Restrição manual e rotas de Administração composto comum em camundongos e ratos

Biology
 

Summary

Trabalhar com segurança e de forma humana com roedores de investigação exige uma competência central em métodos de manipulação e contenção. Este artigo irá apresentar os princípios básicos necessários para lidar com segurança e efetivamente administrar compostos para camundongos e ratos.

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Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

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Abstract

Ser capaz de forma segura e eficaz conter camundongos e ratos é uma parte importante da realização de pesquisas. Trabalhando com confiança e de forma humana com camundongos e ratos requer uma competência básica em métodos de manipulação e contenção. Este artigo irá apresentar os princípios básicos necessários para lidar com segurança com animais. Uma mão, de duas mãos, contenção e com objetos de retenção especialmente concebidos será ilustrado. Muitas vezes, uma outra parte da investigação ou utilização de animais de teste é a administração eficaz dos compostos a ratinhos e ratos. Embora haja um grande número de vias de administração possíveis (limitado apenas pelo tamanho e órgãos do animal), a maioria não são usadas regularmente em pesquisa. Este vídeo irá ilustrar várias das vias mais comuns, incluindo intravenosa, intramuscular, subcutânea, e por gavagem oral. O objetivo deste artigo é expor um espectador familiarizado com estas técnicas para contenção básico e vias de administração de substâncias. Este vídeonão substitui as mãos sobre a formação exigidos em suas instalações, mas destina-se a aumentar e completar o treinamento.

Protocol

1. Restrição seguro e manuseio suave dos Animais é uma parte fundamental de procedimentos experimentais

  1. Este vídeo é projetado para ser um complemento ao treinamento prático fornecido por sua instituição.
  2. Sempre certifique-se de que IACUC ou aprovação do comitê de ética está no lugar antes de iniciar qualquer procedimento experimental.
  3. Cada pessoa que trabalha em um protocolo deve saber os detalhes dos procedimentos aprovados para esse protocolo, e quaisquer outros em que eles estão trabalhando.
  4. Aproxime-se do roedor com confiança e lidar com os animais com cuidado, mas com firmeza. A manipulação demasiado áspero e abordagens experimentais pode resultar em mordidas ou arranhões para o manipulador ou ferimentos ao animal.
  5. Ao lidar com os animais, há sempre a possibilidade de liberação acidental ou o animal ser descartado. A maioria destas mudanças são melhor realizadas por uma superfície de trabalho de modo que se o animal cair ou fugas, não é ferido e pode ser facilmente recuperada. Siga a sua instituiçãopolíticas institucionais relativas aos animais que têm contato com o chão.
  6. Nunca manuseie animais pela ponta da cauda, ​​tal como o que pode resultar em lesão degloving da cauda. Seja especialmente cuidadoso com ratos ou camundongos grandes grávidas. Sempre use a outra mão para apoiar o corpo como você levantar pela cauda.
  7. Agulhas afiadas funcionam melhor quando dar injeções. Embora as agulhas de roedores de laboratório são por vezes utilizados para injecções múltiplas, isto não é recomendado para uma série de razões, uma das quais é a de que o medidor de pequenos frequentemente utilizado significa que as agulhas aborrecido rapidamente.
  8. Ser mordido ou arranhado é sempre uma possibilidade quando se trabalha com animais. Se trabalhar com uma substância ou um agente infeccioso que pode causar acidentes em humanos, tomar precauções extras, os animais só manipulando ou agentes em exaustores ou armários de biossegurança.
  9. Abordagens suaves e aclimatação para manusear antes de tentar um procedimento pode pagar em animais que são menos estressadas pelo manuseio.
  10. Prática retenção antes de tentar a administração do composto, e na prática a administração de substâncias a animais de controlo antes de os animais experimentais.
  11. Praticar estas técnicas regularmente infunde confiança e resultados de confiança em um melhor tratamento, os animais menos estressados, e melhores resultados científicos.
  12. Com qualquer técnica de manipulação, se o animal é recalcitrante, tente uma técnica diferente. O animal (e manipulador) também podem se beneficiar de colocar o animal de volta na gaiola e tentar novamente mais tarde.

