td></tr><tr><td>Wachstumsmedium (z. B. A+)</td><td></td><td></td><td>1050 mL erforderlich; hergestellt unter Verwendung der in den Tabellen 1-4 beschriebenen Zusammensetzung</td></tr><tr><td>Bunsenbrenner</td><td>Fisher Scientific</td><td>S95941</td><td>1</td></tr><tr><td>erforderlicher Kunststoffschlauch</td><td>Fisher Scientific</td><td>S504591</td><td>1 m erforderlich; zur Herstellung des Sprudelgeräts</td></tr><tr><td>verwendet Schwammstopfen</td><td>Jaece Industries Inc</td><td>14-127-40E</td><td>1 erforderlich; Loch in der Mitte für Pipette; Wird für den Bau der Sprudelvorrichtung</td></tr><tr><td>Acrylplatte verwendet&nbsp;</td><td>Home Depot</td><td>Optix klare Acrylplatte Modell # MC-102S</td><td>1 erforderlich; zum Bau eines Acryltanks (20 x 30 x 5,1 cm)</td></tr><tr><td>klarer wasserfester Silikonkleber</td><td>Home Depot</td><td>Loctite klares Silikon Modell # 908570 1</td><td>erforderlich; zum Bau eines Acryltanks (20 x 30 x 5,1 cm)</td></tr><tr><td>Kamera oder Videorekorder</td><td>Panasonic</td><td>HC-V770 HD Camcorder</td><td>1 benötigt</td></tr><tr><td>Stativ</td><td>Magnus</td><td>VT-300</td><td>1 benötigtes</td></tr><tr><td>schwarzes Tuch</td><td>primomart</td><td>&nbsp; EAN-0726670162199; Teilenummer 680254blacknappedfr</td><td>1 erforderlich; Duvetyne Light Block-Out-Tuch; ca. 152 x 213 cm zum Abdecken des Tanks Experiment</td></tr><tr><td>hitzebeständiges serologisches</td><td>Pipettenkorn C708510</td><td>13-671-101G</td><td>1 erforderlich; wird zur Herstellung des Blasengeräts</td></tr><tr><td>verwendet Probenfläschchen&nbsp;</td><td>Dynalon</td><td>S30467</td><td>mindestens 12 (variiert je nach gewähltem Zeitintervall)</td></tr><tr><td>hitzebeständige Glaspipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>Corning Incorporated C708510, 13-671-101G</td><td>1 erforderlich; wird zur Herstellung des Sprudelgeräts verwendet; Eine serologische Pipette aus Polystyrol würde auch funktionieren, sollte aber mit dem Schlauch und dem Stopfen verbunden werden, nachdem der Rest des Geräts autoklaviert wurde.</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>22 62 120-3</td><td>&nbsp; 1 erforderlich; Vergleichbare Produkte können verwendet werden, wenn sie in der Lage sind, 1,5 -2 mL Mikrofuge-Röhrchen bei 13.000 x g</td></tr><tr><td>Vortex-Maschine (Vortex-Genie 2)</td> zu <td>zentrifugieren.Scientific Industries, Inc</td><td>SI-0236</td><td>1 erforderlich</td></tr><tr><td>100 % Methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412-500 SDS</td><td>mindestens 12 mL (1 mL pro Probe) erforderlich; Achtung: Entzündlich, giftig. Tragen Sie Handschuhe und eine Schutzbrille. Nicht in der Nähe von Zündquellen verwenden oder lagern. Alternative Quellen können verwendet werden.</td></tr><tr><td>Küvetten (1,6&nbsp; mL, Polystyrol)</td><td>Sarstedt</td><td>67.742</td><td>mindestens 12 erforderlich</td></tr><tr><td>Spektralphotometer</td><td>Fisher Scientific</td><td>222-271600</td><td>1 erforderlich; Pharmacia Biotech Novaspec ll könnte ebenfalls verwendet werden.</td></tr><tr><td>Glühbirnen</td><td>Home Depot</td><td>Modell # 451807; Internet #205477895; Shop SKU #1001061538</td><td>6-8 Glühbirnen erforderlich, um Licht für die Tankexperimente zu liefern</td></tr><tr><td>Pipette (Pipetman Classic P1000</td><td>Gilson</td><td>F123602</td><td>zur Probenentnahme</td></tr><tr><td>verwendet 37 % Salzsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>258148</td><td>Vorsicht: Ätzend und giftig. Tragen Sie während der Anwendung einen Laborkittel, eine Schutzbrille und säurebeständige Handschuhe. Hergestellt auf 4 N vor der Verwendung durch Verdünnung in entionisiertem Wasser in einem chemischen Rauchabzug.</td></tr><tr><td>Schaumstoffstopfen (klein)</td><td>Canlab</td><td>T 1385</td><td></td></tr><tr><td>Schaumstoffstopfen (groß)</td><td>Canlab</td><td>T 1387</td><td>Benötigt einige intakte Stopfen und einige mit einem einzigen Loch in der Mitte</td></tr><tr><td>30°; C Inkubator/Wachstumsraum mit kontinuierlicher Beleuchtung</td><td></td><td></td><td>1 erforderlich</td></tr><tr><td>70 % Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP8201500</td><td>30 mL&nbsp; erforderlich; Achtung: Giftig und brennbar. Tragen Sie einen Laborkittel und eine Schutzbrille</td></tr>, <tr><td>einen hydrophoben Luftfilter (Midisart 2000, 0,2 &micro; m)</td><td>Sartorius</td><td>17805</td><td>1 benötigte</td></tr><tr><td>Tonerde (z.B. Kaolin)</td><td>Fisher Scientific</td><td>MFCD00062311</td><td>mindestens 50 g benötigte</td></tr><tr><td>Mikrofuge-Röhrchen (2 mL, Polypropylen)</td><td>Sarstedt</td><td>72.695.500</td><td>Es können vergleichbare Produkte verwendet werden. Mindestens 12 (variiert je nach gewähltem Zeitintervall)</td></tr><tr><td>1000 &Mikro; L Pipettenspitzen</td><td>Sarstedt</td><td>70.762</td><td>1 erforderlich</td></tr></tbody></table>

