Papel colorimétrico à base de Detecção de

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Bisha, B., Adkins, J. A., Jokerst, J. C., Chandler, J. C., Pérez-Méndez, A., Coleman, S. M., Sbodio, A. O., Suslow, T. V., Danyluk, M. D., Henry, C. S., Goodridge, L. D. Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water. J. Vis. Exp. (88), e51414, doi:10.3791/51414 (2014).

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Abstract

Este protocolo descreve a detecção colorimétrica rápida de Escherichia coli, Salmonella spp., E Listeria monocytogenes, a partir de grandes volumes (10 L) de águas agrícolas. Aqui, a água é filtrada através de estéril modificação Moore Cotonetes (MMS), que consistem de um filtro de gaze simples fechado em um cartucho de plástico, para concentrar as bactérias. Após a filtração, enriquecimentos não selectivos ou selectivos para as bactérias alvo são realizadas no MMS. Para a detecção colorimétrica da bactéria alvo, os enriquecimentos são então ensaiadas usando os dispositivos de análise à base de papel (μPADs) incorporados com substratos bactérias indicativos. Cada substrato reage com enzimas bacterianas alvo indicativo, gerando produtos coloridos que podem ser detectados visualmente (detecção qualitativa) na μPAD. Alternativamente, as imagens digitais das μPADs reagiram podem ser gerados com a digitalização comum ou dispositivos fotográficos e analisados ​​usando o software ImageJ, almugido para interpretação mais objetiva e padronizada de resultados. Embora os procedimentos de rastreio bioquímicos são concebidos para identificar os agentes patogénicos bacterianos acima mencionados, em alguns casos, enzimas produzidas por bactérias do fundo ou a degradação dos substratos colorimétricos podem produzir um falso positivo. Portanto, é necessária a confirmação através de um diagnóstico mais discriminatória. No entanto, esta plataforma de concentração e detecção de bactérias é barato, sensível (0,1 CFU limite de detecção / ml), de fácil execução e rápida (concentração, enriquecimento e detecção são realizados dentro de aproximadamente 24 horas), justificando o seu uso como um método de triagem inicial para a qualidade microbiológica da água na agricultura.

Introduction

É importante que os agentes de doenças de origem alimentar são detectados rapidamente e de preferência em ambientes baseados em campo, a fim de reduzir a carga de doenças transmitidas por alimentos. As estratégias comuns para detectar bactérias patogênicas transmitidas por alimentos incluem perfis bioquímicos, cultura seletivo e diferencial, isolamento e detecção imunológica e detecção molecular. No entanto, estes métodos são prejudicados pela contaminação esporádica, pequenas amostras testadas, as baixas concentrações muitas vezes das bactérias patogênicas transmitidas por alimentos, requerem longos tempos de processamento e / ou não são aplicáveis ​​para as definições de campo. Além disso, os compostos em diversas matrizes alimentares são inibitórios para aplicações de diagnóstico e detecção. A fim de melhorar a probabilidade de detecção microbiana, os Estados Unidos Food and Drug Administration tem sugerido que o teste da água na agricultura (como água de lavagem e água de irrigação), que quer entrar em contato com uma grande superfície de produtos frescos ou serve como um veículo para pcontaminação roduce é uma alternativa viável para o teste direto de alimentos 1. Mesmo assim, a freqüência baixa patógeno-peso natural, juntamente com o efeito de diluição da amostra de água agrícola representante torna os métodos de preparação de amostras para a concentração do patógeno essencial. Tal método poderia exigir a amostragem de grandes volumes de água (≥ 10 L), adequada patógeno-concentração, e compatibilidade com estratégias de detecção a jusante.

Cotonetes Moore Modificados (MMS) são dispositivos de baixo custo, simples e robustos utilizados para concentrar bactérias de grandes volumes (≥ 10 L) de água 2-4. O MMS é composta de uma cassete de plástico cheio com gaze, que serve como um filtro grosseiro para grandes volumes de água bombeados através da caixa, utilizando uma bomba peristáltica. O MMS é um método não-discriminatório de concentração bacteriana (≥ concentração 10 vezes) que captura material particulado orgânico e inorgânico, incluindo microrganismos em li processadoamostras quid. É provável que a excelente eficiência de concentração de microrganismos alvo por o MMS pode ser explicado pelo fato de que os microorganismos devem ser ligados à fracção-argilo ou micro-agregados orgânicos dos sólidos em suspensão 3. O design robusto do MMS permite superar a maioria dos defeitos associados a outros métodos de filtragem para a captura e concentração de bactérias da água, como o entupimento dos filtros, a incapacidade de processar grandes volumes, as amostras de filtro com alta turbidez, e custos elevados. Por estas razões, o FDA está recomendando que da MMS ser incorporados procedimentos oficiais para procedimentos de coleta de amostras ambientais e relacionadas com a produzir 5.

