Hybrid Microdrive system med utvinnbare opto-Silicon probe og sperrende for dual-site høy tetthet Recording i fritt bevegelige mus

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Denne protokollen beskriver konstruksjonen av en hybrid Microdrive array som tillater implantation av ni uavhengig justerbare tetrodes og en justerbar opto-sonde i to hjerneområder i fritt bevegelige mus. Likeledes bevist er en metoden for trygg komme seg og gjenbruk det opto-Silicon sonde for mangfoldig hensikt.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice. J. Vis. Exp. (150), e60028, doi:10.3791/60028 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Multi-regionale nevrale innspillinger kan gi viktig informasjon til å forstå fin tidsskala interaksjoner mellom flere hjerneområder. Men konvensjonelle Microdrive design ofte bare tillate bruk av én type elektrode til posten fra én eller flere regioner, begrenser avkastningen av én enhet eller dybde profil innspillinger. Det begrenser også ofte muligheten til å kombinere elektrode innspillinger med optogenetic verktøy for å målrette vei-og/eller celle type spesifikk aktivitet. Presentert her er en hybrid Microdrive array for fritt bevegelige mus for å optimalisere utbytte og en beskrivelse av fabrikasjon og gjenbruk av Microdrive array. Den nåværende design sysselsetter ni tetrodes og en opto-silisium sonde implantert i to forskjellige hjerneområder samtidig i fritt bevegelige mus. Den tetrodes og opto-silisium sonde er uavhengig justerbar langs dorsoventral aksen i hjernen for å maksimere utbyttet av enheten og oscillasjon aktiviteter. Dette Microdrive array også inkorporerer et oppsett for lys, formidling optogenetic manipulasjon for å undersøke den regionale-eller celle type-spesifikke tiltak og funksjoner av langtrekkende nevrale kretser. Dessuten, det opto-Silicon sonde kan trygg kommet til hektene og gjenbrukt etter hver eksperiment. Fordi Microdrive array består av 3D-trykte deler, kan utformingen av Microdrive enkelt endres for å imøtekomme ulike innstillinger. Først beskrevet er utformingen av Microdrive array og hvordan å feste den optiske fiber til en silisium sonde for optogenetics eksperimenter, etterfulgt av fabrikasjon av sperrende bunt og implantation av array i en mus hjernen. Innspillingen av lokale feltet potensialer og enhet skyter kombinert med optogenetic stimulering også demonstrere gjennomførbarhet av Microdrive array system i fritt bevegelige mus.

Introduction

Det er avgjørende å forstå hvordan neuronal aktivitet støtter kognitiv prosess, for eksempel læring og hukommelse, ved å undersøke hvordan ulike hjerneområder dynamisk samhandler med hverandre. Til belyse dynamikk av Neural aktivitet underliggende kognitive oppgaver, stor skala ekstracellulære elektrofysiologi har vært gjennomført i fritt bevegelige dyr ved hjelp av Microdrive arrays1,2,3, firetil. I de siste to ti årene har flere typer Microdrive array blitt utviklet til implantat elektroder i flere hjerneområder for rotter5,6,7,8 og mus9, 10 andre , 11 flere , 12. likevel tillater gjeldende Microdrive design generelt ikke for bruk av flere sonde typer, tvinger forskerne til å velge en enkelt elektrode type med spesifikke fordeler og begrensninger. Sperrende arrays fungerer for eksempel bra for tett befolkede områder i hjernen, slik som rygg hippocampus CA11,13, mens silisium sonder gir en bedre geometrisk profil for å studere anatomiske forbindelser14 , 15av dem.

Tetrodes og silisium sonder brukes ofte til in vivo kronisk opptak, og hver har sine egne fordeler og ulemper. Tetrodes har vist seg å ha betydelige fordeler i bedre enkelt enhet isolasjon enn enkelt elektroder16,17, i tillegg til kostnadseffektivitet og mekanisk stivhet. De gir også høyere avkastning av enkelt enhet aktiviteter når kombinert med Microdrive8,18,19,20. Det er viktig å øke antall samtidig registrert neurons for å forstå funksjonen av nevrale kretser21. For eksempel er et stort antall celler nødvendig for å undersøke små populasjoner av funksjonelt heterogene celletyper som tidsrelaterte22 eller belønning koding23 celler. Mye høyere celle tall er nødvendig for å forbedre dekoding kvaliteten på pigg sekvenser13,24,25.

Tetrodes, derimot, har en ulempe i innspillingen romlig distribuerte celler, for eksempel i cortex eller thalamus. I motsetning til tetrodes, Silicon sonder kan gi romlig distribusjon og samhandling av lokale felt potensialer (LFPs) og skyter aktiviteter innenfor en lokal struktur14,26. Multi-skaft silisium sonder ytterligere øke antall opptak nettsteder og tillate opptak over singel eller nabo strukturer27. Slike matriser er imidlertid mindre fleksible i plasseringen av elektrode områder sammenlignet med tetrodes. I tillegg er komplekse Spike sortering algoritmer som kreves i høy tetthet sonder å trekke ut informasjon om tiltak potensialer for nabokommunene kanaler å speile data ervervet av tetrodes28,29,30. Derfor er den totale avkastningen av enkeltenheter ofte mindre enn tetrodes. Videre silisium sonder er ugunstig på grunn av deres skjørhet og høye kostnader. Dermed er valget av tetrodes vs silisium sonder avhengig av målet for innspillingen, som er et spørsmål om å få en høy avkastning på single-enheter eller romlig profilering på innspillingen steder er prioritert.

I tillegg til å registrere neural aktivitet, har optogenetic manipulasjon blitt en av de kraftigere verktøy i nevrovitenskap for å undersøke hvordan spesifikke celletyper og/eller trasé bidra til neural Circuit funksjoner13,31, 32,33. Optogenetic eksperimenter krever imidlertid ekstra overveielse i Microdrive array design for å feste fiber kontakten til stimulering av lyskilder34,35,36. Ofte kobler fiber-optikk krever en relativt stor kraft, noe som kan føre til en mekanisk forskyvning av sonden i hjernen. Derfor er det ikke en triviell oppgave å kombinere en implanterbare optisk fiber til konvensjonelle Microdrive arrays.