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Determination of the Settling Rate of Clay/Cyanobacterial Floccules

Die Mechanismen für die Ablagerung von feinkörnigen, sind reich an organischen Sedimente noch weitgehend umstritten. Insbesondere wird die Auswirkungen der Interaktion von tonteilchen mit reaktiven, planktonischen Cyanobakterien Zellen in den sedimentären Datensatz unter untersucht. Diese Interaktion ist potenziell maßgeblich an Schiefer Ablagerungsbedingungen Modelle. In einer Laborumgebung können die Flockung und Sedimentation Preise dieser Materialien geprüft und in einer kontrollierten Umgebung gemessen werden. Hier zeigen wir ein Protokoll zur Messung der Sedimentation Rate von Cyanobakterien/Ton-Gemischen. Diese Methode wird durch die Beschreibung von zwei Probe-Experimenten demonstriert: die erste verwendet vorkommenden SP. PCC 7002 (ein marine kokkoiden Cyanobakterien) und Kaolin (eine trockene Form von Kaolinit) und die zweite Kaolin und Synechocystis SP. PCC 6803 (ein Süßwasser kokkoiden Cyanobakterien). Cyanobakterielle Kulturen werden mit unterschiedlichen Mengen Lehm in einen speziell entwickelten Panzer Apparat so optimiert, dass kontinuierliche, Echtzeit-Video und fotografische Aufzeichnung können gemischt. Die Stichprobenverfahren sind sowie ein Post-Sammlung-Protokoll zur präzisen Messung von Chlorophyll eine detaillierte aus denen die Konzentration von Cyanobakterien Zellen bleiben in der Schwebe bestimmt werden kann. Durch experimentelle Replikation ein Profil erstellt, die Sedimentation Rate zeigt.