Aqui, é descrito um método para a concentração, o enriquecimento, e a detecção de Escherichia coli, Salmonella spp., E Listeria monocytogenes de águas agrícolas. A MMS é usado para concentração de bactériaeria, e também serve como um recipiente para o enriquecimento selectivo de bactérias ou não selectiva. Detecção bacteriana é conseguido bioquimicamente usando dispositivos analíticos baseados em papel (μPADs) 6. μPADs pode ser fabricado como redes fluídicas ou testes local usando uma variedade de métodos, incluindo fotolitografia, impressão a jato de tinta, estampagem, e cera de impressão 7-11. Exemplos de modelos de fluidos podem ser os padrões de canal dendríticas em que a amostra é depositada no centro e, subsequentemente, os fluxos de reservatórios distais ou padrões de canal único, no qual a amostra ou o substrato são puxados a partir dos reservatórios exteriores do canal, por acção capilar até ao centro 12. Para este protocolo, optou-se por empregar para 7 mm de diâmetro com papel de cera matrizes ponto encaixados com substratos cromogênicos que podem ser processados ​​por enzimas indicativas dos microrganismos testados aqui: Clorofenol vermelho β-D-galactopyranoside (CPRG) e 5 - bromo-4-cloro-3-indolil β-D-glucuronido (X-Gluc)para detecção de β-galactosidase e β-glucuronidase produzidas por E. coli; Caprilato de 5-bromo-6-cloro-3-indolilo (magenta caprilato) para a detecção de C8-esterase produzidas por Salmonella spp.; e-5-bromo-4-cloro-3-indolil-fosfato de mio-inositol (X-InP) para a detecção específica de fosfatidilinositol-fosfolipase C (PLC-PI) produzida por L. monocytogenes 6. Assim, a presença de uma bactéria em particular pode ser observado visualmente, sem a necessidade de equipamento complexo ou a interpretação de dados. A especificidade e sensibilidade da detecção colorimétrica μPAD à base de enzimas destas bactérias alvo específicas tem sido explorada anteriormente 6. Além disso, a sensibilidade do método de detecção de concentração integrada para estas bactérias alvo foi avaliada por cravação de grandes volumes de água com níveis de microorganismos (dados não publicados e Bisha et al. 13) pré-determinados.

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Protocol

1. Concentração de bactérias a partir de grandes volumes de água agrícolas que utilizam MMS

  1. Preparação MMS
    1. Corte uma seção retangular de 4-ply gaze medindo 40 x 12 cm.
    2. Dobre o pano ao longo de ambos os eixos para obter um retângulo de 20 x 6 cm.
    3. Enrole a gaze firmemente ao longo do seu eixo longitudinal de modo a formar uma haste cilíndrica de cerca de 6 cm de altura e 3 cm de diâmetro.
    4. Autoclave o cotonete gaze em papel alumínio, não autoclave cassete. Descontaminar a cassete por imersão durante 30 minutos em 10% de água sanitária, e desactivar o cloro residual por imersão a cassete durante 15 minutos em um pentahidrato de tiossulfato de sódio (Na 2 S 2 O 3 · 5H 2 O) de solução (50 mg / L preparadas em água estéril).
    5. Insira o cotonete na cassete MMS.
      NOTA: Se a versão não-descartável da cassete MMS é usado, comece com uma folha de 4-ply de gaze menta 80 x 22 cm, dobre-o para 40 x 11 cm e enrole para formar um cilindro de aproximadamente 11 cm de altura e 6 cm de diâmetro.
    6. Monte o MMS.
    7. Anexar tubo de vinil de espigões em ambos os lados do MMS, garantindo a tubagem adere completamente aos espigões, e corrigir tubo na bomba peristáltica. Certifique-se de que a tubagem a montante da bomba peristáltica é de comprimento suficiente para amostragem.
  2. A concentração de bactérias
    1. Amostra de pelo menos 10 litros de água agrícola, executando a bomba peristáltica em alta velocidade.
    2. Após a amostragem for concluída, retirar a entrada da bomba peristáltica a partir da amostra de água e continuar a executar a bomba até que nenhuma água efluente é observado sair do MMS.
    3. Se um colector é usado para executar várias amostras ao mesmo tempo, recolher o efluente de cada MMS, e quando é 10 L é filtrada através de um único MMS fechar a válvula para que o MMS particulares e continuar a funcionar a bomba.
      1. Quando a amostragem is concluído, retire a entrada da bomba peristáltica da água na agricultura, abrir todas as válvulas do colector, e continuar a executar a bomba até que nenhuma água efluente é observado sair do MMS.
  3. Quando a concentração tenha sido concluída para todas as mensagens MMS, remova cuidadosamente o tubo de vinil a partir das torneiras MMS e tampar as torneiras em ambos os lados do MMS. MMS bem fechados pode ser armazenado por até 12 horas antes de adicionar mídia de enriquecimento.