For de ovennevnte grunner, er forskere pålagt å optimalisere valg av type elektrode eller implantatet en optisk fiber avhengig av målet for innspillingen. For eksempel tetrodes brukes til å oppnå høyere enhet yield i hippocampus1,13, mens silisium sonder brukes til å undersøke laminær dybde profil av kortikale områder, slik som den midtre entorhinal cortex (MEC)37. For tiden hadde Microdrive for simultan implantation av tetrodes og silisium sonder blitt rapportert for rotter5,11. Det er imidlertid svært utfordrende å implantatet flere tetrodes og silisium sonder i mus på grunn av vekten av Microdrive, begrenset plass på musen hodet, og romlige krav for å designe Microdrive å ansette ulike sonder. Selv om det er mulig å implantatet silisium sonder uten Microdrive, denne fremgangsmåten tillater ikke for justering av sonden og senker suksessraten av silisium-sonde utvinning12,38. Videre optogenetic eksperimenter krever flere hensyn i Microdrive array design. Denne protokollen demonstrerer hvordan man konstruerer og implantatet en Microdrive array for kronisk opptak i fritt bevegelige mus, som tillater implantation av ni uavhengig justerbare tetrodes og en justerbar opto-silisium sonde. Denne Microdrive array Letter også optogenetic eksperimenter og gjenvinning av silisium sonde.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle metodene som er beskrevet her har blitt godkjent av institusjonelle Animal Care og use Committee (IACUC) ved University of Texas Southwestern Medical Center.

1. preparater av Microdrive array deler

  1. Skriv ut Microdrive array deler ved hjelp av en 3D-skriver ved hjelp av Dental modell harpiks (figur 1a, B). Sørg for at tykkelsen på individuelle 3D-trykte lag er mindre enn 50 μm for å holde de små hullene på de trykte delene klare og levedyktige.
    Merk: Microdrive array består av fem deler (figur 1C): (1) hoveddelen av Microdrive array, som inkluderer ni Microdrive-skruer for tetrodes og en skrue for en silisium-sonde (figur 1Ca-d). Samordning av sperrende bunt og hull for opto-silisium sonde nederst avhenger av målet hjernen områdets koordinater (figur 1Cd); (2) en shuttle å feste en silisium-sonde eller optrode (figur 1Ce); (3) en sonde elektrisk connecter Mount for å holde silisium sonde connecter (figur 1Cf); (4) en fiber dobbsko holder som klemmer til sentrum del av kroppen for å hindre uønskede bevegelser av implantert opto-silisium sonde når du kobler/trekke en optisk fiber kontakt (figur 1Cg); og (5) en skjerming kjegle som gir fysisk og elektrisk skjerming til Microdrive array for stabilt opptak (figur 1Ch). Den totale vekten til den Microdrive matrisen er 5,9 g, inkludert beskyttelses membranen (tabell 1). Hvis hullene er tette i de trykte delene, borer du ut hullene ved hjelp av borkroner: #76 for de indre hullene og #68 for de ytre hullene for sperrende-Microdrive skruer, #71 for sperrende Microdrive-skrue supporter hull, og #77 for hullene for førings-innlegg på bunnen av kroppen.
  2. Innsetting av guide innlegg i Microdrive array kroppen.
    1. Skjær 2 16 mm lengder på 26-ga rustfritt stål wire. Forsiktig skjerpe wire tips ved hjelp av en roterende jeksel.
    2. Sett ledningene inn i kroppens nedre hull (figur 2a). Påfør en liten mengde Cyanoacrylate lim på bunnen av kroppen for å sikre guide innlegg.

