Summary
这项工作提出了一种内皮到间充质转化诱导的纤维化的动物模型，如先天性心脏缺陷，如严重主动脉瓣狭窄或左心发育不良综合征，可以进行详细的组织学组织评估、调节信号通路的鉴定和治疗方案的测试。
Abstract
心内膜弹性纤维增生症 （EFE） 定义为心内膜下组织积聚，对左心室 （LV） 的发育有重大影响，并排除先天性危重主动脉瓣狭窄和左心发育不良综合征 （HLHS） 患者进行根治性解剖双心室手术修复。手术切除是目前唯一可用的治疗选择，但 EFE 经常复发，有时甚至伴有更浸润的生长模式进入邻近心肌。
为了更好地了解 EFE 的潜在机制并探索治疗策略，开发了一种适合临床前测试的动物模型。动物模型考虑到 EFE 是一种未成熟心脏的疾病，并且与血流障碍有关，这得到了临床观察的支持。因此，新生大鼠供体心脏的异位心脏移植是该模型的基础。
将新生大鼠心脏移植到青春期大鼠的腹部，并与受体的肾下主动脉和下腔静脉相连。虽然冠状动脉的灌注保留了供体心脏的活力，但左心室内的血流停滞会诱导非常不成熟的心脏的 EFE 生长。EFE 形成的潜在机制是心内膜内皮细胞向间充质细胞 （EndMT） 的转变，这是瓣膜和隔膜早期胚胎发育的良好机制，也是心力衰竭纤维化的主要原因。移植后几天内可以宏观观察EFE的形成。经腹超声心动图用于监测移植物的活力、收缩力和吻合口的通畅性。安乐死后，采集 EFE 组织，其组织病理学特征与 HLHS 患者的人类 EFE 组织相同。
这种 体内 模型允许研究心脏中EFE发育的机制，并测试治疗方案以防止这种病理性组织形成，并为EndMT诱导的纤维化提供更普遍的检查机会。
Introduction
心内膜弹性纤维增生症 （EFE） 定义为心内膜下组织中胶原和弹性纤维的积聚，表现为珍珠状或不透明的心内膜增厚;EFE 在胎儿期和婴儿早期经历最活跃的生长1.在一项尸检研究中，70% 的左心发育不良综合征 （HLHS） 病例与 EFE2 的存在有关。
表达成纤维细胞标志物的细胞是 EFE 中的主要细胞群，但这些细胞也同时表达心内膜内皮标志物，这是这些 EFE 细胞起源的迹象。我们小组先前确定，EFE 形成的潜在机制涉及心内膜内皮细胞通过内皮间充质转化 （EndMT）3 向成纤维细胞的表型变化。EndMT 可以使用免疫组化双染色检测内皮标志物，例如分化簇 （CD） 31 或血管内皮 （VE）-钙粘蛋白 （CD144） 和成纤维细胞标志物（例如 α-平滑肌肌动蛋白、α-SMA）。此外，我们之前还通过激活转录因子 SLUG、SNAIL 和 TWIST3 确定了 TGF-ß 通路在此过程中的调节作用。
EndMT 是胚胎心脏发育过程中发生的生理过程，导致心内膜垫形成隔膜和瓣膜4，但它也会导致心力衰竭、肾纤维化或癌症的器官纤维化，并在血管动脉粥样硬化中起关键作用 5,6,7,8。心脏纤维化中的 EndMT 主要通过 TGF-β 通路调节，正如我们和其他人报道的那样 3,9.已描述各种刺激诱发 EndMT：炎症 10、缺氧 11、机械改变12 和血流障碍，包括腔内血流改变13，EndMT 也可能是遗传疾病的结果14。
该动物模型是使用心脏 EFE 发育的关键组成部分开发的，这些组成部分是腔内血流的不成熟和改变，特别是血流停滞。通过使用新生大鼠心脏作为供体来实现不成熟，因为已知新生大鼠在出生后立即发育不成熟。异位心脏移植提供了腔内血流限制15。
从临床角度来看，该动物模型可以更好地研究EndMT对左心室（LV）生长的影响。通过 EndMT 诱导的 EFE 形成对胎儿和新生儿心脏施加的生长限制16 排除了患有左心室流出道梗阻 （LVOTO） 的患者，例如先天性严重主动脉瓣狭窄和左心发育不良综合征 （HLHS） 的治愈性解剖学双心室手术修复17。该动物模型有助于通过EndMT研究细胞机制和组织形成的调节，并允许测试药物治疗方案3,18。