2. MMS Enriquecimento e Preparação de Amostras

  1. Enriquecimento
    1. Soltar a tampa do MMS, e adicionar assepticamente 20 ml de caldo de enriquecimento estéril apropriado. Use um MMS para cada enriquecimento seletivo. Alternativamente, realizar um enriquecimento não selectivo para propagar as três bactérias alvo na mesma amostra.
      NOTA: Se a versão não-descartável da cassete MMS é usado, de forma asséptica remover filtro de pano da cassete e coloque em um saco estéril antes de anúncioding 225 ml da mídia enriquecimento adequado.
      1. Para o enriquecimento de E. coli, adicionar 20 ml de água de peptona tamponada (BPW) suplementado com 8 mg / L de cloridrato de vancomicina.
      2. Para o enriquecimento de Salmonella spp., Adicionar 20 ml de BPW suplementado com o suplemento de Salmonella (4 ml / l).
      3. Para o enriquecimento de L. monocytogenes, adicione 20 ml de VIDAS UP Listeria (LPT) caldo.
      4. Para enriquecimento não seletivo simultânea para todos os três microrganismos utilizando um único MMS, use caldo preenrichment universal (UPB).
    2. Feche a tampa do MMS para trás com força. Certifique-se de que as torneiras estão bem tampada, para evitar derrames e possível contaminação durante o enriquecimento.
    3. Incubar as MMS para até 18-24 horas numa incubadora com agitação a 200 rpm. Utilizar 42 ° C durante E. coli e Salmonella spp. enriquecimentos seletivos. Use 30 ° C para L. monocytogenes enriquecimento seletivo, e usar 37 & #176; C para o enriquecimento não-seletivo.
  2. Preparação de Amostras
    1. Quando incubação estiver concluída, remova as MMS da incubadora, destampar uma das torneiras, e gentilmente dispensar cerca de 0,5 ml em um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Alternativamente, desapertar os MMS e pipeta fora 0,5 ml de enriquecimento durante a noite.
      NOTA: Se a versão não-descartável da cassete MMS é usado, pipetar 0,5 ml de enriquecimento do saco.
    2. Para a análise colorimétrica de E. coli de enriquecimento selectivo, ou para a análise dos enriquecimentos não selectivos, sonicar 0,5 ml de enriquecimento a 5 W, 22 kHz, durante 20 segundos usando um sonicador de sonda.

3. Preparação e incorporação de substratos colorimétricos em μPADs

  1. Prepare μPADs suficientes para cada amostra e alvo testado. Para detectar E. coli preparar CPRG e X-Glic μPADs, por Salmonella spp. detecção preparar μPADs MC, e por L. monocytdetecção ogenes preparar μPADs X-InP.
    1. Preparar tampão HEPES [0,1 M de HEPES com 0,1% de albumina de soro bovino (BSA)] para os substratos colorimétricos e ajustar o pH do tampão de acordo com o substrato que vai ser usado: pH 7,5 para a preparação de CPRG ou X-Gluc, pH 9 para MC, e pH 7 para X-InP.
    2. Preparar soluções stock dos substratos em que o pH ajustado a concentrações de tampão de HEPES de 3 mM (CPRG), 62,5 mM de (X-Gluc), 15 mM de (MC), 100 mM de (X-InP). Proteger as soluções estoque da luz.
    3. Coloque os μPADs dentro de uma placa de Petri estéril, em seguida, encaixar o microspot μPAD com 24 mL de cada solução de substrato.

