Introduction
A técnica descrita permite a visualização in vivo de respostas celulares imediatamente após a indução de Rose Bengal fototrombose em um rato intacto. Rosa de Bengala (4,5,6,7-tetracloro-2 ', 4', 5 ', 7'-tetraiodofluorescein) é um corante fotossensível utilizado para induzir apoplexia isquémica em modelos animais (ratinhos e ratos). Na sequência de uma injecção de bolus de RB através da veia da cauda e subsequente iluminação através de um crânio diluído com uma luz laser 564 nm, um trombo é induzida causando um acidente vascular cerebral fisiológico 1. O método foi originalmente descrito por Rosenblum e El-Sabban em 1977, e mais tarde foi adaptado por Watson em meados dos anos 1980 1,2. Em breve, Rosa Bengala é irradiado com luz verde de excitação (561 nm do laser no nosso caso), o qual gera a produção de espécies reactivas de oxigénio, que subsequentemente activa o factor de tecido, um iniciador da cascata de coagulação. A indução da cascata de coagulação produz uma les de isquemiaion que é patologicamente relevantes para acidente vascular cerebral clínico 3.
Acidente vascular cerebral tem uma fisiopatologia complexa, devido à interação de muitos tipos de células diferentes, incluindo neurônios, glia, endotélio e do sistema imunológico. Escolhendo a melhor técnica para estudar um processo celular particular requer várias considerações. Técnicas experimentais podem repartir-se em uma das três categorias: in vitro, in vivo e in silico com cada um tendo vantagens e desvantagens Estudos in vitro têm a desvantagem principal de remover as células de seu ambiente natural e, portanto, não pode reproduzir efeitos vistos em um intacto,. animal vivo. In vivo técnicas de permitir uma maior replicação experimental de estados de doença com o aumento da importância de translação. in silico geralmente refere-se a modelação por computador de uma doença ou de um processo celular, e ao mesmo tempo cada vez mais utilizada para estudar interacções medicamentosas potenciais para exameple, qualquer informação recolhida ainda deve ser testada em células ou tecidos vivos.
O modelo ideal de acidente vascular cerebral no ambiente de laboratório deve demonstrar características patológicas semelhantes aos observados na população humana. Enquanto existem características fisiológicas comuns de acidente vascular cerebral na população humana, existem também muitas diferenças, dependendo do tipo de lesão experimentado. AVC na população humana ocorre como pequenas ou grandes oclusões de vasos, lesões hemorrágicas e artéria para artéria ou cardio-embolias que resultam em volumes de infarto variadas, bem como as diferenças nos mecanismos relacionados a cada patologia. A vantagem da utilização de modelos animais de acidente vascular cerebral é a geração de enfartes reprodutíveis que imitam as características de acidente vascular cerebral humano. Os modelos mais comuns de animais de acidente vascular cerebral incluem a oclusão da artéria usando: Oclusão da artéria cerebral média (métodos de incandescência ou embólicos endovasculares) que modelos distal e o modelo MCAO fototrombose. As vantagens de umd desvantagens de cada modelo foram revistos em outro lugar (ver 4 e 5). Os modelos globais isquêmicas (MCAO), enquanto relativamente fácil de executar são menos relevantes para acidente vascular cerebral humano do que são modelos de acidente vascular cerebral focal. Além disso, estes métodos são altamente variáveis na indução de lesões enfarte cerebral reprodutíveis. O modelo fototrombose é altamente reprodutível, enquanto o experimentador controla seus experimentos bem, proporcionando uma clara vantagem sobre os modelos MCAo. No entanto, devido à microvasculatura insulto o modelo tenha sido descrita para apresentar uma penumbra isquémica mínima, a área em que as células são pensados para serem recuperáveis 6,7. Além disso, o edema vasogénico e formação de edema citotóxico também pode ser induzida a seguir a irradiação da área de imagem. Apesar destas limitações a técnica tem proporcionado uma nova visão sobre muitos processos fisiológicos seguintes acidente vascular cerebral 8, 9, 10, 11.
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Protocol
Nota: Todos os procedimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidado e Uso da Universidade do Texas Saúde Science Center San Antonio animal Institucional e foram consistentes com as diretrizes chegar.
