Abstract
Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisierte Mausmodell einer längeren kritischer Krankheit. Wir kombinieren die cecal Ligatur und Einstichverfahren Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung zu induzieren das menschliche klinische Umfeld zu imitieren. Schwerkranke Patienten erfordern eine intensive medizinische Unterstützung, um zu überleben. Während die Mehrheit der Patienten innerhalb von ein paar Tagen, etwa ein Viertel der Patienten müssen längere Intensivpflege und sind mit einem hohen Risiko zu sterben, von nicht-Lösung multiplem Organversagen wieder erholen wird. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert, und endokrine und metabolische Veränderungen, von denen die Pathogenese noch nicht vollständig verstanden. Das am häufigsten verwendete Tiermodell in der Intensivmedizin-Forschung ist das cecal Ligatur und Einstich Modell Sepsis zu induzieren. Dies ist ein sehr reproduzierbares Modell, mit akuten entzündlichen und hämodynamischen Veränderungen ähnlich dem menschlichen Septembersis, die die akute Phase der kritischen Erkrankung untersuchen soll. Allerdings wird dieses Modell durch eine hohe Letalität punziert, die sich aus der klinischen menschlichen Situation anders ist, und entwickelt nicht die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen. Deshalb passen wir die Technik durch einen zentralen Venenkatheter in die Halsvene Platzierung ermöglicht es uns, eine klinisch relevante unterstützende Pflege, zu verabreichen, um besser auf die menschliche klinische Situation der kritischen Erkrankung zu imitieren. Dieses Mausmodell erfordert eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein relevantes Modell der akuten und anhaltende Phase der kritischen Erkrankung.
Introduction
Kritische Erkrankung ist ein Krankheitszustand, in dem die Funktion eines oder mehrerer Organsysteme in dem Maße behindert wird, dass der Patient sterben, es sei denn, eine intensive medizinische Unterstützung verabreicht wird. Während die ursprüngliche Ursache für die Aufnahme in die Intensivstation (ICU) variieren kann, im Bereich von Trauma, komplizierten Operationen, Verbrennungen, Krankheit Exazerbationen Sepsis, alle kritisch kranken Patienten leiden an Zellschäden, verursacht durch Hypoperfusion, Hypoxie und übermäßige Entzündung unter anderem , was zu Organversagen. Die meisten Patienten überleben ihre akute Beleidigung, sondern ein wichtiger Teil der Patienten nicht sofort erholen und längere intensive Pflege benötigen. Sie sind mit einem hohen Risiko von Tod durch nicht-Lösung multiplem Organversagen. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert und endokrine und metabolische Veränderung, von denen die Pathogenese derzeit nicht vollständig verstanden.
mehrere rOdent Modelle sind in der kritischen Versorgungsforschung Einstellung verwendet werden. Die zwei hauptsächlich verwendeten Modelle sind die exogene Verabreichung von Lipopolysaccharid (LPS) und cecal Ligation und Punktion (CLP). Beide Modelle werden entwickelt , um die akute Phase der Sepsis zu imitieren, als lebensbedrohlich definiert durch eine Dysregulation Wirtsantwort auf eine Infektion verursacht Organdysfunktion, und einer der Hauptgründe für die Aufnahme in die ICU weltweit 1, 2. Das LPS - Modell hat mehrere Nachteile , da es nur übergangsweise die Freisetzung von Zytokinen und dem hämodynamischen Status des Tieres 3 auswirkt. Im Gegensatz zu Menschen, Nagetiere sind auch besonders widerstandsfähig gegen Endotoxin und die Verwendung von ‚hohen Dosen‘ von Endotoxin ist notwendig , Blutdruckabfall und Mortalität zu erzeugen, hiermit weitere Anliegen der Gültigkeit dieses Verfahrens erhöht 4, 5. Das andere Modell, cecal Ligatur und Einstich Modell (CLP)kennzeichnet eine Ligation eines Teils des Blinddarms durch einen Nadelstich durch und durch gefolgt. Dieses Verfahren führt zu einer Unterleibsinfektion mit polymikrobiellen Gewebsschädigung, durch eine Translokation der Bakterien in die Blutkammer gefolgt. Dies wird eine systemische Entzündungsreaktion und die Entwicklung von Sepsis auslösen. Hyperinflammation, Vasodilatation, Hypotension und erhöhte Herzleistung 6, 7: Das CLP - Modell wurde als ein Tiermodell der akuten kritischer Erkrankungen , die die Hauptmerkmale von Sepsis reproduziert extensiv erkannt. Allerdings ist dieses Modell nicht Studie der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind erlaubt. Darüber hinaus kürzlich die Gültigkeit von Mausmodellen für kritische Krankheit hat in Frage gestellt worden, da Erkenntnisse aus Mausmodellen können nicht immer auf den menschlichen 8 Einstellung übersetzt werden, 9, 10. Eine mögliche Erklärung könnte sein, dass die unterstützende Behandlung, die krank menschliche Patienten kritisch vorgesehen ist wesentlich von der Pflege unterscheidet, die schwerkranken Mäuse vorgesehen ist.