4. Detecção e Análise de Dados

  1. Detecção
    1. Adicionar 6 ml da amostra enriquecida para cada microspot μPAD apropriado contido em uma placa de Petri.
    2. Coloque a tampa de volta na placa de Petri e selá-lo com Parafilm.
    3. Incubar a amostracom a μPAD a 37 ° C durante até 3 horas para permitir o desenvolvimento da cor e secagem dos microspots.
  2. Exame visual dos resultados
    1. Realizar a detecção por simples inspeção visual das mudanças de cor das μPADs.
      NOTA: Normalmente, fortes reações que produzem mudanças de cor definitivos são esperados com a 18-24 horas de enriquecimento, o que deve evitar a necessidade de mais esclarecimentos e deve ser considerado positivo.
    2. Determinar a presença de uma E. coli amostra positiva, observando microspots encaixados com a mudança CPRG do amarelo ao vermelho-violeta e microspots encaixados com X-Gluc mudança de incolor a azul-esverdeada.
    3. Determinar a presença de um L. monocytogenes amostra positiva, observando microspots encaixados com X-InP mudança de incolor a índigo.
    4. Determinar a presença de uma Salmonella spp. amostra positiva por microspots observando encaixados com MC mudança de colorless ao roxo-lilás.
  3. Software Aided Análise de Dados
    NOTA: Conduzido para determinar claramente se reacções fracas são positivos ou negativos e permitir uma análise semi-quantitativa dos resultados.
    1. Permitir que as μPADs para secar completamente.
    2. Digitalizar o μPAD usando um scanner plano.
    3. Use o software ImageJ para processar a imagem.
      1. "Abrir" imagem digitalizada para ser analisado em ImageJ localizado na guia "Arquivo" no menu principal (ou pressione "Clt + O").
      2. Inverta a imagem selecionando "Inverter", localizada na aba "Editar" no menu principal (ou pressione "Clt + Shift + I").
      3. Use a guia "Analisar" no menu principal e selecione "Definir Medidas ..." para selecionar as medições relatados analisados.
      4. Certifique-se de que a "intensidade de cinza média", "Limite de limiar", e "caixas rótulo de exibição" sãomarcada, e pressione "OK". Isso define a forma como o software analisa cada área selecionada e como ela relata ele.
      5. Use a ferramenta "Oval" para desenhar um círculo que define a área que você deseja medir dentro.
      6. Sob a guia "Analisar", selecione "Measure", (ou pressione "Clt + M"). O software irá medir a intensidade cinza médio dentro da área definida e relatá-lo em uma tela pop-up que pode ser copiado e colado para se destacar para análise posterior.
        NOTA: Para uma análise mais precisa, pelo menos, duas repetições técnicos de cada amostra deve ser realizada.

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Representative Results

Tal como descrito no presente protocolo, a concentração de bactérias que usam o MMS (Figura 1) pode ser realizada dentro de aproximadamente 15-20 min. Os MMS no construídos a partir de acrilonitrila-butadieno-estireno (ABS) em dois componentes separados; uma tampa e um cartucho de ambos com um espigão de montagem integrado no qual uma haste de gaze cilíndrica é inserida (Figura 1A). Os dois componentes são então aparafusado em conjunto, formando o MMS (Figura 1B). Processamento baseado em MMS é impulsionado por uma bomba peristáltica alimentado por bateria, permitindo amostras a serem concentradas em configurações de campo. Ao unir concentração MMS, enriquecimentos seletivos (18-24 FC) e μPADs; da água na agricultura pode ser rapidamente (cerca de 24 horas), fácil e barata selecionados para patogênicas importantes e microrganismos indicadores, incluindo E. coli, Salmonella spp., e L. monocytogenes. Com este protocolo, estas bactérias podem ser alvo de detectared em níveis tão baixos quanto 0,1 UFC / ml. Os ensaios μPAD baseiam-se na detecção de bactérias indicativos enzimas que reagem com substratos colorimétricos (Figura 2). Ensaios de detecção de E. coli, mas não E. coli O157: H7, produzem um produto azul-verde (Figura 2A). Do mesmo modo, o ensaio que detecta uma maioria de E. coli produz um produto de reacção vermelho-violeta (Figura 2B). Os ensaios de detecção de Salmonella spp. (Figura 2C) e L. monocytogenes (Figura 2D) produzir roxo-lilás e índigo cores, respectivamente. O teste pode ser interpretado por olho (qualitativamente) e julgamentos visuais são geralmente satisfatória para discriminar entre amostras positivas e negativas. Alternativamente, as imagens digitalizadas podem ser manipuladas usando o software ImageJ (Figura 3A) para permitir a interpretação dos dados mais objectiva e padronizado (Figura 3B).


