Name: 容量控制性失血性休克的猪婴儿模型的描述 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-03T12:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: 了解容量控制性失血性休克的猪婴儿模型建立方法，用于比较不同复苏液体和血管活性药物的治疗效果。该模型可研究血流动力学参数、组织灌注及微循环变化，为儿科失血性休克的临床治疗提供重要参考依据。

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本研究由卡洛斯三世健康研究所（Instituto de Salud Carlos III，ISCIII）通过项目“PI20/01706&#34;资助，并由欧盟联合资助。资助方在研究设计、数据收集与分析、发表决定或稿件撰写过程中均未发挥任何作用。我们谨向格雷戈里奥马腊尼翁儿科重症监护病房及格雷戈里奥马腊尼翁实验研究所的所有同事致以诚挚感谢，若无他们的努力，本项目无法得以实现。

本方案中的实验已获得西班牙马德里格雷戈里奥·马拉尼翁大学医院动物研究机构伦理委员会以及马德里自治区农业与环境委员会的批准（许可编号：12/0013）。研究全程遵循欧洲和西班牙关于实验动物伦理护理与使用的指导原则。实验在西班牙马德里格雷戈里奥·马拉尼翁大学医院实验医学与外科学系完成。
注意：所选用的动物模型为健康的2-3月龄（8-12 kg）小型猪（Sus scrofa domestica）。小型猪是由三个不同品种杂交培育而成，适用于生物医学研究。这些动物具有高度一致的遗传背景，由位于马德里的专门授权繁育机构（IMIDRA）提供，该机构保持三个纯合遗传品系的纯度。实验中雄性和雌性动物可互换使用。动物饲以标准猪饲料，并至少观察2天以确保健康状况良好。实验前一晚停止进食，但不禁水，以降低误吸风险。一次典型的实验大约需要6小时完成，包括30分钟麻醉诱导和手术准备、60分钟仪器连接、30分钟恢复期、60分钟放血诱导及后续稳定期、30分钟复苏期，以及120分钟随访期。
1. 麻醉、插管与机械通气
<ol>
	<li>在猪的颈部侧面、耳后或股后区域，通过肌肉注射给予氯胺酮（10 mg/kg）和阿托品（0.02 mg/kg）进行预处理。 
	注意：抗胆碱能药物（如阿托品）可用于减少麻醉过程中猪的过度唾液分泌10.&#160;根据我们的经验，该剂量的氯胺酮足以减轻猪的应激反应，并在无不良反应的情况下诱导充分的镇静和镇痛。然而，如果动物镇静不充分，或从饲养区到手术室的距离较远，可安全追加一次氯胺酮剂量（10 mg/kg）。 
	注意：处理动物时必须佩戴手套。</li>
	<li>将镇静后的动物转运至手术室，并置于配备加热毯的手术台上。</li>
	<li>使用夹在猪耳朵上的传感器测量外周血氧饱和度（SpO₂），并开始持续的三导联心电图（EKG）监测。</li>
	<li>使用聚维酮碘或氯己定消毒液与酒精交替进行至少3轮消毒。在耳缘静脉插入外周静脉导管（22-24 G）。操作前先用抗菌溶液对皮肤进行消毒。</li>
	<li>通过静脉注射芬太尼（5 &#181;g/kg）、丙泊酚（4 mg/kg）和阿曲库铵（0.5 mg/kg）。待自主呼吸消失并确认反射消失后，将动物置于仰卧位，立即使用犬用面罩进行手动气囊通气，吸入氧浓度（FiO₂）设定为100%。 
	注意：为了降低使用神经肌肉阻滞剂导致意外知晓的风险，&#160;应使用在猪体内具有已知有效性的麻醉剂，并采用较高剂量范围，以确保达到充分的麻醉水平。此外，&#160;持续监测心率、血压和体温等心血管体征，仅在撤除反射（足部回缩、眼睑反射和下颌张力）消失且肌张力松弛时给予神经肌肉阻滞剂。</li>
	<li>进行气管插管。该操作至少需要两名操作人员。
	<ol>
		<li>确保准备好气管插管所需的基本设备和手术器械：用于张开嘴并固定导管的纱布、长度为17至25 cm的直型兽用喉镜、普通气管插管（内径4-5）、导丝、注气用注射器以及胶带。</li>
		<li>轻轻拉出舌头，并使用置于上下犬齿后方的结扎纱布固定以保持下颌张开。</li>
		<li>进行喉镜检查，当会厌可见时，用喉镜的尖端将会厌向上推至舌根方向。 
		注意：若会厌黏附于软腭，可用导管尖端将其向背侧推开。操作者1执行步骤1.6.2，同时操作者2执行步骤1.6.3。</li>
		<li>声带可视化后，轻轻旋转气管插管并缓慢推进至气管内。 
		注意：气管最狭窄的部位位于声门下水平。若插管困难，可尝试轻微旋转导管或使用较细的导管。</li>
		<li>取出导丝，使用5 mL注射器充盈气囊。</li>
		<li>通过观察胸部对称起伏、足够的氧饱和度（95%-100%）以及正确的波形和呼气末二氧化碳（CO₂）来确认气管插管的位置。2 （呼末二氧化碳，EtCO2）读数。 
		警告：猪极易发生喉痉挛及喉黏膜水肿，若多次尝试插管或镇静不充分，甚至可能发生喉部穿孔10.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确认插管后，使用呼吸机进行机械通气，设置呼吸频率为20次/分钟，潮气量为8 mL/kg，吸入氧浓度（FiO₂）为40%，呼气末正压为4 cm H₂O。调整通气参数，使二氧化碳分压（PaCO₂）维持在35至45 mmHg之间。</li>
	<li>在整个实验过程中维持深度麻醉 通过 持续输注芬太尼（10 &#181;g/kg/h）、丙泊酚（10 mg/kg/h）和阿曲库铵（2 mg/kg/h）。</li>
</ol>
2. 仪器设备
<ol>
	<li>准备股动脉区域以进行血管插管。使用绷带将后肢向后牵拉，并用聚维酮碘或氯己定溶液与酒精交替消毒腹股沟区域，至少重复3次。</li>
	<li>使用超声评估股血管，并采用多普勒技术区分动脉与静脉。根据静脉大小，在持续超声引导下，采用Seldinger技术于一侧股静脉置入带有三个管腔的5.5–7.5 法规（F）中心静脉导管。11,12.</li>
	<li>中心静脉导管置入后，立即连接换能器系统以测量中心静脉压。</li>
