Summary
Ervaring-afhankelijke moleculaire veranderingen in neuronen zijn essentieel voor het vermogen van de hersenen aan te passen als reactie op gedrags-uitdagingen. Een
Abstract
De hersenen het vermogen te veranderen in reactie op ervaring is essentieel voor gezonde hersenfunctie, en afwijkingen in dit proces bijdragen van verschillende hersenaandoeningen 1,2. Om een beter begrip van de mechanismen waarmee hersencircuits reageren bieden een dier vereist het vermogen om de ervaring-afhankelijke moleculaire veranderingen in een bepaalde set van neuronen monitoren gedurende een langere periode, in het levende dier. De ervaring en bijbehorende neurale activiteit bekend genexpressie veranderingen in neuronen 1,2 veroorzaken de meeste methoden om dergelijke veranderingen te detecteren niet mogelijk herhaalde waarneming van dezelfde neuronen over meerdere dagen of niet voldoende resolutie om acht individuele neuronen 3 , 4. We beschrijven een methode die in vivo twee-foton microscopie combineert met een genetisch gecodeerd fluorescerende reporter ervaring-afhankelijke genexpressie in de individuele corticale neuronen volgen de loop van dag tot dag bieden.
Een van de gevestigde ervaring-afhankelijke genen is Activity-gereguleerde cytoskelet geassocieerde eiwit (Arc) 5,6. De transcriptie van Arc is zeer snel en zeer geïnduceerd door verscherpte neuronale activiteit 3 en het eiwitproduct reguleert de endocytose van glutamaatreceptoren en langdurige synaptische plasticiteit 7. De expressie van Arc is op grote schaal gebruikt als een moleculaire marker om neuronale circuits betrokken bij specifieke gedrag 3 kaart. In de meeste van deze studies werd Arc expressie gedetecteerd door in situ hybridisatie of immunohistochemie in vaste hersencoupes. Hoewel deze methoden blijkt dat de expressie van Arc werd gelokaliseerd op een subset van neuronen na exciterend gedrag bieden, hoe de patronen van cellulaire Arc expressie kan veranderen met meerdere episodes van herhaalde onderscheidend ervaringen over dagen niet onderzocht.
ntent "> In vivo twee-foton microscopie een krachtige manier om ervaring op-afhankelijke cellulaire veranderingen in het levende brein 8,9 onderzoeken biedt. Om het onderzoek van de Arc expressie in levende neuronen mogelijk te maken door twee-foton microscopie, we eerder genereerde een knock- in muizenlijn waarin een GFP reporter wordt geplaatst onder de controle van de endogene promoter Arc 10. Dit protocol beschrijft chirurgische preparaten en imaging procedures voor het bijhouden bieden afhankelijke Arc-GFP expressie patronen in neuronale ensembles in het levende dier. In deze werkwijze , chronische craniale ramen werden eerst geïmplanteerd in Arc-GFP muizen over de corticale gebieden plaats. Deze dieren werden vervolgens herhaaldelijk afgebeeld door twee-foton microscopie na gewenste gedragsparadigma's in de loop van enkele dagen. Deze methode kan algemeen voor dieren met andere fluorescerende verslaggevers van ervaring-afhankelijke moleculaire veranderingen 4.Protocol
De experimentele procedures die hieronder worden beschreven werden goedgekeurd door het National Institute of Mental Health Animal Care en gebruik Comite en waren in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide voor de zorg en het gebruik van proefdieren.
1. Pre-operatieve voorbereiding
- Reinig alle gereedschap in een hete kraal sterilisator voor aseptische chirurgie, het reinigen van de operatie site met 70% ethanol, en zette schoon drop doeken. Draag steriele handschoenen. Verdoven van het dier met vers bereide 1,2% avertin oplossing gegeven van 0,02 ml / g, intraperitonially. U kunt ook verdoven met isofluraan gas via een neuskegel, 5% voor inductie, 1,5% voor onderhoud, met een passieve aaseter circuit. Controleer de anesthesie niveau met behulp van de staart of teen knijpt om volledige sedatie te garanderen.
- Bedek het dier ogen met steriele oogzalf, en injecteer vers bereid dexamethason (0,2 mg / kg) en carprofen (5 mg / kg) subcutaneously de hersenen zwelling en ontsteking 11 voorkomen. Scheer het haar over de schedel tussen de oren, en steriliseer de huid met betadine scrub en drie afwisselende swabs van 70% ethanol.
- Monteer het dier in een stereotaxisch operatie stadium met earbars, met watercirculatie verwarmingselement onder de dierenset bij 37 ° C. Controleer regelmatig het dier anesthesie niveaus, en een aanvulling op de oorspronkelijke verdoving dosis als dat nodig is.
- Injecteer 200 ul van 0,5% Marcaine onder de hoofdhuid om het gebied te verdoven. Incise de huid en verwijder de huid flap over de schedel. Verwijder het periost en droog het gebied met schone wattenstaafjes.
2. Chronische Cranial Window Chirurgie
- Gebruik een hoge snelheid tandheelkundige boor met een 0,5 mm boor tot een 3-5 mm cirkel met een diameter zachtjes schetsen over de hersenen regio van belang. Van tijd tot tijd nat de boorlocatie met een steriele 0,9% zoutoplossing en duidelijke weg bot stof met schone wattenstaafjes. Als het bot bloedt, gebruik gelfoam geweekt met een steriele zoutoplossing om de bloeding vlek en tot het stopt met wachten.
- Wanneer de laatste bot laag is bereikt, tillen en het bot eiland te verwijderen met fijne punt tang. Dura bijlagen bij de onderste plank van het bot zich kunnen voordoen als het venster steekt een bot hechtdraad. Deze moeten voorzichtig worden verwijderd als het bot flap wordt opgeheven.
- Roll bevochtigd gel schuim zachtjes over de blootgelegde dura aan het oppervlak schoon te maken en voor elke durale bloeden te stoppen wachten Critical stap:. Niet verder voordat alle durale bloeden is gestopt. Bloed dat wordt gevangen in de craniale venster leidt meestal tot een ondoorzichtige raam.
- Als het gebied van belang onder een locatie waar de dura is bijzonder dik, het verwijderen van de dura bovenstaande nodig zijn. Als dit het geval is, voorzichtig onder de dura scheiden van de pia met zeer fijne forceps, een kleine incisie in de opgeheven dura maken met een andere paar fijne pincetten, pak de snijranden en voorzichtigsplitsing van de dura. De dura is dun maar sterk, dus wees voorzichtig niet naar de hersenen snijden met de intacte randen van de dura.
- Spoel het gebied met steriele ACSF of een steriele zoutoplossing.
- Leg een steriele glazen dekglaasje (3-5 mm) over de dura of pia Critical stap:. Wanneer er te veel schedel curves gebruikt Kwiksil 12 hechtmiddel te vullen ruimten waar de dura of pia zou nauw contact niet met de dekglaasje in regio die niet worden afgebeeld.
- Gebruik cyanoacrylaat gel om het elastomeer kleefmiddel en de randen van het dekglaasje bedekt dekken. Bedek de hele blootgesteld schedel met cyanoacrylaat gel of een krazyglue en tandheelkundig cement mengsel Critical stap:. Laat geen cyanoacrylaat gel naar de hersenen oppervlak niet aanraakt.
- Embed een op maat gemaakte metalen kop fixatie bar aan de andere kant van de schedel.
- Het dier terug naar een warme kamer herstel, na een injectie van intraperitonial ketoprofen, 5 mg / kg, for pijnbestrijding. Verdere analgetische nog twee dagen post-operatief.