经腹超声心动图用于监测移植物的活力、收缩力和吻合口的通畅性。安乐死后，可以在移植后 3 天内宏观观察 EFE 的形成。EFE 组织显示出与 LVOTO 患者的人 EFE 组织相同的组织病理学特征。
因此，这种动物模型虽然是为HLHS谱系中的儿科使用而开发的，但可以应用于基于EndMT分子机制的各种疾病。
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Protocol
所有动物程序均按照国家研究委员会进行。2011. 实验动物护理和使用指南：第八版。动物方案由波士顿儿童医院的机构动物护理和使用委员会审查和批准。
手术前，将所有手术器械进行蒸汽高压灭菌，并制备终浓度为22 mmol/L KCl的改良Krebs-Henseleit缓冲液作为心脏麻痹溶液（表1）。将溶液过滤灭菌并在4°C下储存过夜。异位新生大鼠心脏移植手术需要手术显微镜（12.5x）。
1.准备和麻醉
- 使用体重约为150g（5-6周龄）的雄性/雌性Lewis大鼠作为受体。
- 首先，用剃须刀慷慨地剃掉老鼠的腹部。
- 将大鼠放入异氟烷室中，并用2%异氟烷以2L / min打开氧气流量，直到动物被适当镇静但仍自主呼吸。腹膜内注射 45 mg/kg 氯胺酮和 5 mg/kg 甲苯噻嗪，以及 300 U/kg 肝素。通过脚趾捏试验确认麻醉是否正确。
注意：通过触诊胸部仔细监测自主呼吸和心率，以确保整个过程中稳定的血流动力学状态。 - 插管时，将大鼠放在斜架上（图1），用绳子固定门牙，并将头部朝向外科医生。
- 将颈部外侧的灯放在声带区域，用两根手指抓住舌头，然后轻轻向上和向左推动，为插管提供最佳视野。使用18 G，2套管用于100-150 g大鼠。用胶带固定气管插管。
注意：建议使用放大倍率为 3.5 倍的手术耳罩进行插管。 - 将插管插管连接到小动物呼吸机上，并根据动物大小根据制造商的说明调整设置。
注意：对 150 g 大鼠使用以下设置：体积模式;呼吸频率，55/min;潮气量，1.3 mL 50 % I/E 比，但可以根据需要适当调整。确保适当的双侧和平等的胸部运动，并通过呼吸机以 0.5%-2% 的浓度连续给予异氟醚。 - 将大鼠放在加热垫上（以保持正常体温），仰卧位，尾巴朝向外科医生。用betadine溶液和70%乙醇交替对腹部进行消毒三次。施用眼部润滑剂，并用无菌手术布覆盖大鼠，使腹部暴露在外。
2.受者大鼠新生供体心脏的手术准备及异位移植
- 使用 15 刀片手术刀进行中线剖腹手术，切开皮肤，用剪刀打开前腹壁，然后用棉尖涂抹器钝暴露腹膜后腹主动脉和下腔静脉 （IVC）。
- 活动肠道（包括降结肠），并将它们朝向右上腹。用温热的盐水浸泡的纱布覆盖肠道。使用牵开器确保IVC和腹主动脉的最佳暴露。
- 对肾下IVC和腹主动脉向分叉处进行钝性解剖。用 10-0 尼龙缝合线结扎所有肾下分支动脉和静脉（例如肠系膜下动脉和淋巴结动脉）。
注意：这些侧枝的解剖结构存在很大差异。在没有其他血流动力学监测的情况下，目视监测主动脉的脉搏和心率。通过脚趾捏试验每 15 分钟评估一次适当的麻醉深度。相应地调整异氟烷浓度。 - 从新生大鼠身上采集供体心脏后，在无菌条件下将切除的心脏在含有Krebs-Henseleit缓冲液的手术盆中输送到手术区域。用冰冷的心脏麻痹溶液间歇性地冲洗供体心脏。
注意：当有第二位外科医生可用时，心脏应同时准备，因为第二位外科医生会减少受体动物的总麻醉时间和供体心脏的缺血时间。当没有第二位外科医生时，用温盐水覆盖接受者的腹部，并在收获过程中监测动物。 - 将四个小的无创伤血管钳夹应用于肾下主动脉和IVC的远端和近端节段。如果需要，用 7-0 丝线缝合线暂时闭塞不利的肾血管，并在手术后松开缝合线。将 10-0 尼龙缝合线垂直放置在主动脉前壁上，以方便主动脉切开术。用微剪刀轻轻拉动缝合线，用两个小的水平切口（楔形）进行主动脉切开术。