	<li>确保将含葡萄糖的电解质溶液（20 mL/h）连接至中心静脉导管的一个端口，并以维持剂量输注生理盐水（5 mL/h） 通过 为防止导管堵塞，需对剩余端口进行处理。</li>
	<li>使用相同的技术，用一根专为心输出量监测设计的4 F动脉导管插管对侧股动脉。若无法通过超声确认导管位置，则进行血气检测以确定导管位置是否正确。 
	注意：若出现明显痉挛或血肿，应转至对侧股动脉。</li>
	<li>动脉导管插入后，将心输出量监测系统的动脉导线和动脉传感器直接连接至监测仪接口。同时，将监测仪的静脉测量单元连接至中心静脉传感器。 
	注意：本实验中使用的心输出量监测仪在以下部分中指定。 材料表. 有关设置、校准和测量方法，请参阅制造商说明书13.</li>
	<li>确保静脉和动脉换能器均校准至零。</li>
	<li>暴露左侧颈内动脉和左侧颈外静脉 通过 切开技术
	<ol>
		<li>确保备齐所需设备和外科手术器械：手术刀、钝头手术剪、组织镊、小型自持式组织拉钩、持针器、手术棉签、带针缝合线、一根18 G静脉留置针、一根5 F带导入器的导管鞘，以及一根Seldinger导丝。</li>
		<li>将动物置于仰卧位，用消毒液对颈部皮肤进行消毒。</li>
		<li>使用手术刀在胸骨柄与下颌角之间的连线中点处做一条长约10 cm的左侧旁正中气管切口。</li>
		<li>为暴露颈外静脉，解剖胸锁乳突肌外侧的组织，并将静脉从周围筋膜中游离出来。</li>
		<li>分离后，在穿刺前用两根不可吸收的丝线（USP-0）环绕静脉并打结，以固定血管。</li>
		<li>使用静脉留置针（18 G）切开静脉。进入静脉后，撤出针头，通过静脉留置针导管插入导丝。</li>
		<li>移除静脉留置针管，沿导丝插入带导入器的鞘管（5 F）。插入后，取出导入器和导丝。</li>
		<li>插入后立即用0.9% NaCl（5 mL/h）冲洗鞘管，以防止血栓形成。</li>
		<li>用丝线将鞘管近端结扎固定。随后，将鞘管手柄固定于胸锁乳突肌，并用钉皮钉闭合皮肤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手术准备完成后，让动物稳定30分钟，然后获取基线监测值和血样。</li>
	<li>将血液温度维持在37-39 &#730;实验全程使用加热毯和辐射加温装置维持体温。 
	&#8203;注：温度由位于热稀释动脉导管尖端的热敏电阻测量。</li>
</ol>
3. 血流动力学与灌注监测
<ol>
	<li>监测心电图（EKG）、外周血氧饱和度、呼吸容积和压力，以及吸入氧浓度（FiO₂）。</li>
	<li>在气管插管与多参数监护仪之间连接一个肺量计，以测量呼气末二氧化碳（EtCO₂）的定性和定量值。 
	注：有关多参数监护仪的更多信息，请参见材料表。</li>
	<li>使用近红外光谱法（NIRS）监测脑组织氧合指数（bTOI）和内脏组织氧合指数（aTOI）。将传感器分别置于前额皮肤和腹前壁（肝下区域）皮肤上。 
	注：不要将脑部传感器置于中线位置，以免受到上矢状窦静脉血的干扰14。</li>
	<li>将连接于颈内动脉的血流探头与血流监测仪相连，以测量颈动脉血流量（CaBF）。</li>
	<li>将激光多普勒传感器置于腹前壁皮肤上，用于连续测量皮肤组织血流量（CuTBF）。 
	注：有关颈动脉和皮肤组织血流传感器的更多信息，请参见材料表。</li>
	<li>在基线水平及每30分钟记录以下参数：血液温度、吸气潮气量、EtCO₂、心律、心率（HR）、收缩压和舒张压、平均动脉压（MAP）、休克指数（HR/收缩压）15、中心静脉压、心脏指数（CI）、全心舒张末期容积指数（GEDVI）、每搏输出量指数（SVI）、左心室收缩力（dP/dtmax）、全身血管阻力指数（SVRI）、肺外血管水指数（ELWI）、脉压变异度（PPV）、外周血红蛋白饱和度、中心静脉血氧饱和度（ScvO₂）、通过NIRS测得的脑组织（bTOI）和内脏组织（aTOI）氧合指数、CaBF和CuTBF。</li>
	<li>为获得CI值，经中心静脉导管注入5 mL、温度低于8 °C的0.9%生理盐水推注液。记录两次连续测量的平均值。</li>
	<li>每30分钟通过股血管抽取0.3 mL血液，测定动脉和静脉血气分析及乳酸浓度。在实验基线、诱导出血后以及实验结束时，进行标准的全血细胞计数、凝血功能检测和生化检查。</li>
	<li>每次采血后，用0.5 mL浓度为100 IU/mL的肝素冲洗管路。</li>
</ol>
4. 诱导出血性休克
<ol>
	<li>在完成仪器连接并采集基线数据、达到稳态后，通过颈静脉在30分钟内抽出30 mL/kg的血液，以诱导低血容量性休克。</li>
	<li>随后留出30分钟的稳定期。在此期间不进行任何复苏干预，以模拟急救医疗团队到达前的延迟情况。</li>
</ol>
5. 输注与随访
<ol>
	<li>稳定期结束后，在30分钟内输注体积扩增剂或血管活性药物的推注剂量。 
	注：已测试的体积扩增剂和血管活性药物示例包括生理盐水、高渗白蛋白、血管紧张素和特利加压素。本研究中使用了30 mL/kg生理盐水（NS）（n = 13）、15 mL/kg 5%白蛋白联合3%高渗盐水（AHS）（n = 13），或单次静脉推注15 µg/kg特利加压素联合15 mL/kg 5%白蛋白和3%高渗盐水（TAHS）（n = 13）。</li>
	<li>输注结束后，继续观察动物120分钟。每30分钟记录一次血流动力学参数，并采集动脉和静脉血样以进行血气分析和乳酸浓度测定。在此期间不进行任何复苏干预。</li>
</ol>
6. 实验结束与安乐死
<ol>
	<li>实验完成后，对所有成功复苏的动物使用过量镇静剂（5 µg/kg 芬太尼和 10 mg/kg 丙泊酚）及静脉注射氯化钾（2 mEq/kg）实施安乐死。</li>
	<li>通过持续心电图显示的停搏或无脉电活动、有创动脉压监测期间无搏动性血流，以及其他生命体征消失，确认循环终止。</li>
	<li>若在随访期间，动脉血压下降至低于 25 mmHg，则实施安乐死以避免动物遭受进一步痛苦。</li>
</ol>