Wenn Sie Ton ausgesetzt, werden Zellen Zellen aus Aussetzung22gebracht. Dies zeigt sich in die repräsentativen Ergebnisse hier gegeben. Preise, die Wirkung des Tones auf die Cyanobakterien Bevölkerung bestimmen und die Sedimentation zu beobachten, wurden zwei Experimente durchgeführt, bei denen vorkommenden und Synechocystis 50 g/L-Kaolin-Tonerde (Tabelle 5 – 6, ausgesetzt waren Abbildung 2-3<...

Das Zusammenspiel und die Sedimentation von Ton und Bakterienzellen im marinen Bereich, beobachtet in natürlichen Umgebungen, können am besten in einer kontrollierten Laborumgebung untersucht werden. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll, das eine neuartige Methode zur Messung der Sedimentation Rate von Lehm und Cyanobakterien Stapelfaser skizziert.

Bestimmung der die Abrechnung bei Ton/Cyanobakterien Stapelfaser

The mechanisms underpinning the deposition of fine-grained, organic-rich sediments are still largely debated. Specifically, the impact of the interaction ...

Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Sedimentologie zu beantworten, z. B. wie organisch reiche, feinkörnige Sedimente unter sauerstoffhaltigen Bedingungen abgelagert werden können. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sowohl quantitative Ergebnisse als auch eine visuelle Aufzeichnung der Sedimentation erzeugt werden. Bereiten Sie zunächst Cyanobakterienkulturen gemäß dem Textprotokoll vor.Dann werden ein 250-Milliliter- und zwei ein-Liter-hitzebeständige Erlenmeyerkolben mit einer viermolaren Salzsäurelösung gespült, gefolgt von destilliertem Wasser. Füllen Sie die drei Kolben mit flüssigem Medium. Verschließen Sie die Kolben mit gasdurchlässigen Schaumstoffstopfen und decken Sie die Hälse mit Alufolie ab.Anschließend beschriften und autoklavieren Sie die Kolben bei 121 Grad Celsius und 100 Kilopascal für 25 Minuten. Lassen Sie sie danach auf Raumtemperatur abkühlen. Um das Medium zu beimpfen, wird eine Impfschlaufe flammsterilisiert.Dann wird die Cyanobakterienkultur mit der Schlaufe in den 250-Milliliter-Kolben überführt, der 50 Milliliter Medium enthält. Nach der Inokulation die Lippe des 250-Milliliter-Kolbens erneut sterilisieren und den Sch

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Forschung

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Environment

Umwelt

Biofilme haben komplexe Wechselwirkungen mit ihrer Umgebung. Um Biofilm-Umwelt-Wechselwirkungen umfassend zu untersuchen, stellen wir hier eine Reihe von Methoden vor, um eine heterogene chemische Umgebung für die Biofilmentwicklung zu schaffen, die lokale Strömungsgeschwindigkeit zu quantifizieren und den Stofftransport in und um Biofilmkolonien zu analysieren.

Methoden zur Charakterisierung des Co-Entwicklung von Biofilm und Habitat Heterogenität

Mikrobenpopulationen enthalten, die wesentliche Zellheterogenität, das allgemeine Verhalten diktieren können. Molekulare Sonde Analyse durch Durchflusszytometrie können physiologische Zustände von Zellen zu bestimmen, aber ihre Anwendung variiert zwischen den Arten. Diese Studie liefert ein Protokoll, um genau zu bestimmen, Zellmortalität innerhalb von einem Cyanobakterium Bevölkerung, ohne zu unterschätzen oder Aufzeichnungs falsch positiven Ergebnissen.

Molecular Probe-Optimierung, um Zellmortalität in einem photosynthetische Organismen Bestimmen (<em&gt; Microcystis aeruginosa</em&gt;) Mittels Durchflusszytometrie

Das hier vorgestellte Versuchsdesign-Verfahren ermöglicht die Bewertung verschiedener Flockungsmittel im Hinblick auf ihre Fähigkeit, dispergierte Partikel in Pflanzenextrakten zu aggregieren und so die Trübung und die Kosten der nachgelagerten Verarbeitung zu reduzieren.