2. opto av silisium sonde

  1. Klargjør Microdrive skruen for en silisium-sonde.
    Merk: den Microdrive skruen for silisium sonden består av en tilpasset skrue (300 μm pitch), som støtter et støtte rør, og en L-form Tube (figur 2b).
    1. Forbered mold for Microdrive hodet (figur 2C). For å konstruere mold, forberede 3D-trykt plast mønster av Microdrive (figur 2Ca). Deretter helle flytende silikon gel etter å gjøre en Temporal vegg ved å sette bånd rundt mønsteret. Fjern luftbobler ved risting forsiktig, vent til den er kurert, deretter fjerne silikon-gel mold fra mønsteret (figur 2Cb).
    2. Skjær 18 mm og 9,5 mm lengder på 23 G rustfritt wire ved hjelp av en roterende jeksel. Gjøre ujevn toppen 2 – 3 mm av ledningene med en roterende jeksel for å forbedre vedheft av Dental akryl.
    3. Ta en tilpasset skrue og påfør små mengder silisium olje for å redusere friksjonen med Dental akryl. Sett ledningene og en tilpasset-skrue til mold.
    4. Hell Dental akryl i mold ved hjelp av en sprøyte for å eliminere luftbobler rundt ledningene og skruene. Luftboble forurensning vil gjøre Microdrive skjøre. Vent til Dental akryl er fullt kurert, deretter ta av Microdrive skruer fra mold. Bøy 6 mm av den lengre tråd spissen til en 60 ° vinkel ved hjelp av en tang.
    5. Kontroller kvaliteten på de Microdrive skruene (f.eks. sprekker, luftbobler og friksjon) for å rotere skruen. Hvis det er høy friksjon, Roter skruen til de blir glatte ved hjelp av en elektrisk skrutrekker med en tilpasset fører spissen, som par med Microdrive skruen.
    6. Monter Microdrive skruen i Microdrive array kroppen for å sjekke om den beveger seg opp og ned jevnt ved å dreie skruen. Tråder for skruen opprettes automatisk når du setter skruen inn i hullet i kroppen.
  2. Forbered shuttle (figur 3Aa).
    1. Skjær to 5 mm lengder Polyetheretherketone (PEEK) slange ved hjelp av skarpe saks. Juster rørene på begge sider av transporten. Lim rørene og shuttle med epoxy.
    2. Påfør en liten mengde av silisium olje på førings stolpene. Sjekk kvaliteten på shuttle ved å sette inn på Guide innlegg av Microdrive array kroppen. Pass på at shuttle beveger seg jevnt uten overdreven friksjon.
  3. Forbered en optorode (figur 3Ab). Dette trinnet kan hoppes over hvis et optogenetic eksperiment ikke er nødvendig.
    1. Cleave den optiske fiber til 21 mm i lengde ved hjelp av en Rubin kutter. Grind fiber spissen for å gjøre spissen flat og skinnende.
    2. Plasser optisk fiber forsiktig på forsiden av silisium-sonde. Fiber spissen er plassert 200 – 300 μm over toppen av elektrode nettstedene. Hold fiber midlertidig med gjennomsiktig tape.
    3. Lim den optiske fiber til bunnen av silisium-sonde ved hjelp av liten mengde epoxy. Vent i minst 5 timer til epoxy er fullstendig kurert.
      Merk: det anbefales å feste den optiske fiber på samme side som elektroden nettsteder. Festing av fiber på baksiden kan hindre lys fra riktig belyse innspillingen nettsteder.
  4. Fest shuttle til silisium sonde (figur 3Ac): Påfør en liten mengde epoxy på baksiden av silisium-sonden base. Fest den nederste delen av shuttle til silisium-sonde base, og forsiktig holde i posisjon for 2-3 min for å unngå dannelse av et gap mellom shuttle og silisium-sonde base under første kur av epoxy. Vent i minst 5 timer til epoxy er fullstendig kurert.
  5. Sett forsiktig inn transport rørene på førings stolpene til hoveddelen under mikroskopet (figur 3b). Under denne prosedyren, hold Groove av shuttle med fin pinsett.
  6. Sett Microdrive-skruen inn i skruen hullet ved å dreie skruen. Engasjer silisium sonden og Microdrive-skruen ved å sette tuppen av L-formede ledningen inn i sporet på transporthodet (figur 3c).
  7. Fest sonden elektriske connecter holder til Microdrive array kroppen (figur 3D).
    1. Skjær to #0 skruer til 3,5 mm tråd lengde. Grind tipsene for å fjerne ujevnheter.
    2. Plasser sonden connecter holderen på kroppen. Sett den elektriske kontakten til silisium sonden inn i holderen.
    3. Sikre det Silicon sonde forbinde inne holderen benytter epoxy, og vær sikker på ikke lim den å det Microdrive oppstille kropp å regne med det det å bli frisk fremgangsmåte av det Silicon sonde. Sett inn skruene som holder sonden connecter holderen.
  8. Fest dobbsko til opto-sonden og Microdrive array kroppen (figur 3D).
    1. Klipp to #0 skruer til 6 mm tråd lengde. Grind tipsene for å fjerne ujevnheter.
    2. Grind utsiden av to #0 maskin skrue nøtter å lage små hex nøtter med 2,5-3,0 mm ytre diameter for å redusere vekt og plass.
    3. Sett skruene inn i komponent A i holderen. Lim skruen hodene ved hjelp av epoxy.
    4. Påfør små mengder silisium fett til komponent A og B for å redusere friksjon med kroppen. Sett inn komponent A i kroppen, så timelig Hold ved hjelp av inverse pinsett.
    5. Plasser komponent B på skruene til komponent A. Tråd den tilpassede nøtter inn i skruene. Bruk tang til å stramme nøtter for å sikre dobbsko holderen på kroppen.
    6. Sett fiber dobbsko inn i sporet på fiber dobbsko holderen (komponent B). Pass på at fiber dobbsko stikker 4 – 5 mm ut fra holderen.
    7. Påfør liten mengde epoxy mellom dobbsko og holderen Groove. Vent til epoxy er fullstendig kurert og kontroller at dobbsko ikke beveger seg. Kontroller at dobbsko holder for jevn bevegelse ved å løsne på mutrene før du vrir på Microdrive-skruen.
    8. Kontroller arbeids avstanden til proben. Sørg for at sonden spissen helt trekkes inn i kroppen når dobbsko-holderen er på øverste posisjon mens shuttle rørene er fortsatt forbundet med guide-innlegg. Den maksimale arbeids avstanden bestemmes av lengden på silikon sonden og målet hjernen regionen.
    9. Hvis Microdrive-skruen er løs, Påfør liten mengde Dental akryl rundt skruen for å legge til flere tråder for støtte. Når den er kurert, roterer du skruen for å kontrollere tetthet og stabilitet.

3. sperrende forberedelse

Merk: denne fremgangsmåten ligner på tidligere publiserte artikler8,19,20,39.

  1. Klargjør Microdrive skruene for sperrende. Microdrive for en sperrende består av en spesialtilpasset skrue og en 23 G-slange (fig. 2b). Denne fremgangsmåten ligner på avsnitt 2,1.
  2. Lag en bunt av 30 G rustfritt stål slange som har en 5,5 mil wire innsiden. I dette tilfellet ble det brukt totalt 9 30 G-slange (åtte opptaks tetrodes og en referanse elektrode).
  3. Tråd 30 G bunt fra bunnen av driv legemet, og fest dem med 20 G tynne vegger slange til hoveddelen. Trim bunnen av bunten med en roterende jeksel for å gjøre spissen jevn og flush. Trim øverste delen av de 30 G rør med en roterende jeksel slik at de 30 G røret stikker ut ca 0,5 mm fra hoveddelen.
  4. Last 5,5 mil Polyimide isolerende rør inn i 30 G-slangen. Forbered sperrende ledninger og laste dem inn i en 32-kanals elektrisk grensesnitt bord (EIB). Kontroller elektrisk tilkobling med impedans tester før endelig presisjon kuttet.
  5. Lavere elektrodespissen impedans til 250-350 kΩ med gull plating løsning. Fiks alle tetrodes med superlim.
  6. Fyll overdreven avstand mellom Polyimide rør og sperrende med mineralolje for tetting og smøring. Før jordledningen til EIB.
    Merk: Hvis det er nødvendig, kan den optiske fiber integreres langs sperrende ledninger12.