Daher die menschliche Einstellung stärker ähneln und zur Untersuchung der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu ermöglichen, entwickeln wir ein Mausmodell, das die akute Intensivmedizin als gegeben für die Menschen, wie zum Beispiel umfangreiche intravenöse Verabreichung von Flüssigkeiten und Antibiotika-Behandlung nachahmt, und die erlaubt zu verabreichen, unterstützende Pflege, um die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung, wie Ernährungsunterstützung, um zu überleben. Zu diesem Zweck haben wir an das Maus-Modell der CLP-induzierte Sepsis, Sepsis der Goldstandard sind, und legten eine zentrale Venen Linie, die die Verabreichung von Flüssigkeiten, Nahrung und Medikamenten ermöglicht.
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Protocol
Das Protokoll wurde von der Universität Leuven Ethical Review Board für Tierforschung genehmigt.
1. Herstellung der venösen Leitung
- Bereiten Sie die Spitze des Venenkatheters durch schnell den Mittelteil von 60 cm microrenathane (MRE) Schläuchen in heißem (> 220 ° C), Sesamöl eingetaucht wird. Anschließend dehnt den mittleren Teil des Rohres einen schmalen Durchmesser (Außendurchmesser (OD) von <0,5 mm) durch vorsichtige die Ende des Schlauches voneinander weg zu bewegen zu erzeugen.
- Verwenden eine Skalpellklinge das Rohr in zwei Teile von 30 cm geschnitten , die jeweils (siehe Figur 1, Tabelle 1).
- Schließen Sie den MRE Schlauch an Polyethylenschlauch unter Verwendung von Polyethylen PE10 PE50 abklemmen und diesen PE10 Schlauch an den unteren Teil des Dreh. Verbinden des oberen Teils des Schwenk bis PE10 Schläuche, und verbinden diese mit einer Luer - Stub Nadel mit PE50 Verbinderschlauch gemäß Abbildung 1.
- Bewerben stark schnell akting Klebstoff Klebstoff an alle Anschlüsse und den Katheter zur Dichtigkeitsprüfung von mit Luft gespült wird. Gas sterilisiert die Katheter vor der Verwendung.
Abbildung 1: Konstruktion von Venöse Linie. Venöse Linien werden durch Strecken des MRE Schlauch auf einen kleinen Durchmesser und anschließen über Polyethylenschlauch zu einer Nagetier Schwenkvorrichtung hergestellt. Siehe Tabelle 1 für Anweisungen auf Längen der verschiedenen Teile. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
| Legende | Länge | Volumen |
| 1) Luer-Stub Nadel 22G | ||
| 2) PE50 - Polyethylen .023" x .038" | 5 cm | 13 & mgr; l |
| 3) PE10 - Polyethylen .011" x .024” | 50 cm | 30 & mgr; l |
| 4) Rodent Swivel 20 G | ||
| 5) PE-10 | 15 cm | 9 ul |
| 6) PE-50 (Steckverbinder) | 5 cm | 13 & mgr; l |
| 7) MRE025 Tipp gestreckt microrenathane .025" x .012" | 30 cm | 27 & mgr; l |
| Gesamtsumme | 105 cm | 92 & mgr; l |
Tabelle 1: Aufbau der Venöse Linie. Diese Tabelle enthält eine Legende für Abbildung 1.