2. Restrição manual

  1. Uma mão contenção do mouse
    1. Levante um rato pela base da cauda e colocá-lo na tampa gaiola, gaiola de arame superior bar, ou uma superfície semelhante áspera.
      1. Uma restrição do mouse mão é normalmente realizada com a mão não dominante, deixando a mão dominante gratuito para uso.
      2. Um método alternativo permite que o técnico use seu jaleco ou manga uniforme cobrindo o antebraço para posicionar oanimal antes da restrição.
    2. Tuck a base da cauda entre o 3 º e 4 ° dedo, enquanto puxando de volta na cauda. Isso fará com que o mouse para agarrar a superfície com as quatro patas e puxe para frente.
      1. Não agarrar ratos pela ponta da cauda, ​​em especial se a suspensão da sua massa corporal total, pela sua cauda. Isto pode causar uma lesão degloving em que a pele da cauda escorrega.
    3. Em seguida, segure o mouse pela nuca com a mesma mão que está segurando a cauda. Agarrar com os dedos indicador e polegar, perto da base da cabeça e estender o alcance para baixo volta do rato através da incorporação no meio e anelar.
      1. Certifique-se de aplicar a pressão suficiente, ou a firmeza, a pele ao redor do pescoço para evitar que o rato de giro ou de torção fora da restrição, mas não puxe a pele com tanta força que o animal não consegue respirar.
      2. Controle da cabeça é crucial. Se omouse pode mover sua cabeça, que pode atingir os dedos do manipulador e pode morder. Isso pode ocorrer quando os manipuladores novatos entender o mouse longe demais nas costas, em vez de logo atrás do crânio.
  2. Contenção do mouse duas mãos
    1. Levantar um rato pela base da cauda e local sobre a tampa da gaiola, tampa barra de arame ou uma superfície áspera.
      1. Um método alternativo permite que o técnico use seu jaleco ou manga uniforme cobrindo o antebraço para posicionar o animal antes da restrição.
    2. Puxe suavemente para trás na cauda e do rato vai agarrar a superfície com quatro patas e puxe para frente.
    3. Em seguida, com a outra mão rapidamente e segure o mouse pela nuca do pescoço (ver uma contenção mão acima).
    4. Com a cauda em uma mão e na nuca no outro, levantar o mouse e dobrar a base da cauda entre a palma eo dedo ª 3 ª ou 4 da mão segurando a nuca.
      1. Tal como acontece com o método de uma mão, segure a nuca para prevenir o mouse de torcer ou girar enquanto não agarrar tão firmemente que o animal não consegue respirar.
      2. Se o mouse é resistente a scruffing, suave pressão nas costas do rato pode permitir que a mão para mover-se para uma melhor compreensão.
  3. Contenção rato; scruffing
    1. Scruffing rato é geralmente realizado com as duas mãos e apenas em ratos menores. Não é uma técnica vulgarmente utilizada porque os ratos são menos aceitação de scruffing do que os ratos, mas é útil em algumas situações de recolha de sangue.
    2. Agarrar o rato pela cauda com a mão não-dominante e puxar cuidadosamente para trás sobre uma superfície áspera (como descrito acima para os ratinhos).
      1. Tenha cuidado para agarrar perto da base da cauda, ​​como a pele do rato cauda pode sair se agarrou perto da ponta.
    3. Segure a cauda com firmeza na mão e se aproximar da nuca do rato por trás.
      1. Para example, se a cauda do rato está na mão dos manipuladores 'esquerda, não se aproxime o rato do nariz ao pescoço com a mão direita. Em vez disso, chegar a mais na mão esquerda, e se aproximar da nuca, por trás.
    4. Aplicar uma ligeira pressão na parte traseira do rato, sobre as omoplatas, segure a nuca próxima da base do crânio entre os dedos e a palma da mão.
    5. Controle da cabeça é importante para evitar picadas. Mordidas de rato pode causar ferimentos graves.
    6. Os ratos podem vocalizar quando impedido desta forma.
  4. Contenção rato; sobre o ombro aperto