1. A anestesia para Cortical Preparação
- Posicione o mouse em uma câmara de indução com 2-3% isoflurano misturado com o oxigênio para induzir a anestesia. Observe a diminuição da taxa de respiração como o mouse é induzida. Beliscar das garras do mouse para determinar se o mouse está pronto para passar para o cone do nariz. Nota: nível de Anestesia é um passo crítico em qualquer preparação in vivo e os cuidados devem ser tomados para não induzir a um nível que vai causar isquemia global.
- Uma vez que o mouse é suficientemente anestesiados, transferir o animal para o / plataforma de imagem cirurgia e colocar o nariz do rato no cone do nariz e aplicar 1-1,2% isofluorano para manter um estado de anestesia. Certifique-se de que o mouse está deitado em uma co temperaturantrolled almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal (37 ° C +/- 0,5 ° C) durante os procedimentos restantes. Coloque veterinário pomada sobre os olhos para evitar a secura sob anestesia.
- Monitorar a fisiologia do rato utilizando um sistema de oximetria de pulso utilizando o clipe cauda ou pé fornecido com o sistema. Verifique se a taxa respiratória é mantida entre 50-65 respirações / min. Verifique se a freqüência cardíaca permanece entre 300-450 bpm e saturação de oxigênio é mantida entre 97-98% para garantir a sobrevivência a longo prazo do animal.
- Quando o mouse está devidamente anestesiados, raspar o cabelo ao longo do crânio usando cortadores elétricos, remover pêlos residual e limpo, com betadine, seguido de um algodão embebido em álcool. Repita este procedimento até três vezes para garantir um ambiente cirúrgico estéril.
2. Procedimento Cirúrgico
- Com o couro cabeludo completamente limpo e barbeado, fazer uma incisão de 5 mm de o couro cabeludo do mouse para revelar o fissu cranialres e para localizar bregma.
- Use um aplicador de algodão estéril para remover quaisquer fáscia remanescentes recobrem crânio.
- Cole um anel feito de aço inoxidável personalizado (Figura 1) com adesivo de tecido para o osso que cobre o córtex parietal utilizando as coordenadas estereotáxicas de Bregma: -1 a -3 mm e lateral: 2-4 mm. Nota: A cola define tipicamente dentro de 2 minutos após a colocação do anel para o osso.
- Apor o anel a um suporte estereotáxico (Figura 2) para estabilizar o rato e para impedir o movimento durante o exame.
- Sob um microscópio de dissecação cirúrgica grau, perfurar lentamente uma seção 1-2 mm no crânio usando uma ferramenta dremel-like velocidade controlada (Meisinger 3,9 milímetros broca) certificando-se de manter o nível de área como ele é perfurado. Conseguir isso usando um padrão zig-zag. Para evitar a acumulação de calor, ajustar a velocidade de perfuração para baixo e faça pausas frequentes.
- Quando o crânio cranial se torna luminosa da aparência, continuar o desbastedo crânio usando uma lâmina de bisturi, utilizando o mesmo padrão em zig-zag para manter o nível da superfície adelgaçada para facilitar a remoção suave de camadas finas de crânio craniana. Com a ponta da lâmina de bisturi fazer pequenos movimentos lineares com uma leve pressão para remover as camadas finas de osso de cada vez. Continue até a vasculatura é claramente visível através do microscópio de dissecção.
- Se o experimentador perfura através ou quebrar o crânio durante o processo de desbaste, sacrificar o animal, devido aos danos provável que o córtex subjacente.
Nota: O crânio do rato é de cerca de 300 um de espessura e é composta por duas camadas finas de um osso compacto (externa e uma camada interna) e uma camada de osso esponjoso ensanduichada entre as duas camadas de osso compacto. A camada externa de osso compacto e a maior parte do osso esponjoso são removidos dentro da área de perfuração a 5 milímetros, resultando em uma camada de 50 um aproximado de osso compacto restante (ver Figura 2B). Visualizção da vasculatura irá garantir que o crânio intactos diluído final é aproximadamente de 50 um de espessura. O crânio é, portanto, ainda presente quando diluído para esta espessura.
3. Microscópio Set-up
- Use um sistema de microscópio invertido (sistemas de dois fótons convencional, ou confocal), que tem um inversor objetivo. Nota: É também possível utilizar um microscópio vertical padrão. O factor limitante será o espaço entre a fase e os objectivos. Modificações na fase pode ser necessário para realizar essa configuração.