Figura 1. Moore O Swab (MMS) cassete Modificada. (A) Os MMS desmontado. O MMS é produzido em uma impressora 3-D a partir de acrilonitrila-butadieno-estireno (ABS) e é composto por três componentes principais: um cartucho com um conjunto torneira incorporada em que um cotonete gaze cilíndrico (dobrado 4-ply) é inserido e é tampado com uma tampa tendo um conjunto torneira integrada. (B) Os MMS reunidos.

Figura 2
Figura 2. Bactérias indicativo reações colorimétricos. Substratos (X-Gluc, CPRG, MC, e X-INP) embutida na microspots dos μPADs reagem com enzimas de bactérias indicativos (e# 946;-glucuronidase, β-galactosidase, C8-esterase, e PI-PLC), para produzir uma alteração colorimétrica. (A) Uma reacção positiva de X-Gluc é uma indicação de E. genérico coli, mas não E. coli O157: H7; (B) uma reacção positiva CPRG é uma indicação de que E. coli estão presentes; (C) uma reação positiva MC indica a presença de Salmonella spp.; (D) e uma reacção positiva de X-InP indica a presença de L. monocytogenes.

Figura 3
.. Figura 3 analisa visual e ImageJ dos testes colorimétricos μPAD bactérias indicativos A mostra imagens digitalizadas colorimétricos para cada ensaio com ambos um sinal negativo (-) e de teste positivo (+). Testes negativos foram realizados utilizando lisados ​​de especi bacterianaes que não codificam as enzimas alvo e testes positivos com lisados ​​ou enriquecimento das bactérias alvo. (1) Não modificado imagens digitalizadas. (2) As imagens digitalizadas convertidas em tons de cinza usando o software ImageJ, e (3) a cor invertida imagens para posterior interpretação da intensidade do cinza. (4) a intensidade cinzento médio medido utilizando o ImageJ dentro de cada microspot do μPAD (um exemplo microspot é indicado pela seta amarela e círculo). B mostra as intensidades de cinzentos médios (determinados por ImageJ) para cada teste colorimétrico μPAD positivo e negativo. favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Este protocolo descreve um método para a detecção de E. integrado coli, Salmonella spp., e L. monocytogenes em água agrícola. Aqui, a concentração de MMS de bactérias a partir de grandes volumes (10 L) de água na agricultura, é acoplado com o enriquecimento bacteriana, e detecção colorimétrica de bactérias indicativo usando μPADs. O procedimento MMS pode lidar com elevado teor de partículas nas amostras de água enquanto se concentra a bactérias de 10 vezes, é robusta e simples o suficiente para aplicações de campo, por pessoal minimamente treinados, e pode ser realizado com um custo mínimo. Pela incorporação de um passo de enriquecimento de bactérias, bactérias vivas são detectados e a sensibilidade do método é grandemente aumentada. Enriquecimento amplifica o alvo a ser testada, e quando combinado com meios de crescimento selectivo, reduz o crescimento microbiota indesejada em amostras que podem contribuir para resultados falsos positivos. Detecção final é realizada com μPADs, que proporcionam uma maneira simples,rentável e fácil de interpretar solução para triagem de agentes patogénicos alimentares importantes. Todo o processo, incluindo a concentração de MMS, enriquecimento durante a noite, e detecção colorimétrica, pode ser realizada dentro de um dia, e detecta a contaminação bacteriana em níveis tão poucos como 0,1 UFC / ml.

Para simplificar o processo e reduzir a possibilidade de contaminação, o MMS é usada como um contentor para o enriquecimento bacteriana. A adição deste enriquecimento para o procedimento aumenta a sensibilidade, a especificidade, aumenta a flexibilidade para o método. Embora apenas três enriquecimentos selectivos foram utilizados aqui, pode ser desenvolvido melhoradas enriquecimentos para as bactérias. Por exemplo, estamos a explorar a possibilidade de incorporar indutores específicos nos meios de enriquecimento para aumentar a produção das enzimas repórter utilizados para detecção colorimétrica.