    1. Agarrar o rato pela cauda com a mão dominante e puxar cuidadosamente para trás sobre uma superfície áspera (como descrito acima para os ratinhos).
      1. Um método alternativo permite que o técnico use seu jaleco ou manga uniforme cobrindo o antebraço para posicionar o animal antes da restrição.
      2. Tenha cuidado para agarrar perto da base da cauda, ​​como o rato cauda pele can sair se agarrou perto da ponta.
    2. Coloque a mão não-dominante sobre o dorso do rato, se aproximando por trás.
    3. Segure o rato em torno do tórax com o dedo anelar, mindinho e polegar. Na cabeça do rato deve estar entre os dedos indicador e médio.
      1. Não comprimir o tórax.
    4. O rato pode ser realizado desta forma com uma mão, se o corpo é estabilizado contra o manipulador.
  5. Contenção rato; sob as garras ombros
    1. Agarrar o rato pela cauda com a mão dominante e puxar cuidadosamente para trás sobre uma superfície áspera (como descrito acima para os ratinhos).
      1. Um método alternativo permite que o técnico use seu jaleco ou manga uniforme cobrindo o antebraço para posicionar o animal antes da restrição.
      2. Tenha cuidado para agarrar perto da base da cauda, ​​como a pele do rato cauda pode sair se agarrou perto da ponta.
    2. Coloque a mão não-dominante sobre o rno de volta, aproximando-se da parte traseira.
    3. Segure o rato em torno do tórax, logo abaixo das omoplatas. Antebraços do rato deve ser suavemente empurrado para cima com o polegar eo dedo indicador.
      1. Os antebraços devem cruzar sob o queixo do rato, impedindo-a de morder.
      2. Não comprimir o tórax.
    4. O rato pode ser realizado desta forma com uma mão, se o corpo é estabilizado contra o manipulador.
  6. Decapicone
    1. A Decapicone é um flexível, peça em forma de cone de plástico fino com um furo em uma extremidade. O orifício é suficientemente pequena de modo que o rato ou o rato pode ter o seu nariz para fora do furo, mas não o resto do corpo.
    2. Para conter o animal, coloque o mouse ou rato em uma Decapicone de tamanho adequado.
    3. Empurrar o animal para a frente até que o nariz saliente a partir do orifício no Decapicone.
    4. Quer manter o saco fechado em torno da cauda, ​​ou usar um laço de torção para selar o animal no cone.
    5. A Advantage de um Decapicone é que o plástico fina permite injecções através do material.
    6. A desvantagem é que o material não respiram e os animais podem tornar-se demasiado quente. Apenas manter um animal num Decapicone durante o tempo que for necessário para realizar o procedimento.
  7. Acrílico / plástico rígido limitador
    1. Dispositivos de retenção de plástico são particularmente úteis quando a cauda do animal deve ser acessado.
    2. Estes podem ser adquiridos comercialmente ou feitas em laboratório.
    3. O tamanho deve ser adequado para o animal a ser contido - o animal não deve ser capaz de girar em torno do sistema de retenção.
    4. Colocar o animal no dispositivo de retenção, em primeiro lugar prender o animal delicadamente, soltando-o, de cabeça, durante a abertura do dispositivo.
      1. Ela pode ajudar a apontar o dispositivo para cima sobre a gaiola, como roedores, muitas vezes, se esforçam-se em uma estrutura segura, como um tubo.
    5. Colocar a tampa no fim dadispositivo, tendo o cuidado de não danificar a cauda do animal, pés, ou testículos.
    6. Minimizar o tempo gasto na contenção já que os animais podem superaquecer.
  8. Os animais podem ser contido em outras formas, como por envolvimento em uma toalha pequena, ou simplesmente colocando uma mão sobre o animal. As técnicas podem ser ajustados para satisfazer as necessidades do animal e do trabalhador. Sempre tome cuidado para evitar mordidas e arranhões e proteger o animal de libertação acidental ou quedas de altura.