4. feste dekk membranen

  1. Paint sølv ledende skjerming maling på innsiden av trykt kjegle. Plasser den Microdrive matrisen inne i membranen (figur 3e).
  2. Skjær to #0 skruer til 3,5 mm tråd lengde. Fest skruene fra utsiden av membranen for å holde Microdrive array på plass.
  3. Påfør sølv maling rundt skruen hodet for å elektrisk koble skjerming membran med elektrisk bakken. Kontroller den elektriske tilkoblingen mellom jordledning og kjegle. Påfør en liten mengde epoxy mellom Microdrive array kropp og skjerming kjegle å sikkert feste kroppen.
    Merk: en annen måte å forberede skjerming membranen er å bruke aluminiumstape40 (figur 3F). Først forberede mønsteret papir for skjerming kjegle etter stikker aluminiumsfolie til papiret (figur 3Fa). Deretter ruller papiret og fest den til Microdrive kroppen ved hjelp av en liten mengde Cyanoacrylate lim (figur 3Fb). Vekten av denne membranen er 0,72 g og totalvekt av Microdrive array er redusert til 4,7 g (tabell 1).

5. implantat kirurgi

Merk: denne fremgangsmåten er endret fra tidligere utgitte artikler18,39,41 for implantation på to sider. Sørg for at vekten av dyret er over 25 g for Microdrive implantatet for raskere utvinning etter operasjonen.

  1. Forberedelse
    1. For å forberede en bakken skrue, feste sølv wire til en hodeskalle skrue og påfør sølv maling. Deretter fester en gull PIN til motsatt side av ledningen ved hjelp av sølv maling.
    2. Klargjør stasjonen Holding adapter for å holde Microdrive array til en stereotactic enhet. Fest en mannlig connecter til et rustfritt håndtak ved hjelp av epoxy. Pass på at justeringen av connecter og rustfritt håndtak er rett.
    3. I tilfelle at histologiske bekreftelse er nødvendig etter opptak, Påfør di-I til tetrodes eller baksiden av silisium-sonde38.
    4. Senk silisium-sonde ned for å være ønsket dybde. Løsne nøtter av dobbsko holderen ved hjelp av tang, Senk silisium-sonde (opto-silisium sonde) ved å vri på silisium-sonde ' s Microdrive-skrue, og fest deretter nøtter for å sikre dobbsko holderen. Når implanting tetrodes i hippocampus område CA1 og en silisium-sonde i MEC, er avstanden mellom sperrende kanyle og silisium-sonde er 3 – 4 mm.
  2. Angi anesthetized mus (0,8% – 1,5% isoflurane) i en stereotaxic enhet. Den anestesi tilstand av musen er bekreftet ved fravær av toe-klype refleks. Påfør klar salve på øynene for å hindre tørking. Dekk øynene med et stykke folie for å beskytte mot sterk kirurgisk lys eksponering.
  3. Desinfisere musen hodebunnen med jod og isopropanol etter barbering pelsen. Lag en 1.5-2,0 cm snitt i hodebunnen ved hjelp av standard kirurgisk saks, og fjern vevet over skallen ved hjelp av bomullspinner etter subkutant påføring av lidokain.
  4. Rett inn muse hodet med stereotaxic verktøyet. Kontroller at Høydeforskjellen mellom bregma og lambda er mindre enn 100 μm. Bestem kraniotomi plassering ved hjelp av en Atlas og merke disse stedene med en sterilisert blyant.
  5. Anchor hodeskallen skruer (0,8 mm diameter, 0,200 mm tråd pitch) ved å rotere dem 1,5 svinger (0,3 mm) på skallen, ved hjelp av kirurgisk pinsett og en skrutrekker etter boring 8-11 hull i skallen ved hjelp av 0,5 mm Drill bit.
    NB: 2 – 4 hull i frontal skallen, 2 – 3 hull i hver side av parietal skallen, og 1 – 2 hull i interparietal skallen foreslås.
  6. Fest jord skruen til hullet ved å dreie den en sving (0,2 mm) etter å ha boret et hull i interparietal benet. Sørg for at dette hullet ikke trenge gjennom benet inn i hjernen saken; Hvis ikke, vil lillehjernen signaler forurense opptaket. Kontroller at impedans er mindre enn 20 kΩ på 1 kHz mellom bakken skruen og skallen skruer ved hjelp av en impedans meter.
    Merk: større impedans vil føre til innføringen av bevegelses artefakter under opptak.
  7. Utfør kraniotomi på de markerte stedene. Den Dura kan stå intakt i mus.
  8. Koble den mannlige PIN av bakken skruen og Microdrive array ' s Ground kontakt. Kontroller tilkoblingen ved hjelp av impedans måleren ved å måle mellom bakken skrue og skjerming.
  9. Sett Microdrive array til kortet, sette den til stereotaxic enheten, og langsomt senke silisium sonden til ønsket dybde. Sørg for at sperrende bunter er plassert over hjernens overflate, men fortsatt inne i Microdrive array når silisium sonden er satt inn i hjernen (figur 4a).
  10. Påfør silisium fett forsiktig for å forsegle området av silisium sonden og sperrende bunt (figur 4b). Sett en liten mengde av silisium fett på tuppen av en 20 G nål og påfør fett rundt sonder ved hjelp av nålen. Gjenta til silisium fett helt dekker området rundt sonden slik at Dental akryl ikke flyter på eller under elektrodene/sonder. Vær forsiktig så du ikke la fettet berøre elektroden steder, ellers vil det dramatisk øke impedans på innspillingen nettsteder.
  11. Påfør Dental akryl å fikse Microdrive array til forankring skruer i skallen.
    Merk: det anbefales å bruke dental akryl i tre lag for å unngå overdreven varme som produseres under herding av akryl.
  12. Fjern adapteren fra Microdrive array nøye. Injiser 1 mL PBS subkutant for å forhindre dehydrering. Injiser 5 mg/kg meloksikam subkutant som smertestillende behandling.
  13. Dekk til silisium-sonde kontakten med et stykke tape for å hindre at smuss kommer inn i de elektriske tilkoblingene. Dekk Microdrive array ved hjelp av en plast para fin film og tape den på plass.
  14. Administrering av passende smertestillende behandling i 3 dager (f.eks. subkutan injeksjoner av 2 mg/kg meloksikam en gang per dag). Tillat 3 – 5 dager for gjenoppretting før du starter sperrende justeringen. Den implantert mus etter utvinning perioden er vist i figur 4c.