- Na twee weken van het postoperatieve herstel, het dier verdoven met isofluraan (5% voor inductie, 1,5% voor onderhoud), te monteren in een op maat gemaakte microscoop podium met een hoofd-fixatie frame, en controleer de craniale venster voor optische helderheid onder belichting met blauw licht. Brain oppervlak bloedvat duidelijkheid is een sterke aanwijzing van craniale venster kwaliteit. Indien het bloedvat randen scherp, het venster waarschijnlijk bruikbaar. De twee weken durende post-operatieve hersteltijd wordt aanbevolen om voldoende tijd voor het dier om te herstellen van een operatie mogelijk te maken. Craniale ramen meestal leeg te maken en te verbeteren in deze tijd, en blijven optisch transparant voor extra weken tot maanden tot hergroei van de schedel of verdikking van de dura degradeert venster kwaliteit.
3. Behavioral protocol en laser scanning van twee-foton microscopie
- Dieren met duidelijke cranial vensters worden blootgesteld aan een milieu stimulus of aan een gedrags training en daarna afgebeeld op het moment van maximale Arc-GFP expressie. Alvorens te beginnen met een gedrags-protocol gebruikt, dient het dier te worden bewaard in een consistente kooi-omgeving tot dag-tot-dag variatie te minimaliseren in de baseline Arc-GFP expressie niveaus.
- Beginnen gedragstraining of milieu stimulatie paradigma, afhankelijk van de hersenen gebied van belang. Bijvoorbeeld kunnen dieren worden blootgesteld aan verschillende visuele omgevingen op opeenvolgende dagen, en afgebeeld dagelijks bij visuele stimulatie stimulus-specifieke responsen te identificeren in de visuele cortex 10.
- Arc-GFP-fluorescentie in neuronen bereikt doorgaans een piek niveau twee uur na stimulatie. De experimentele tijdlijn kan worden geoptimaliseerd voor het detecteren van Arc-GFP expressie in neuronen bevorderen op hun hoogtepunt fluorescentieniveaus.
- Na een gedrags-training of milieuveranderingenl stimulatie is voltooid, verdoven van het dier met isofluraan (5% voor inductie, 1,5% voor onderhoud) en monteer het dier in de custom-made microscoop podium met hoofd-fixatie frame onder de twee-foton microscoop.
- Het dier hoofdpositie is bevestigd aan het hoofd-bevestigingskaderplaat die rechtstreeks op de fase met de geïmplanteerde metalen staaf op de schedel. Isofluraan en zuurstof continu toegevoerd aan de muis via een neuskegel. De lichaamstemperatuur wordt onderhouden met behulp van een verwarmingselement.
- Zorg ervoor dat de microscoop detectoren worden beschermd tegen omgevingslicht door het uitvoeren van twee-foton laser scanning in een donkere kamer. Gebruik een 20x of 25x (1,05 numerieke apertuur) water immersie lens voor de beeldvorming. Ten eerste, onder epi-fluorescentie verlichting, verwerven een beeld van het oppervlak bloedvat patronen over het gebied van de hersenen van belang met een CCD-camera voor toekomstige beeld uitlijning.
- Start twee-foton laser scanning om een 3-D beeld stack te verwerven. Een Olympus FV1000MPE multi-foton microscoop wordt gebruikt in onze setup. De excitatie golflengte van de twee-foton laser ingesteld op 920 nm, en de kracht van de laser uitgezonden door het doel is ingesteld op ongeveer 50 mW. Uitgezonden fluorescentie wordt gelijktijdig gedetecteerd in groen en rood kanalen (dichroïsche spiegel bij 570 nm, barrière filters op 495 tot 540 nm en 570 tot 625 nm), met behulp van een externe tweekanaals photomutiplier detectiesysteem dicht in de buurt met het model. Arc-GFP-fluorescentie verschijnt alleen in het groene kanaal, terwijl weefsel auto-fluorescentie wordt in beide kanalen 13, 14.
- Typische afbeeldingsstapels hebben afmetingen van ongeveer 320x320x100 urn (breedte x lengte x diepte), een horizontale resolutie van 0,5 pm / pixel en een verticale resolutie van 3 um / pixel.
- Na het verkrijgen van het beeld stack, de terugkeer van de dieren naar de kooi. Laat het dier niet te verstoren tot de volgende gedrags-en imaging-sessie. Herhaal het gedrag en beeldvorming procedure over dagen als wenselijked.. Gebruik de eerder verworven hersenoppervlak bloedvat beeld te oriënteren terug naar dezelfde beeldvorming locatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit protocol beschrijft een methode om ervaring afhankelijke moleculaire veranderingen in individuele corticale neuronen in levende dieren volgen. Een chronische craniale venster is voor het eerst gemaakt over een corticaal gebied van interesse in een muis die een fluorescerende reporter van genexpressie. Twee-foton microscopie kan vervolgens worden gecombineerd met verschillende gedrag paradigma gedragsmatig geïnduceerde moleculaire veranderingen in individuele neuronen waarnemen en volgen deze wijzigingen in dezelfde sets van neuronen over meerdere dagen (Figuur 1).
In Arc-GFP muizen, kan ervaring-afhankelijke veranderingen in Arc genexpressie betrouwbare wijze kan worden afgebeeld in individuele corticale neuronen voor meerdere dagen gebruik van dit protocol. De transgene Arc-GFP knock-in muizen drukt een gedestabiliseerd green fluorescent protein (d2EGFP, eiwit halfwaardetijd ongeveer twee uur) onder controle van de endogene promoter van het onmiddellijk vroege gen Arc (figuur 2).
NHOUD "> eerdere protocollen beschreven chronische craniale vensters beschreven kritische stappen bij het uitvoeren van succesvolle operaties craniale venster 11. Dit protocol geeft aanvullende aanwijzingen in het verwijderen van de dura indien nodig, hetgeen de kans op het verkrijgen van heldere optische vensters wanneer deze vensters gelegen boven schedelnaden (zie Stap 2.4).Na herstel van craniale venster chirurgie, worden dieren gemonteerd in een op maat gemaakte hoofd-fixatie frame en het podium. Figuur 3 toont de headbar en hoofd-fixatie beeld gebruikt tijdens twee-foton beeldvorming. Het handhaven van een consistente twee-foton microscoop imaging podium positie en setup zal vergemakkelijken dag-tot-dag herschikking van beelden bij het terugkeren naar een eerder afgebeelde hersengebied, en het verhogen van experimentele efficiëntie wanneer er meerdere dieren worden afgebeeld op dezelfde dag (figuur 4).
Tijdens gedragstraining of milieu-stimulatie, is het raadzaamhuisvesting van dieren afzonderlijk en op een milieuvriendelijke overeenstemming kooi locatie tot dag tot dag fluctuaties in achtergrond Arc-GFP activeringsniveaus (figuur 1) te minimaliseren.
Een kritische teken van een stabiele, heldere craniale venster is de scherpe patroon van de bloedvaten onder epi-fluorescentie verlichting. Dit bloedvat patroon mag niet significant veranderen over meerdere dagen van imaging (Figuur 5).
Figuur 6 illustreert de expressiepatronen van Arc-GFP in frontale corticale neuronen onder een basislijn kooi toestand (A) en na het uitvoeren van een nieuwe motor gedrag (B). Laag II / III corticale neuronen in dezelfde hersengebied in hetzelfde dier betrouwbaar kunnen worden afgebeeld, en dezelfde neuronen moeten kunnen worden geïdentificeerd over meerdere dagen imaging. Het is typisch voor een 3-D beeld stack verzamelen monster honderden neuronen. Neuron randen moeten scherp en duidelijk zijn in het gehele beeld stack. Tissue auto-fluorescentie in het rode kanaal biedt ook een index van het venster duidelijkheid. Als de afgebeelde regio wordt drastisch murkier over dagen, is de craniale venster kwaliteit waarschijnlijk verslechterd. Een typische craniale venster optisch helder blijven voor ten minste een week. Na enkele weken tot maanden, zal de hergroei schedel van de randen van de craniale venster en verdikking van de dura uiteindelijk verder voorkomen imaging experimenten.
Figuur 1. Een schema waarin de experimentele stappen. Tijdens de Animal Voorbereiding fase worden craniale venster operaties uitgevoerd op Arc-GFP muizen. De dieren krijgen ongeveer twee weken om te herstellen van de operatie in hun kooi. De helderheid van de craniale venster wordt vervolgens gecontroleerd met behulp van epi-fluorescentie microscopie. Als de ramen klaar zijn voor beeldvorming, worden de dieren afzonderlijk gehuisvest in een rustige, milieuvriendelijke consistentekooi-omgeving, vanwaar de Experimentele tijdlijn fase kan beginnen. De gedrags stimuleringsprotocol en imaging interval kan worden aangepast naar Arc-GFP gedetecteerd op zijn hoogtepunt fluorescentie is meestal het geval twee uur na activatie. Na het gedrag stimulatie voltooid, het dier verdoofd en het corticale gebied van belang wordt afgebeeld door het craniale venster met twee-foton microscopie. Het dier wordt dan weer naar hun kooi. De gedrags-en imaging-sessies kan worden herhaald over dag zoals gewenst.
Figuur 2. Een diagram dat de constructie van de Arc-GFP knock-in muizen lijn, waarbij een gen dat codeert voor groen fluorescerend eiwit gedestabiliseerd vervangen het coderende deel van het directe vroege gen Arc. In deze stam van muis GFP expressie onder controle van de endogene promoter Arc. Dit schema is opnieuw getekend op basis vande beschrijving in Referentie 10.
Figuur 3. Schematische en afmetingen van het hoofd-fixatie setup voor twee-foton imaging. De vaste helft van de headbar is gelijmd op de achterkant van de schedel (paragraaf 2.8) en het einde met het schroefgat gebruikt om het verdoofde dier hoofd aan het frame. Het hoofd-bevestigingskaderplaat bestaat uit een dunne metalen plaat gemonteerd bovenop twee polen met schroeven.
Figuur 4. Voorbeeld van een laser scanning twee-foton microscoop setup voor Arc-GFP muizen beeldvorming. Let op de 25x water immersie lens, verwarming pad en aangepaste microscoop podium met een hoofd-fixatie frame. De verdoofde muis Arc-GFP hier is gereed voor in vivo imaging.
Figuur 5. Afbeeldingen van hersenoppervlakte bloedvaten in een chronische craniale venster over meerdere dagen, waarbij de helderheid en de stabiliteit van bloedvaten patronen tijd. Hersenoppervlakte werd belicht met blauw licht, en de beelden werden genomen door een 25x water immersielens door een CCD camera geplaatst op de microscoop.
Figuur 6. In vivo twee-foton afbeeldingen van Arc-GFP-expressie patronen in frontale corticale neuronen van een muis na twee verschillende gedrags-ervaringen. (A) De muis verbleven in de kooi voor beeldvorming op de eerste dag. (B) De muis voerden een nieuwe motor gedrag voor beeldvorming op de tweede dag. Fluorescerende beelden van dezelfde corticale regio werden gelijktijdig verworven in groen en rood kanalen. GFP-fluorescentie alleen verscheen in het groene kanaal, terwijl weefsel autofluorescentie verscheen in beide kanalen. Detection parameters zijn ingesteld, zodat weefsel auto-fluorescentie niveaus in zowel rode en groene kanalen had gelijk lezingen, en deze parameters werden gehandhaafd gedurende experimenten. De rode kanaal signaal werd vervolgens afgetrokken van het groene kanaal signaal naar breedband weefsel autofluorescentie te verwijderen tijdens off-line analyse. De resulterende groene fluorescerende signalen van een 18 um dikke 3-D beeld stack werden geprojecteerd door de maximale intensiteit van het horizontale vlak, met een top-down view van de cellulaire patronen van Arc-GFP expressie te geven. Schaal bar, 30 urn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De in vivo imaging hier beschreven werkwijze kan herhaald onderzoek Arc genexpressie verandert op dezelfde sets van neuronen gedurende meerdere dagen in het levende dier. Het is een efficiënte en veelzijdige methode om informatie over neurale plasticiteit gerelateerde moleculaire dynamica in individuele neuronen verkrijgen in reactie op verschillende gedrag vertonen. Standaard histochemische methoden zoals in situ hybridisatie en immunohistochemie kan eencellige resolution 3 bereiken, maar missen het vermogen om genexpressie veranderingen in dezelfde neuronen volgen over meerdere dagen. Bioluminescentie, magnetische resonantie of nucleaire beeldvormingstechnieken kan volgen genexpressie veranderingen in hetzelfde dier door passende reporters 15, maar missen de ruimtelijke resolutie van de expressieniveaus in individuele neuronen onderscheiden. Als zodanig kan geen enkele andere bestaande methoden om gen-expressie veranderingen te meten overeenkomen met zowel de ruimtelijke resolutie en het tijdelijke covdeld van de beeldvorming hier beschreven methode.
Een cruciale stap in deze procedure is de craniale venster operatie. Moet worden uitgevoerd met zorg om extra trauma aan de hersenen voorkomen of uit bloed in het glazen dekglaasje, die ontstekingen veroorzaken en aan de duidelijkheid van de craniale ramen. Voor goed uitgevoerde craniale operaties, zal de ruit vrij blijven voor enkele weken tot verdikking van de dura of hergroei van de schedel van de randen van het venster te voorkomen dat nieuwe beeldvorming. De dura kan worden verwijderd indien nodig, zoals is gedaan bij chronische optische beeldvorming experimenten in ratten en apen 16,17, de optische helderheid van craniale ramen verbeteren.
Een beperking voor de twee-foton microscopie techniek die gebruikt wordt in dit protocol is de beeldvorming diepte. De maximum imaging diepte waarop afbeeldingen van hoge kwaliteit kan worden verkregen afhankelijk van de craniale venster duidelijkheid de microscoop installatie en de helderheid van de fluoresc schillende verslaggevers. Voor Arc-GFP muizen, hebben we meestal beeld tot 300 micrometer onder het pial oppervlak. Om veranderingen in genexpressie diepe hersenen onderzoeken, kan fluorescentie microendoscopy worden toegepast op de diepte beperking te overwinnen in conventionele twee-foton microscopie 18.
Mogelijke verstorende factoren voor genexpressie veranderingen bepaald met deze in vivo beeldvorming methode zijn alle resterende effecten van craniale operatie of narcose die kunnen interfereren met gedrags-prestaties of de inductie van Arc-GFP. Het is belangrijk om de totale mate van Arc-GFP activatie in reactie op specifieke ervaringen in vaste hersencoupes controleert en vergelijk de mate waargenomen door repeterend afbeelden gebruik in vivo twee-foton microscopie. De postoperatieve herstelperiode en het repeterend afbeelden intervallen kan dan aangepast om de mogelijke bijwerkingen van chirurgie en anesthesie on Arc-GFP activatie minimaliseren.
_content "> De imaging hier beschreven methode waarschijnlijk algemeen voor transgene muizen die fluorescent reporters voor andere ervaring-gereguleerde genen 4. Bovendien kan dit worden gecombineerd met fluorescerende markers dat de morfologie van gelabelde neuronen 8,9 markeren of indicatoren weerspiegelen de neurofysiologische activiteiten in deze neuronen 19, 20. Deze verdere toepassingen kan een volledig beeld ervaring-afhankelijke moleculaire veranderingen in individuele neuronen verschaffen, en relateren moleculaire wijzigingen in de structurele en functionele veranderingen die plaatsvinden in neuronen tijdens normale of pathologische ervaringen.Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen belangenconflicten verklaard.
Acknowledgments
De auteurs willen graag L. Belluscio bedanken voor de operatie filmen apparatuur, D. Kwon voor het filmen van hulp, K. Liu voor videobewerking bijstand, en K. MacLeod voor alle achtergrondmuziek. KW erkent de genereuze steun van het NIMH afdeling Intramurale Research Programma's en de genen, Cognitie en Psychose Program. Dit werk werd ondersteund door de NIMH Intramurale Research Program (VC, YY, SMKW) en de NIAAA afdeling Intramurale klinische en biologische Research Program (VC, RMC, DML).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| FV1000 multi-photon laser scanning microscope | Olympus | FV1000MPE | Imaging |
| Dissection microscope | Omano | 555V107 | Surgery |
| Stereotaxis surgery stage for mice | Harvard Apparatus | 726335 | Surgery |
| 20X or 25X water immersion objective | Olympus | XLPL25XWMP | Imaging |
| Microscope stage with head-fixation frame | Custom made | N/A | Imaging |
| Fine forceps | Fine Science Tools | 11251-20 | Surgery |
| Dental drill burr | Fine Science Tools | 19007-05 | Surgery |
| CCD camera | QImaging | QICAM 12-bit | Imaging |
References
- Leslie, J. H., Nedivi, E. Activity-regulated genes as mediators of neural circuit plasticity. Progress in neurobiology. 94 (3), 223-237 (2011).
- Flavell, S. W., Greenberg, M. E. Signaling mechanisms linking neuronal activity to gene expression and plasticity of the nervous system. Annual review of neuroscience. 31, 563-590 (2008).
- Guzowski, J. F., et al. Mapping behaviorally relevant neural circuits with immediate-early gene expression. Current opinion in neurobiology. 15 (5), 599-606 (2005).
- Barth, A. L. Visualizing circuits and systems using transgenic reporters of neural activity. Curr. Opin. Neurobiol. 17 (5), 567-5671 (2007).
- Lyford, G. L., et al. a growth factor and activity-regulated gene, encodes a novel cytoskeleton-associated protein that is enriched in neuronal dendrites. Neuron. 14 (2), 433-445 (1995).
- Link, W., et al. Somatodendritic expression of an immediate early gene is regulated by synaptic activity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92 (12), 5734-5738 (1995).
- Shepherd, J. D., Bear, M. F. New views of Arc, a master regulator of synaptic plasticity. Nature neuroscience. 14 (3), 279-284 (2011).
- Fu, M., Zuo, Y.
- Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature. 4 (8), 1128-1144 (2009).
- Wang, K. H., et al. In vivo two-photon imaging reveals a role of arc in enhancing orientation specificity in visual cortex. Cell. 126 (2), 389-402 (2006).
- Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging. J. Vis. Exp. (12), e680 (2008).
- Dombeck, D. A., et al. Imaging Large-Scale Neural Activity with Cellular Resolution in Awake. Mobile Mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
- Zipfel, W. R. Live tissue intrinsic emission microscopy using multiphoton-excited native fluorescence and second harmonic generation. PNAS. 100 (12), 7075-7080 (2003).
- Eichhoff, G. In vivo calcium imaging of the aging and diseased brain. Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 35, 99-106 (2008).
- Klohs, J., Rudin, M. Unveiling molecular events in the brain by noninvasive imaging. The Neuroscientist: a review journal bringing neurobiology. neurology and psychiatry. 17 (5), 539-559 (2011).
- Chen, L. M., et al. A chamber and artificial dura method for long-term optical imaging in the monkey. Journal of neuroscience. 113 (1), 41-419 (2002).
- Kleinfeld, D., et al. Fluctuations and stimulus-induced changes in blood flow observed in individual capillaries in layers 2 through 4 of rat neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (26), 15741-15746 (1998).
- Barretto, R. P., et al. Time-lapse imaging of disease progression in deep brain areas using fluorescence microendoscopy. Nature medicine. 17 (2), 223-228 (2011).
- Stosiek, C., et al. In vivo two-photon calcium imaging of neuronal networks. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (12), 7319-7324 (2003).
- Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat. Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