3. Administração Métodos de compostos

  1. Isto não é de forma alguma uma lista exaustiva e outras rotas são possíveis. Este protocolo visa ilustrar as rotas mais utilizadas. Outras rotas pode exigir anestesia do animal e de pós-administração de alívio da dor.
  2. Independentemente do método de administração utilizado, certifique-se todos os materiais são preparados antes de restringir animais.
  3. Materiais aquosos são mais fáceis de injectar do que os materiais mais espessos, tais como o óleo de base-compostos d. Sempre injectar compostos mais grossos muito lentamente para evitar a retirada da agulha da seringa.
  4. Considerações gerais de uso de agulhas e seringas.
    1. Sempre guarde e descarte de seringas e agulhas devidamente.
    2. Se você é novo para uso de seringas e agulhas, a prática manusear a seringa e injetar antes de tentar injetar um animal. Idealmente, será capaz de manipular com segurança a seringa e a agulha com uma mão, deixando a outra para contenção dos animais. A mão firme minimiza agulha movimento que minimiza os danos do tecido.
    3. Agulhas têm um ponto, um chanfro, um eixo, e um cubo. As seringas com uma ponta, um tambor, e um êmbolo (Figura 1 a e b).
    4. As agulhas são dimensionados por calibre e comprimento. Quanto maior o número de indicador, a menor da agulha. Pequenas agulhas são muito propensos à embotamento (a partir de uma rebarba que se formava na ponta) e não deve ser utilizada para perfurar frascos multi-dose (Figura 1 c). Sempre escolher omais curta da agulha que vai trabalhar para administrar o composto.
    5. A agulha é fixada à extremidade da seringa pelo cubo. Algumas seringas têm travar dicas. Sempre certifique-se a seringa está bem preso à agulha.
    6. As agulhas são inseridas no melhor dos animais com o bisel para cima, especialmente para injecções intravenosas.
    7. Nunca recapitular agulhas com a mão. Esta é uma causa comum de lesões agulhas. Dispor de agulhas e seringas devidamente rotulados em farelos recipientes. Se as agulhas devem ser recauchutado, os dispositivos estão disponíveis (Figura 1 d).
  5. Intranasal (IN)
    1. Conter o animal, como descrito acima.
    2. Utilizando uma seringa ou pipeta, colocar uma pequena quantidade do material a ser inalado narinas do animal.
    3. Preste atenção para o material a desaparecer nas narinas.
    4. Repita conforme necessário até que o volume desejado ter sido administrada.
  6. Intramuscular (IM)
    1. Contenha ªanimais e como descrito acima. Certifique-se de uma das patas traseiras do animal é livre e estabilizado para a injecção. Restrição pode levar duas pessoas. Se o animal pode retroceder durante a injecção, o dano muscular da agulha irá resultar.
    2. A agulha deve ser inserida perpendicularmente à pele do animal. Utilizando uma seringa de tamanho apropriado e uma agulha, inserir a agulha aproximadamente bisel de profundidade e injectar o material no quadriceps do animal (parte da frente da coxa) ou a massa muscular laterais da coxa.
    3. Não injectar na massa muscular posterior, uma vez que é possível danificar o nervo ciático.
    4. Se os animais devem receber injeções IM múltiplas, pernas alternadas.
  7. Intraperitoneal (IP)
    1. Conter o animal, como descrito acima.
    2. Ponta do nariz do animal para o chão, expondo o abdômen para injeção.
    3. Localizar linha média do animal e mentalmente dividir o abdómen em quatro quadrantes (Figura 2). Quanto menorquadrantes, especialmente do animal quadrante inferior direito, são os locais apropriados para injecções intraperitoneais.
      1. O quadrante inferior direito é escolhido devido à falta de estruturas anatomicamente importantes.
    4. Utilizando uma seringa de tamanho apropriado e uma agulha, injectar o material no animal.
    5. Se os animais são repetidos para receber injecções IP, alternar o local da injecção.
  8. Subcutânea (SC, SQ)
    1. Conter o animal, como descrito acima. O animal deve ser contido vagamente o suficiente para que a pele pode ser mobilizados.
    2. Se os animais devem ser tratadas rotineiramente após a injeção de SC, não use a nuca (nuca). Em vez disso, utilizar a pele na garupa dorsal ou o flanco. Se os animais estão a receber várias injeções SC, lugares alternativos de injeção.
    3. Segure a pele e puxe-a para cima, fazendo uma "tenda".
      1. Se executar o solo de injeção, inserir a agulha e delicadamente tent a pele com a agulha para cima, para confirmar que a agulha está no espaço subcutâneo.
    4. Usando uma seringa de tamanho apropriado e agulha, inserir a agulha em um ângulo de 30-45 ° na pele de tendas, e injetar o material. Injectar paralelo e para longe dos dedos que seguram as para cima da pele.