6. utvinne silisium-sonde (figur 4D)

  1. Injiser ketamin (75 mg/kg) og deksmedetomidin (1 mg/kg) anestesi intraperitonealt og bekreftet fravær av tå-klype refleks. Fest anesthetized musen ved direkte perfusing 4% paraformaldehyde gjennom hjertet ved hjelp av en hette. Kirurgiske metoder for gnagere er beskrevet tidligere42.
  2. Løsne mutrene på dobbsko holderen ved hjelp av en plier. Så, forsiktig bevege den å overdelen av kroppen av dreier det innstillings skruen å fullt ut tilbakekalle det Silicon-sonde i retning innenfor av det Microdrive oppstille kropp. Fest mutrene for å holde sonden i øverste posisjon.
  3. Ta musen hjernen ut fra bunnen av sprengning skallen fra siden. Microdrive array er nå adskilt fra dyret.
  4. Fjern den L-formede Microdrive som driver silisium proben. Løsne og ta ut nøtter av dobbsko holderen ved hjelp av tang. Ta ut komponenten A av dobbsko holderen.
  5. Skru ut kontakt braketten til proben og løsne den fra driv kroppen. Kontroller at sonde kontakt braketten kan komme ut av Microdrive.
  6. Hold den øverste delen av shuttle med pinsett, deretter forsiktig skyver silisium-sonde forsamlingen ut fra Microdrive array.
  7. Rengjør sonden spissen med kontakt linse renere (først med enzym, deretter 3% hydrogen peroxide) i minst 1 dag. Tørk forsiktig av elektrodespissen ved hjelp av isopropanol pads under mikroskopet. Hold sonden i en statisk fri oppbevaringsboks.
    Merk: transport-og sonde feste braketten forblir festet til silisium sonden og kan gjenbrukes i neste implantation.
    Merk: noen silisium sonder er ikke utholdelig med hydrogenperoksid. I dette tilfellet, bruk kontakt linse løsningen som bare inneholder proteolytiske enzym.
  8. For å gjenbruke den Microdrive array kroppen for neste kirurgi, fjerne Dental akryl ved hjelp av en kombinasjon av fine-tip øvelser og knipetang. Deretter gjenopprette skallen-skruer ved å senke fjernet Dental akryl i aceton. Merk at aceton vil oppløse plastdeler av Microdrive array.
  9. Fjern epoxy mellom Microdrive kropp og skjerming kjegle ved hjelp av en skalpell.
    Merk: ingen ekstra deler må skrives ut igjen for neste operasjon hvis Microdrive ikke er brutt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den Microdrive array ble bygget i løpet av 5 dager. Tidslinjen for Microdrive forberedelser er beskrevet i tabell 2. Ved hjelp av denne Microdrive, ni tetrodes og en silisium sonde ble implantert i hippocampus CA1 og MEC av musen [21 uke gammel/29 g kroppsvekt mannlig pOxr1-grobunn (C57BL/6 bakgrunn)], henholdsvis. Denne transgene musen uttrykker grobunn i MEC lag III pyramideformet neurons. Musen ble injisert med 200 nL av AAV5-DIO-ChR2-YFP (titer: 7,7 x 1012 GC/ml) i MEC 10 uker før elektrode implantatet. LFPs ble registrert ved hjelp av et low-pass filter (1-500 Hz), og skyter enheter ble oppdaget ved hjelp av et high-pass filter (0,8-5 kHz). Lys stimulering (λ = 450 nm) ble utført ved hjelp av en 1 MS pulsbredde på 10,6 mW intensitet målt på slutten av fiber kontakten. Referanse elektroden for sperrende innspillingen ble plassert i den hvite materie ved hjelp av en dedikert sperrende wire. Referansen til silisium sonde innspillingen ble satt som den øverste kanalen i sonden.

Etter sperrende justeringen ble atferds ytelsen testet på et lineært spor (figur 5a) og i et åpent felt (figur 5B). I begge eksperimentene utforsket musen fritt for ~ 30 min (figur 5AA, b, c; Figur 5Ba, b, c). Elektrofysiologisk signalene ble registrert uten alvorlig bevegelses relatert støy gjennom hele opptaks økten (figur 5Ad, e; Figur 5 BD, e). Deretter ble lys stimulering utført ved MEC å stimulere MEC lag III neurons at prosjektet til CA143 (figur 6a). Spontane skyter aktiviteter (figur 6b, C) og LFPs (figur 6D) ble tatt opp fra tetrodes og silisium sonden når musen sov. LFPs registrert i tetrodes viste store ringvirkninger aktiviteter, noe som tyder på at alle tetrodes var plassert i nærheten av CA1 pyramideformet celle laget. Lys-indusert responsive aktiviteter ble først observert i MEC, etterfulgt av i CA1 med 13-18 MS latency (figur 6e).