注意：要去除任何血凝块，建议用肝素盐水冲洗主动脉腔。 - 将供体心脏放在主动脉的左侧（从动物的角度），并用缝合线将受体的肾下主动脉和供体的升主动脉首尾固定在主动脉切开术的 12 点钟和 6 点钟位置。继续在 3 点钟和 9 点钟位置进行第三次和第四次缝合，在第三次缝合后轻轻地将心脏翻转到主动脉右侧。通过在每个间隙添加一到两条缝合线来完成动脉吻合。
注意：在进行吻合时，应注意避免用镊子接触供体的升主动脉或受体的腹主动脉，以避免组织损伤。 - 逆时针旋转大鼠，头部朝向外科医生的左手。将供体的主动脉移至腹主动脉的左侧，以使IVC获得最佳视野。
- 在主动脉吻合口稍近端的IVC上进行静脉切开术，使用11刀片进行穿刺，并使用微型剪刀根据供体肺干的直径进行适当的大小调整。再次，用肝素化盐水冲洗腔内腔。
- 从受体的 IVC 和供体肺干之间的静脉吻合开始，最好方法是在血管后壁上放置中断的 11-0 尼龙缝合线，从 12 点钟和 6 点钟位置开始（与 IVC 相关），然后在前壁上放置连续的 11-0 尼龙缝合线（从 6 点钟方向到 12 点钟位置）。
- 用可吸收明胶海绵的小条覆盖吻合口，并从远端开始移除微血管夹。使用棉头涂抹器轻轻压缩海绵以获得最佳止血效果。
- 观察移植物的冠状动脉血管在远端微血管钳夹松开时充盈，并确保近端钳夹松开时供体心脏立即开始跳动。
注意：根据修改后的斯坦福评分19 ，可以在术中对移植物的活力进行 0 到 4 分的评分，以确认足够的移植物功能。 - 将肠道放回腹部，确保不扭曲动脉和静脉吻合口。
- 在动物完全麻醉以确定术后镇痛的同时，皮下给予美洛昔康（1mg / kg）和ethiqa XR（0.65mg / kg）。然后，用连续的 5-0 可吸收 vicryl 缝合线闭合腹壁，然后用皮内 6-0 可吸收 vicryl 缝合线闭合皮肤。
注意： 表 2 中提供了有关常见故障和故障排除的指南。
3. 新生儿供体心脏的采集
- 将新生供体大鼠置于充有异氟烷（2%）的腔室中用于镇静。腹膜内给予氯胺酮 （75 mg/kg） 和甲苯噻嗪 （5 mg/kg） 以及肝素 （300 U/kg）。
- 通过捏脚趾确认麻醉深度，并将大鼠置于仰卧位，尾巴朝向您。用倍他丁和70%乙醇交替消毒整个胸壁和腹壁三次。用无菌手术布覆盖大鼠。
- 使用 12.5 倍手术显微镜，首先在木脑肌上使用 15 刀片手术刀进行水平切口，然后用剪刀横向切开垂直切口，直至两侧的腋窝，从而切除整个前胸壁。然后可以通过继续在颈部下方的另一个水平切口来切除前胸壁。
- 用剪刀解剖IVC、左右上腔静脉和肺血管，然后用7-0丝线缝合并结扎所有血管。用 30 G 针刺穿 IVC 并用镊子轻轻向下推隔膜，将 3 mL 冰冷、高钾改良的 Krebs-Henseleit 溶液施用到右心房。
- 用剪刀剪开 IVC、SVC、肺血管和主动脉。尽可能横断肺动脉和头臂干远端的主动脉，以确保使用 11 刀片手术刀的适当长度。
- 用微剪刀分离肺干和升主动脉，并使用 3 mL 注射器用冰冷的心脏麻痹溶液冲洗心脏。
4. 受体的恢复和移植物监测
- 手术后，给大鼠足够的时间醒来，这通常发生在15分钟的时间窗口内，并让它在加热垫上恢复。
注意：由于感染风险非常低，并且为了不损害实验模型，因此不需要抗生素，并且对食物或水没有限制。 - 移植后，每天通过触诊移植心脏来监测移植功能，但考虑到由于肠道覆盖，有时难以评估。
注意：腹部超声心动图可以更准确地测量移植物的活力。对于超声心动图，用通过鼻锥吸入的异氟醚（1-2%）稍微镇静大鼠，并将其放置在加热垫上。超声心动图通常在术后第 1 天 （POD） 第 1 天、第 7 天和第 14 天进行。为了评估心率和收缩力，可以很容易地获得长轴和短轴视图（图2A，B）。为了评估吻合口，使用多普勒超声心动图（图3A），并确认EFE组织的形成，如左心室内的回声明亮心内膜层（图3B，C）。
