Name: Präklinisches Modell der Herzspende nach Kreislauftod (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-02T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: Erfahren Sie die Evaluation kardioprotektiver Konditionierungsstrategien für Herzen nach Kreislauftod anhand eines Rattenmodells. Diese Methode ermöglicht die Entwicklung neuer Ansätze zur Verbesserung der Transplantationsergebnisse.

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Ein Teil dieser Arbeit wurde durch einen großzügigen Beitrag der Fondation Marcel et Rolande Gosselin und der Fondation Stefane Foumy unterstützt. Nicolas Noiseux ist Gelehrter der FRQ-S.
Die Autoren bedanken sich bei Josh Zhuo Le Huang, Gabrielle Gascon, Sophia Ghiassi und Catherine Scalabrini für ihre Unterstützung bei der Datenerhebung.

Alle Tierpflege- und Versuchsprotokolle entsprachen dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und wurden vom institutionellen Tierpflege- und Einsatzausschuss des Centre Hospitalier de l'Université de Montréal Research Center genehmigt.
1. Vorvorbereitungen
<ol><li>Schalten Sie das Wasserbad ein, um das Cardioplegie-Abgabesystem (Abbildung 1A) und das Langendorff ex vivo Perfusionssystem (Abbildung 1B) zu erwärmen. Stellen Sie die Wassertemperatur auf 38,5 °C für eine Lösungstemperatur von 37 °C ein. Setup-Fotos sind in der Ergänzenden Abbildung 1A,B zusehen.</li>
	<li>Bereiten Sie 1 L kardionlegische Lösung vor. 1 ml 2% Lidocainhydrochlorid und 10 ml 2 mM KCl (Endkonzentration 20 mM) zu 1 L Plasma-Lyt A (140 mM Na, 5 mM K, 1,5 mM Mg, 98 mM Cl, 27 mM Acetat, 23 mM Gluconat) hinzufügen. Korrigieren Sie pH auf 7,4 mit 6 N HCl. ACHTUNG: Dieses Modell ist sehr empfindlich auf pH-Wert. Eine falsche pH-Korrektur (außerhalb des physiologischen Bereichs 7.3-7.4) oder pH-unstable-Lösungen kann das Experiment gefährden oder unzuverlässige Daten liefern.</li>
	<li>Bereiten Sie 4 L Krebs Lösung (113 mM NaCl, 4,5 mM KCl, 1,6 mM NaH2PO4, 1,25 mM CaCl2, 1 mM MgCl26H2O, 5,5 mM MM D-Glucose, 25 mM NaHCO3). Die Substratmassen pro 1 L Lösung sollten wie folgt sein: 6,1 g NaCl, 0,3355 g KCl, 0,2035 g MgCl26H2O, 0,192 g NaH2PO4, 0,1387 g CaCl2, 0,99 g D-Glucose, 2,1 g NaHCO3 , Endvolumen von 1 L in ultrareinem entionisiertem Wasser. Fügen Sie die NaHCO 3 zuletzt, um Niederschlag zuvermeiden. Filtern Sie die Lösung mit einem 0,22 m Filter und lagern Sie sie über Nacht. Korrigieren Sie den pH-Wert auf 7,4, wenn die Lösung bei 37 °C liegt, und blasen Sie mit 5% CO2/95% O2.</li>
	<li>Füllen Sie die Langendorff-Schaltung mit Krebs-Lösung und starten Sie die Systempumpe. Stellen Sie sicher, dass keine Blasen in den Schläuchen gelassenwerden. Stellen Sie die peristaltische Pumpendrehzahl auf 80 Rpm (entspricht 1 L/min) ein. Passen Sie mit dem Zwei-Wege-Stopphahn den Durchfluss an, um einen langsamen Tropf durch die Aortenkanüle aufrechtzuerhalten, bis das Herz befestigt ist (Abbildung 1B). Halten Sie eine Probe der Krebs-Lösung (15 ml) in einem 50 ml Kegelrohr auf Eis für den Herztransport.</li>
	<li>Füllen Sie das Cardioplegie-Liefersystem mit der kardioplegischen Lösung. Sobald die Blasen entfernt sind, schalten Sie die Schaltung mit einem 3-Wege-Stopp-Hahn in Die Saline um (Abbildung 1A). Passen Sie die Tropfrate an. Saline muss langsam von der Spitze des Katheters tropfen, um sicherzustellen, dass vor dem Tod des Tieres keine kardionlegische Lösung injiziert wird.</li>
</ol>2. Tierzubereitung
<ol><li>Mit einer Inhalationskammer eine Anästhesie mit 3% Isofluran induzieren. Sobald das Tier nicht reagiert, führen Sie eine intraperitoneale Injektion von Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (5 mg/kg) oder ähnlich geeignetean anesthetische, nach den örtlichen Vorschriften, um Anästhesie für den Rest des Verfahrens zu erhalten. Stellen Sie die Tiefe der Anästhesie sicher, indem Sie keine Reaktion auf Zehenkneifen und palpebralen Reflex.</li>
	<li>Intubieren Sie das Tier mit einem 14 G, 2-Zoll-I.V.-Katheter. Beginnen Sie die Belüftung mit 50 Atemzügen pro min, wobei der Atemwegsdruck auf 20 cmH2O begrenzt ist.</li>
	<li>Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen, das auf "Medium" eingestellt ist, und decken Sie es mit einem saugfähigen Pad ab, um die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Setzen Sie eine rektale Temperatursonde ein und befestigen Sie einen transdermalen Pulsoximetersensor an einem der Füße. Halten Sie die Rektaltemperatur während des gesamten Verfahrens bei 37 °C.</li>
	<li>
Gefäßzugang
	<ol>
<li>Machen Sie einen 3 bis 4 cm mittelseitigen Hautschnitt im Hals mit einer Schere. Mit stumpfer Spitze gekrümmte Schere, stumpf sezieren Sie das subkutane Gewebe und belichten die rechte sternohyoid Muskel. Mit nicht-traumatischen Zangen, bewegen Sie den Muskel seitlich, bis die rechte Halsschlagader (pulsierend), Jugularvene (nicht pulsierend) und der Vagusnerv (weiß) visuell identifiziert werden (Ergänzende Abbildung 2A). Trennen Sie den Vagusnerv vorsichtig von der Halsschlagader mit einer stumpfen, gebogenen Schere.</li>
		<li>Heparin (2.000 I.E./kg) über die richtige Jugularvene injizieren. Wenden Sie Druck auf die Injektionsstelle nach dem Nadelrückzug an, um Blutleckszufuhr zu vermeiden.</li>
		<li>Mit gebogenen Zangen, passieren Sie zwei 5-0 Seiden Nähte um die Halsschlagader. Fest befestigen Eine distale Naht, um die Halsschlagader am überlegenen Aspekt der exponierten Arterie zu verschließen. Halten Sie die proximale Naht ungebunden. Das Ziehen der proximalen Naht wird zur Blutungskontrolle im nächsten Schritt verwendet (Zusatzabbildung 2B). Der Abstand zwischen den Nähten sollteca. 2 cm betragen.</li>
		<li>Mit einem Stereomikroskop für eine bessere Visualisierung, sorgfältig einen 1 mm Schnitt mit Mikrochirurgie Schere über die vordere Wand der Halsschlagader. Legen Sie einen 22 G, 1-Zoll geschlossenen I.V.-Katheter in Richtung Aortenbogen ein. Der Katheter ist mit einem 2-Wege-Stopphahn verbunden, der den Anschluss an einen Druckwandler für eine konstante Überwachung ermöglicht, mit der Möglichkeit, Koch- oder Kardioplegie über das Cardioplegia-Liefersystem zu injizieren (Abbildung 1A).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Einleitung einer Herzspende nach Kreislauftod (DCD) Protokoll
HINWEIS: Eine vollständige Protokollzeitleiste ist in Abbildung 2zu sehen.
<ol><li>Die Anästhesietiefe wird durch eine Zehenklemmung und die Bewertung des palpebralen Reflexes erneut untersucht. Wenn eine Reaktion beobachtet wird, führen Sie eine intraperitoneale Injektion von Ketamin (37,5 mg/Kg) und Xylazin (2,5 mg/Kg) durch. Nach 5 Minuten neu bewerten. Wenn keine Antwort beobachtet wird, fahren Sie mit dem Verfahren fort. Trachealklemme sollte nur bei ausreichend anästhesierten Tieren durchgeführtwerden.</li>
	<li>Schalten Sie das Beatmungsgerät aus und extubieren Sie das Tier. Mit Mückenzangen die Luftröhre einklemmen. Dieser Moment gilt als Beginn der Agonalphase. Beginnen Sie mit der Zählung der funktionellen warmen ischämischen Zeit (WIT), wenn der systolische Spitzenblutdruck unter 30 mmHg sinkt oder wenn Asystole oder Kammerflimmern auftritt, was auch immer zuerst kommt (Abbildung 3). HINWEIS: Schadensumfang sollte proportional zu WIT sein. Experimente sind notwendig, um die WIT-Zeit entsprechend der verwendeten Anästhesie, der verwendeten Tierstämme, des Geschlechts und des gewählten Gewichts zu optimieren. Bei Kontrolltieren wird unmittelbar nach der Sicherung des Karotis-Gefäßzugangs Eine Kardioplegie injiziert und das Herz beschafft, wie im nächsten Schritt beschrieben (Abbildung 2). Der Beginn der Perfusion mit Kardioplegie gilt als das Ende von WIT.</li>
	<li>Führen Sie am Ende von WIT eine mediale Sternotomie durch. Halten Sie den Thorax offen, indem Sie einen Alm-Retraktor verwenden. Öffnen Sie mit einer Schere die untere Vena cava und beide Vorhöfe, um Myokardverspannungen oder Kardioplegie-Rezirkulation zu vermeiden (Zusatzabbildung 3). Klemmen Sie die Aorta über dem Zwerchfell. Durch die zuvor katheterisierte Karotisarterie die kardioplegische Lösung bei einem konstanten Druck von 60 mmHg für 5 min mit dem Cardioplegia-Liefersystem einzudecken. Der Infusionsdruck kann durch Änderung der Höhe der Wassersäule verändert werden.
</li>
	<li>Am Ende der kardiepischen Infusion die aufsteigende proximale Aorta aus der Lungenarterie mit gekrümmten Zangen zu dissektieren (Zusatzfigur 4A). Schneiden Sie die Aorta distal auf die linke subklavische Arterie. Stellen Sie eine Aortenlänge von mindestens 0,5 cm für die Cannulation für das Langendorff-Gerät sicher.
</li>
	<li>Halten Sie das Herz von der Aorta, vervollständigen Sie die Kardiektomie, indem Sie das Herz von den Lungenvenen und anderen Thoraxstrukturen trennen (Ergänzende Abbildung 4B). Tauchen Sie schnell das Herz in die eiskalte Krebs-Lösung für den schnellen Transport zum Ex-vivo-System ein. Halten Sie die Sezieren und Transportzeiten so kurz wie möglich (5 min).</li>
</ol>4. Ex Vivo Heart Perfusion System (EVHP) und Cardiac Functional Assessment
<ol><li>Öffnen Sie das Aortenlumen mit Zangen. Deair the aorta by filling the lumen with the dripping Krebs solution to avoid forcing bubbles in to the coronary vessels. Senken Sie die Kanüle in die Aorta, wobei Sie darauf achten, die Aortenwurzel nicht zu passieren oder die Aortenklappenblätter zu beschädigen. Beheben Sie das Setup mit einer kleinen Klemme.</li>
	<li>Mit dem 2-Wege-Stopphahn, erhöhen Sie den Fluss, um nach möglichen Lecks in der Aorta zu suchen. Wenn keine erkannt werden, fixieren Sie die Aorta mit einer 2-0 Seidennaht fest an der Kanüle. Öffnen Sie den Fluss zur Kanüle vollständig. Aortendruck bei einem physiologischen Druck von 60-70 mmHg (angepasst durch Änderung der Systemhöhe). In diesem Moment wird die erste Reperfusions- und Stabilisierungszeit eingeleitet. Der Aortendruck kann nach dem Versuchsplan des Prüfers geändert werden.</li>
	<li>Drehen Sie das Herz so, dass die Basis des Herzens (Atria) dem Drucksensor zugewandt ist. Verbreitern Sie die linke ventrikuläre Vorhoföffnung, indem Sie die Lungenvenen sezieren. Legen Sie den Latexballon ein, der mit einem Drucksensor verbunden ist. Stellen Sie sicher, dass der Ballon vollständig im Inneren des Ventrikels positioniert ist, indem Sie dies durch sichtoptische Inspektion enden. Füllen Sie den Ballon langsam mit Kochsaline, bis der Enddiastolischer Druck (EDP) auf 15 mmHg eingestellt ist. Stellen Sie sich nach Bedarf ein, um die EDP-Konstante zu halten (vorbestimmtes physiologisches EDP). Das EDP kann an die experimentellen Ziele jedes Prüfers angepasst werden.</li>
	<li>Legen Sie die Schrittelektrode in die vordere Gesichtsfläche des Herzens (rechtsventrikulärer Abflusstrakt) ein. Vermeiden Sie das Punktieren der Herzkranzgefäße. Sobald spontanes Schlagen beobachtet wird, initiieren Sie Tempo bei 300 Schlägen pro min. Erforderliche Spannung kann zwischen Experimenten und Rattenstämmen variieren.
</li>
	<li>Nach 10 min Stabilisierung eine kontinuierliche intraventrikuläre Druckmessung einleiten. Dieser Moment gilt als Beginn der Instandsetzungs- und Bewertungsphase (Zeit 0), die 1 h dauern wird (Abbildung 2). Die Instandsetzung kann verlängert werden, aber in allen Herzen wird mit einem zeitabhängigen Rückgang der Kontraktilität gerechnet.
</li>
	<li>Zu Beginn der Rekonditionierung, sammeln Herzabwässer aus den Herzvenen für 5 min für Baseline koronare Flussbewertung und biochemische Analysen. Für Troponin T alle 15 min wiederholen (mal 0, 15, 30, 45 und 60 min). Für andere Analysen ist eine Individualisierung der Sammelzeiten erforderlich (Abbildung 2).</li>
</ol>5. Ende der Erfahrung
<ol><li>Entfernen Sie das Herz aus dem Langendorff-Apparat.</li>
	<li>Entfernen Sie mit einer geraden Hochkohlestahlklinge (Mikrotomeklinge oder ähnliches) die Basis des Herzens (einschließlich Aorta und Lungenarterie).</li>
	<li>Mit dem rechten Ventrikel nach unten, schneiden Querventrikuläre von 1-2 mm Dicke. In einem repräsentativen Abschnitt (normalerweise der dritte) verbrauchen Sie den rechten Ventrikel und fangen Sie den linken Ventrikel ein. Diese Probe kann für biochemische Analysen verwendet werden.</li>
	<li>Untertauchen Sie die restlichen Abschnitte in frisch zubereitete 5%2,3,5-Triphenyl-Tetrazoliumchlorid in kommerziellen Phosphatpuffer-saline-pH-Gehalt 7,4 für 10 min bei 37 °C. Lebensfähige Gewebe sind rote Ziegel gefärbt.</li>
	<li>Zweimal mit Phosphatpuffer-pH-gehalt 7,4 waschen und über Nacht mit 10% Formalin bei 4 °C fixieren. Zweimal mit Phosphat gepufferter saline pH 7.4 waschen und jede Scheibe unter Wasser halten.</li>
	<li>Überschüssige Flüssigkeit und Gewicht pro Rutsche zurückziehen. Nehmen Sie digitale Farbbilder von beiden Seiten. Verwenden Sie planimetrische Analysen, um die Prozentuale Infarktgröße zu berechnen und das Gewicht der Scheibe und des gesamten ventrikulären Gewichts zu korrigieren. Die Färbung verblasst mit der Zeit. Fotos müssen so schnell wie möglich gemacht werden.
</li>
</ol>6. Datenanalysen
<ol><li>Speichern Sie alle Druckdaten in einer neuen Datei pro Tier.</li>
	<li>Wählen Sie für Druckanalysen mindestens 200 Druckzyklen pro Zeitpunkt aus. Analysen können online (nach Abschluss des Experiments) mit dedizierter Software (z.B. LabChart) durchgeführt werden. Häufige kardiovaskuläre Parameter sind: Maximal erzeugter Druck, End-Diastolischer Druck, +dP/dt (steilste Steigung während des Aufschlags der Druckkurve, Indikator für ventrikuläre Kontraktilität), -dP/dt (steilste Neigung während der Druckkurve, ein Indikator für die ventrikuläre Entspannungsfähigkeit) u.a.. HINWEIS: Bei Troponinanalysen wird eine Erhöhung der Troponinfreisetzung bei der Reperfusion erwartet. Nach 1 h Reperfusion im EVHP-System können die Troponinspiegel auf den Ausgangswert sinken, was die Notwendigkeit eines sorgfältigen Timings bei der Entnahme und Handhabung dieser Proben betont.</li>
</ol>

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<li>Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Langendorff+Perfused+Isolated+Mouse+Heart+Model+of+Global+Ischemia-Reperfusion+Injury%3A+Impact+of+Ischemia+and+Reperfusion+Length+on+Infarct+Size+and+LDH+Release%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Pharmacology+and+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Langendorff Perfused Isolated Mouse Heart Model of Global Ischemia-Reperfusion Injury: Impact of Ischemia and Reperfusion Length on Infarct Size and LDH Release.</a> Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).</li>
<li>Dornbierer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+reperfusion+hemodynamics+predict+recovery+in+rat+hearts%3A+a+potential+approach+towards+evaluating+cardiac+grafts+from+non-heart-beating+donors%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Early reperfusion hemodynamics predict recovery in rat hearts: a potential approach towards evaluating cardiac grafts from non-heart-beating donors.</a> PloS One. 7 (8), e43642(2012).</li>
<li>Henry, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positive+staircase+effect+in+the+rat+heart%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Positive staircase effect in the rat heart.</a> The American Journal of Physiology. 228 (2), 360-364 (1975).</li>
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<li>Bonney, S., Hughes, K., Eckle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthetic+cardioprotection%3A+the+role+of+adenosine%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Pharmaceutical+Design%22%5BJournal%5D)">Anesthetic cardioprotection: the role of adenosine.</a> Current Pharmaceutical Design. 20 (36), 5690-5695 (2014).</li>
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</ol>

Die Autoren berichten kein proprietäres oder kommerzielles Interesse an einem in diesem Artikel erwähnten Produkt oder Konzept.

Das hier vorgestellte Protokoll stellt ein einfaches, bequemes und vielseitiges Modell von Herz-DCD vor, das die Möglichkeit bietet, die herzfunktionelle Erholung, Gewebeschäden und den Einsatz von kardioprotektive naktiven Nachhilfemitteln zu bewerten, um die Genesung des Spenders zu verbessern. Herzen, die sonst zur Transplantation verworfen werden. Ex-vivo-Herzperfusionssysteme (EVHP) wurden optimiert, um eine Plattform zur Beurteilung der Herzfunktion zu bieten und eine einzigartige Möglichkeit zu bieten, modifiziert...

Feste Organtransplantationen im Allgemeinen und Herztransplantationen im Besonderen sind weltweit auf dem Vormarsch1,2. Die Standardmethode der Organbeschaffung ist die Spende nach dem Hirntod (DBD). Angesichts der strengen Inklusionskriterien der DBD werden weniger als 40% der angebotenen Herzenakzeptiert 3, wodurch das Angebot angesichts der steigenden Nachfrage begrenzt und die Orgelwarteliste erweitert wird. Um dieses Problem anzugehen, wird die Verwendung von Organen, die nach dem Kreislauftod gespendet werden (DCD), als mögliche Lösung betrachtet4.
Bei DCD-Spendern sind jedoch eine agonale Phase nach Entzug der Pflege und eine Periode ungeschützter warmer Ischämie vor Reanimation unvermeidlich5. Die mögliche Organverletzung nach dem Kreislauftod kann zu Organfunktionsstörungen führen, was die Abneigung gegen routinemäßige DCD-Herztransplantationen erklärt. Es wird berichtet, dass nur 4 Zentren DCD-Herzen klinisch verwenden, mit strengen Kriterien, die sehr kurze warme Ischämie-Zeiten und junge Spender ohne chronische Pathologienumfasst 6,7. Aus ethischen und rechtlichen Gründen können bei Spendern vor dem Kreislauftod5,8,9begrenzte oder keine kardioprotektive Eingriffe angewendet werden. Daher ist jede Abschwächung zur Linderung der Ischämie-Reperfusion (IR)-Verletzung auf kardioprotektive Therapien beschränkt, die während der frühen Reperfusion mit kardiopdiogischen Lösungen eingeleitet werden, und lässt keine ordnungsgemäße funktionelle Bewertung zu. Ex-vivo-Herzperfusion (EVHP) und Rekonditionierung des DCD-Herzes mit speziellen Plattformen wurde als alternative Lösung vorgeschlagen und von verschiedenen Wissenschaftlern untersucht10,11,12,13 . EVHP bietet eine einzigartige Gelegenheit, Post-Konditionierungs-Agenten an DCD-Herzen zu liefern, um die funktionelle Erholung zu verbessern. Für eine effiziente klinische Übersetzung müssen jedoch noch viele technische und praktische Fragen angegangen werden, und dies wird noch verstärkt durch einen Mangel an Konsens über eine Reihe von Perfusions- und funktionellen Kriterien zur Bestimmung der Transplantierbarkeit6, 8.
Hierin berichten wir über die Entwicklung eines reproduzierbaren präklinischen DCD-Protokolls für Kleintiere in Kombination mit einem Ex-vivo-Herzperfusionssystem, das zur Untersuchung der zum Zeitpunkt der Beschaffung eingeleiteten Organpostkonditionierung während der ersten Reperfusion verwendet werden kann, und /oder in ganz EVHP.

<table><tbody><tr><td>0,9 % Natriumchlorid. 1 L Beutel</td><td>Baxter</td><td></td><td>Elektrolytlösung zum Spülen im modifizierten Langendorff-System.</td></tr><tr><td>14 G 2" IV-Katheter</td><td>Jelco</td><td>4098</td><td>Zur Verwendung als Endotrachealtubus.</td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid</td><td>Milipore-Sigma</td><td>T8877</td><td>Vitalfärbung</td></tr><tr><td>22 G 1" IV-Katheter</td><td>BD</td><td>383532</td><td>IV-Katheter mit Verlängerungsrohr, der die Manipulation für die Karotiskatheterisierung erleichtert</td></tr><tr><td>Adson Dressing Fcp, 4 3/4", Serr</td><td>Skalar</td><td>50-3147</td><td>Zusätzliche Pinzette für die Gewebemanipulation</td></tr><tr><td>Alm Selbsthaltender Retraktor 4x4 Zähne Blunt 2-3/4"</td><td>Skalar</td><td>22-9027</td><td>Geweberetraktor, der verwendet wird, um den Brustkorb offen zu halten.</td></tr><tr><td>Brückenverstärker</td><td>ADinstruments</td><td>FE221</td><td>Brückenverstärker für die intrakarotide Blutdruckmessung</td></tr><tr><td>Calciumchlorid</td><td>Milipore-Sigma</td><td>C1016</td><td>CaCl2 wasserfrei, körnig, &le; 7,0 mm, &ge; 93,0% Teil der Krebslösung</td></tr><tr><td>D-(+)-Glukose</td><td>Milipore-Sigma</td><td>G8270</td><td>D-Glukose &ge; 99,5% Teil der Krebs-Lösung</td></tr><tr><td>DIN(8) auf Einweg-Blutdruckmesskopf</td><td>ADinstruments</td><td>MLAC06</td><td>Adapterkabel für die Verbindung zwischen Brückenverstärker und Druckwandler</td></tr><tr><td>Einweg-Blutdruckmesskopf (Absperrhahn)</td><td>ADinstruments</td><td>MLT0670</td><td>Druckwandler für die intrakarotis-Blutdruckmessung</td></tr><tr><td>dPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>Elektrolytlösung ohne Calcium oder Magnesium.</td></tr><tr><td>Eye Dressing Fcp, Str, Serr, 4"</td><td>Skalar</td><td>66-2740</td><td>Zusätzliche Pinzette für die Gewebemanipulation</td></tr><tr><td>Formalinlösung, neutral gepuffert, 10%</td><td>Milipore-Sigma</td><td>HT501128</td><td>Fixierlösung</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Sunbean</td><td>756-CN</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium 1.000 IE/mL</td><td>Sandoz</td><td></td><td>Für systemische Antikoagulation</td></tr><tr><td>Salzsäure 36,5 bis 38,0% </td><td>Fisher scientific</td><td>A144-500</td><td>1:1 verdünnt zur pH-Korrektur</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Bimeda</td><td></td><td>Anästhetikum. 100 mg/mL</td></tr><tr><td></td><td>LabChart ADinstruments</td><td></td><td>Steuerungssoftware für den Powerlab-Polygraphen, die Offline-Analysen ermöglicht. Version 7, mit aktivierten Blutdruck- und PV-Loop-Modulen</td></tr><tr><td>Druckballon für die linke Herzkammer</td><td>Radnoti</td><td>170404</td><td>In Latex. Größe 4.</td></tr><tr><td>Lidocain HCl 2% ige Lösung</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>Antiarrhythmikum für die kardioplegische Lösung</td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid</td><td>ACS ACP Chemicals</td><td>M-0460</td><td>MgCl2+6H2O &ge; 99,0% Teil der Krebs-Lösung</td></tr><tr><td>Mikrodrucksensor</td><td>Radnoti</td><td>159905</td><td>Mikrodrucksensor und Verstärker, der mit dem intraventrikulären Ballon</td></tr><tr><td>verbunden ist Herzschrittmacher</td><td>Biotronik</td><td>Reliaty</td><td>Set zur Erzeugung eines Impulses alle 200 ms für eine Herzfrequenz von 300 Schlägen pro Minute.</td></tr><tr><td>pH-Tischmessgerät</td><td>Fisher scientific</td><td>AE150</td><td></td></tr><tr><td>Physiologischer Monitor</td><td>Kent Scientific</td><td>Physiosuite</td><td>Zur kontinuierlichen Überwachung der Nagetiertemperatur und -sättigung während des Eingriffs</td></tr><tr><td>Plasma-Lyte A</td><td>Baxter</td><td></td><td>Elektrolytlösung als Basis zur Vorbereitung von Kardioplegie</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Milipore-Sigma</td><td>P4504</td><td>KCl &ge; 99,0% Teil der Krebslösung</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid 2 meq/ml</td><td>Hospira</td><td></td><td>Teil der kardioplegischen Lösung</td></tr><tr><td>PowerLab 8/30 Polygraph</td><td>ADinstruments</td><td></td><td>Electronic polygraph</td></tr><tr><td>Silk 2-0</td><td>Ethicon</td><td>A305H</td><td>Nahtmaterial für Langendorff-Apparat</td></tr><tr><td>Silk 5-0</td><td>Ethicon</td><td>A302H</td><td>Nahtmaterial für die Halsschlagader</td></tr><tr><td>Kleintier Arbeitsplatz für Anästhesie</td><td>Hallowell</td><td>EMC 000A2770</td><td>Beatmungsgerät für Kleintiere</td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Milipore-Sigma</td><td>S5761</td><td>NaHCO3 &ge; 99,5% Teil der Krebslösung</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Milipore-Sigma</td><td>S7653</td><td>NaCl &ge; 99,5% Teil der Krebs-Lösung</td></tr><tr><td>Natriumhydroxid-Pellets</td><td>ACP-Chemikalien</td><td>S3700</td><td>Verdünnt auf 5 N (10 g in 50 mL) zur pH-Korrektur</td></tr><tr><td>Natriumphosphat monobasisch</td><td>Milipore-Sigma</td><td>S0751</td><td>NaH2PO4 &ge; 99,0% Teil der Krebs-Lösung</td></tr><tr><td>Stevens Tenotomieschere, Str, Delicate, SH/SH, 4 1/2"</td><td>Skalar</td><td>22-1240</td><td>Kleine Scheren zur Öffnung von Vorhöfen und Cava-Venen</td></tr><tr><td>Tissue-Slicer-Klingen</td><td>Thomas scientific</td><td>6727C18</td><td>Gerade Klingen aus Kohlenstoffstahl für das Schneiden von Gewebe am Ende des Protokolls</td></tr><tr><td>Tuberkulin-Sicherheitsspritze mit Nadel 25 G 5/8"</td> <td>CardinalHealth</td><td>8881511235</td><td>Für Heparin </td></tr><tr><td>Injektion Veterinär Allgemeinchirurgie Set</td><td>Skalar</td><td>98-1275</td><td>Chirurgische Instrumente einschließlich Präparierschere und Mückenklemmen</td></tr><tr><td>Veterinär Mikro Set</td><td>Skalar</td><td>98-1311</td><td>Chirurgische Instrumente mit Mikroscheren zur Öffnung der Halsschlagader</td></tr><tr><td>Arbeitsherz Ratte/Meerschweinchen/Kaninchen System</td><td>Radnoti</td><td>120101BEZ</td><td>Modulares funktionierendes Herzsystem, das an die Bedürfnisse des Protokolls angepasst wurde. Enthält alle notwendigen Schläuche, wasserummantelten Behälter und Ventile, einschließlich 2- und 3-Wege-Absperrhahn</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Bayer</td><td></td><td>Beruhigungsmittel. 20 mg/ml</td></tr></tbody></table>

präklinisches modell der herzspende nach kreislauftod

Pre-clinical Model of Cardiac Donation after Circulatory Death

Die Nachfrage nach Herztransplantationen steigt; Dennoch ist die Verfügbarkeit von Organen aufgrund eines Mangels an geeigneten Spendern begrenzt. Organspende nach Kreislauftod (DCD) ist eine Lösung, um diese begrenzte Verfügbarkeit zu adressieren, aber aufgrund einer Zeit der längeren warmen Ischämie und des Risikos von Gewebeverletzungen ist ihre routinemäßige Anwendung bei Herztransplantationen selten zu sehen. In diesem Manuskript stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, das aktuelle klinische Praktiken im Kontext von DCD mit kontinuierlicher Überwachung der Herzfunktion nachahmt, so dass die Bewertung neuartiger kardioprotektive Strategien und Interventionen Ischämie-Reperfusionsverletzung.
In diesem Modell wird das DCD-Protokoll bei anästhesierten Lewis-Ratten initiiert, indem die Beatmung gestoppt wird, um den Kreislauftod auszulösen. Wenn der systolische Blutdruck unter 30 mmHg sinkt, wird die warme ischämische Zeit eingeleitet. Nach einer voreingestellten warmen ischämischen Periode werden die Herzen mit einer normothermen kardioplegischen Lösung gespült, beschafft und auf ein Langendorff ex vivo Herzperfusionssystem montiert. Nach 10 min anfänglicher Reperfusion und Stabilisierung wird die Herzrekonditionierung 60 min lang kontinuierlich mit hilfe der intraventrikulären Drucküberwachung evaluiert. Eine Herzverletzung wird durch Messung des Herztroponins T beurteilt und die Infarktgröße wird durch histologische Färbung quantifiziert. Die warme ischämische Zeit kann moduliert und auf die gewünschte Menge an strukturellen und funktionellen Schäden zugeschnitten werden. Dieses einfache Protokoll ermöglicht die Bewertung verschiedener kardioprotektive Konditionierungsstrategien, die zum Zeitpunkt der Kardioplegie, der anfänglichen Reperfusion und/oder während der Ex-vivo-Perfusion eingeführt wurden. Die aus diesem Protokoll gewonnenen Erkenntnisse können in großen Modellen reproduziert werden, was die klinische Übersetzung erleichtert.

Nach der Extubation sinkt der Blutdruck in einem vorhersagbaren Muster rapide (Abbildung 3). Die erwartete Todeszeit beträgt weniger als 5 min.
Abbildung 4 zeigt eine durchschnittliche Druck-/Zeitkurve zu Beginn der Instandsetzung nach 0, 10 und 15 min WIT. Die Kontraktile-Funktion wird sich im Laufe der Zeit verbessern. Die Verwendung kurzer WIT-Zeiträume wird es ermöglichen, dass sich die Kontraktilität wieder normalisiert, und morp...

Dieses Protokoll zeigt einen einfachen und flexiblen Ansatz für die Bewertung neuer Konditionierungsmittel oder Strategien zur Erhöhung der Durchführbarkeit von Herzspenden nach Kreislauftod.

Präklinisches Modell der Herzspende nach Kreislauftod

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after ...

Dieses Protokoll zielt auf die frage der begrenzten Transplantationsorganversorgung ab, indem es die Bewertung verschiedener kardioprotektiver Konditionierungsstrategien erleichtert, um die Verwendung von Herzen zu ermöglichen, die nach dem Kreislauftod gespendet wurden. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen, das auf Medium eingestellt ist. Nachdem Sie eine fehlende Reaktion auf Zehenstiche bei einer anästhesierten erwachsenen Ratte bestätigt haben, legen Sie eine rektale Temperatursonde ein.Befestigen Sie einen transdermalen Pulsoximetersensor an einer Hinterpfote und bedecken Sie die Ratte mit einem saugfähigen Pad, um die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Machen Sie einen drei- bis vier Zentimeter großen Mittellinien-Hautschnitt im Hals und verwenden Sie eine stumpfe, gekrümmte Schere, um das unterkutane Gewebe stumpf zu sezieren, um den rechten Sternohyoidmuskel freizulegen. Mit nicht-traumatischen Zangen, bewegen Sie den Muskel seitlich, bis die rechte Halsschlagader, Jugular vene, und Vagusnerv identifiziert werden.Verwenden Sie eine Schere, um den Vagusnerv sorgfältig von der Halsschlagader zu trennen. Injizieren Sie 2.000 internationale Einheiten pro Kilogramm Heparin in

pre-clinical-model-of-cardiac-donation-after-circulatory-death

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Hier beschreiben wir ein präklinisches Großtiermodell (Schweine) der orthotopischen Herztransplantation, das fest etabliert und zur Untersuchung neuartiger kardioprotektive Strategien genutzt wurde.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Die vorliegende Studie zeigt die Etablierung von drei verschiedenen Lungenspendemodellen (Post-Hirntod-Spende, Post-Kreislauftod-Spende und Post-Hämorrhagische Schockspende). Sie vergleicht die mit diesen Ereignissen verbundenen entzündlichen Prozesse und pathologischen Störungen.

Untersuchung experimenteller Organspendemodelle für die Lungentransplantation

Das Protokoll kombiniert eine Technik zur schnellen Erholung der Lungenkühlung mit einer normothermen regionalen Perfusion des Abdomens zur Gewinnung von Bauchtransplantaten bei kontrollierten Asystolie-Spendern, was eine sichere und nützliche Methode zur Erweiterung des Spenderpools darstellt.

Schnelle Genesung der Lunge in Kombination mit abdominaler normothermer regionaler Perfusion bei kontrollierter Spende nach Kreislauftod

Das Protokoll beschreibt ein Großtiermodell der Spende nach Kreislauftod, gefolgt von einer thorakoabdominalen normothermen regionalen Perfusion, die das klinische Szenario bei Herztransplantationen genau simuliert und das Potenzial hat, therapeutische Studien und Strategien zu erleichtern.

Großtiermodell der Spende nach Kreislauftod und normothermer regionaler Perfusion zur kardialen Beurteilung

Das Screening auf koronare Herzkrankheit könnte die Beschaffung von Spenderherzen mit erweiterten Kriterien erhöhen. Ein Protokoll zur Durchführung einer reproduzierbaren Koronarangiographie während einer ex-situ-Herzperfusion wird hierin in einem Schweinemodell beschrieben.

Koronarangiographie während der ex-situ Herzperfusion im Schweinemodell

Das Protokoll beschreibt hier ein High-Fidelity-Schweinemodell der Herztransplantation nach Spende nach Kreislauftod unter Verwendung einer ex vivo-Perfusion des Allotransplantats.

Ein High-Fidelity-Schweinemodell der orthotopen Herztransplantation nach Spende nach Kreislauftod

Rezeptortyrosinkinasen sind bei vielen Krebs ektopisch exprimiert und sind als therapeutische Ziele bei akuter Leukämie identifiziert. Dieses Manuskript beschreibt eine effiziente Strategie für die präklinische Evaluierung von Tyrosinkinase-Inhibitoren für die Behandlung der akuten Leukämie.

Präklinische Evaluierung von Tyrosinkinase-Inhibitoren für die Behandlung von akuter Leukämie

Prostatakrebs ist die zweithäufigste krebsbedingte Todesursache in den Vereinigten Staaten. Ein orthotopes Krebsmodell bietet einen nützlichen Ansatz, um die Biologie des Prostatakarzinoms zu verstehen und die Wirksamkeit von Therapieschemata zu bewerten. Dieses Protokoll beschreibt detaillierte Schritte, die zur Etablierung eines orthotopen Prostatakrebs-Mausmodells erforderlich sind.

Präklinische Orthotopische Mausmodell der menschlichen Prostata-Krebs

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur sichereren und effizienteren Verabreichung von Anästhesiegas an Mäuse mit einem digitalen Anästhesiesystem mit niedrigem Durchfluss, das einen spritzenbetriebenen Direktinjektionsverdampfer verwendet.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Induktion der linken Herzkammer Cryoinjury gefolgt von der Implantation eines Herzmuskels Patches, Menschliche iPS-Zellen Herzzellen in einem Meerschweinchen-Modell abgeleitet.

Implantation von HiPSC abgeleitete Herzmuskel Patches nach Myokard-Schädigung in einem Meerschweinchen-Modell

Erfahren Sie die Evaluation kardioprotektiver Konditionierungsstrategien für Herzen nach Kreislauftod anhand eines Rattenmodells. Diese Methode ermöglicht die Entwicklung neuer Ansätze zur Verbesserung der Transplantationsergebnisse.

Präklinisches Modell der Herzspende nach Kreislauftod

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