Vorgehensweise Um die Effizienz von Flockungsmittel für die Beseitigung von Dispersed Partikel aus Pflanzenextrakten zur Bewertung

Wir simulieren einen Präkambrium eisenhaltig marine Auftriebssystem in einem Labormaßstab vertikalen Flow-Through-Säule. Ziel war es , zu verstehen , wie geochemische Profile von O 2 und Fe (II) entwickeln , wie Cyanobakterien produzieren O 2. Die Ergebnisse zeigen , die Einrichtung eines Chemokline wegen Fe (II) Oxidation von photosynthetisch hergestellte O 2.

Labor Simulation eines Eisen (II) -reichen Präkambrium Meeres Upwelling-System das Wachstum von Bakterien zu erkunden Photosynthetic

Hier stellen wir einen zuverlässigen und einfachen Assay vor, um den Glykogengehalt in Cyanobakterienzellen zu messen. Das Verfahren beinhaltet die Ausfällung, die selektierbare Depolymerisation und den Nachweis von Glukoseresten. Diese Methode eignet sich sowohl für Wildtyp- als auch für gentechnisch veränderte Stämme und kann das metabolische Engineering von Cyanobakterien erleichtern.

Bestimmung des Glykogengehalts in Cyanobakterien

Durchflusszytometrie in Kombination mit visuellen clustering bietet eine einfach zu bedienende und schnelle Methode zur Untersuchung von aquatischer Biofilms. Biofilm-Charakterisierung, Erkennung von Veränderungen in der Struktur der Biofilm-Gemeinschaft und die Detektion von abiotischen Partikeln eingebettet im Biofilm einsetzbar.

Charakterisierung der aquatischen Biofilme mit Durchflusszytometrie

Kombinierte Größe und Dichte Fraktionierung (CSDF) ist eine Methode, um körperlich Boden in Fraktionen unterschiedlicher Beschaffenheit (Korngröße) und Mineralogie (Dichte) zu trennen. Der Zweck ist, Brüche mit unterschiedlichen Reaktivitäten gegenüber organischen Bodensubstanz (SOM), zu isolieren, um besser zu verstehen, Organo-mineralische Interaktionen und SOM Dynamik.

Kombinierte Größe und Dichte Fraktionierung von Böden für Untersuchungen von Organo-mineralische Interaktionen

Eine Reihe von Methoden zur Bestimmung der potentiellen DNRA-Rate auf Basis von 14NH4+/15NH4+ Analysen wird detailliert bereitgestellt. NH4+ wird über mehrere Schritte in N2O umgewandelt und mittels Quadrupol-Gaschromatographie–Massenspektrometrie analysiert.

Messung der potenzialimilatorischen Nitratreduktion zu Ammonium basierend auf 14NH4+/15NH4+ Analysen mittels Sequenzielle Umwandlung in N 2O

Wir zeigen Algentoxizitätstests für schwierige Stoffe (z.B. farbige Substanzen oder Nanomaterialien) anhand eines vertikal mit einer LED beleuchteten Setups.

Ein kleines Setup für Algentoxizitätstests von Nanomaterialien und anderen schwierigen Stoffen

Das Fast Repetition Rate Fluorometer (FRRf) ist eine nützliche Methode zur Messung der Photophysiologie des Photosystems II und der Primärproduktivität. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Messung der PSII-Photophysiologie der Epizoenalge Colacium sp. auf Substratzooplankton mit Küvettentyp FRRf.

Messung der Photophysiologie des angeschlossenen Stadiums von Colacium sp. mit einem Küvetten-Fluorometer mit schneller Wiederholungsrate

Erfahren Sie eine Methode zur Messung von Sedimentationsraten von Ton und Cyanobakterien-Flokkulen im Labor. Diese Technik liefert quantitative Daten und visuelle Aufzeichnungen für sedimentologische Studien.

Bestimmung der die Abrechnung bei Ton/Cyanobakterien Stapelfaser

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