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Representative Results
移植物存活率和跳动
在这项工作中，在移除所有夹子后目视评估移植物的活力，并允许在开腹观察移植物的情况下进行大约 10-15 分钟的再灌注时间。手术结束时的视觉评估以及 POD 1、POD 7 和 POD 14 的超声心动图使用相同的评分系统客观地验证移植物活力。
0 = 无器官功能;1=（静止）器官功能，只有最小的收缩;2 = 器官功能弱或部分;3 = 收缩率或强度降低，但器官功能均匀;4 = 最佳心房和心室收缩（120-160 次/分钟）。3 或 4 分被评为成功。腹部供体移植物的触诊评估用于监测超声心动图评估时间点之间的移植物活力。
死亡率和移植物存活率成功率
该手术于 2022 年 10 月至 2022 年 12 月期间引入研究中心的新手术团队，在此期间，研究中心进行了 19 例新生儿异位大鼠心脏移植。即刻手术存活率为79%，移植物存活率（显示有活力、跳动的供体心脏）为84%。程序特征如 表3所示。
在 12 只幸存的动物中，2 只在 2 周研究终点之前需要安乐死，1 只由于肠梗阻 （n = 1），另一只由于止痛药无法缓解的疼痛 （n = 1），2 只在手术后 1 周设计安乐死。
在三只大鼠中，在术后即刻视觉分级和 POD 1 超声心动图评估之间，应用的改良斯坦福评分从 3 增加到 4。在 14 天终点的 8 只存活大鼠中，超声心动图的改良斯坦福评分为 7 只动物 4 分和 1 只动物 3 分。在该系列研究中，最常见的死亡原因是由于心脏非常不成熟而导致失血过多，因此，用于吻合或麻醉时间过长的供体血管脆弱。
EFE 组织的组织学评估
在受体大鼠的CO2安乐死后，在无菌制剂下进行重新剖腹手术。将供体移植物切除并立即置于冰上的生理盐水溶液中进行进一步处理。在右心室和左心室的心室水平切除水平切片，置于最佳切割温度 （OCT） 包埋介质中，并在液氮中冷冻（图 4A）。所有其他组织用液氮快速冷冻，并储存在-80°C冰箱中进行进一步分析。使用倒置显微镜获取图像（图4B-D）。
使用 4'，6-二脒基-2-苯基吲哚 （DAPI）（蓝色）、VE-钙粘蛋白作为内皮标志物（红色）和 α-SMA 作为成纤维细胞标志物（绿色）进行免疫组织化学染色作为鉴定 EndMT 的金标准。磷酸化的 SMAD 蛋白和转录因子 SLUG/SNAIL 也在 EFE 组织中染色（图 5A-E）3,20。
图 1：用于插管的倾斜架子。 将大鼠仰卧，门牙用绳子固定，头部朝向外科医生。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：左心室的超声心动图长轴视图 。 （A） 天然大鼠心脏表明舒张期充盈正常。（B） 左心室内血流停滞的供体移植物。 舒张期容积负荷减少。缩写：LV=左心室;MV = 二尖瓣;LVOT = 左心室流出道。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 3：吻合术和 EFE 评估。 （A） 超声心动图彩色多普勒研究显示动脉未闭（红色箭头）和静脉（蓝色箭头）吻合。（B，C）：左心室腔内回声明亮的心内膜表面，指示 EFE（白色箭头）。缩写：LV=左心室;EFE = 心内膜弹性纤维增生症。请点击这里查看此图的较大版本.