Figure 1
Figur 1: oversikt over Microdrive matrise. (A) et skjelett syn på Microdrive array, fra sperrende side (A) og silisium-sonde side (b). (B) et reelt bilde av den lastede Microdrive array, sett fra sperrende IDen (A) og fra silisium-sonde side (B). Den Microdrive array er plassert på jig scenen i panelet (b). (C) individuelle 3D-trykte Microdrive array deler. (a-d) Den Microdrive array kroppen, sett fra fire forskjellige vinkler (a: sperrende sidevisning; b: silisium-sonde sidevisning; c: Top View; d: bunn visning). En forstørret visning av den stiplede linjen i panelet (c) vises i figur 2a. (e) shuttle, som holder og tillater justering av silisium-sonde. En silisium sonde er festet på den stiplede linjen i panelet (e). (f) sonden-connecter holderen, som har en 32-kanals silisium-sonde connecter. (g) fiber dobbsko holder, som har en optisk fiber dobbsko for å hindre fra bevegelsen av sonden når du kobler/trekke ut fiber kontakten med lyskilden. Denne delen består av to komponenter: [panel (g) og komponenter A og B]. (h) den trykte skjerming membran, som gir fysisk og elektrisk skjerming når malt med ledende materiale. Membran vinduet tillater muligheten til å se innsiden av strukturen under Microdrive array forberedelse, som til slutt dekkes av et stykke tape eller 3D-trykt materiale. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: utarbeidelse av guide-innlegg og Microdrive skruer på hoveddelen. (A) guide etter tilberedning. (a) forstørret visning av Microdrive array kroppen vist i figur 1Cc. (b) guide etter innsetting i hullene i kroppen. (B) Microdrive. (a) Microdrive-skruen for en silisium-sonde, som består av en 300 μm pitch tilpasset skrue, støtte tube, og L-form tube. (b) Microdrive-skruen for en sperrende, som består av en 160 μm pitch tilpasset skrue og 30 G rustfritt styre rør. (C) fabrikasjon av den øverste delen av Microdrive-skruer: (a) utarbeidelse av 3D-trykte mønstre av anti-mold for Microdrive-skruen. Bildet viser et mønster for silisium-sonde Microdrive-skruen. (b) mold laget ved hjelp av anti-mold mønster (a) og silisium-gummi materiale. Montert Microdrive-skruer er produsert ved å sette inn tilpassede-skruer og ledninger/rør, og helle Dental akryl i hver brønn. Innfelt: forstørret visning av brønnene i mold. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: Microdrive array-samlingen. (A) utarbeidelse av en opto-silisium sonde. (a) festing av to plast førings rør til transporten. (b) liming av den optiske fiber til silisium-sonde. (c) feste shuttle til opto-silisium sonde. I dette bildet er den nederste delen av shuttle (stiplet linje) festet til silisium-sonden base [baksiden av (b)]. Shuttle og silisium sonde skaftet skal være parallelt. (B) lasting av opto til den Microdrive array-enheten i førings innlegg. (C) relativ plassering av silisium-sonden Microdrive når sonden er helt trukket inn i kroppen (a) og når den plasseres på laveste i driv legemet (b). L-form wire er satt inn i sporet på shuttle. (D) en eksplodert visning av fiber dobbsko holderen og sonde kontakt braketten. (E) skjerming membran vedlagt. Det ledende materialet er malt på innsiden av membranen. (F) alternativ skjerming med papir og aluminiumstape. (a) et mønster papir. (b) en vedlagt alternativ skjerming membran, som reduserer 1,1 g av vekt i forhold til 3D-trykt versjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Bilde 4: tetting av sonder under operasjonen og gjenvinning av silisium sonden. (A) Microdrive array og musen skallen etter kraniotomi, før påføring silisium-fett. Den silisium-sonde er satt inn ca 2mm i hjernen på denne tiden. (B) påføring av silisium-fett rundt silisium-sonde og sperrende bunter for å beskytte sonder fra dental akryl. (C) den kronisk implantert mus etter utvinning perioden, når musen går (a), grooming (b), og når den er koblet til opptaks kabelen med mot balansering skivene system (C). (D) den gjenopprettede silisium sonden, før (a) og etter (b) nedsenking i rengjøringsløsningen. Biologisk vev i (a) fjernes etter rengjøringsprosessen (b). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 5
Figur 5: eksempler på samtidige sperrende/silisium-sonde-opptak i HIPPOCAMPUS CA1 og midtre entorhinal cortex (MEC) fra den oppførte musen. (A) innspilling på det lineære sporet. (a) det lineære sporet som brukes for recoding. (b) baner av musen leting etter ~ 30 min på banen. (c) atferds resultater på det lineære sporet. (d-e) Representative LFP innspillinger fra sperrende (d) og silisium-sonde (e). (B) opptak i det åpne feltet. (a) det åpne felt kammeret som brukes for recoding. (b) baner av musen leting etter ~ 30 min i kammeret. (c) atferds ytelse i det åpne feltet. (d, e) Representative LFP innspillinger fra sperrende (d) og silisium-sonde (e). LED er festet til hode forsterkeren for å registrere posisjonene til musen. Det lineære sporet og det åpne felt kammeret er forbundet med det elektriske underlaget for å redusere elektrostatisk støy. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 6
Figur 6: representative resultater av samtidige innspillinger i CA1 og MEC og optogenetic stimulering. (A) uttrykk for AAV5-DIO-CHR2-YFP etter 4 ukers injeksjon. MEC Layer III pyramideformet neurons som projisere deres axons fra rygg MEC til rygg CA1. Stiplede linjer: Ori, stratum Oriens; snuse, stratum pyramidale; rad, stratum radiatum; mol, stratum lacunosum moleculare. (B) representativ innspilling fra en av tetrodes. (a) 2D-klynge projeksjoner av pigger innspilt fra sperrende. (b) eksempler på gjennomsnittlig pigg bølgeform av tre klynger, som indikeres av stiplede linjer i (a). (C) representant pigg opptak fra en av de silisium-sonde elektroden nettsteder. (a) 2D-klynge projeksjoner av topp hovedkomponenter. (b) eksempler på gjennomsnittlig pigg bølgeform av tre klynger. Innsamlings klynger (rosa og grønt) skilles fra støy klynger (blå). Den klynger i (B, C) er beregnet ved hjelp KlustaKwik programvare. (D) spor av spontane LFPs samtidig innspilt fra TETRODES i CA1 (a) og silisium SONDE i MEC (b). Svarte piler angir sperrende som vises i (B) og et elektrode område for silisium sonde som vises i (C). (E) LFP respons på pulserende optisk stimulering (10,6 MW, 1 MS; fylt rød pil spiss) fra TETRODES i CA1 (a) og silisium SONDE i MEC (b). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