    5. Se a injecção for bem sucedida, um pequeno inchaço sob a pele será visto.
    6. Após a injecção, aplica uma pressão suave para impedir o refluxo do material.
  9. Intradérmica (ID)
    1. Para injecções intradérmicas, os animais são muitas vezes raspada de modo a que a pele pode ser visto.
    2. De contenção dos animais por múltiplas injecções intradérmicas pode ser difícil. Nesse caso, a sedação química pode ser necessária. Os locais para as injecções de identificação são os mesmos que aqueles para SC.
    3. Inserir uma agulha de tamanho apropriado para a pele com um ângulo de 15-30 °. A agulha não será inserido muito longe ea injeção deve se reunir com resistência.
      1. Uma abordagem alternativa é a de comprimir suavemente a pele adjacente ao local da injecção e insira a agulha com um ângulo muito raso. Isso é útil em ratinhos, uma vez que os impede de se mover durante o processo de injecção.
    4. Se a injecção for bem sucedido, uma pequena bolha irá ser visto. Será mais pálida do que a pele circundante.
    5. Após a injecção, aplica uma pressão suave para impedir o refluxo do material.
  10. Intravascular (IV)
    1. Os esquerda e direita veias da cauda laterais são a via de acesso vascular mais comum usado em camundongos e ratos.
    2. Outras vias de acesso vascular são possíveis em camundongos e ratos, mas geralmente exigem sedação e pós-injeção alívio da dor.
    3. Para uma injecção na veia da cauda, ​​conter o animal num Decapicone ou limitador de roedores de plástico.
    4. Coloque a cauda do animal, sob uma lâmpada, ou num dispositivo de aquecimento protegido. Isto vai promover a vasodilatação, o que permite mais fácil injecção.
      1. Não superaquecer o animal.
      2. Para grandes ratos machos, a limpeza das partículas de pele fora da cauda pode permitir uma melhor visualização da veia. A limpeza deve ser suave para a pele não está desgastada.
    5. Segure a cauda do animal pela ponta com a mão não-dominante. Isto irá endireitar a cauda.
    6. Gire a cauda ¼ de volta para colocar as veias da cauda dorsal para facilitar a injeção. O animal tem duas veias da cauda laterais e uma artéria ventral da cauda (Figura 3).
    7. Aproximar da cauda com a agulha com um ângulo de 15-20 °. Comece na porção distal da cauda.
      1. Os veios são rasos e não a agulha deve ser inserida muito além do bisel.
      2. Se a injecção for iniciado como distalmente quanto possível, não há mais de veia danificada para tentar a injecção, deve a primeira tentativa falhar.
    8. Injectar o material. Uma injecção bem sucedido resultará no material que entra na veia, semresistência e branqueamento da veia da cauda para a duração da injecção.
      1. Não aspirar antes de injetar, pois isso irá recolher a veia.
      2. Uma leve pressão sobre o site punção venosa após a injeção vai impedir o sangramento.
    9. Em uma injecção mal sucedida, o material não irá fluir facilmente. Em vez disso, a pele da cauda irá branquear ou o material não pode ser injectado no todo.
  11. Intragástrica administração (gavagem)
    1. Apenas realizar gavagem em contidas, animais acordados. Anestesia ou sedação aumenta o risco de aspiração (material inadvertidamente entrar nos pulmões).
    2. Seleccionar uma agulha de alimentação de tamanho adequado para uso por via oral. Estas agulhas têm dicas de bola no final para evitar sua passagem para a traqueia.
    3. Comprimento necessário pode ser determinado ao considerar o animal contido e medições a partir do canto da boca. A ponta da agulha bola alimentação deve chegar a última costela do animal (<strong> Figura 4). Agulha de calibre é determinado pelo peso do animal.
    4. Conter o animal de modo que sua cabeça e corpo estão em uma linha reta vertical. Isto estica o esófago, o que permite facilitar a passagem da agulha de alimentação.
    5. Introduzir a ponta da agulha de esfera para dentro da boca do animal, sobre a língua. Uma vez que a agulha está no lugar, trazer a agulha e seringa para cima, pressionando suavemente contra o palato, assim o nariz do animal é para o teto.
      1. Em ratos, a agulha pode ter de ser redireccionadas ligeiramente à medida que passa a parte de trás da garganta. Qualquer tensão na agulha indica a necessidade de ajustar a posição
    6. Continuar a passar a agulha até que a distância pré-determinada for atingida. A agulha deve passar com facilidade, e se o animal não deve engasgar ou sufocar.
    7. Administrar a substância. Deve fluir para dentro do estômago. Se houver resistência ou os suspiros de animais, bobinas, ou torna-se azul, pare imediatamente e remover a necessidadele. Os animais que foram aspirados podem exigir a eutanásia, dependendo do composto a ser administrado.