图 4：宏观和微观组织评估 。 （A） 通过左心室和左心室的中心室横截面。白色箭头指向 EFE 组织。（B） 苏木精-伊红，（C） Masson 三色 （MTS） 和 （D） Elastin van Gieson （EVG） 染色。大放大倍率表明 EFE 组织（黑色箭头）含有大量有组织的胶原蛋白（MTS 为蓝色）和弹性蛋白纤维（EVG 为黑色）。缩写：LV=左心室;RV = 右心室;EFE = 心内膜弹性纤维增生症。 请点击这里查看此图的较大版本.
图5：组织学和免疫组织学图像的比较。 （A）苏木精-伊红染色。（B-E）免疫组化染色;EFE 组织对 （B，C） VE-钙粘蛋白和 α-SMA、（D） CD31 和磷酸化 SMAD2/SMAD3（与用蓝色 DAPI 染色的细胞核共定位）和 （E） CD31 和 SLUG/SNAIL（与用蓝色 DAPI 染色的细胞核共定位）进行双重染色，指示 EndMT，如白色箭头所示。缩写：LV=左心室;EFE = 心内膜弹性纤维增生症;EndMT = 内皮到间充质转化。请点击这里查看此图的较大版本.
| 1升灭菌蒸馏水 | |
| 氯化钠 | 118毫摩尔/升 |
| 氯化钾 | 22毫摩尔/升 |
| KH2PO4 | 1.2毫摩尔/升 |
| 硫酸镁4 | 1.2毫摩尔/升 |
| 氢氧化钠3 | 25毫摩尔/升 |
| 葡萄糖 | 11毫摩尔/升 |
| 氯化钙2 | 2.5毫摩尔/升 |
表 1：改良的 Krebs-Henseleit 缓冲液的组成。 制备高钾（22mmol/L KCl）心脏麻痹溶液，过滤灭菌，并在4°C下储存过夜。
| 常见故障和故障排除 | ||
| 移植物不开始跳动/松开夹子后冠状动脉不充盈 | 在动脉吻合术中检查血栓形成 | |
| 检查缺血时间（=总停止时间）（不应超过 100 分钟） | ||
| 醒来时间长或大鼠手术后不醒来 | 在手术期间监测脉搏强度和频率，如果血流动力学较弱，应减少异氟烷吸入 | |
| 术后即刻肠活肿或坏死怀疑术中血流动力学降低，这通常是由于麻醉时间过长 | ||
| 剖腹手术后血流动力学减弱 | 调整异氟醚流量以进行麻醉 | |
| 评估气管插管和适当的胸部运动：单侧气管插管、气胸、气管腔阻塞是开始时常见的失败。 | ||
| 老鼠醒来但在前 24 小时内死亡 | 手术期间大量失血 | |
| 如果在腹部尸检时发现血量增加，很可能是由于吻合失败 | ||
表 2：常见故障和故障排除。 对不成功的手术进行彻底的监测和重新评估对于在该模型中实现高存活率至关重要。
| 受体大鼠体重（克），中位数 [IQR] | 150 [50] |
| 捐献者年龄（天数），中位数 [IQR] | 3 [1] |
| 供体体重（克），中位数 [IQR] | 9 [2] |
| 移植物缺血时间（分钟），中位数 [IQR] | 100 [25] |
| 术后成功率，n | 16/19 （=84%） |
表 3：程序特征。 受体和供体选择、移植物缺血时间和存活率。缩写：IQR = 四分位距。
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Discussion
这种将新生供体大鼠心脏异位移植到受体腹部的动物模型为通过详细的组织学组织评估、确定调节信号通路和测试治疗方案来研究 EndMT 衍生的纤维化创造了可能性。由于EndMT是心脏纤维化疾病的潜在机制，因此该模型在小儿心脏外科及其他领域具有重要价值。在此模型中，许多因素会对手术结果产生负面影响。因此，正确处理由于供体心脏不成熟而导致的非常脆弱的组织，在麻醉期间正确处理动物以及高水平的显微外科技能是该模型成功的基本要求。在进行这些实验时，应使用最佳的技术设置，包括手术显微镜、小动物呼吸机和显微手术器械。虽然不是必需的，但对心率或体温的基本监测可能是有益的，特别是对于没有经验的外科医生，以监测血液动力学和麻醉深度。