gram/en Nummer sum [gram]
hoveddelen 1,25 1 1,25
Shuttle 0,04 1 0,04
sonde connecter montere 0,19 1 0,19
fiber dobbsko holder 0,1 1 0,1
skjerming membran 1,82 1 1,82 (0,72) *
ledende lim 0,2 1 0,2
maskin skrue (#00, 2 mm), for å holde EIB 0,05 2 0,1
maskin skrue (#0-80, 3,5 mm) 0,06 4 0,24
maskin skrue (#0-80, 6mm) 0,09 2 0,18
mutter 0,03 2 0,06
Microdrive (Sperrende) 0,05 9 0,45
Microdrive (silisium sonde) 0,29 1 0,29
silisium sonde 0,28 1 0,28
elektrisk grensesnitt bord 0,6 1 0,6
Totalt 5,8 (4,7) *

Tabell 1: individuell vekt av hver Microdrive array del. Den totale vekten av Microdrive array var 5,9 g etter innfesting av beskyttende kjegle med epoxy (* i tilfelle av å bruke en alternativ skjerming kjegle ved hjelp av en papir og aluminiumstape).

Prosedyrer Tid
Microdrive forberedelse
3D-deler utskrift 1 dag
optrode forberedelse
Forbered mold for Microdrive hodet 1 dag *
Microdrive hodet forberedelse 3 timer med
Feste en optisk fiber 3 timer med
Koble til en shuttle 3 timer med
sperrende forberedelse
Forbered mold for Microdrive hodet 1 dag *
Microdrive hoder forberedelse 3 timer med
Legge i sperrende ledninger 1 dag
Festing av dekk membranen
Maleri skjerming maling over natten
Feste til Microdrive kroppen 3 timer med
* Denne prosedyren kan gjennomføres parallelt

Tabell 2: tidslinjen for Microdrive forberedelser. 3D-deler utskrift, venter på herding av silikon gummi/Dental akryl/epoxy, og lasting av sperrende ledninger ta mesteparten av tiden av Microdrive array forberedelse, totalt 4-5 dager.

Tilleggsfiler: Tilleggsfilene inkluderer 3D-modell data av fem Microdrive deler i både. sldprt og. STL-format. De opprinnelige 3D-modellfiler ble opprettet med programvaren Solidworks2003. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Protokollen demonstrerer hvordan å konstruere og implantat en hybrid Microdrive array som gjør opptak av nevrale aktiviteter fra to hjernen områder ved hjelp av uavhengige justerbare tetrodes og en silisium-sonde i fritt oppfører mus. Det demonstrerer også optogenetic eksperimenter og utvinning av silisium sonden etter eksperimenter. Mens justerbar silisium sonde33 eller opto-silisium sonde36 implantation er påvist tidligere i mus, har denne protokollen klare fordeler i den samtidige sperrende array og opto-silisium-sonde for å gi fleksibel valg av implantert sonde typer. Typen implantert sonde kan byttes ut avhengig av formålet med eksperimentet, for eksempel fler skaft sonder27,44 eller Ultra-Density Neuropixels21,45. Koordineringen og vinkelen på implantation7 kan enkelt endres ved utforming av 3D-objekter etter behov. For eksempel er dual-site eller til og med trippel-site innspilling mulig under lærings oppgaver på tvers av minne-relaterte hjernen strukturer, for eksempel hippocampus46, entorhinal cortex47, prefrontal cortex48, amygdala49, og cingulum cortex50.

Det er flere kritiske prosedyrer for vellykket implantat og opptak. På grunn av skjørhet av silisium-baserte sonder, eventuelle mekaniske vibrasjoner eller virkninger på Microdrive array bør minimeres under montering. For eksempel bør åpne tette hull med en drill være ferdig før du legger silisium sonden inn i Microdrive array. Det bør også understrekes å nøye kontrollere bakken tilkobling i hvert trinn under Microdrive array konstruksjon og implantat kirurgi for å sikre stabilitet av de innspilte data. En ustabil eller høy impedans tilkobling til bakken forårsake tung støy og bevegelse relaterte gjenstander under innspillingen økten. For stabile innspillinger, anbefales det å vente 1-2 uker etter operasjonen for å unngå elektrode drift fordi hjernevevet er negativt påvirket av implantatet kirurgi. Imidlertid gjenoppretter signalkvaliteten på silisium sonden etter 1-2 uker fra kirurgiske traumer basert på tidligere erfaringer. Det anbefales å bruke single-boliger for å hindre skade på implantert Microdrive array av andre mus. For optogenetic eksperimentet, er det viktig å merke seg at de fleste silisium-sonder indusere Foto-artefakter som svar på lys-stimuleringer51, mens andre er designet for å minimere Foto-artefakter52 (det er Foto-gjenstand redusert silisium-sonder som er kommersielt tilgjengelig).

Vekten av Microdrive array (5,9 g) er tyngre enn de typiske Microdrive som er beskrevet i tidligere artikler12,53, hovedsakelig på grunn av Microdrive array organ (~ 21% av den totale vekten), skjerming kjegle (~ 31%), og metalldeler (skruer og nøtter: ~ 22%). Det anbefales å bruke mus med vekter på over 25 g (~ 2-3 måneder gammel for C57BL/6 mus54,55) for implantat kirurgi, fordi mus med tilstrekkelig kroppsvekt har en tendens til å komme seg tidligere. Av denne grunn kan dette Microdrive array ikke være den beste løsningen for juvenile mus. Mens enheter som er 5%-10% av musen er kroppsvekt er ofte guidet å bli tolerert for implantater12,56 (selv om det er ingen støtte publiserte data for denne57), denne Microdrive array veier ~ 24% av kroppsvekt av 25 g mus (~ 19% ved bruk av alternativ membran beskrevet nedenfor).