- Fixe a plataforma cirúrgica / de imagem para um palco feito sob encomenda que está localizado ao lado da base do microscópio. Nota: A plataforma é feita através de uma tomada de laboratório para permitir o movimento vertical da plataforma cirúrgica / imagiologia sob a objectiva. A tomada de laboratório é montado numa placa afixada a quatro postes cilíndricos. (Ver Figura 2).
- Posicione o inversor objectivo contendo uma 20Xobjectiva sobre a janela craniana. Utilizar uma fonte de luz externa para encontrar a janela craniana, olhando através da ocular do microscópio e posicionar o objectivo na área da imagiologia. Nota: A área de imagem será indicado pela presença da vasculatura.
- Para objectivos à base de água, utilizar artificial fluido espinal cerebral (aCSF) (NaCl 130 mM; KCl 30 mM; 12 mM de KH 2 PO 4; 200 mM de NaHCO3; HEPES 30 mM; e glucose 100 mM) como o meio, devido à potencial fugas na cavidade craniana durante imagiologia (Figura 3).
4. Rosa Bengala Dye Preparação, Administração e indução do AVC
- Prepare uma nova solução / ml 20 mg de Rosa Bengala no fluido cerebrospinal artificial (aCSF); filtrar e esterilizar antes da administração. Não reutilize ou guarde o Rosa Bengala, uma vez que tem sido mista. Faça uma solução nova para cada experimento.
- Dê uma injecção na veia da cauda de 0,1 ml Rosa Bengala, enquanto senlatar a janela craniana com um laser de 561 nm para assegurar a injecção adequada da solução. Nota: Rosa Bengala serão visualizados dentro de 5 segundos após a injecção na vasculatura do cérebro. O navio inteiro deve ser preenchido com Rose Bengal.
- Após a injecção adequada de corante Rosa de Bengala escolher um recipiente apropriado para a trombose com base no diâmetro do vaso (40-80 mm) para assegurar a reprodutibilidade de um volume de lesão em particular. Diferenciar entre artérias e veias, olhando para a direção do fluxo sanguíneo: artérias vai passar de diâmetro maior para embarcações de menor diâmetro, veias mover do menor para embarcações de maior diâmetro. Isto é facilmente conseguido através da visualização, uma vez Rose Bengal é injetado.
- Altere a definição do microscópio da seguinte forma:
- Aumente o tempo de permanência. Nota: Isto irá variar dependendo do sistema de microscópio que está sendo utilizado.
- Aumentar a potência do laser a 100%.
- Coletar imagens de sequência temporal em 1 frame / seg usando ovelocidade máxima de digitalização.
- Digitalizar o rato até um coágulo estável é formado no interior do vaso. Nota: Isso normalmente é alcançado dentro de 5 min de digitalização contínua (ver Figura 4).
- Após a indução de formação de coágulo utilizando Rosa de Bengala, remover o rato da área de imagem para trás para o microscópio de dissecação. Retire cuidadosamente o anel de aço inoxidável do crânio craniana. Examine a janela do crânio para qualquer sangramento. Se ocorrer sangramento, encerrar o experimento.
- Use 6,0 sutura monofilamento para fechar a incisão sobre o crânio. Coloque pomada antibiótica ao longo da linha de sutura para prevenir a infecção. Injectar Buprenex (0,05 mg / kg) por via subcutânea a cada 12 horas durante três dias para o manejo da dor.
- Devolver o mouse para uma câmara de recuperação após a remoção do anestésico até que esteja totalmente acordado e se movendo livremente.
- Devolver o mouse para uma gaiola limpa para uma investigação mais aprofundada em um momento posterior.
5. Imagem longitudinal sobre subsequentes Dias
- Empregam métodos a seguir para realizar imagem longitudinal em dias subsequentes pós-fototrombose.
- Anestesiar o rato como descrito na Seção 1 dos métodos.
- Após a anestesia adequada re-abrir o couro cabeludo, removendo quaisquer suturas residuais para reabrir a pele que recobre o campo de imagem previamente perfurados.
- Use um aplicador de algodão estéril para remover quaisquer fáscia remanescentes recobrem crânio.
- Cole um anel personalizado feito de aço inoxidável (Figura 1) com adesivo tecidual ao osso que recobre o campo de imagem anterior.
- Apor o anel a um suporte estereotáxico (Figura 2) para estabilizar o rato e para impedir o movimento durante o exame.
- Localizar a vasculatura subjacente ao crânio previamente diluído. Use injecção na veia da cauda de FITC-dextrano para verificar a presença do coágulo induzido anteriormente.
