Summary
Certaines souches de souris sont capables de résister à l'induction de l'encéphalomyélite allergique expérimentale (EAE) de myéline de base des protéines. Décrit ici est un protocole de vaccination simple qui renverse l'insensibilité et induit la maladie paralytique dans plusieurs types de souris EAE taches résistantes.
Abstract
Auto-immune expérimentale (EAE) est une maladie inflammatoire du système nerveux central (SNC) et a été utilisé comme modèle animal pour l'étude de la maladie démyélinisante humaine, la sclérose en plaques (MS). EAE est caractérisée par une infiltration pathologique de cellules mononucléaires dans le SNC et par la manifestation clinique de la maladie paralytique. Similaire à MS, EAE est également sous contrôle génétique en ce que certaines souches de souris sont sensibles à induction de la maladie tandis que d'autres sont résistantes. En règle générale, C57BL / 6 (H-2 b) les souris immunisées avec la protéine basique de la myéline (MBP) ne parviennent pas à développer des signes de paralysie. Cette absence de réaction n'est certainement pas due à des défauts de traitement de l'antigène ou la présentation des antigènes de la MBP, comme un protocole expérimental décrit ici a été utilisé pour induire l'EAE sévère souris C57BL / 6 ainsi que d'autres souches de souris résistantes réputés. En outre, des clones de lymphocytes T encéphalitogènes de C57BL / 6 et souris Balb / c réactives à la MBP avait été le succèsentièrement isolée et propagée.
Le protocole expérimental consiste à utiliser un système de transfert cellulaire adoptive dans laquelle MBP-apprêté (200 pg / souris) C57BL / 6 cellules du donneur de ganglions lymphatiques sont isolées et cultivées pendant cinq jours avec l'antigène d'élargir le pool de cellules T spécifiques de MBP-. À la fin de la période de culture, 50 millions de cellules viables sont transférés dans naïfs syngéniques bénéficiaires à travers la veine de la queue. Souris receveuses ainsi traités ne développent pas normalement EAE, réaffirmant ainsi leur statut résistant, et ils peuvent rester indéfiniment normale. Dix jours de transfert cellulaire post, les souris receveuses sont mis au défi avec adjuvant complet de Freund (CFA)-émulsionnée MBP dans quatre sites dans les flancs. EAE sévère commence à se développer chez ces souris de dix à quatorze jours après la provocation. Les résultats ont montré que l'induction de la maladie était spécifique antigénique comme un défi avec des antigènes non pertinents n'a pas induit de signes cliniques de la maladie. De manière significative, un titrage de la dose d'antigène utilisé pourcontester les souris receveuses ont montré qu'il pourrait être aussi bas que 5 ug / souris. En outre, une étude cinétique de la date de stimulation antigénique a montré que défi pour provoquer la maladie a été efficace dès le 5 défi jours après antigénique et aussi longtemps que plus de 445 jours antigénique défi poste. Ces données démontrent clairement le point à l'implication d'un "longue durée de vie" population de cellules T dans le maintien de non-réponse. L'implication des cellules T régulatrices (Treg) dans ce système n'est pas défini.
Protocol
1. Préparation CFA émulsionné Antigène
- Dissoudre Guinée porc MBP (préparée selon le procédé de Swanborg1 et stocké sous forme lyophilisée à 4 ° C) dans une solution tampon phosphate (PBS) à une concentration de 2 mg / ml. Si peptides synthétisés MBP (MBP 60-80, SHHAARTTHYGSLPQKSQR) 2 sont utilisés, préparer une solution de 2 mg / ml. Dresser une quantité appropriée de solution d'antigène (0,1 ml par souris de se faire vacciner) dans une seringue en verre avec embout luer-lok.
- Dessiner un volume de adjuvant complet de Freund H37Ra (0,1% en poids) (CFA, Difco Laboratories) égale à la solution d'antigène dans une autre seringue en verre équipé avec embout luer-lok.
- Connectez les deux seringues en verre avec un robinet à trois voies. Mélanger la solution MBP avec la CFA en poussant les pistons avant et en arrière. Gardez le mouvement jusqu'à ce qu'une émulsion se forme.
- Pour tester si une émulsion se forme, appuyez sur la totalité du mélange dans une seringue. Déconnecter la seringue vide, retirez til le piston un peu en arrière et de décharger une goutte de l'émulsion résiduelle dans un bécher d'eau propre à température ambiante. Si la chute de émulsion reste intacte sur la surface de l'eau, on forme une émulsion. Si la baisse émulsion se disperse, reconnecter les seringues et de continuer le mouvement de mélange.