需要记住的重要手术方面包括新生儿供体心脏的不成熟，这使得组织非常脆弱，并使升主动脉和肺干容易撕裂。因此，任何处理都应非常小心。由于用于吻合的血管较小，建议进行动脉吻合术，缝合中断，并用肝素盐水间歇性冲洗吻合部位，这有助于避免血栓形成。需要选择适当年龄的新生大鼠，以克服使用太不成熟的心脏的问题，因此极易发生吻合破裂。另一方面，在大约 7 天的一定年龄后，EndMT 不能再在该动物模型15 中可重复显示。
EndMT 已被确定为各种心脏纤维化和动脉粥样硬化的核心机制，但由于缺乏体内模型8，研究受到阻碍。EndMT研究领域的主要发展仅限于细胞培养模型，这些模型具有固有的局限性3,8,9。此外，对心内膜内皮细胞的研究更加有限。作为替代方案，冠状动脉内皮细胞通常用作替代品，因为据报道它们部分起源于心内膜细胞21。因此，该动物模型不仅可以用于心脏纤维化，还可以用于研究动脉粥样硬化中血流诱导的EndMT的重要病理机制。对于先天性心脏病，我们已经在我们的大鼠模型中展示了通过 EndMT 重现从健康心内膜到 EFE 组织的转变的能力，其 EFE 在结构上类似于人类 EFE 组织。关于 EFE 组织内间充质细胞的细胞起源存在一些争议。Clark 等人 22 报告说，心外膜细胞有助于 EFE，但我们的数据表明，大多数 EFE 组织是通过经历 EndMT3 的心内膜内皮细胞获得的。目前正在进行单细胞水平的实验，以确定EFE组织的细胞来源。
通过这种体内模型，可以研究EndMT的调控途径。不平衡，特别是 TGF-ß 通路的增加和骨形态发生蛋白 （BMP） 信号传导受损，已被证明在表达调节 EndMT 的转录因子的心内膜细胞中起主要作用。另外，锯齿状/NOTCH 信号转导和 Wnt/ß-连环蛋白也被报道诱导 EndMT 3,23。TGF-ß 通路通过 SMAD 蛋白诱导 SLUG、SNAIL 和 TWIST 等转录因子的激活，从而调节 EndMT20,24。在这个动物模型中，我们已经能够概括这些机制，这些机制已通过免疫组织化学染色得到证实。
在该动物模型中，EndMT 诱导的纤维化的刺激因素是不成熟和流动停滞，而其他模型旨在通过基因修饰、高血压或饮食限制来诱导 EndMT 9,25。与其他物种相比，新生大鼠在出生时非常不成熟，因此，它们特别容易发生EndMT。
我们和其他人已经使用小鼠通过转基因谱系追踪更好地研究 EFE 的起源，但需要讨论一些局限性 3,22。首先，由于模型的复杂性，与大鼠相比，小鼠的死亡率更高，并且 EFE 的表现更具异质性;因此，RAT模型更可靠，可重复性更高。超声心动图测量对于评估整个研究期间的移植功能至关重要，我们已经表明，通过这些测量，以及评估吻合口的搏动性和通畅性，也可以研究移植物功能和收缩力。随着经验的积累，可以在大鼠模型中对移植心脏进行更高级的分析，例如左心室的应变分析。目前尚不清楚是否可以在啮齿动物以外的大型动物中诱发相同的病理生理状况，这需要进一步研究。
总之，该儿科动物模型模拟了EndMT的人类疾病，可用于确定EndMT的调节并研究抑制这种病理过程的药物干预。
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Disclosures
没有。
Acknowledgments
这项研究由 Additional Ventures - 单心室研究基金 （SVRF） 和单心室扩展基金（至 I.F.）以及 OeAD-GmbH 的 Marietta Blau 奖学金资助，该奖学金来自奥地利联邦教育、科学和研究部 BMBWFC（至 G.G.）。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Advanced Ventilator System For Rodents, SAR-1000 | CWE, Inc. | 12-03100 | small animal ventilator |
| aSMA | Sigma | A2547 | Antibody for Immunohistochemistry |
| Axio observer Z1 | Carl Zeiss | inverted microscope | |
| Betadine Solution | Avrio Health L.P. | 367618150092 | |
| CD31 | Invitrogen | MA1-80069 | Antibody for Immunohistochemistry |
| DAPI | Invitrogen | D1306 | Antibody for Immunohistochemistry |
| DemeLON Nylon black 10-0 | DemeTECH | NL76100065F0P | 10-0 Nylon suture |
| ETFE IV Catheter, 18G x 2 | TERUMO SURFLO | SR-OX1851CA | intubation cannula |
| Micro Clip 8mm | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-6471 | microvascular clamps |
| Nylon black monofilament 11-0 | SURGICAL SPECIALTIES CORP | AA0130 | 11-0 Nylon |
| O.C.T. Compound | Tissue-Tek | 4583 | Embedding medium for frozen tissue specimen |
| p-SMAD2/3 | Invitrogen | PA5-110155 | Antibody for Immunohistochemistry |
| Rodent, Tilting WorkStand | Hallowell EMC. | 000A3467 | oblique shelf for intubation |
| Silk Sutures, Non-absorbable, 7-0 | Braintree Scientific | NC9201231 | Silk suture |
| Slug/Snail | Abcam | ab180714 | Antibody for Immunohistochemistry |
| Undyed Coated Vicryl 5-0 P-3 18" | Ethicon | J493G | 5-0 Vicryl |
| Undyed Coated Vicryl 6-0 P-3 18" | Ethicon | J492G | 6-0 Vicryl |
| VE-Cadherin | Abcam | ab231227 | Antibody for Immunohistochemistry |
| Zeiss OPMI 6-SFR | Zeiss | Surgical microscope | |
| Zen, Blue Edition, 3.6 | Zen | inverted microscope software |
References
- Lurie, P. R.
- Crucean, A., et al. Re-evaluation of hypoplastic left heart syndrome from a developmental and morphological perspective. Orphanet Journal of Rare Diseases. 12 (1), 138 (2017).
- Xu, X., et al. Endocardial fibroelastosis is caused by aberrant endothelial to mesenchymal transition. Circulation Research. 116 (5), 857-866 (2015).
- Eisenberg, L. M., Markwald, R. R. Molecular regulation of atrioventricular valvuloseptal morphogenesis. Circulation Research. 77 (1), 1-6 (1995).
- Illigens, B. M., et al. Vascular endothelial growth factor prevents endothelial-to-mesenchymal transition in hypertrophy. Annals of Thoracic Surgery. 104 (3), 932-939 (2017).
- Zeisberg, E. M., Potenta, S. E., Sugimoto, H., Zeisberg, M., Kalluri, R. Fibroblasts in kidney fibrosis emerge via endothelial-to-mesenchymal transition. Journal of the American Society of Nephrology. 19 (12), 2282-2287 (2008).
- Zeisberg, E. M., Potenta, S., Xie, L., Zeisberg, M., Kalluri, R. Discovery of endothelial to mesenchymal transition as a source for carcinoma-associated fibroblasts. Cancer Research. 67 (21), 10123-10128 (2007).
- Souilhol, C., Harmsen, M. C., Evans, P. C., Krenning, G.
- Zeisberg, E. M., et al. Endothelial-to-mesenchymal transition contributes to cardiac fibrosis. Nature Medicine. 13 (8), 952-961 (2007).
- Rieder, F., et al. Inflammation-induced endothelial-to-mesenchymal transition: A novel mechanism of intestinal fibrosis. American Journal of Pathology. 179 (5), 2660-2673 (2011).
- Johnson, F. R. Anoxia as a cause of endocardial fibroelastosis in infancy. AMA Archives of Pathology. 54 (3), 237-247 (1952).
- Shimada, S., et al. Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome. Biomedical Research. 2015, 462-469 (2015).
- Weixler, V., et al. Flow disturbances and the development of endocardial fibroelastosis. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (2), 637-646 (2020).
- Purevjav, E., et al. Nebulette mutations are associated with dilated cardiomyopathy and endocardial fibroelastosis. Journal of the American College of Cardiology. 56 (18), 1493-1502 (2010).
- Friehs, I., et al. An animal model of endocardial fibroelastosis. Journal of Surgical Research. 182 (1), 94-100 (2013).
- Emani, S. M., et al. Staged left ventricular recruitment after single-ventricle palliation in patients with borderline left heart hypoplasia. Journal of the American College of Cardiology. 60 (19), 1966-1974 (2012).
- Hickey, E. J., et al. Critical left ventricular outflow tract obstruction: The disproportionate impact of biventricular repair in borderline cases. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 134 (6), 1429-1436 (2007).
- Oh, N. A., et al. Abnormal flow conditions promote endocardial fibroelastosis via endothelial-to-mesenchymal transition, which is responsive to losartan treatment. JACC: Basic to Translational Science. 6 (12), 984-999 (2021).
- Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
- Kokudo, T., et al. Snail is required for TGFbeta-induced endothelial-mesenchymal transition of embryonic stem cell-derived endothelial cells. Journal of Cell Science. 121 (20), 3317-3324 (2008).
- Wu, B., et al. Endocardial cells form the coronary arteries by angiogenesis through myocardial-endocardial VEGF signaling. Cell. 151 (5), 1083-1096 (2012).
- Clark, E. S., et al. A mouse model of endocardial fibroelastosis. Cardiovascular Pathology. 24 (6), 388-394 (2015).
- Kovacic, J. C., et al. Endothelial to mesenchymal transition in cardiovascular disease: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 73 (2), 190-209 (2019).
- Derynck, R., Zhang, Y. E. Smad-dependent and Smad-independent pathways in TGF-beta family signalling. Nature. 425 (6958), 577-584 (2003).
- Daugherty, A., et al. Recommendation on design, execution, and reporting of animal atherosclerosis studies: A scientific statement from the American Heart Association. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (9), e131-e157 (2017).