- Use 6,0 sutura monofilamento para fechar a emCision sobre o crânio. Coloque pomada antibiótica ao longo da linha de sutura para prevenir a infecção. Injectar Buprenex (0,05 mg / kg) por via subcutânea a cada 12 horas durante três dias para o manejo da dor.
- Devolver o mouse para uma câmara de recuperação após a remoção do anestésico até que esteja totalmente acordado e se movendo livremente.
6. A verificação do Curso de Indução (post-mortem)
- Na conclusão do estudo, verificar o volume sistólico utilizando cloreto de (TTC) Coloração de 2,3,5-trifeniltetrazólio, como mostrado na Figura 5. O método completo pode ser encontrado em 12.
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Representative Results
O objectivo deste método foi de induzir um acidente vascular cerebral isquémico em modelos animais (ratinhos e ratos) depois de uma injecção de bolus de RB através da veia da cauda e iluminação posterior de um crânio diluído com uma luz laser de 561 nm. As imagens na Figura 4 demonstram a progressão de formação de coágulo dentro de um único vaso a seguir à irradiação da área a 0, 1, 1,5 e 2 min. Antes da formação do coágulo todo o vaso é branco devido ao fluxo livre Rose Bengal. Após a indução de irradiação do recipiente existe um escurecimento óbvia em porções do recipiente e indica a indução de formação de coágulos (quadros 1 e 1,5 min). Após oclusão completa existe uma acumulação acentuada de corante Rosa de Bengala (área branca) que precede o coágulo (área preta) no interior do vaso. O quadro 2 minutos demonstra a oclusão total da artéria.
Para verificar a presença de um acidente vascular cerebral isquêmico TTC coloração pode ser utilizado. TTC é uma commonly mancha utilizado para a detecção de enfarte cerebral por a formação de produtos TTC formazano vermelhos no tecido saudável. A falta de produção de formazano (tecido branco) indica a área de infarto. As áreas indicadas pelas caixas na Figura 5 demonstram os tamanhos das lesões típicas obtidas 1 e 5 dias de dois animais separados na sequência de um coágulo dentro de um vaso produzido de aproximadamente 80 milímetros de diâmetro. A análise das imagens é executada em um scanner de leito plano e o uso de software ImageJ. Regiões de interesse pode ser desenhado dentro ImageJ para medir a área do volume de curso para cada cérebro.
Figura 1:. Anel de aço inoxidável Três vistas (topo, vistas lateral e inferior) são mostradas do titular anel de aço inoxidável que é aplicado ao crânio do mouse para afixá-lo ao titular estereotáxico.
Figura 2:. Microscópio configuração plataforma de imagem para fototrombose RB A plataforma cirúrgica / imagem contém um suporte para o tubo de anestesia com cone de nariz e um suporte estereotáxico para o anel de aço inoxidável, que está fixada no crânio do animal para diminuir o movimento do animal durante imagiologia. A plataforma é colocado no topo de e fixada ao jaque de laboratório para permitir o movimento vertical para o posicionamento do rato sob o objectivo microscópio. A tomada de laboratório é então ligado a um microscópio de fase, o que permite o movimento horizontal. A platina do microscópio é colocada em cima de e fixada a quatro postes cilíndricos.
Figura 3: Imagem de imagem / design plataforma cirúrgica e orientação no âmbito do objectivo inverter. (A) O painel à esquerda mostra uma imagem representativa do posicionamento de um rato anestesiado (anestesia nariz cone foi removido rapidamente para tirar a fotografia). Note-se a utilização de um anel de aço personalizado para anexar o crânio rato para diminuir a contribuição de artefactos de respiração durante os procedimentos de imagiologia. A imagem da direita mostra uma imagem da janela cortical sob um microscópio de dissecação. (B) do esboço da preparação do crânio a partir de uma fina vista coronal demonstrando as camadas do crânio em relação à dura-máter e a espessura da zona mais fina em relação à espessura total do crânio.
Figura 4: Imagem de formação Rosa Bengala Clot imagens representativos de um único vaso que contém o corante Rose Bengal que foi injetado através do vei cauda.n do mouse. As imagens mostram a progressão de formação de coágulos no interior do recipiente a seguir a irradiação da área a 0, 1, 1,5 e 2 min. Note-se a acumulação do corante Rosa de Bengala (branco) que precede o coágulo (preto) no quadro 2 min demonstrando a oclusão total da artéria.
Figura 5: cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazólio (TTC) imagem de lesão induzida RB imagens representativos são mostrados no Dia 1 e 5 de indução de pós-fototrombose.. Os ratinhos foram sacrificados e os cérebros rapidamente removidos e cortados em secções coronais de 1 milímetro e coradas com TTC de acordo com métodos padrão. TTC é uma mancha comummente utilizado para a detecção de enfarte cerebral por a formação de produtos TTC formazano vermelhos no tecido saudável. A falta de produção de formazano (tecido branco) indica a área de infarto. Oáreas indicadas pelas caixas de demonstrar os tamanhos típicos lesão obtidos na sequência de um coágulo dentro de um vaso produzido cerca de 80 um de diâmetro.
Figura 6: Representação esquemática do procedimento photothrombotic Rosa de Bengala.
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Discussion
A capacidade de traduzir fisiopatologia curso experimental de animal para aplicação em seres humanos tem sido atormentado com o fracasso. No entanto, a utilização de modelos animais, tais como o modelo fototrombose, permite uma melhor compreensão da patofisiologia acidente vascular cerebral e a exploração de novas abordagens terapêuticas para proporcionar neuroprotecção após um acidente vascular cerebral. Pequenos acidentes vasculares cerebrais corticais e microinfartos produzidos pelo modelo photothrombotic são clinicamente relevantes para subclínica ou "silenciosa" acidente vascular cerebral 13-15, que tem uma alta prevalência e acomete cerca de 4 por cento da população dos Estados Unidos (cerca de 11 milhões de pessoas) a cada ano 16. AVC silencioso não tem os sintomas de AVC clássicos presentes em um curso maior, como paralisia, perda sensorial e dificuldade para falar, como visto na oclusão da artéria cerebral média (MCA) ou ataque isquêmico transitório (TIA) 17. Além disso, acidente vascular cerebral silencioso é diferente de AVC lacunar, queé causado pela oclusão da artéria única penetrar nas estruturas mais profundas do cérebro ou no interior do tronco cerebral e também se manifesta clinicamente com motora, sensorial ou défices mistos 18. Pacientes com subclínica ou acidente vascular cerebral "silenciosa" normalmente não exibir quaisquer sintomas externos e são muitas vezes desconhecem mesmo de terem sofrido um acidente vascular cerebral. AVC silenciosos resultados em uma diminuição subclínica na função cognitiva exibiu por défices de memória, a tomada de decisões e mudanças de comportamento. Ao longo do tempo, múltiplos acidentes vasculares cerebrais silenciosas levar a sinais clinicamente significativos de perda de memória conhecido como vasculares ou demência multi-enfarte. No entanto, os danos cerebrais derrame silencioso pode ser detectada utilizando neuroimagens, e coloca o paciente em risco de TIA e acidente vascular cerebral importante no futuro 19.
O modelo fototrombose permite a produção de um modelo in vivo reprodutível de trombose em, um rato anestesiado intactos utilizando o corante Rosa de Bengala fotossensível (RB) em combinação com microscopia confocal. São muitas as vantagens do modelo in vivo fototrombose. Uma vantagem deste método é a capacidade para predefinir a localização do acidente vascular cerebral em coordenadas estereotáxicas; permitindo que se possa estudar as populações celulares específicas entre animais. Além disso, a reprodutibilidade do tamanho e o volume da lesão está bem controlada utilizando este método, variando a intensidade da luz do laser e para controlar o calibre do vaso que está sendo irradiada 20. Este método também permite estudo detalhado das mudanças no peri-infarto neurotransmissão e correspondente córtex contralateral 4. Apesar de um único golpe silencioso provoca défices mínimos, a reprodutibilidade deste modelo permite a capacidade para induzir múltiplos acidentes vasculares cerebrais silenciosas em áreas específicas, que pode ser usado para imitar várias disfunções cerebrais tais como a demência vascular. Desenvolvimento de um limite entre múltiplos acidentes vasculares cerebrais silenciosas e défices clinicamente evidentes puderam ser determinados em especiFIC áreas do cérebro através da utilização deste método também. Finalmente, o modelo permite estudos longitudinais no mesmo animal que permitem efeitos agudos e crónicos para ser observado.
Existem, no entanto, algumas desvantagens em usar o modelo fototrombose. Uma desvantagem inclui a produção de uma lesão que é conhecida como tendo um pequeno penumbra isquémica quando comparado com outros modelos de acidente vascular cerebral focal 4. Em segundo lugar, a formação de edema vasogênico e citotóxico é possível devido aos danos que podem ocorrer durante a indução de fototrombose, que mais se assemelha lesões cerebrais traumáticas do que acidente vascular cerebral focal 4.
Quando se utiliza o modelo fototrombose há uma série de factores que devem ser monitorados durante todo o experimento. É fundamental que o estado fisiológico do animal ser monitorado em todos os procedimentos de imagem. É bem conhecido que o nível de anestesia pode afectar o r fisiológicoatus do animal, com mais de anestesiante causando diminuição da freqüência cardíaca e de fornecimento de oxigênio para o animal. Esta é uma consideração importante, já que isso iria diminuir a disponibilidade de oxigénio para o cérebro, resultando em isquemia global. Portanto, o uso de um sistema para monitorizar o estado fisiológico do animal permitirá a gravação simultânea não-invasivo de: saturação de oxigénio arterial (SpO 2); Frequência Cardíaca; Frequência respiratória; Distensão de pulso (indicador de fluxo sanguíneo local e qualidade do sinal); Respiração Distensão (substituto para a pressão intraplueral); e a temperatura do núcleo em ratinhos e ratos. É cada vez mais importante para o controle de anestesia confunde quando se trabalha com qualquer modelo animal para reduzir confunde inesperados ao transpor os resultados experimentais às prestações em Stoke clínica. A escolha, a duração ea profundidade da anestesia pode ter um impacto drástico no modelo animal de acidente vascular cerebral experimental. Estudos têm demonstrado que os agentes anestésicos podem reduzir enfarte Size e pode até mesmo fornecer alguma proteção contra a isquemia cerebral 21-23,24. Além disso, alterações na produção de espécies reactivas de oxigénio também foi demonstrada num estudo comparando o uso de halotano e propofol 25. Este confundem é importante como uma das hipóteses principais em morte neuronal associada a acidente vascular cerebral é a produção de espécies reactivas de oxigénio.
Uma complicação da utilização de microscopia vivo para estudar a resposta do cérebro de um acidente vascular cerebral é a limitação da profundidade da imagem realizáveis. No nosso laboratório, utilizando microscopia confocal a profundidade da imagem que pode ser obtida está na gama de 100-200 uM, durante a utilização de um microscópio de dois fotões podem aumentar a essa profundidade entre 400-500 um. Estes confunde estão aliviados pelo desenvolvimento de objectivos com o aumento das distâncias de trabalho e de diminuição do tamanho. Por exemplo, o índice de refração gradiente (GRIN) microlentes são microendoscopes sagacidadeh diâmetros entre 35-1,000 mm e são os menores disponíveis até à data. Este tipo de sonda não pode ser inserido no tecido sem provocar danos invasivos e têm baixos aberturas numéricas. Devido à baixa NA a resolução é inferior em comparação com os objetivos de microscopia óptica tradicionais 26.
Em resumo, o modelo fototrombose Rosa Bengala induz um enfarte de tamanho pequeno e é útil no estudo da resposta celular para um enfarte em ambas as fases agudas e crónicas em uma população celular bem definido. Este modelo demonstra características celulares essenciais observados com isquemia focal MCAO seguinte e, portanto, é útil na avaliação de terapias neuroprotetoras / neuroregenerative.
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Disclosures
Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Rose Bengal | Sigma | 330000 | |
| Isoflurane Anesthetic | MWI Veterinary Supply | 088-076 | |
| Vetbond | 1469SB | 1469SB | |
| aCSF | 126 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM glucose and 26 mM NaHCO3 (pH 7.4). | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Dissecting Scissors | Bioindustrial Products | 500-410 | |
| Operating scissors 14 cm | Bioindustrial Products | 12-055 | |
| Forceps Dumont High Tech #5 style, straight | Bioindustrial Products | TWZ-301.22 | |
| LabJack 132X80 | Optosigma Co | 123-6670 | |
| Platform for Labjack 8X 8 | Optosigma Co | 145-1110 | |
| Ear bar holder from stereotaxic setup | Stoelting/Cyborg | 51654 | |
| Dispomed Labvent Rodent anesthesia machine | DRE, Inc. | 15001 | |
| Tech IV Isoflurane vaporizer | DRE, Inc. | 34001 | |
| F Air Canister | DRE, Inc | 80120 | |
| Bain circuit breathing tube | DRE, Inc | 86111B | |
| Rodent adapter for bain tube | DRE, Inc | 891000 | |
| O2 regulator for oxygen tanks | DRE, Inc | CE001E | |
| Rodent induction chamber | DRE, Inc | 15004C | |
| Ethicon Silk 6-0; 18 in with P-3 needle | Suture Express | 1639G | |
| Objective inverter Optical Adapter | LSM technologies | ||
| Foredom drill Dual voltage 110/120 | Foredom | 134.53 | |
| Meisinger 3.9 mm drill bit | Meisinger | (Ref#310 104 001 001 009) | |
References
- Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).
- Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40, 320-328 (1977).
- Owens, A. P. 3rd, Mackman, N. Sources of tissue factor that contribute to thrombosis after rupture of an atherosclerotic plaque. Thrombosis Research. 129, Suppl 2. S30-S33 (2012).
- Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx : the journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2, 396-409 (2005).
- Manual of stroke models in rats. , 332 CRC Press. (2009).
- Herz, R. C., Kasbergen, C. M., Hillen, B., Versteeg, D. H., de Wildt, D. J. Rat middle cerebral artery occlusion by an intraluminal thread compromises collateral blood flow. Brain Research. 791, 223-228 (1998).
- Brint, S., Jacewicz, M., Kiessling, M., Tanabe, J., Pulsinelli, W. Focal brain ischemia in the rat: methods for reproducible neocortical infarction using tandem occlusion of the distal middle cerebral and ipsilateral common carotid arteries. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism : Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 8, 474-485 (1988).
- Zheng, W., et al. Purinergic receptor stimulation reduces cytotoxic edema and brain infarcts in mouse induced by photothrombosis by energizing glial mitochondria. PloS One. 5, e14401 (2010).
- Zheng, D. M., Wewer, J., Lechleiter, J. P. 2Y. 1R. -initiated IP3R-dependent stimulation of astrocyte mitochondrial metabolism reduces and partially reverses ischemic neuronal damage in mouse. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 33, 600-611 (2013).
- Witte, O. W., Stoll, G. Delayed and remote effects of focal cortical infarctions: secondary damage and reactive plasticity. Advances in Neurology. 73, 207-227 (1997).
- Hagemann, G., Redecker, C., Neumann-Haefelin, T., Freund, H. J., Witte, O. W. Increased long-term potentiation in the surround of experimentally induced focal cortical infarction. Annals of Neurology. 44, 255-258 (1998).
- Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. Journal of Neuroscience Methods. 187, 84-89 (2010).
- Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 12670-12675 (2010).
- Nishimura, N., Rosidi, N. L., Iadecola, C., Schaffer, C. B. Limitations of collateral flow after occlusion of a single cortical penetrating arteriole. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30, 1914-1927 (2010).
- Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 104, 365 (2007).
- Blum, S., et al. Memory after silent stroke: Hippocampus and infarcts both matter. Neurology. 78, 38-46 (2012).
- Heinsius, T., Bogousslavsky, J., Van Melle, G. Large infarcts in the middle cerebral artery territory Etiology and outcome patterns. Neurology. 50, 341-350 (1998).
- Wardlaw, J.
- Inoue, Y., et al. Ischemic stroke under anticoagulant therapy]. Rinsho shinkeigaku. Clinical Neurology. 50, 455-460 (2010).
- Tiannan Wang, W. C., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis. American Journal of Biomedical Sciences. 2, 33-42 (2009).
- Head, B. P., Patel, P.
- Kirsch, J. R., Traystman, R. J., Hurn, P. D. Anesthetics and cerebroprotection: experimental aspects. International Anesthesiology Clinics. 34, 73-93 (1996).
- Koerner, I. P., Brambrink, A. M.
- Gelb, A. W., Bayona, N. A., Wilson, J. X., Cechetto, D. F. Propofol anesthesia compared to awake reduces infarct size in rats. Anesthesiology. 96, 1183-1190 (2002).
- Bhardwaj, A., Castro, I. A., Alkayed, N. J., Hurn, P. D., Kirsch, J. R. Anesthetic choice of halothane versus propofol: impact on experimental perioperative stroke. Stroke; A Journal Of Cerebral Circulation. 32, 1920-1925 (2001).
- Barretto, R. P., Messerschmidt, B., Schnitzer, M. J. In vivo fluorescence imaging with high-resolution microlenses. Nature Methods. 6, 511-512 (2009).