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<li>Reisz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All+animals+are+equal+but+some+animals+are+more+equal+than+others%3A+Plasma+lactate+and+succinate+in+hemorrhagic+shock-A+comparison+in+rodents%2C+swine%2C+nonhuman+primates%2C+and+injured+patients%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Trauma+and+Acute+Care+Surgery%22%5BJournal%5D)">All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients.</a> The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 84 (3), 537-541 (2018).</li>
</ol>

本研究作者不存在任何利益冲突。

由于幼猪具有某些解剖学和生理学特征，对其进行操作可能较为复杂且存在潜在的生命危险。为了获得一致的实验结果并减少动物损耗，有一些关键步骤需要仔细考虑。首先，必须达到足够的镇静水平，以最大程度地减少动物的应激反应；如果应激反应过度，可能因内源性儿茶酚胺释放而影响实验结果。此外，应避免肌内注射与气管插管之间的延迟，因为动物可能出现严重应激反应，表现为心动过速和不可逆的代谢性酸中毒，进而导致实验提前终止。尽管其他研究团队已成功使用吸入性麻醉剂20,21，但我们更倾向于使用静脉用药，因为吸入性镇静剂无法通过间接测热法测量呼吸气体交换。根据我们的经验，丙泊酚联合芬太尼效果良好，且不良反应极少。在整个实验过程中，精细的体温管理是该方案的另一个关键环节，因为体温的快速变化会显著影响动物对休克的血流动力学反应，可能导致结果失真，甚至最终导致实验失败。
仪器操作的另一个关键环节是插管，鉴于猪的解剖学特点及其易发生喉痉挛的特性，该操作应由至少一名有经验的操作者执行，建议使用导丝并辅以肌肉松弛10,22。由于动物体型较小，血管插管也可能具有挑战性。对于股动脉通路，建议采用超声引导下穿刺，因为这些血管位置较深，通常直径较小，且走行和位置存在个体差异22。对于颈部通路，我们采用外科手术方式暴露以放置颈动脉血流探头，但超声引导技术同样可行23,24。&#160;通常优先选择颈外静脉插管，因其管径较宽、位置表浅，且周围结构较少22。导管插入后应立即用生理盐水冲洗，以防堵塞。我们不使用肝素，以避免凝血功能紊乱。此外，最初我们避免输注葡萄糖溶液，以防止额外液体输入对血流动力学反应造成干扰，但我们发现动物会出现严重且早期的低血糖。最后，即使使用麻醉及当前较为微创的技术，仪器操作仍会在动物体内引发显著的应激反应，因此在开始采血前应留出足够的恢复时间。关于出血性休克的诱导，我们建议按30 mL/kg的量放血，该剂量可引发显著的病理生理反应，同时保持较高的存活率。根据我们的经验，幼猪无法耐受更大程度的失血，死亡率较高。逐步放血也至关重要，因为快速放血可能导致严重的血流动力学不稳定及动物过早死亡。
尽管研究人员可选择多种物种和实验模型，但理想的动物失血性休克模型——即简单、易于重复且能准确模拟临床情况的模型——仍是一个挑战。小型动物模型（主要是小鼠和大鼠）常用于研究休克的病理生理机制。然而，其体型较小显著增加了手术和采样操作的难度。较大的动物（如犬和猪）在操作上更为昂贵和复杂，但由于其体型及与人类相近的生理特征，更适合用于治疗策略的临床前评估。然而，过去乃至现今使用犬类作为实验动物在伦理上存在争议。犬类作为实验模型并不比猪更具优势，且由于其智力水平以及人类与犬之间特殊的双向关系，使其在系统发育等级中处于更高位置6,7,8。
鉴于上述情况，成年猪由于在生理、体型和解剖结构上与成年人类高度相似，优于大多数其他物种，已被广泛用于心血管研究。然而，文献已明确表明，在心血管系统、血容量、体温调节以及对休克的反应方面，成年与儿科人类患者之间存在显著差异2,3,4。同时，证据表明这些差异同样适用于猪，且研究发现仔猪的心血管、脑血管、血液学及电解质特征与儿科人类患者非常相似9,25。此外，除了这两个物种在成年与婴儿之间存在的解剖和生理差异外，使用婴幼儿动物模型（尤其是小型猪）为测试临床实际使用的监测设备提供了可能。在许多情况下，这些设备的可靠性较低，原因仅仅是直接沿用了成人的算法、传感器或量表。以上各方面均凸显了建立特异性儿科动物模型的重要性，及其在向儿科临床实践转化中的相关价值。
除了动物种类外，目前在失血性休克研究中通常采用三种基本模型：控制性失血（按体积或压力控制）和非控制性失血。本文所述方案描述了一种固定体积失血模型，即在研究者设定的时间段内，移除一个固定的血液体积，该体积通常按体重百分比计算。相反，在固定压力失血模型中，动物被放血至预设的平均动脉压（MAP），然后在特定时间段内通过周期性放血或输液维持该血压水平，具体操作取决于动物种类以及休克的程度或结局。固定体积和固定压力两种失血性休克模型均能在受控条件下研究休克引起的病理生理变化，在可重复性和标准化方面具有明显优势。然而，它们的主要局限性在于无法研究不同复苏策略对活动性出血的影响，因为在出血未手术控制前进行积极的液体复苏已被证实会增加出血量并降低存活率，其机制与抑制血栓形成及升高平均血压有关。通过标准化的血管损伤（如肝脏和脾脏的压榨/撕裂伤、动脉损伤或肢体截除）诱导的非控制性失血模型被认为更能反映临床实际情况，从而有助于更好地理解不同液体复苏策略及其他干预措施（如低温疗法和止血产品）的效果。然而，尽管这类非控制性失血模型在临床上最具相关性，但在标准化和可重复性方面存在明显不足。综上所述，似乎并不存在理想的动物模型，因此该领域的研究必须在临床相关性与实验的标准化及可靠性之间取得平衡6,7,8,9,26。
本研究中描述的模型在心血管研究领域可能具有广泛的应用前景，例如可用于研究休克期间的内皮功能障碍和微循环改变18，以及验证不同的血流动力学监测系统。此外，该模型还可应用于其他研究领域，可用于研究严重出血后的内分泌或免疫反应，以及评估不同液体和血管加压药的副作用。然而，在针对不同复苏策略的研究中，建议在将相关干预措施应用于临床实践之前，先在非控制性出血模型中研究其效应7,26。
除了将实验结果外推到现实生活存在困难之外，该模型还存在其他局限性。首先，实验设置中存在一些混杂变量，例如使用麻醉剂或机械通气，这些因素可能减弱休克期间的生理反应，从而增加结果解释的复杂性。此外，动物在仪器操作过程中产生的应激反应以及温度控制可能通过不同机制影响宏观和微循环。另一个与实验需求及资源可及性相关的重要的模型局限性是创伤后观察期较短，这进一步限制了对失血性休克长期后果的研究。另外，尽管人类与猪在生理上具有相似性，但两者之间仍存在一些需要考虑的物种差异。例如，猪的凝血系统似乎更为高效27,28。&#160;此外，乳酸和琥珀酸的血浆水平在不同物种间存在差异，而猪具有基础性碱中毒，这可能导致对失血对酸碱平衡影响程度的低估29。最后，众所周知，猪的炎症和免疫反应以及某些血管加压素受体也与人类不同9。还需将特定动物个体间的差异视为影响因素加以考虑。多项研究表明，在对休克的易感性方面存在性别差异，雌性个体相较于雄性具有显著的生存优势6,9。&#160;然而，在本研究开展的实验中，我们选用相同年龄组且遗传背景相似的动物，以尽量减少物种本身固有的潜在变异性。
综上所述，本文提供了一种建立幼猪失血性休克模型的实用且逐步操作的指南。与其他现有模型相比，该方案可靠、易于遵循，在生物医学研究中具有广泛的应用性，既可用于研究严重失血后的病理生理反应，也可用于评估不同的复苏策略。

由于创伤导致的危及生命的出血虽然不常见，但仍是儿童患者死亡的首要原因1,2。其他导致出血性休克的原因包括出血热、胃肠道出血、肝脏手术以及心脏手术，尤其是使用体外循环时3。
与成人人群不同，目前关于儿童失血性休克管理的证据尚不充分，现有做法主要基于专家意见，或直接沿用成人治疗方案2,4。然而，将成人管理策略直接应用于儿童可能并不恰当。例如，已在成人中验证的临床指标由于不同年龄组之间存在的生理异质性以及儿童人群中占主导的创伤模式差异，难以外推至儿科患者。因此，用于触发对儿童患者进行干预的具体终点指标尚未明确。此外，目前尚缺乏充分证据说明在成人中应用的治疗措施可能对儿童产生的有害影响2,4,5。
鉴于上述情况，仍需进一步研究以确定触发干预措施的具体复苏阈值，并更好地明确哪些疗法最适合儿童失血性休克。然而，由于患儿数量有限，以及从新生儿期到青春期的儿科人群本身存在前述的高度异质性，要在儿童中开展高质量且具有临床相关性的危及生命的大出血研究十分困难。
除了儿科患者临床研究存在困难外，出血性休克的临床相关性也凸显了在动物模型上开展临床前评估的必要性，以研究儿童出血性休克后的病理生理过程，并比较不同治疗方法的效果。已有多种动物模型被广泛用于出血性休克的研究6,7,8,9。&#160;由于猪在解剖学和生理学上与人类高度相似，因此在生物医学研究中具有重要价值。关于使用特定婴儿模型的优势，证据表明，幼猪的血流动力学以及呼吸、血液学和代谢系统与人类儿童高度相似9。这为模拟儿童出血性休克的临床情景提供了独特的机会。
在此模型中，通过抽取预先计算的血容量来诱导出血。随后对猪进行监测，并给予不同的复苏液体。
本文介绍了一种在未成熟猪中建立的精确且高度可重复的失血性休克模型。该模型可获得表征机体对严重失血所激活的代偿机制的血流动力学数据。

<table><tbody><tr><td>ADA 棉签</td><td>Albino Dias de Andrade, S.A.</td><td>300575750400&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>无纺布拭子</td></tr><tr><td>Alaris SE</td><td>Carefusion</td><td>N/A</td><td>容积式输液泵</td></tr><tr><td>阿曲库铵</td><td>Aspen Pharma Trading Limited，爱尔兰都柏林</td><td>N/A</td><td>肌肉松弛剂</td></tr><tr><td>阿托品 1 mg/mL</td><td>B. Braun</td><td>481377/1013</td><td></td></tr><tr><td>屏障型粘性开孔敷料</td><td>M&amp;ouml;lnlycke</td><td>63621</td><td></td></tr><tr><td>BD祖绿注射器 5 mL、10 mL、20 mL&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickinson S.A</td><td>https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe</td><td>多种可用选项</td></tr><tr><td>BLF21A 激光多普勒监测仪</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>BLF21A</td><td>皮肤血流监测仪</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;BlueSensor NF 心电图电极</td><td>Ambu&amp;nbsp;</td><td>NF-50-A/12</td><td></td></tr><tr><td>Check-Flo 操作者穿刺套件 5Fr</td><td>Cook Medical</td><td>G12018</td><td>血管鞘</td></tr><tr><td>Datex ohmeda S5</td><td>GE Healthcare Finland Oy，赫尔辛基，芬兰</td><td>M1162897</td><td>血流动力学监测仪</td></tr><tr><td>芬太尼 0.05 mg/mL</td><td>Kern Pharma</td><td>N/A</td><td>麻醉</td></tr><tr><td>GE Vivid S5</td><td>GE Healthcare&amp;nbsp;</td><td>S系列</td><td>超声波仪器</td></tr><tr><td>Introcan Safety 18 G，22 G，24 G</td><td>B. Braun</td><td>Introcan 系列</td><td>安全型静脉导管</td></tr><tr><td>INVOS 脑部/体部氧饱和度成人大传感器</td><td>Medtronic PLC，美国</td><td>https://www.medtronic.com/covidien/zh-cn/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html</td><td></td></tr><tr><td>INVOS 脑部/体部血氧仪</td><td>Somanetics</td><td>08-10566</td><td>区域氧合监测仪</td></tr><tr><td>氯胺酮 50 mg/mL</td><td>Pfizer, S.L.</td><td>47034</td><td>镇静</td></tr><tr><td>Leon plus</td><td>Heinen + L&amp;ouml;wenstein</td><td>N/A</td><td>呼吸机</td></tr><tr><td>生命范围 VS</td><td>Nihon Kohden</td><td>N/A</td><td>床旁监护仪</td></tr><tr><td>Miller喉镜片12号&amp;Prime;</td><td>Jorgensen Labs，美国</td><td>J0449F</td><td>喉镜</td></tr><tr><td>多腔中心静脉导管套件 7 法国，3 腔，30 厘米</td><td>箭头</td><td>CS-14703</td><td>中心静脉导管</td></tr><tr><td>Nellcor WarmTouch 5300A</td><td>Covidien</td><td></td><td>保温毯</td></tr><tr><td>腈纶手套</td><td>Medihands</td><td>KS-ST RT021</td><td>一次性手套</td></tr><tr><td>儿科体感神经 INVOS 脑部/躯体监测</td><td>Covidien</td><td>https://www.medtronic.com/covidien/zh-cn/products/cerebral-somatic-oximetry.html</td><td>一次性区域血氧饱和度传感器</td></tr><tr><td>PICCO 监测套件</td><td>Pulsion Medical Systems</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>PICCO 热稀释导管 5F/20 cm</td><td>Pulsion Medical Systems</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>丙泊酚 Lipoven 10 mg/mL</td><td>西班牙费森尤斯卡比</td><td>N/A</td><td>麻醉</td></tr><tr><td>脉搏轮廓心输出量（PiCCO2）</td><td>Pulsion Medical Systems</td><td>N/A</td><td>血流动力学监测仪</td></tr><tr><td>R&amp;uuml;sch flexislip</td><td>Teleflex Medical</td><td>503700</td><td>气管插管导丝</td></tr><tr><td>Softa 棉签</td><td>B. Braun</td><td>19579</td><td>酒精棉片</td></tr><tr><td>外科用丝线缝合线 USP 0</td><td>Arag&amp;oacute;，西班牙巴塞罗那&amp;nbsp;</td><td>6245</td><td></td></tr><tr><td>TruWave 压力监测套件</td><td>埃德华兹</td><td>T001767A</td><td>压力监测套件</td></tr><tr><td>超声波传导凝胶</td><td>Ultragel Hungary 2000 Kft.&amp;nbsp;</td><td>UC260</td><td></td></tr></tbody></table>

一种容积控制型失血性休克的幼猪模型描述

关键词：幼猪，失血性休克，容积控制，动物模型，休克模型，实验外科，血流动力学，重症监护，创伤研究

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

失血性休克是儿科患者发病和死亡的主要原因。由于儿科人群本身具有高度异质性，将已在成人中验证的临床指标用于指导儿童复苏治疗及不同疗法间的比较十分困难。因此，与成人相比，儿童失血性休克的恰当管理方案至今仍未明确。此外，失血性休克儿科患者的稀缺性也限制了具有临床相关性研究的开展。基于此，建立一种实验性的儿科动物模型对于研究儿童在出血情况下的生理反应及其对不同治疗措施的响应至关重要。本文介绍一种在麻醉幼猪中建立的容积控制型失血性休克的婴儿动物模型。通过抽取预先计算的血容量诱导出血，随后对动物进行监测并采用不同疗法进行复苏。本文描述了一种精确且高度可重复的未成熟猪失血性休克模型。该模型可获得血流动力学数据，用于表征机体在严重出血后激活的代偿机制。

该模型已成功应用于多项实验，用于研究出血性休克及随后复苏过程中大循环和微循环的变化，并比较不同液体和血管活性药物的效果16,17,18,19。
考虑到对休克的反应，该模型 consistently 表明，控制性出血会导致血流动力学参数以及脑部和组织灌注发生显著变化。
在抽出液体后，可观察到明显的心动过速以及平均动脉压（MAP）、心脏指数（CI）、每搏指数（SVI）、血液容量参数（GEDVI 和 ITBI）和颈动脉血流量的下降，同时伴有全身血管阻力指数的升高（图1 和 图2）。
关于全身灌注参数，乳酸水平显著升高，而中心静脉血氧饱和度（ScvO2）、毛细血管单位时间血流量（CuTBF）和脑组织氧合（bTO）则下降（图3）。中心静脉压、Dt/Dpmax 和 ELW 的变化通常未被记录。
至于实验室参数，血红蛋白含量和红细胞比容在给予液体后才会下降。控制性失血后，白蛋白浓度降低，肌钙蛋白水平显著升高。其他参数，包括核心温度、PaO2、PaCO2、动脉血氧饱和度、EtCO2、电解质以及肾功能和肝功能指标，通常保持稳定。
除了可用于分析休克时的心血管和生化反应外，该模型还被证实能够有效区分不同的复苏液体。
在以往的研究中，我们旨在确定在婴儿动物的出血性休克模型中，使用较低体积的高渗液体（单独使用或联合不同血管加压药）与生理盐水相比，是否能够改善整体血流动力学和灌注参数。
如先前报道，我们持续观察到输注高渗液体产生的反应与输注两倍体积等渗液体相似16,17,18。
更具体地说，与单独使用生理盐水或高渗盐水相比，白蛋白联合高渗盐水能够产生更显著且更持久的容量扩张效果，在心率（HR）、每搏输出量指数（SVI）和脉压变异度（PPV）方面存在显著差异，且在容量扩张后未出现血压和全心舒张末期容积指数（GEDVI）进行性下降的现象，而其他组别中则观察到了这一现象（图1 和 图2）。此外，我们还观察到，使用高渗白蛋白后灌注参数改善更为明显，表现为脑组织氧合指数（bTOI）和脑血流量（CaBF）的升高幅度更大，乳酸水平的下降幅度也大于其他组别，与液体复苏开始前相比具有显著差异（图3）。我们认为，这种差异可能与白蛋白能够更有效地增加血容量，并在血管内停留更长时间有关，相较于生理盐水具有更优的扩容维持能力。有趣的是，我们发现，在液体复苏开始时单次推注特利加压素所获得的效果与高渗白蛋白组相似，在血流动力学和灌注参数方面并未带来额外益处17,18。
<img alt="心血管指标图：休克后心率、平均动脉压、心脏指数、全身血管阻力指数的变化。比较数据分析。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64815/64815fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图1"> 
图1血流动力学参数 (A) 心率的变化，(B) 平均动脉压，(C) 基线时的心脏指数（t0'），以及（D) 基线时的全身血管阻力指数（t0'）。实验过程中各时间点：控制性出血结束时（Shock30'）；控制性出血结束后30分钟开始输注时（Res0'）；输注结束时（Res30'）；输注结束后30分钟随访时（Obs30'）；输注结束后60分钟随访时（Obs60'）；输注结束后90分钟随访时（Obs90'）。（*）显著差异（p &lt; 0.05），同一组内与基线相比。(‡) p &lt; 0.05 来自同一组的出血。(#) p &lt; 与NS组相比，*P < 0.05。缩写：NS = 生理盐水；AHS = 高渗盐水白蛋白；TAHS = 特利加压素联合高渗盐水白蛋白。数据以均值±标准差表示。本图经Urbano等许可改编。17. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64815/64815fig1v2large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<img alt="心血管反应图；每搏量指数、脉压变异性和全心舒张末期容积指数数据；休克后生理变化分析。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64815/64815fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 2"> 
图 2：血容量参数。（A）每搏量指数的变化，（B）脉压变异性和（C）基础状态（t0'）下的全心舒张末期容积指数。实验过程中各时间点：控制性出血结束时（Shock30'）；控制性出血结束后30分钟开始输注（Res0'）；输注结束时（Res30'）；输注结束后30分钟随访（Obs30'）；输注结束后60分钟随访（Obs60'）；输注结束后90分钟随访（Obs90'）。(*) 与同组基础值相比具有显著差异（p &lt; 0.05）。(‡) 与同组出血后相比，p &lt; 0.05。( #) 与NS组相比，p &lt; 0.05。缩写：NS = 生理盐水；AHS = 高渗盐水白蛋白；TAHS = 特利加压素联合高渗盐水白蛋白。数据以均值±标准差表示。本图经Urbano等17许可改编。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64815/64815fig2v2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看本图的高清版本。</a>
<img alt="休克复苏过程中乳酸、SvO2、bTOI 的变化趋势；三幅图显示了随时间推移的治疗效果。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64815/64815fig3v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 3"> 
图 3：全身灌注参数。（A）动脉血乳酸的变化，（B）中心静脉血氧饱和度，以及（C）基线时（t0'）的脑组织氧合指数。实验过程中的各个时间点：控制性出血结束时（Shock30'）；控制性出血结束后30分钟开始输注时（Res0'）；输注结束时（Res30'）；输注结束后30分钟随访（Obs30'）；输注结束后60分钟随访（Obs60'）；输注结束后90分钟随访（Obs90'）。(*) 与同组基线相比具有显著差异（p &lt; 0.05）。(‡) 与同组出血后相比，p &lt; 0.05。(#) 与NS组相比，p &lt; 0.05。数据以均值±标准差表示。本图经Urbano等17许可改编。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64815/64815fig3v2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看本图的放大版本。</a>