Imidlertid var implantert voksen mus i stand til å fritt flytte rundt og hoppe rundt i hjemmet bur. Mus implantert med en lignende Microdrive array vekt (~ 4,5 g) har tidligere vist å utføre atferdsdata oppgave (lineær labyrint oppgave) selv under mat begrensning13,17. Ulempen med vekt er ikke et problem under innspillingen, som en motvekt balansering system18,34,58 eller headpost system59 vil støtte Microdrive array. I tillegg kan den totale vekten av Microdrive array reduseres ved å senke høyden eller redusere tykkelsen på skjerming kjegle og endre design for å utnytte mindre skruer.

Ved hjelp av gjeldende 3D-utskrift materiale, kan tykkelsen på skjerming membranen reduseres til ~ 0,3 mm (fra den nåværende tykkelsen på ~ 0,6 mm). Membranen høyden kan reduseres ~ 5 mm så lenge sperrende ledningene kan fortsatt være dekket. Eksponering av sperrende ledninger vil resultere i brudd på ledningene og svikt i det langsiktige opptaket. Alternativt kan utarbeidelse av skjerming kjegle ved hjelp av papir og aluminium tape redusere membran vekten til ~ 0,7 g (~ 15% av totalvekt, redusert 20% fra den totale vekten av den opprinnelige Microdrive array); Selv om disse er en hestekreftene med den fysiske styrken. Dessuten, nummeret av det Microdrive (aktuelle skjerme kjegle: 4,2 x 4,0 x 2,6 cm = større akse x mindre akse x høyde) kan en hindring å næringen og vann adgang hvis de er forsynt fra overdelen av det dyr bur. Så lenge de er gitt på buret gulvet eller fra sideveggen, gjør Microdrive ikke forstyrrer naturlig oppførsel av mus, som å spise, drikke, grooming, oppdrett, eller hekkende60.

I konklusjonen, gir denne Microdrive protokollen forskere med fleksible valg for opptak fra flere hjerneområder i fritt bevegelige mus for å forstå dynamikken og funksjonene til lang-alt nevrale kretser.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet delvis av Japan Society for fremme av science Overseas Research stipend (HO), utrustet Scholar program (TK), Human Frontier Science program (TK), Brain Research Foundation (TK), fakultet vitenskap og teknologi oppkjøp og Bevaring program (TK), Brain & Behavior Research Foundation (TK), og av The Sumitomo Foundation Research Grant (JY), NARSAD unge etterforsker Research Grant (JY). Vi takker W. merker for verdifulle kommentarer og forslag under utarbeidelsen av manuskriptet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#00-90 screw J.I. Morris #00-90-1/8 EIB screws
#0-80 nut Small Parts B00DGB7CT2 brass nut for holding fiber ferrule holder
#0-80 screw Small Parts B000FMZ57G brass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone
22 Ga polyetheretherketone tubes Small Parts SLPT-22-24 for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter
23 Ga stainless tubing Small Parts HTX-23R for tetrode
23 Ga stainless wire Small Parts HTX-23R-24-10 for L-shape/support wire
26 Ga stainless wire Small Parts GWX-0200 for guide-posts
30 Ga stainless wire Small Parts HTX-30R for tetrode
3-D CAD software package Dassault Systèmes SolidWorks 2003
3D printer FormLab Form2
5.5mil polyimide insulating tubes HPC Medical 72113900001-012
aluminum foil tape Tyco Tyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tape for the alternative shielding cone
conductive paste YSHIELD HSF54 for shielding cone
customized screws for silicon-probe microdrive AMT UNM1.25-HalfMoon half-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 µm thread pitch
customized screws for tetrode microdrive AMT Yamamoto_0000-160_9mm slotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 µm thread pitch, custom-made to order for our design
dental acrylic Stoelting 51459
dental model resin FormLab RS-F2-DMBE-02
Dremel rotary tool Dremel model 800 a grinder
drill bit Fine Science Tool 19007-05
electric interface board Neuralynx EIB-36-Narrow
epoxy Devcon GLU-735.90 5 minutes epoxy
eye ointment Dechra Puralube Ophthalmic Ointment to prevent mice eyes from drying during surgery
fiber polishing sheet Thorlabs LFG5P for polishing the optical fiber
fine tweezers Protech International 15-368 for loading/recovering the silicon probe
gold pins Neuralynx EIB Pins Small
ground wire A-M Systems 781500 0.010 inch bare silver wire
headstage preamp Neuralynx HS-36
impedance meter BAK electronics Model IMP-2 1 kHz testing frequency
mineral oil ZONA 36-105 for lubricating screws and wires
optical fiber Doric MFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
Recording system Neuralynx Digital Lynx 4SX
ruby fiber scribe Thorlabs S90R for cleaving the optical fiber
silicon grease Fine Science Tool 29051-45
silicon probe Neuronexus A1x32-Edge-5mm-20-177 Fig. 3, 4A, 4B, 5
silicon probe Neuronexus A1x32-6mm-50-177 Fig. 4C
silicon probe washing solution Alcon AL10078844 contact lens cleaner
silicone lubber Smooth-On Dragon Skin 10 FAST for preparation of microdrive mold
silver paint GC electronic 22-023 silver print II coating, used for ground wires
skull screw Otto Frei 2647-10AC 0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch
standard surgical scissors ROBOZ RS-5880
stereotaxic apparatus Kopf Model 942
super glue Loctite LOC230992 for applying to guide-posts
surgical tweezers ROBOZ RS-5135
Tetrode Twister Jun Yamamoto TT-01
tetrode wires Sandvik PX000004

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261, (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16, (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117, (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35, (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13, (4), 046018 (2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162, (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5, (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34, (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187, (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113, (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96, (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84, (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93, (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119, (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63, (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100, (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551, (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321, (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99, (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63, (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21 (2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64, (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90, (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19, (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18, (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19, (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14, (3), 031001 (2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11, (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157, (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5, (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8 (2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7, (1), 2773 (2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30, (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91, (91), e51675 (2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178, (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334, (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31, (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3, (12), e402 (2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86, (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356, (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93, (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304, (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3, (1), 015002 (2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49, (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64, (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28, (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L. Jr, Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22, (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37, (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155, (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869 (2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics