Summary
Denne model system starter fra en myofibroblast befolkede fibringel, der kan bruges til at studere endogent collagen (re) organisation realtid på en destruktiv måde. Modelsystemet er meget afstemmelige, da det kan bruges med forskellige cellekilder, mellemstore tilsætningsstoffer, og nemt kan tilpasses til særlige behov.
Abstract
Kollagen indhold og organisation i udvikling kollagene væv kan påvirkes af lokale væv stammer og væv tvang. Tissue ingeniører til formål at anvende disse principper for at skabe væv med foruddefinerede kollagen arkitekturer. En fuld forståelse af de nøjagtige underliggende processer af kollagen remodeling at kontrollere den endelige vævsarkitekturen imidlertid mangler. Især er lidt kendt om (re) orientering af collagenfibre i reaktion på ændringer i væv mekaniske belastningsforhold. Vi udviklede et in vitro modelsystem bestående af biaksialt med begrænset myofibroblast-udsåede fibrin konstruktioner, til yderligere at belyse kollagen (gen) orientering i respons på i) vende tilbage biaksial til enaksede statiske belastningsforhold og ii) cyklisk enakset belastning af begrænsede biaksialt konstruktioner før og efter en ændring i lastning retning med brug af Flexcell FX4000T læsseindretningen. Time-lapse konfokal billeddannelse anvendes til VIsualize kollagen (gen) orientering i en destruktiv måde.
Celle-og collagen organisation i konstruktionerne kan visualiseres i realtid, og en intern referencesystem tillader os at flytte celler og kollagen strukturer for time-lapse analyse. Forskellige aspekter af modellen systemet kan justeres, ligesom celle kilde eller anvendelse af sunde og syge celler. Tilsætningsstoffer kan anvendes til yderligere at belyse mekanismer underliggende collagen remodeling, ved for eksempel at tilføje MMP'er eller blokering integriner. Form og størrelse af konstruktionen kan let tilpasses særlige behov, hvilket resulterer i en meget afstemmelige modelsystem til at studere celle og kollagen (re) organisation.
Introduction
Kardiovaskulære væv har en fremtrædende bærende funktion. Især indhold og tilrettelæggelse af kollagen fibre i den ekstracellulære matrix bidrager til de bærende egenskaber og dominere den samlede væv styrke 1.. I tissue engineering mekanisk konditionering af konstruktionen bliver brugt - typisk bestående af (cyklisk) filterdug regimer - at styrke væv organisation og mekaniske egenskaber 2,3. Fuld forståelse af spændingsinduceret collagen organisation i komplekse væv geometrier at skabe væv med foruddefineret collagen arkitektur er endnu ikke nået. Dette er primært på grund af vores begrænsede viden om collagen remodeling i udviklingslandene væv. Eksisterende modeller hovedsageligt give information om det endelige netto resultat af collagen remodeling med brug af statisk belastning 4-6. Her giver vi et meget tunable model system, der tillader studiet af kollagen (re) organisation i en real-time mode, i 3D, under indflydelsestatisk eller cyklisk belastning. De vævskonstruktioner er fibrin-baserede, sikre, at alle kollagen i konstruktionen er endogent. Celle-og collagen organisation i konstruktionerne visualiseres, og en intern referencesystem tillader os at flytte celler og kollagen strukturer for time-lapse analyse. I denne protokol vil vi beskrive anvendelsen af modellen for humane Vena saphena Cells (HVSCs), eftersom disse celler er kendt for deres forbedrede ekstra cellulær matrix produktion og baseret evne til at omforme matrixen og vores etablerede anvendelse i manipuleret kardiovaskulære væv 7, på arbejdet i de Jonge et al. 8.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.. Kultur for Human Vena Saphena Cells
- Isoler celler fra vena saphena magna, erhvervet fra en donor i overensstemmelse med retningslinjer for sekundær anvendelse materiale i henhold til protokollen af Schnell et al. 9 og gemme disse i flydende nitrogen. Fra den del af vena saphena magna fra en donor afskårne stykker på 2 x 2 mm til kulturen i en seks-brønds plade. Brug 2 stykker per brønd. Generelt nok celler kan fås til at fylde omkring 3 hætteglas med 0,25 x 10 6 celler i flydende nitrogen. HVSCs karakteriseres som myofibroblasts, ved at vise ekspression af vimentin, ingen ekspression af desmin og en subpopulation udtrykker α glatmuskel-actin 10. Næste starte protokollen at tø cellerne fra den flydende nitrogen for at øge antallet af celler.
- Placer celler fra et hætteglas i en T75 vævsdyrkningskolbe og tilføj vækstmedium (GM), der består af Advanced DMEM, 50 ml føtalt bovint serum (FBS), 5 ml penicillin /streptomycin og 5 ml L-Glutamax. Skift medium hver 2-3 dage.
- Celler vokser sammenflydende efter ca 14 dage. Store 0,5 x 10 6 celler i et hætteglas i flydende nitrogen, kaldet passage 1.
Bemærk: Frysning af cellerne er ikke nødvendigt, når høst HVSCs, men udelukkende bruges til opbevaring.
- Placer HVSCs fra et hætteglas i en T175 vævskulturkolbe og tilsæt GM. Skift medium hver 2-3 dage. Celler vokser sammenflydende efter cirka 7 dage. Store 3 x 10 6 celler i et hætteglas i flydende nitrogen, kaldet passage 2.
- Placer celler fra et hætteglas i en rollerbottle og tilføje GM. Skift medium hver 2-3 dage. Celler vokser sammenflydende efter ca 8 dage. Én rollerbottle indeholder ca 20-30 x 10 6 celler. Dyrkningsceller op til passagen 6. Brug ikke celler af en passage højere end passage 9, da cellefænotype kan ændre sig. 2.. Engineering af fibrin-baserede vævskonstruktioner
- Forbered siliconelim ved at blande elastomeren med hærdningsmidlet (10:1). Skær 7 x 3 mm rektangulære segmenter af velcro. Lim Velcro i en 6 godt kultur plade med fleksible membraner til at danne et kors, og for at efterlade en kvadreret rum på 3 mm mellem velcrobånd.
- Tør siliconelim natten over i en ovn ved 60 ° C for at sikre hærdning af limen. Steriliseres ved tilsætning 70% EtOH til brøndene og inkuberes i 30 min. Skyl 3x med PBS og fjerne alle PBS fra wells og velcro. Sat under UV i 30 minutter og holde sterilt indtil anvendelse.
- Forbered Tissue Engineering medium (TM), som består af GM og 130 mg L-ascorbinsyre 2-phosphat.
- Tilsæt 1 mg / ml ε-aminocapronsyre (ACA) til TM. ACA bruges til de første 7 dage af kulturen at forhindre fibrin fra nedværdigende 11.. Alternativt kan aprotinin anvendes.
- For at forhindre klump dannelse, tillade fibrinogen til stuetemperatur før åbning. Uden klumper fibrinogen opløses lettere. Opløs fibrinogen til en koncentration på 10 mg faktiske protein / ml TM 7 suppleret med ACA. Sterilfilter fibrinogenopløsningen muligvis flere filtre være nødvendig. Opbevar på is indtil brug.
- Opløs thrombin til en koncentration på 10 IE / ml TM 7 suppleret med ACA. Opbevar på is indtil brug. </ Ol>
- Trypsinisér cellerne, Resuspender i GM og tæller.
- Bruge 15 x 10 6 celler / ml til podning af fibrin-baserede vævskonstruktioner (koncentration baseret på metoder til vævsteknologiske hjerteklapper 7). En enkelt gel består af 100 ul GOF el, og dermed på 1,5 x 10 6 celler. Put 1,5 x 10 6 celler i et centrifugerør, hvilket resulterer i så mange centrifugerør som antallet af geler der vil blive lavet.
- Centrifuger cellerne ved 350 x g i 7 minutter og supernatanten. Cellerne i 50 pi thrombin. Tilsæt 4 pi blåt fluorescerende polystyrenmikrosfærer til denne suspension. Sætte 50 pi af fibrinogen i et hætteglas. Brug en pipette til at tage op 50 ul thrombin med celler. Forøg lydstyrken af pipetten til 100 gl. Pipette 50 ul opløsning af thrombin medceller i hætteglasset med fibrinogen at blande thrombin og fibrinogen, og tage op 100 pi blanding.
- Pipette gelen blandingen i og mellem velcrobånd. Den typiske Geleringstiden for fibringeler, når komponenterne er blandet, er af størrelsesordenen 20 sek.
- Inkuber suspensioner til 30 minutter ved 37 ° C i en fugtig 95% luft / 5% CO2-inkubator for at tillade gelering før tilsætning kultur TM med ACA.
- Erstat TM med ACA hver 2-3 dage for de første 7 dage. Geler er tilstrækkelig stabil efter en uge kan dyrkes uden ACA. Efter den første uge erstatte TM hver 2-3 dage. Tilføj 6 ml TM per brønd. På dag 12 celler har produceret nok kollagen til visualisering.
- Statisk belastning påføres af cellerne direkte på grund celle trækkraft og komprimering 12.. At fremkalde kollagen reorganisering, skære vævet konstruere løs fra to velcrobånd i den ene retning. Dette resulterer i ensrettede begrænsninger (figur 1A). Udføre dette på dag 12, da konstruktionen er så stabil nok og kollagen er deponeret.
- Påfør cyklisk belastning ved at påføre et vakuum på bunden af dyrkningspladerne med fleksible membraner, med brug af Flexcell FX4000T systemet. Placer pladerne på en sokkel, på toppen af indføringsposter (der er en del af the cyklisk belastning enhed). Pumpen anvender et vakuum på membranen og derved trækker membranen over rektangulære stolpe liggende nedenunder. På grund af de korsformede befæstelser vævskonstruktioner til membranen (via Velcro) og rektangulære stillingen den anvendte cykliske stammen er enakset (figur 1B).
- I første omgang bruge statisk kultur i 5 dage for at opnå indledende mekaniske integritet, inden påføring af cyklisk belastning startende på dag 6.. Program en cyklisk plet protokol i regulatoren for vakuumpumpen. For eksempel bruge et tidligere etableret intermitterende cyklisk belastning protokollen, med uniaksial retning 13.. Denne består af en intermitterende stamme af en sinusbølge med 1 Hz, dræning fra 0 til 5% belastning i perioder på 3 timer, afvekslende med 3 hr hvileperioder. Udfør denne cykliske stamme protokol i 7 dage, inducerer en tilpasset kollagen organisation.
- Typisk efter 12 dage HVSCs har produceret en ensartet collagen organization. Efter en linie collagen organisation er nået, ændre uniaksiale cykliske stammen retning, for at være vinkelret på den oprindelige stamme retning. Gør dette ved at dreje de rektangulære indlæg skrevet af 90 °.
- At visualisere aktive, real-time collagen remodeling, label prøver med prober, der ikke interfererer med cellernes levedygtighed eller dannelse af collagen. Bruge prober til fluorescens plette cellecytoplasmaet og kollagen.
- Alternativt anden harmoniske generation bruger konfokal laser scanning mikroskopi kan bruges til at visualisere kollagen strukturer ved hjælp autofluorescens 14, med excitation ved 780 nm og detektion mellem 500-550 nm.
- Fjern dyrkningspladerne fra opsætning og inkubatoren for de cyklisk belastede prøver i løbet af 3 timer hvileperiode, og transportere dem til en konfokal laserscanning mikroskop for at visualisere celler og collagen.
Bemærkninger: Brug kun den bløde side af velcro og står denne side opad. Ved limning Velcro, kun omfatte Velcro med silikone lim, ikke spredes lim hele godt. Da dyrkningspladerne har silikone membran bunde, bruge noget under såvel plade til styrkelse af de fleksible membraner, for at sikre let limning på pladen.
Bemærk: For at opløse fibrinogen mix forsigtigt for at undgå alt for meget skumdannelse.
Bemærk: Opbevaring på is er nødvendig for at forhindre tidlig gelering af thrombin og fibrinogen.
Bemærk: Det fluorescerende polystyrenmikrosfærer anvendes som interne referencemarkører til billedanalyse. Ved blanding thrombin og fibrinogen, forhindre dannelsen af luftbobler ved forsigtigt at pipettere blandingen. Luftbobler vil resultere i huller i fibringelen.
Bemærkninger: Gør dette så hurtigt som muligt for at forhindre gelering, før blandingen pipetteres i brønde. Øv, før du bruger celler og perler.
3.. Anvendelse stamme og Inducerende Ændringer i Strain og Begrænsninger
4.. Visualisering Celler og Kollagen
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne model system giver mulighed for dyrkning myofibroblast-podede fibringeler. 1A viser et væv dyrket først under statiske biaksiale begrænsninger. Tissue begrænsninger frigives ved at skære fibringel fra to begrænsninger, for at skabe enaksede statiske begrænsninger og væv komprimerer og remodels bagefter (figur 1A). Til cyklisk belastning, er vævet dyrkes under statiske biaksiale begrænsninger samt. Efter 5 dages cyklisk enakset stamme kan anvendes (figur 1B). At inducere kollagen nyorientering, kan uniaksial stamme retning ændres til den vinkelrette retning (figur 1B). Mikrokuglerne podet med gelblandingen, vise et tilfældigt mønster, som bruges til at flytte foruddefinerede placeringer for time-lapse billeddannelse (fig. 2). 2A og 2C viser et billede af celler, kollagen og perler. De samme billeder scannes 3 dage (Figure 2B) og 2 dage (figur 2D) senere, hhv. Celler og collagen mønstre har ændret sig, men perle mønstre anvendes til at flytte cellerne og collagen. Dyrkning prøver i 12 dage resulterer i endogene kollagen produktionen i tilstrækkelige mængder til at være visualiseres med konfokal mikroskopi (figur 3 og 4). Anvendelse af enten statiske eller cyklisk kultur resulterer i tydeligt forskellige kollagen organisation, hvor biaksial statisk kultur giver anledning til en tilfældig kollagen organisation (figur 3A) og enakset cyklisk belastning påføres en biaksialt begrænsede væv resulterer i et tilpasset collagen struktur (figur 4A og B) . Denne collagen organisation kan studeres over tid, mens du ændrer de statiske begrænsninger eller ændrer den cykliske belastning retning. Når statiske begrænsninger ændres fra biaksial til enaksede, kollagen orientering skifter fra en tilfældig orientering (figur 3A) Til en ensartet orientering (figur 3B). Cyklisk stamme inducerer en ændring af orienteringen på overfladen af vævet (4A og C), men efter 3 dage, ingen ændring i kernen af væv observeret (figur 4B og D).
Figur 1. Konstruktioner dyrkes under biaksiale begrænsninger, der anvendes til at reorganisere kollagen ved (A), som frigiver statiske begrænsninger i én retning, eller ved (B) skiftende cyklisk stamme retning. Loading stillinger er angivet ved punkterede sorte streger. Skalapanelerne indikerer 3 mm.
Figur 2. Typisk eksempel på brugen af perle mønstre at flytte foruddefinerede placeringer i 3D, i dette tilfælde i statiskdyrkede prøver. celler er vist i rødt, kollagen i grøn og perler i blåt. A og C viser et billede af celler, kollagen og perler. Disse billeder er scannet tre dage (B) og 2 dage (D) senere, hhv. Bead mønstre bruges til at flytte celler og collagen. Scale bjælke angiver 50 um.
Figur 3.. R epresentative billeder af 12 dage statisk belastning med biaksiale begrænsninger (A) og omlægning grundet uniaxiale begrænsninger inden for 7 dage (B). Scale bjælke angiver 50 um.
Figur 4.. Repræsentative billeder efter 12 dage (5 dage statiske, efterfulgt af syv dage cyklisk stamme) for cyklisk belastning på overfladen (A) Og ~ 60 um ind i vævet (B). Efter en ændring i cyklisk belastning retning (efter 12 dage), ved overflade celler og collagen omlægge (C), men ingen ændringer ses i kernen af væv (D) efter 3 dage.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det beskrevne modelsystem celle befolkede fibrin konstruktioner har et stort potentiale for studiet af cellen og kollagen (re) organisation (de Jonge et al. 15), fx skal anvendes til tissue engineering formål. Ved hjælp fibrin som den oprindelige celle luftfartsselskab, efter fibrin nedbrydning er et væv skabt med celler og endogent matrix alene. På denne måde celler stimuleres til at reagere på stamme enten statisk eller cyklisk karakter, ved at anvende kontraktile kræfter 16,17, sensing grænsen stivhed 12 eller visning stamme unddragelse.
Betydning: Fibrin konstruktioner har været brugt før at studere kollagen (re) organisation 18, men ikke med mulighed for at anvende cyklisk belastning og / eller studere konstruktionerne i en time-lapse måde, som begge er muligt i dette præsenterede metode. Velcro strips, der giver de begrænsninger i denne model system, har været brugt før 19.men kombinere denne teknik med dyrkningsplader med fleksible membraner gør det muligt at anvende cyklisk belastning i længere tid. Dyrkning i disse plader tillader nem tilføjelse og fjernelse af medium og visualisering af konstruktionerne mens stadig er fastgjort og steril. Dette gør det muligt at studere de relevante remodeling processer tidsforkortet eller endda realtid.
Ændringer og fremtidige applikationer: Fremtidige anvendelser af systemet kan findes i at manipulere 3D-remodeling proces, for eksempel ved at tilføje metalloproteinaser eller agenter, der interfererer med integrin samling eller signalering. Desuden anvendelsen af additiver, kan komponenterne i modelsystemet let modificeres ved at studere celle og kollagen (re) organisation. Forskellige cellekilder, sunde og syge celler, modenhed af kollagen matrix (f.eks ved at variere kultur tid), og formen og størrelsen af konstruktionen kan tilpasses specifikke behov. Systemet er godt suited for andre celle kilder, i stedet for de i øjeblikket anvendes HVSCs. Vi har allerede brugt dette system til kultur endotel kolonidannende celler (ECFCs, PlosOne, accepteret til publikation), hvor vi observere, at ECFCs orientere deres producerede collagen forskelligt på cyklisk belastning end HVSCs.
Begrænsninger af teknikken: En begrænsning af den nuværende model system er den relativt store størrelse af væv, der kræver 1,5 x 10 6 celler pr konstruktion ved brug af en celletæthed på 15 x 10 6 celler / ml. Dette kan udgøre et problem i de tilfælde, hvor mindre tilgængelige cellekilder vil blive anvendt. En anden begrænsning er den aktuelle tykkelse af konstruktionerne (ca. 1 mm), hvilket skyldes de (tyk) Velcro. Dette begrænser konfokale scanning til kun en del af hele prøven. Det er muligt at opnå en dybde på max 200 um i vævet, hvilket er nok til at visualisere cellulære responser i kernen af de nuværende væv, men gøres ikke resultere i fuld tykkelse overblik.
Kritiske trin og fejlfinding: Da modellen er baseret på dannelsen af væv mellem Velcro fastgørelsespunkter, omfatter det også de kritiske trin i protokollen. Korrekt skæring og klæbning er afgørende, og særlig opmærksomhed bør rettes mod omhyggelig pipettering af gelen blandingen ind i de velcrobånd for korrekt fastgørelse af væv, som er afgørende for anvendelsen af cyklisk belastning. Yderligere som bestemmer trin kan findes i valget af celle kilde og medium tilsætningsstoffer. Optimering vil være nødvendige, når dyrkning med en anden celle kilde. I øjeblikket er konstruktioner dyrkes med ACA i 7 dage, for at stoppe fibrin fra nedbrydning. En anden celle kilde kan også resultere i en anden tidsramme både med hensyn til dannelse af collagen og fibrin nedbrydning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende finansielle interesser.
Acknowledgments
Denne undersøgelse blev udført i forskningsprogrammet for de biomedicinske Materialer (BMM) anlægge. BMM er medfinansieret af det hollandske økonomiministerium, landbrug og innovation. Det finansielle bidrag fra Nederlandse Hartstichting er taknemmeligt anerkendt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Culture plastic | Greiner | Includes culture flasks and pipettes | |
| Advanced DMEM | Gibco | 12491 | |
| Fetal bovine serum | Greiner | 758075 | |
| Penicillin/streptomycin | Gibco | 10378016 | |
| GlutaMax | Gibco | 35050-079 | |
| Elastomer and curing agent | Dow Corning Corporation | 3097358-1004 | Silastic MDX 4-4210# |
| Velcro | Regular store | You can buy this at a regular store, only use the soft side | |
| Bioflex culture plates | Flexcell Int | BF-3001U | Untreated |
| L-Ascorbic Acid 2-phosphatase | Sigma | A8960 | |
| ε-Amino Caproic Acid | Sigma-Aldrich | D7754 | |
| Bovine thrombin | Sigma | T4648 | |
| Bovine fibrinogen | Sigma | F8630 | |
| 0.45 syringe filter | Whatmann (Schleicher and Scheul) | 10462100 | |
| Polystyrene microspheres | Invitrogen | F-8829 | Blue fluorescent, 10 μm diameter |
| Flexcell FX-4000T | Flexcell Int | Includes rectangular loading posts | |
| Cell Tracker Orange | Invitrogen Molecular Probes | C2927 | |
| CNA35-OG488 | Cordially provided by the Laboratory for Macromolecular and Organic Chemistry, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology | ||
| Confocal laser scanning microscope | Carl Zeiss | LSM 510 Meta laser scanning microscope and Two-Photon-LSM mode | |
| Amphotericin | Gibco | 15290-018 | Needed for cell isolation |
References
- Beamish, J. A., He, P., Kottke-Marchant, K., Marchant, R. E. Molecular regulation of contractile smooth muscle cell phenotype: implications for vascular tissue engineering. Tissue Eng. Part B Rev. 16, 467-491 (2010).