本文旨在为研究人员提供建立婴儿猪出血性休克模型的详细且易于操作的指南。

失血性休克是儿科患者发病和死亡的主要原因。将已在成人中验证的临床指标用于儿童时，其解读需谨慎……

在发达国家，失血性休克是导致儿童死亡的主要原因。本研究提供了比较不同疗法对失血性休克反应的机会。这是一种简单且高度可重复的模型，可在未成熟个体中模拟严重出血后机体激活的相关机制。本方案中，结果的可转化性较高，有助于更准确地选择对复苏具有较低不良反应的液体和休息方案。该模型可用于研究不同复苏液体和血管活性药物对微循环、凝血、内皮及糖萼等系统的影响。首先将麻醉后的动物置于带有加热毯的手术台上。然后使用夹在猪耳上的传感器测量外周血氧饱和度。开始持续进行三导联心电图监测。在消毒皮肤后，将外周静脉导管插入耳缘静脉；消毒时需使用聚维酮碘或氯己定擦拭液与酒精交替消毒至少三次。接下来，将动物置于仰卧位，并立即使用犬用面罩进行手控面罩通气。开始气管插管操作前，确保所需器械和手术工具已经灭菌并准备就绪。轻轻拉出舌头，并利用置于上下犬齿后方的结扎纱布将下颌保持张开状态。插入喉镜。当会厌可见时，使用喉镜的尖端将其向上压向舌部。一旦看到声带，轻轻旋转气管插管并将其缓缓推进气管内。取出导丝，使用5 mL注射器充盈气囊。为确保气管插管位置正确，应观察胸廓对称抬举、血氧饱和度维持在95%至100%之间，以及呼气末二氧化碳波形和数值正常。确认插管成功后，以每分钟20次呼吸的频率开始机械通气。潮气量为每公斤体重8毫升，吸入氧浓度为40%，呼气末正压为4厘米水柱。调节通气以使二氧化碳分压维持在35至45毫米汞柱之间。通过持续输注芬太尼、丙泊酚和阿曲库铵，在整个实验过程中维持深度麻醉。为进行股血管插管，需先用聚维酮碘或氯己定消毒液与酒精交替擦拭腹股沟区域至少三遍，对股部区域进行消毒。接着，利用超声评估股血管，并使用多普勒技术区分动脉与静脉。在持续超声引导下，采用塞丁格技术将一根5.5至7.5法国单位的中心静脉导管针插入其中一条股静脉中。然后穿刺静脉并采集血液。拔出注射器，将导丝经针头置入。当导丝到达静脉内预定位置后，撤出导丝，插入导管直至进入静脉。导管置入后立即连接换能系统，以测量中心静脉压。接着，确保将电解质溶液以每小时20毫升的速度与中心静脉导管的一个端口连接。然后通过其余端口输注维持性生理盐水，以防止导管堵塞。接下来，将一根4-French动脉导管针插入股动脉。然后在超声引导下插入导丝，再插入导管。动脉导管置入后，将心输出量监测系统的动脉导线和动脉传感器直接连接至监测仪接口。同时，将监护仪的静脉测量单元连接至中心静脉传感器。接着，使用聚维酮碘或氯己定溶液与酒精交替消毒颈部区域，至少进行三轮。在胸骨柄与下颌角之间的连线中点处，做一条长10厘米的左侧旁正中切口。为了暴露颈外静脉，解剖至胸锁乳突肌的侧向组织，并将静脉从周围筋膜中分离出来。接着，用两根环绕静脉的不可吸收丝线缝合，以在穿刺前固定血管。使用18号套管针切开静脉。进入静脉后，回撤针头，通过套管针管插入导丝。移除套管针管，沿导丝插入带有5-French扩张器的鞘管。鞘管插入后，取出扩张器和导丝。插入后立即用0.9%氯化钠冲洗鞘管，以防止血栓形成。接着，将靠近近端的丝线缝合固定在鞘管周围，以确保其位置固定。然后将鞘管的手柄固定在胸锁乳突肌上，并用钉皮钉闭合皮肤。为了获得心脏指数值，通过中心静脉导管推注5毫升的0.9%生理盐水团注液。最后，记录连续两次测量的平均值。在完成仪器连接并采集基线数据、达到稳态后，通过颈静脉在30分钟内抽出每公斤体重30毫升的血液，以诱导低血容量性休克。留出30分钟用于稳定，此期间不要进行任何复苏操作，以模拟急救医疗团队到达前的延迟。该模型显示，控制性出血会导致血流动力学参数以及脑部和组织灌注发生明显变化。在放血后，观察到显著的心动过速，平均动脉压、心脏指数、每搏输出量指数、血容量参数和颈动脉血流量均下降，而全身血管阻力指数则升高。白蛋白联合高渗盐水输注所产生的容量扩张效果更强且持续时间更长，相较于单独使用生理盐水或高渗盐水，在心率、每搏输出量指数及脉压变异方面均存在显著差异。液体输注后，血压和全心舒张末期容积指数在容量扩张后未出现进行性下降。全身灌注参数显示乳酸浓度升高，而中心静脉血氧饱和度、皮肤及脑组织氧合指数则有所降低。高渗白蛋白改善了灌注参数，表现为颈动脉血流和脑组织氧合指数增加，乳酸水平显著降低。在整个实验过程中应维持深度麻醉，以在休克诱导前达到稳态，包括保持体温稳定以及在抽血过程中维持恒定的节律。舌下微循环的记录与进一步分析对于研究宏观循环与微循环之间的差异具有重要意义。另一方面，这种用于评估凝血功能的学术性检测有助于分析扩容后血液稀释所引起的凝血功能损害。