Os μPADs utilizados para a detecção de patógenos são simples de usar matrizes único ponto que custam tão pouco quanto $ 0.002/device Antes da adição do substrato repórter colorimétrico. Mesmo tendo em conta os reagentes de enriquecimento e substratos colorimétricos, o custo de cada teste é de alguns centavos, com exceção da L. monocytogenes teste que é estimado em US $ 1.28/test devido ao momento alto custo de X-InP. No entanto, esse custo se compara favoravelmente com os métodos de detecção atuais para patogênicas 6. Na sua forma atual, os μPADs deve ser preparada imediatamente antes do teste, devido à estabilidade do substrato pobre. Para superar esta limitação, estamos testando a adição de aditivos estabilizantes, e avaliando o armazenamento a seco para aumentar substrato / μPAD vida de prateleira. Além disso, estamos desenvolvendo μPADs multiplexados usando vários sites de amostra / reagente ligadas entre si por canais microfluídicos.

Apesar das vantagens anteriormente descritas para o teste μPAD, são possíveis problemas com a especificidade do ensaio: 1) As enzimas repórter não são exclusivamente produzido pelas bactérias alvo, contaminando assim o fundo da microbiota pode contribuir para um resultado positivo falso. 2) Se partículas de cor escura persiste nos meios de enriquecimento, pode obscurecer a análise visual e ImageJ quando transferido para o μPAD. 3) O ensaio corrente não pode detectar especificamente E. coli O157: H7. Consequentemente, o método é mais adequado como uma exibição de teste fornecendo ímpeto inicial para mais testes e confirmação a ser realizado. No entanto, muitas dessas deficiências são facilmente tratadas. Incorporando um grande painel de substratos colorimétricos indicativos permitiria a determinação precisa mais da bactéria alvo, incluindo E. coli O157: H7. Da mesma forma, procedimentos adicionais de enriquecimento seletivo poderia minimizar os microbiota contaminante na amostra. Para reduzir o impacto das partículas de enriquecimento, um filtro de malha pode ser usada antes de aplicar as amostras para o μPAD.

Em conclusão, this estudo demonstra que o MMS combinados com o enriquecimento e μPADs podem ser usadas para detectar níveis baixos de E. coli, Salmonella spp. e L. monocytogenes em água agrícola. Com poucas modificações, o procedimento é portátil e capaz de ser aplicado em ambientes do campo.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Agricultural water Irrigation water, produce wash water, well water, etc.
Vinyl tubing Wilmar BN-CVT1005  1/4" inner diameter,  3/8" outer diameter, available at:  http://www.wilmar.com
Modified Moore Swab cartridge  Lumiere Diagnostics 11 ½ cm in length and 4 ½ cm in width, available at:  http://www.lumierediagnostics.com.  Alternativelly, a non-disposable version of the cartridge can be used (refer to the text)
Cheesecloth Chesapeake Wiper & Supply, Inc. CC90 Grade #90, 44 x 36 weave, available at:  www.raglady.com
Household Bleach Various Sodium hypochlorite concentration approx. 6%
Sodium thiosulphate 5-hydrate Mallinckrodt Baker Inc 8100-04
Manifold Built in-house Optional, device can be constructed from PVC pipes and appropriate fittings
Peristaltic pump Micron Meters RPP1300 Available at:  http://www.micronmeters.com
Serological pipette Various Disposable, 10 ml
Universal preenrichment broth Difco 223510
Buffered peptone water Difco 218105
Salmonella supplement Biomérieux Industry 42650 http://www.biomerieux-usa.com
VIDAS UP Listeria (LPT) Broth Biomérieux Industry 410848 http://www.biomerieux-usa.com
Vancomycin Sigma-Aldrich 861987 http://www.sigmaaldrich.com
Pipet-Aid Various Drummond DP-110 used here
Shaking incubator Various Excella E25, New Brunswick Scientific used here
Micropipette  Various 10 μl, 1 ml
Micropipette tips Various Barrier, 10 μl, 1 ml
1.5 microcentrifuge tubes Various RNase- and DNase-free
Probe sonicator Q Sonica LLC XL-2000 series
µPADs Avant  Wax printed 7 mm diameter circles, with 4 pt line thickness. Contact Dr. Charles Henry for additional information
HEPES [N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-2-ethanesulfonic acid] Sigma-Aldrich H3375
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A8022
Chlorophenol red-galactopyranoside (CPRG) Sigma-Aldrich 59767
5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-glucuronide (X-Gluc) Sigma-Aldrich B8174
5-bromo-6-chloro-3 indolylcaprylate (magenta caprylate)  Sigma-Aldrich 53451
5-Bromo-4-chloro-myo-inositol phosphate (X-InP)  Sigma-Aldrich 38896
Petri dishes, polystyrene 100 mm by 15 mm Various Sterile
Flat bed scanner Various Xerox USB scanner
ImageJ software National Institutes of Health http://rsb.info.nih.gov/ij/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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