- Isenberg, B. C., Tranquillo, R. T. Long-term cyclic distention enhances the mechanical properties of collagen-based media-equivalents. Ann. Biomed. Eng. 31, 937-949 (2003).
- Nichol, J. W., Khan, A. R., Birbach, M., Gaynor, J. W., Gooch, K. J. Hemodynamics and axial strain additively increase matrix remodeling and MMP-9, but not MMP-2, expression in arteries engineered by directed remodeling. Tissue Eng. Part A. 15, 1281-1290 (2009).
- Sander, E. A., Stylianopoulos, T., Tranquillo, R. T., Barocas, V. H. Image-based multiscale modeling predicts tissue-level and network-level fiber reorganization in stretched cell-compacted collagen gels. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 17675-17680 (2009).
- Hu, J. J., Humphrey, J. D., Yeh, A. T. Characterization of engineered tissue development under biaxial stretch using nonlinear optical microscopy. Tissue Eng. Part A. 15, 1553-1564 (2009).
- Lee, E. J., Holmes, J. W., Costa, K. D. Remodeling of engineered tissue anisotropy in response to altered loading conditions. Ann. Biomed. Eng. 36, 1322-1334 (2008).
- Mol, A., et al. Fibrin as a cell carrier in cardiovascular tissue engineering applications. Biomaterials. 26, 3113-3121 (2005).
- de Jonge, N., Kanters, F. M., Baaijens, F. P., Bouten, C. V. Strain-induced Collagen Organization at the Micro-level in Fibrin-based Engineered Tissue Constructs. Ann. Biomed. Eng. 41 (4), 763-774 (2012).
- Schnell, A. M., et al. Optimal cell source for cardiovascular tissue engineering: venous vs. aortic human myofibroblasts. Thorac. Cardiovasc. Surg. 49, 221-225 (2001).
- Mol, A., et al. Autologous human tissue-engineered heart valves: prospects for systemic application. Circulation. , I152-I158 (2006).
- Ahmann, K. A., Weinbaum, J. S., Johnson, S. L., Tranquillo, R. T. Fibrin degradation enhances vascular smooth muscle cell proliferation and matrix deposition in fibrin-based tissue constructs fabricated in vitro. Tissue Eng. Part A. 16, 3261-3270 (2010).
- John, J., Quinlan, A. T., Silvestri, C., Billiar, K. Boundary stiffness regulates fibroblast behavior in collagen gels. Ann. Biomed. Eng. 38, 658-673 (2010).
- Rubbens, M. P., et al. Intermittent straining accelerates the development of tissue properties in engineered heart valve tissue. Tissue Eng. Part A. 15, 999-1008 (2009).
- Chen, W. L., et al. Multiphoton imaging and quantitative analysis of collagen production by chondrogenic human mesenchymal stem cells cultured in chitosan scaffold. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 913-920 (2010).
- de Jonge, N., Kanters, F. M., Baaijens, F. P., Bouten, C. V. Strain-induced Collagen Organization at the Micro-level in Fibrin-based Engineered Tissue Constructs. Ann. Biomed. Eng. 41, 763-774 (2013).
- Merryman, W. D., et al. Correlation between heart valve interstitial cell stiffness and transvalvular pressure: implications for collagen synthesis. Am. J. Physiol. 290, (2006).
- Ingber, D. E. From cellular mechanotransduction to biologically inspired engineering: 2009 Pritzker Award Lecture, BMES Annual Meeting October 10, 2009. Ann. Biomed. Eng. 38, 1148-1161 (2009).
- Sander, E. A., Barocas, V. H., Tranquillo, R. T. Initial fiber alignment pattern alters extracellular matrix synthesis in fibroblast-populated fibrin gel cruciforms and correlates with predicted tension. Ann. Biomed. Eng. 39, 714-729 (2010).
- van der Schaft, D. W., et al. Engineering Skeletal Muscle Tissues from Murine Myoblast Progenitor Cells and Application of Electrical Stimulation. J. Vis. Exp. (73), e4267 (2013).