4. Resultados representativos

Quando os animais são tratados corretamente, há um mínimo de estresse para o animal e manipulador. Manipuladores não ser mordido ou arranhado, e os animais são tratados com humanidade e competência. Os compostos são administrados através da via correcta, com o mínimo de danos para o tecido e, como pouco desconforto para o animal quanto possível.

Se os investigadores é novo para lidar com os animais, trabalhando com um pequeno animal de pelúcia pode ser útil. Há também simuladores de animais disponíveis para algumas técnicas, tais como o rato Koken. Para muitos pesquisadores, há pouca chance de ganhar familiaridade com agulhas e seringas antes de trabalhar com animais. Peças representativas de uma agulha e seringa estão ilustrados na Figura 1A e 1B. Antes da injecção de animais, pela primeira vez, elepode ser útil para a prática de injecção antes de trabalhar com animais. Agulhas muito finas, tais como a 28 e 30 g, são fáceis de danos. Se retirar substâncias de multi-uso frascos, use uma agulha maior para o efeito e, em seguida, substituí-lo com a agulha menor calibre para injeção. Uma agulha burred é visto na Figura 1C. Precauções básicas de segurança devem ser tomadas quando se trabalha com agulhas, como não reencapar agulhas usadas com a mão. 1D figura mostra um recapper agulha em uso. Isto pode ser valioso para os investigadores que necessitam para remover as agulhas, por exemplo, sangue, expressa a partir de uma seringa sem a hemólise visto quando o sangue é empurrado através de uma agulha.

As Figuras 2 e 3 ilustram marcos para injecção intra-abdominal e a estrutura típica do rabo, ilustrando as metas para a injecção. Figura 4 fornece exemplos de dimensionamento adequado das agulhas gavage. Agulhas gavage deve chegar a partir da boca do umnimal para a direita abaixo da última costela.

Figura 1
Figura 1. Uma agulha) e peças B) das seringas, rotuladas. C) Burr na agulha causada pela colocação repetida da agulha no interior de um frasco multi-uso. D) recapper Agulha em uso.

Figura 2
Figura 2. Quadrantes do abdômen ventral. Apenas injetar nas inferiores dois quadrantes, preferencialmente o quadrante inferior direito.

Figura 3
Figura 3. Esquemática da cauda, ​​em corte transversal, que ilustra a relação entre as artérias e as veias das estruturas ósseas e tendenous.

Figura 4
Figura 4. Agulha Gavage dimensionamento em ratos. A) agulha Gavage muito long. B) agulha de tamanho adequado gavagem. C) medida Gavage agulha muito curta, D) Palpando para a última costela para determinar o tamanho de agulha apropriada gavagem.

Mouse Rato
Rota Volume recomendado Calibre recomendado e comprimento da agulha Volume recomendado Calibre recomendado e comprimento da agulha
Intranasal 1 5-25 ul N / A 5-25 ul N / A
1,2 intramuscular 0,00005 ml / g <23 g, 0,5 a 0,75 em 0,1 ml / kg <21 g, 0,5 a 0,75 em
1,2 intraperitoneal 0,02 ml / g <21 g, 0,75 para 1 em 10 ml / kg <21 g, 0,75 para 1 em
Subcutânea 1,2 0,01 ml / g <22 g, 0,5 a 1 em 5 ml / kg <22 g, 0,5 a 1 em
Intradérmica 1 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 em 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 em
1,2 intravenosa 0,005 ml / g -0,025 * ml / g <25 g, 0,75 para 1 em 5 ml/kg-20 * ml / kg <23 g, 0,75 para 1 em
1,2 gavagem oral 0,01 ml / g 20-22 agulha alimentação g 5-10 ml / kg 16-20 agulha alimentação g

* O primeiro número é o volume administrado por bolus intravenosa ao longo de cerca de 1 minuto. O segundo volume é o volume que pode ser administrada como uma infusão lenta durante 5-10 minutos.

Discussion

Este protocolo deve ser visto como uma introdução ao manejo dos animais e administração substância destina a complementar o treinamento prático desde a instalação do pesquisador. Os meios de contenção que será utilizado e as vias de administração substância deve ser considerada no planejamento experimental e quando o protocolo de pesquisa ou da comissão de ética está escrito.

Treinamento em procedimentos relacionados a animais é vital para o sucesso da pesquisa. Para executar a maioria dos experimentos, os animais devem ser manuseados por pessoal de investigação, eo melhor manuseio do animal, a menos estressado o animal 3. Acostumar os animais ao contato humano gentil pode reduzir o estresse e fazer os animais sujeitos de pesquisa mais tratáveis ​​4,5. Estresse manuseamento tem sido demonstrado que afecta alguns tipos de pesquisa e 6, é possível que possa afectar outros. Contenção de roedores deve ser feito com cuidado, mas a manipulação de empresa (uma tentativaaderência é provável que resulte em prejuízo para roedores e manipulador) e deve ser para o menor período de tempo prático. Métodos de retenção são geralmente escolhidos com base no tamanho do animal ou o acesso requerido. Por exemplo, a manipulação ratos adultos pela nuca, embora possível, é muitas vezes encontrou-se com forte resistência dos ratos, especialmente se o manipulador é inexperiente. Segurando um rato ou o rato com a mão pode fazer o acesso às veias da cauda difícil e um dispositivo de retenção é geralmente escolhido para manter o animal como ainda possível.

Quando os investigadores tratar animais, eles são muitas vezes pretende administrar um composto biológico ou para estudo posterior. A via de administração das substâncias podem afectar a absorção, biodisponibilidade, e uma aptidão para a experiência em particular. Familiaridade com várias rotas devem fornecer aos pesquisadores a capacidade de administrar os seus bens da melhor maneira possível para a sua pesquisa. Por exemplo, um percurso que promove a rápida absorção de uma substância, Tal como por via intravenosa ou intraperitoneal, não deve ser utilizado se o pesquisador deseja administrar a substância de uma forma mais lenta prolongada. Revisões recentes de algumas destas técnicas e considerações de volume, equipamento, e de solutos pode ser encontrada em dois artigos por Turner et al. 1,7

Sempre que as substâncias devem ser administradas a roedores de laboratório, deve considerar-se que o tamanho adequado do equipamento e o volume de substância (descritas no Quadro 1). Indevidamente equipamento de tamanho ou de grandes volumes pode resultar em desconforto, lesão ou morte do animal. Geralmente, substâncias administradas por via parentérica são estéreis, salvo os objetivos da pesquisa tornaria isso impossível (ou seja, estudos de bactérias). Compostos biológicos e deve estar em um soluto ou veículo que terá o menor efeito sobre o animal. Um pH fisiológico (7,3 -7,4) é geralmente bem aceite, especialmente para administração subcutânea, intramuscular, e intraperitoneal rotas. Níveis não fisiológicos de pH em substâncias administradas por estas vias pode resultar em dor ou necrose e danos nos tecidos. Faixas mais amplas de pH são tolerados com rotas intragástrica e intravenosa 7. Em roedores, uma outra consideração importante é a possibilidade de refrigeração, se grandes volumes de fluidos a temperatura ambiente são dados. Se os fluidos estão a ser administrados por via intravenosa ou intraperitoneal, em especial no apoio de um animal doente, que deve ser aquecida à temperatura corporal (37 ° C).

As vias de administração discutidos neste protocolo são os mais utilizados em muitos programas de pesquisa, são simples de dominar, e geralmente não requer anestesia. Uma quase infinita variedade de vias de administração é possível, no entanto, incluindo intracraniana, intratecal, epidural, intratraqueal, intra-e intra-articular, para citar apenas alguns. Formação nestas rotas especializadas de administração deve ser procurado por pessoas who tem uma vasta experiência com a rota e bons resultados.

Em roedores, a via intranasal é geralmente utilizada para estudar as substâncias introduzidas para os pulmões por meio de uma forma mais "natural"; método de instilação intratraqueal. Os ratinhos e ratos são obrigatórios nariz respiradores, assim induzindo-os a inalar quantidades muito pequenas de fluido não é difícil, até mesmo em animais conscientes. Uma vez que a mucosa nasal é bem suprida de vasos sanguíneos, a administração intranasal de algumas substâncias podem ser semelhantes aos da administração intravenosa. Esta via não é recomendado em animais com rinite, no entanto, uma vez que podem comprometer a absorção. As tentativas para administrar grandes volumes por via intranasal poderá resultar em dispneia ou afogamento do animal.

Injecções intramusculares fornecer uma absorção rápida de substâncias. As injeções intramusculares pode ser um desafio em ratos e camundongos, devido ao seu pequeno tamanho e músculos correspondentemente pequenas. Elas são realizadas na pata traseiras. Devido ao potencial de danos do nervo ciático, femoral é o músculo quadriceps de escolha.

Embora tanto a subcutânea e intradérmica envolvem a pele, existem diferenças entre a biodisponibilidade de substâncias colocadas na pele contra o subcutâneo. A administração subcutânea é frequentemente considerado como um "depósito" percurso, com absorção mais lenta do que as outras vias, tais como por via intravenosa ou intraperitoneal. A administração intradérmica é usado para volumes muito pequenos de substâncias, normalmente substâncias imunoestimulantes, tais como adjuvante de antigénio-misturas. Em ambos os casos, as substâncias devem ser administradas de pH fisiológico e não irritante. Intradérmica ou subcutânea injecções não deve ser realizada na nuca, uma vez que este é um local de restrição de uso geral para o roedor.

A administração intravenosa e intraperitoneal são muitas vezes consideradas equivalentes em roedores. Intravenosa de dosagem proporcionam mais rAPID absorção de compostos, no entanto, ao passo que a administração intraperitoneal deve ser considerado equivalente a administração oral 8. Cuidados devem ser tomados com os compostos por via intraperitoneal, pois podem causar dor se indevidamente de buffer. A via comum de administração de bolus intravenoso, em roedores é através das veias da cauda. Se a administração intravenosa de uma substância crónica é desejada, a implantação de cânulas venosa ou arterial deve ser considerada. Substâncias administradas por via intravenosa deverá ser entregue de forma asséptica e deve ser mostrado para ser seguro para administrar por via intravenosa. Por exemplo, as substâncias que podem induzir a hemólise, trombose, ou vasculite não são apropriados para a administração intravenosa.

A via de administração por sonda intragástrica ou por via oral é muitas vezes usado para imitar um percurso de dosagem comum nos seres humanos. Além disso, permite a dosagem exacta de substâncias em comparação com a administração oral, através de alimentos ou da água. A biodisponibilidade de compostosadministrado por gavagem irá variar com base no estado alimentado / jejum do animal, assim como o soluto ou o veículo ou do composto biológico. Agulhas gavage ou a alimentação deve ser de tamanho adequado para o animal a ser utilizado, e deve ser limpo entre os animais, se as agulhas descartáveis ​​gavage não são práticos. Lesões provocadas por gavagem não são incomuns e incluem a deposição da substância no pulmão ou ruptura do estômago ou do esófago. O treinamento deve ser supervisionado por um grupo experiente e realizado em animais sacrificados primeiro, então os animais anestesiados (que serão sacrificados) antes de gavagem em animais acordados é tentada. Primeiras tentativas gavage em animais acordados devem envolver animais de tamanho médio e pequenos volumes de uma substância, como o soro fisiológico, que não irá causar ferimentos se o processo der errado. Os animais devem ser cuidadosamente avaliados para sinais de sofrimento, como ofegante, virando sangramento, azul ou excesso de salivação, após gavagem e sacrificados, se necessário. Se euthanasia for necessário, o animal deve ser necropsiados para determinar por que o procedimento de gavagem falhou.

Disclosures

Os autores são funcionários da Charles River.

Acknowledgments

A pesquisa apresentada aqui foi apoiado por Charles River.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

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References

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  2. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  3. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).
  4. Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans. Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).
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  8. Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. The route of absorption of intraperitoneally administered compounds. J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).
  9. AALAS. Laboratory Mouse Handbook. AALAS. (2009).
  10. AALAS. LAT Training Manual. AALAS. (2009).
  11. AALAS. LATg Training Manual. AALAS. (2009).
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  14. Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. CRC Press. (2011).
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  16. Sharp, P. E., La Regina, M. C. The Laboratory Rat. CRC Press. (1998).

Comments

7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

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