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Research

科研

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Medicine

医学

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一种新生仔猪缺氧窒息模型

围产期窒息后发生的缺氧缺血性脑病可通过动物模型进行研究。本文展示了建立新生仔猪缺氧缺血性脑病模型所需的操作步骤。...

新生仔猪缺氧缺血性脑病模型

本文介绍了一种在猪身上建立的出血性休克模型实验方案，该模型利用主动脉阻断作为创伤后确定性治疗前的过渡手段。该模型可用于测试多种外科和药物治疗策略。...

猪出血性休克治疗中的完全性与部分性主动脉阻断

失血性休克是严重创伤患者中的一种严重并发症，可导致危及生命的氧供不足。本文介绍一种通过猪放血诱导失血性休克的标准化方法，该方法由血流动力学和脑微循环氧合指标指导。...

基于脑部氧合监测与扩展血流动力学监测的猪标准化失血性休克诱导方法

该仔猪模型涉及外科手术操作、窒息至心脏骤停、复苏以及复苏后观察。该模型允许对每只动物进行多次采样，并通过连续有创动脉血压、心电图和无创心输出量监测，提供关于围产期窒息和新生儿心肺复苏中血流动力学及心脏病理生理学的知识。...

一种用于研究心脏骤停、复苏及自主循环恢复后心脏损伤与血流动力学变化的新生仔猪围产期窒息模型

本方案展示了如何通过对血容量正常的猪或仔猪的中心静脉持续输注晶体液，以适当研究急性容量超负荷的生理效应。...

成人与儿童猪急性容量超负荷模型

每年，失血性休克在全球造成190万人死亡。小型动物常被用作失血性休克模型，但存在标准化、可重复性和临床相关性方面的局限，从而限制了其应用价值。本文介绍了一种在大鼠中建立新的具有临床相关性的失血性休克模型的方法。...

开发一种临床相关的 rats 出血性休克模型

本研究提出了一种用于猪腋部连接性出血的混合定量模型，可提高院前止血干预评估的准确性。...

一种用于猪腋部连接性出血新型混合定量评估模型

我们已建立一种猪模型，用于在心包腔/心包液内实现药物的靶向递送。利用该方法，可研究给药制剂对诱发性心房颤动、相对不应期和/或缺血保护的相对作用效果。...

在猪体内心包靶向递送模型中测试药理学制剂的疗效

了解容量控制性失血性休克的猪婴儿模型建立方法，用于比较不同复苏液体和血管活性药物的治疗效果。该模型可研究血流动力学参数、组织灌注及微循环变化，为儿科失血性休克的临床治疗提供重要参考依据。

一种容积控制型失血性休克的幼猪模型描述关键词：幼猪，失血性休克，容积控制，动物模型，休克模型，实验外科，血流动力学，重症监护，创伤研究

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