- Utilisez une seringue en plastique de 1 mL pour le processus de vaccination pour assurer la livraison d'une dose précise de l'antigène. À transférer l'émulsion antigène à la seringue en plastique, retirer le piston et insérer la seringue en plastique vide dans l'ouverture de robinet à trois voies, où la seringue a été déconnecté de verre précédente selon la 1,4.
- Remplir la seringue en plastique à la jante en poussant le piston de la seringue en verre. Insérez le piston de la seringue en plastique en arrière et repousser émulsion en excès jusqu'à atteindre la marque de 1,2 mL sur la seringue en plastique. Cette manœuvre assure qu'aucune bulle d'air est emprisonné à l'intérieur de la seringue en plastique.
- Retirez la seringue en plastique de la robinet à trois voies. Attach une aiguille de calibre 26 # à la seringue en plastique. Poussez le piston à la marque 1 mL de telle sorte que l'émulsion remplit maintenant le volume de vide de l'aiguille.
2. L'immunisation des souris donneuses
Remarque: Des souris femelles C57BL / 6 sont typiquement injectés avec l'émulsion d'antigène dans les quatre sites dans les flancs, en suivant les méthodes conçues à l'origine par le groupe de McFarlin 3 à la National Institutes of Health. Pour un enquêteur expérimenté, une personne peut accomplir la tâche ensemble. Pour les débutants, l'aide peut être sollicitée afin qu'une personne détient la souris et l'autre personne ne l'injection. Sinon, la souris peut être anesthésié pour l'injection.
- Maintenez la souris fermement par la peau du cou et de retenir la queue entre les doigts e 4 e et 5 telles que le thorax et l'abdomen sont facilement accessibles.
- Placez l'aiguille de la seringue de 1 ml en plastique sur un site dans le thorax légèrement au-dessus de l'aisselle droite (de la moutiliser) et d'injecter 0,05 ml de l'émulsion d'antigène par voie sous cutanée. Un renflement peu de blanchâtre CFA peut être vu à travers la peau pâle. Répétez la même chose pour le site dans le thorax légèrement au-dessus de l'aisselle gauche.
- Relâchez la queue et prendre la main sur le pied droit (de la souris), tournez et maintenez-le entre le 4 e et 5 e doigts. Recherchez sur le site juste en dessous de l'affaire nervure dans le flanc droit et d'injecter 0,05 ml de l'émulsion d'antigène.
- Relâchez le pied droit, tourner à la souris dans l'autre sens et maintenez le pied gauche (de la souris) entre le 4 e et 5 e doigts. Recherchez sur le site juste en dessous de l'affaire nervure dans le flanc gauche et injecter 0,05 ml de l'émulsion d'antigène.
- Modification d'une aiguille neuve après l'injection de 10 souris, ou si l'aiguille s'émousse.
3. Isolement des cellules ganglionnaires de la culture tissulaire de 7 à 10 jours après la vaccination
- Sept à 10 jours après l'immunisation, les souris sacrifieret enlever les ganglions lymphatiques drainant. La méthode préférée de l'euthanasie est par inhalation de CO 2. Après le sacrifice, poser la souris sur le dos sur une planche à dissection avec les membres étirés et fixé à la carte avec des épingles. Les souris sont mouillées avec une pulvérisation d'éthanol à 70%.
- Coupez une fente dans la peau longitudinalement dans le milieu de l'extrémité inférieure de l'abdomen jusqu'au menton avec des ciseaux stériles et des pinces.
- Couper la peau de l'abdomen de la zone de l'aine vers le bas pour chaque jambe. Peler et cerner la peau, ce qui expose les ganglions inguinaux.
- Couper la peau le long de la forelimbs (gauche et droite) afin que la peau peut être décollée et clouée au sol pour exposer les ganglions lymphatiques axillaires près des aisselles.
- Avec deux paires de pinces qui travaillent ensemble, se détacher des tissus conjonctifs couvrant et autour des ganglions inguinaux. Lorsque les tissus conjonctifs sont effacés, placer une paire de pince sous le nœud lymphatique et se détache de l'organisme. Placez leganglions lymphatiques dans un plat de 35 mm de Petri remplie de PBS stérile.
- Retirez les tissus conjonctifs qui couvrent les deux ganglions lymphatiques axillaires en utilisant deux paires de pinces. Isoler les ganglions lymphatiques et les placer dans la boîte de Petri. Soyez très prudent pour ne pas casser les vaisseaux sanguins qui traversent la région comme des saignements de permettre d'identifier les ganglions lymphatiques très difficile.
- Après tous les ganglions lymphatiques sont collectées, déplacez la boîte de Petri à une hotte de biosécurité. Pause et taquiner les ganglions lymphatiques à part avec les deux paires de pinces, de rectification l'un contre l'autre. En variante, les ganglions lymphatiques peut être rompu en utilisant l'extrémité plate du piston d'une seringue en plastique 3 ml appui contre les ganglions lymphatiques sur le fond de la boîte de Petri.
- Passez la suspension lymphatique taquiné noeud de cellules à travers une maille de nylon pour enlever les membranes et les débris.
- Faire remonter la suspension de cellules du ganglion à 50 mL en utilisant PBS stérile. Centrifuger à 1000 tours par minute pendant 10 minutes. Reprendre le culot dans un milieu de culture. Faites une viable cell compte et ajuster la concentration de 4 x 10 6 cellules / ml. UseRPMI 1640 supplémenté avec 10% sérum de veau foetal, 2 mM de L-glutamine, 1 mM pyruvate de sodium MEM, 0,1 mM MEM non-acides aminés essentiels, 100 U / ml de pénicilline, 100 pg / mL de streptomycine, 10 mM de tampon Hepes et 5 x 10 -5 M de 2-ME. Préchauffer la culture avant la remise en suspension des cellules.
- Culture des cellules dans des plaques de culture de 24 puits avec un volume de 2 ml par puits (concentration cellulaire finale 8 x 10 6 cellules / puits). Ajouter l'antigène dans chaque puits à une concentration finale de 100 pg / mL. Placez la plaque de culture dans un incubateur à 37 ° C avec 5% de CO 2. Incuber les cellules pendant 5 jours.
4. La récolte de culture des cellules de ganglions lymphatiques 5 jours après le début des cultures
- Mélanger les cellules dans chaque puits par aspiration et refoulement avec une pipette Pasteur ou une pipette en verre de faible volume. Récolter les cellules à un tube de centrifugation de 50 ml.
- Centrifuger les cellules à 1000 rpm pendant 10 minutes. Resussuspendre l'culot cellulaire dans un petit volume de PBS.
- Compter les cellules et ajuster la concentration de cellules viables à 2,5 x 10 8 cellules / ml avec du PBS stérile. Dessinez les cellules dans une seringue munie d'une aiguille de calibre 26 #.
- Placez une lampe chauffante sur la cage des souris receveuses pour aider dilater la veine de la queue.
- Utilisation d'un support de souris, étendre la queue de la souris à travers la fente dans le support. Tirez d'étendre la queue. Localisez la veine.
- Injecter 0,2 ml / souris de la suspension cellulaire, ce qui équivaut 5 x 10 7 cellules.
5. Défi antigénique des souris receveuses 20 Transfert Jours cellulaire et le développement post symptômes de la maladie
- Souris receveuses Défi ne montre aucun signe de maladie avec l'antigène. Les procédures sont les mêmes que l'article 2 sur les «Immunisation des souris donneuses".
- Observer le développement de la maladie paralytique 7 à 10 jours après une stimulation antigénique.
- Maladie débute par une faiblesse dans la queue. La maladie est classée comme unelorsque la queue devient flasque. La maladie est classée comme 2 lorsque la souris est paralysé dans une patte arrière. La maladie est classée 3 lorsque les deux membres postérieurs sont paralysés et la souris entraîne deux membres postérieurs lors de l'exploration de l'avant. La maladie est classée 4 lorsque la souris perd l'usage des deux pattes avant, laissant la souris totalement immobile. La maladie est classée 5 lorsque la souris est moribonde et le corps se recroqueville. La mort est marqué comme la 6e année la maladie 4.
- MBP-spécifique EAE induite chez des souris C57BL / 6 après ce protocole est monophasique. Les souris peuvent se remettre de la maladie, mais ne subissent pas de rechutes spontanées.
6. Les résultats représentatifs
Souris qui ont reçu amorcée et dans les cellules du donneur in vitro-expansées ganglions lymphatiques n'ont pas développé de symptômes de la maladie EAE, ce qui reflète leur résistance à induction de la maladie. Toutefois, une maladie grave au point après une stimulation antigénique (Tableau I), ce qui démontre la capacité de la stimulation antigéniqueà inverser le mécanisme de résistance. Deux caractéristiques particulières de la stimulation antigénique noter sont les doses d'antigène et les cinétiques de défi pour provoquer la maladie. Très faible dose d'antigène est nécessaire comme indiqué dans le tableau III. Étonnamment, les souris qui ont reçu les cellules du donneur un an plus tôt pourrait encore se développer une maladie grave en cas de contestation avec l'antigène (Tableau IV). Ces deux observations suggèrent fortement l'implication de la "longue durée de vie" des cellules T dans le maintien de la résistance EAE. Ce protocole est applicable à de nombreux souches de souris résistantes EAE 4.
Diagramme Figure 1. De la conception expérimentale pour l'induction de l'EAE chez des souches de souris résistantes réputés.
| Clinique EAE après le transfert adoptif | |||||||
| Souche | Antigène | incidence | Av.. année la maladie (Plage) | Av.. jour de début (Plage) | Incidence | Av.. année la maladie (Plage) | Av.. jour de début (Plage) |
| SJL | MBP | 21/21 | 4.0 (3-5) | 8.0 (6-10) | ND | ND | ND |
| C57BL / 6 | MBP | 0/10 | - | - | 7/7 | 3.85 (3-5) | 9.28 (9-10) |
| Balb / c | MBP | 0/7 | - | - | 5/5 | 3.2 (3-4) | 7.0 (7) |
| C3H/HeJ MBP | 0/7 | - | - | 4/4 | 3.2 (3-4) | 8.0 (8) | |
| C57BL / 6 | MBP 60-80 | 0/4 | - | - | 4/4 | 2.75 (2-4) | 10.2 (9-11) |
Le tableau I. Induction de MBP-médiation EAE chez C57BL / 6. Le transfert adoptif de l'EAE amorcée et dans les cellules du donneur in vitro-expansées n'a pas induit de C57BL / 6 souris. Stimulation antigénique cellule post transfert rendu les souris sensibles à l'induction de la maladie. Av., En moyenne. ND, ne se fait pas.
| EAE clinique après une stimulation antigénique | ||||
| Antigène amorçage | Défi antigène | Incidence | Av.. année la maladie (Plage) | Av.. jour de début (Plage) |
| MBP-CFA | CFA seul | 0/3 | - | - |
| MBP-CFA | OVA-CFA | 0/3 | - | - |
| MBP-CFA | MBP-CFA | 3/3 | 4.0 (4.0) | 7.7 (7-9) |
Tableau II. La spécificité de stimulation antigénique. Souris receveuses ont été contestées avec l'antigène d'amorçage ainsi que d'autres antigènes non pertinents. Seul l'antigène d'amorçage induit une maladie grave. OVA: l'ovalbumine de poulet. Av., En moyenne.
| EAE clinique après une stimulation antigénique | |||
| Doses d'antigène Défi (pg / souris) | Incidence | Av.. année la maladie (Plage) | Av.. jour de début (Plage) |
| 200 | 4/4 | 3.75 (3-4) | 8.25 (7-9) |
| 100 | 4/4 | 3.67 (3-4) | 7.5 (7-8) |
| 50 | 4/4 | 3.25 (3-4) | 8.25 (7-10) |
| 25 | 4/4 | 3.0 (3.0) | 8.25 (8-9) |
| 10 | 4/4 | 3.0 (3.0) | 8.76 (8-9) |
| 5 | 4/4 | 2.5 (2-3) | 9.75 (9-10) |
| 1 | 2/4 | 1.0 (1.0) | |
| 0 | 0/4 | - | - |
Tableau III. Doses d'antigène nécessaire pour l'induction du Défi de la maladie. Différentes concentrations de MBP utilisés pour contester les souris receveuses ont été testés. Av., En moyenne.
| EAE clinique après une stimulation antigénique | ||||
| Défi antigène | Journée du Challenge | Incidence | Av.. De qualité des maladies (Plage) | Av.. Journée de l'apparition (Plage) |
| MBP-CFA | 5 | 3/4 | 1.33 (1-2) | 9.67 (9-10) |
| MBP-CFA | 10 4/4 | 3.0 (3.0) | 8.25 (7-9) | |
| MBP-CFA | 15 | 4/4 | 3.75 (3-4) | 7.25 (7-8) |
| MBP-CFA | 25 | 4/4 | 4.0 (4.0) | 8.0 (7-9) |
| MBP-CFA | 35 | 4/4 | 3.5 (3-4) | 7.5 (7-8) |
| MBP-CFA | 60 | 4/4 | 3.75 (3-4) | 9.0 (8-10) |
| -------------------------- | ||||
| MBP-CFA | 343 | 3/3 | 3.0 (3.0) | 10.33 (10-11) |
| MBP-CFA | 445 | 3/3 | 3.0 (3.0) | 7.0 (7.0) |
Tableau IV. Cinétique de stimulation antigénique. Souris receveuses ont été contestées au point de poste à temps différents adoptertransfert de cellules ive. Av., En moyenne.
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Discussion
Les études de l'EAE chez la souris utilisent souvent les neuroantigènes, des protéines de myéline de base (MBP), protéine protéolipidique (PLP) ou la protéine de myéline oligodendrocyte (MOG). Des études antérieures surtout utilisé MBP. PLP stimule des réponses fortes et cohérentes à partir de souris SJL. Plus récemment, MOG est la neuroantigen couramment utilisé, car les souris B6 sont sensibles à l'induction de la maladie avec cet antigène. Beaucoup de souches de gènes de souris les cibles sont sur le fond B6 génétique. Fait intéressant, les souris B6 sont sensibles à l'induction avec EAE MOG, mais sont résistants à l'induction de la maladie avec la MBP.
Une grande partie de l'effort précédent dans l'élucidation des mécanismes de l'EAE centrées sur les mécanismes d'induction de la maladie, les effets de la production de cytokines et de la médiation de récupération par les cellules T régulatrices 5-7. Comment réputés EAE souris résistantes peuvent subvertir l'induction de la maladie, d'autre part, n'avait pas été largement étudiés. Cela peut être dû à la difficulté de quantifier unresponsiveness. Arnon 8 en 1981 ont d'abord montré que le traitement des souris B6 avec le cyclophosphamide rendu ces souris sensibles à la EAE induite avec la MBP. D'autres ont montré que le traitement par anti-interféron gamma a également réussi à provoquer la maladie chez B6 et souris Balb / c 9,10. Il convient de noter que ces études ont toutes pour cible non-marqueurs spécifiques d'antigènes. D'autre part, le protocole décrit ici se concentre sur un aspect différent de la résistance EAE. Ici seulement antigène spécifique utilisé dans le défi peut surmonter insensibilité EAE et permet l'induction de la maladie. Ce protocole englobe à la fois la phase de résistance EAE avec le transfert adoptif de lymphocytes T sensibilisés donateurs et la phase de sensibilité avec une stimulation antigénique (Tableau I). Les expériences peuvent être conçus pour étudier les facteurs intrinsèques qui maintiennent la résistance EAE ainsi que les facteurs qui inversent cette absence de réaction. Initialement, il a été montré que des souris EAE résistants étaient en mesure de monter des réponses auto-immunes quand vaccineravec la MBP 4. Plus tard, il a été montré que les cellules T encéphalitogènes existait dans ces 2 souris. Certaines études récentes 11,12 montré que le traitement de souris avec B10.S anti-CD25 anticorps avant la vaccination des souris à la protéine protéolipidique (PLP) a converti les souris résistantes à de sensibles, ce qui implique le rôle des cellules T régulatrices (Treg) dans le maintien de la résistance EAE. Toutefois, ce n'est pas le cas lorsque les souris C57BL / 6 sont traités de façon similaire et vaccinés avec MBP 13. La plupart des souris rester insensible. Ainsi, la résistance EAE peut être multi-factorielle. Il est supposé que, dans le cas de souris C57BL / 6 répondant à la MBP, sélection thymique a supprimé la plupart des cellules T MBP-réactive de telle sorte que les fréquences de cellules T MBP-réactifs dans la périphérie sont très faibles. Cette fréquence en deçà des seuils de faible rendrait les souris n'ayant pas la capacité de répondre à la vaccination avec la MBP. La dose de provocation, à travers des mécanismes inconnus, est en mesure de surmonter la question de la fréquence et montant une réponse auto-immune. Enquêtes approfondies sur les mécanismes possibles pourraient comprendre le rôle de l'IL-6 12 pendant une stimulation antigénique en affectant la sensibilité des encéphalitogène à l'inhibition par Tregs.
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Disclosures
Pas de déclarations de situation financière.
Acknowledgments
Soutenu en partie par des subventions de la National Institutes of Health (R01 et N01 NS37253 NS055167) et la National Multiple Sclerosis Society (RG 3288-A6).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Guinea pig spinal cords |  Rockland Immunochemicals |
GP-T065 | frozen |
| Freund’s Adjuvant, complete H37Ra | Difco Laboratories | 231131 | |
| Multifit interchange-able syringe | BD Biosciences |
512133 | |
| RPMI 1640 | Mediatech, Inc. |
10-040-CM | |
| OVA | Sigma-Aldrich |
A5503 | |
| Mice | Jackson Laboratory | B6 mice: 0000664 | Bar Harbor, Maine |
References
- Swanborg, R. H. Experimental allergic encephalomyelitis. Methods in Enzymology. Sabato, G. D. 162, Academic Press. New York, NY. 413-421 (1988).
- Shaw, M. K., Kim, C., Hao, H. W., Chen, F., Tse, H. Y. Induction of myelin basic protein-specific experimental autoimmune encephalomyelitis in C57BL/6 mice: Mapping of T cell epitopes and T cell Vb gene segment usage. J. Neuroscience Research. 45, 690-699 (1996).
- McCarron, R., McFarlin, D. E. Adoptively transferred experimental autoimmune encephalomyelitis in SJL/J, PL/J, and (SJL/J x PL/J)F1 mice. Influence of I-A haplotypes on encephalitogenic epitope of myelin basic protein. J. Immunol. 141, 1143-1149 (1988).
- Shaw, M. K., Kim, C., Ho, K. -L., Lisak, R. P., Tse, H. Y. A combination of adoptive transfer and antigenic challenge induces consistent murine experimental autoimmune encephalomyelitis in C57BL/6 mice and other reputed resistant strains. J. Neuroimmunol. 39, 139-150 (1993).
- Krishnamoorthy, G., Saxena, A., Mars, L. T., Domingues, H. S., Mentele, R., Ben-Nun, A., Lassmann, H., Dornmair, K., Kurschus, F. C., Liblau, R. S., Wekerle, H. Myelin-specific T cells also recognize neuronal autoantigen in a transgenic mouse model of multiple sclerosis. Nat. Med. 15, 626-632 (2009).
- Anderson, A. C., Reddy, J., Nazareno, R., Sobel, R. A., Nicholson, L. B., Kuchroo, V. K. IL-10 plays an important role in the homeostatic regulation of the autoreactive reperteroire in naïve mice. J. Immunol. 173, 828-834 (2004).
- Anderton, S. M. Treg and T-effector cells in autoimmune CNS inflammation: a delicate balance easily disturbed. Eur. J. Immunol. 40, 332-334 (2010).
- Arnon, R. Experimental allergic encephalomyelitis - susceptibility and suppression. Immunol. Rev. 55, 5 (1981).
- Billiau, A., Heremans, H., Vandekerckhove, F., Dijkmans, R., Sobis, H., Meulepas, E., Carton, H. Enhancement of experimental allergic encephalomyelitis in mice by antibodies against IFN-g. J. Immunol. 140, 1506-1510 (1988).
- Arbomson-Leeman, S., Alexander, J., Bronson, R., Corroll, J., Southwood, S., Dorf, M. Experimental autoimmune encephalomyelitis-resistant mice have highly encephalitogenic myelin basic protein (MBP)-specific T cell clones that recognize a MBP peptide with high affinity for MHC class II. J. Immunol. 154, 388-398 (1995).
- Reddy, J., Illes, Z., Zhang, X., Encinas, J., Nicholson, L., Sobel, R. A., Wucherpfennig, K. W., Kuchroo, V. K. Myelin proteolipid protein-specific CD4+CD25+ regulatory cells mediate genetic resistance to experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 15434-15439 (2004).
- Korn, T., Reddy, J., Gao, W., Bettelli, E., Awasthi, A., Petersen, T. R., Backstrom, B. T. Myelin- specific regulatory T cells accumulate in the CNS but fail to control autoimmune inflammation. Nature Med. 13, 423-431 (2007).
- Shaw, M. K., Li, J., Ho, P. P., Hao, H., Lisak, R. P., Tse, H. Y. Induction of myelin basic protein-specific adoptive experimental autoimmune encephalomyelitis in C57BL/6 mice. Longevity of donor T cells and lack of disease relapses. Neuroimmunology Research Focus. Broglie, P. V. , Nova Science Publisher. New York. 175-191 (2007).