2. Anästhesie und Pre-Chirurgie Handhabung
- Verwenden Sie 24 Wochen alte männliche C57BL / 6J-Mäuse (27-32 g).
HINWEIS: Wir verwenden 24-Wochen alte Mäuse (reif Erwachsene) als dieses Alter mit dem Alter von Intensivpatienten mittleren besser entspricht. Wir verwenden nur männliche Mäuse den zyklischen Einfluss von Östrogenen zu vermeiden. Die Technik kann auch auf jüngeren Tieren verwendet werden (getestet in 16 Wochen alten Mäusen) und Weibchen, bevorzugt, wenn. - Sterilisiert alle chirurgischen Instrumente vor dem Gebrauch. Spülen Sie den sterilen hausgemachten venösen Katheter mit Kochsalzlösung aller Luftblasen zu entfernen und um die Durchgängigkeit und möglichen Lecks zu testen.
- Geschnitten, um einen Metalldraht (0,8 mm Durchmesser) von 80 cm Länge, verdoppeln sie durch Falten und eine Schleife bilden. Lead 3 Perlen über den verdoppelten Draht der Schleife. Befestigen des Katheters an dem Metalldraht durch die Spitze des Katheters durch die 3-Perlen führen.
HINWEIS: Das Metallbefestigungsdraht zur Drehung des Schwenks notwendig ist, um die der Katheter angeschlossen ist. Als solches kann die Maus frei bewegen, ohne dass die venöse Leitung zu blockieren. - Betäubt den mouse durch eine intraperitoneale (IP) Injektion einer Mischung von 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml Xylazin (13 mg / kg). Stellen Sie sicher, dass Anästhesie durch Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen ausreichend ist. Ziehen Sie vorsichtig außerhalb der Maus Zunge mit einer Pinzette durch Schlucken der Zunge Erstickung zu vermeiden.
HINWEIS: Wenn nach 10 min, noch die Maus versucht, seine Gliedmaßen geben zusätzliche Ketamin als 0,01 mL bolus zurückzuziehen. - Shave OP-Bereich einschließlich Abdomen, ventrale Seite des Halses (Dreieck zwischen Kinn, Sternum und Clavicula) und zwischen den Schulterblättern an der Basis des Kopfes).
- Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf ein vorgewärmten Heizkissen, Desinfizieren die Haut mit 70% Ethanol und eine kleine Menge von ophthalmischen Schmiermittels Schutz der Augen vor dem Austrocknen. Infiltriert die Operationsstellen (Bauch, Hals-Vorder- und Rückseite) mit 0,2 ml Ropivacain (0,67 mg / kg).
- Während die Maus noch immer in Bauchlage ist, auf der Basis der dorsalen Seite einen kleinen Einschnitt machendes Kopfes mit Skalpell oder einer Schere. Setzen Sie die hinteren Halsmuskeln und den Muskels zu der Schleife des Befestigungskabelbinders mit 3,0 Nylon 3,0 durch einen Nylonfaden unter dem Muskel führt.
- Platzieren Sie die Maus auf der rechten Seite. Machen Sie einen kleinen vertikalen Schnitt in der Haut des ventralen Hals mit einem Skalpell oder einer Schere. Unter visueller Führung Tunnel einer 18-Gauge-Nadel subkutan durch diesen ventralen Einschnitt in Richtung des Einschnitts an der Rückseite aus zuvor und den Katheter durch die Nadel einfädeln es an der Bauchseite exteriorisieren.
- Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken. Übergeben eine 3,0 Nylongarn hinter den oberen Schneidezahn der Maus und Band es nach unten zu dem Heizkissen. Sichern des Kopfes in einer Gesichtsmaske für die Bereitstellung von Sauerstoff (2 l / min). Befestigen Sie die Maus in einer gestreckten Position durch Abkleben des Schwanzes und die beiden Vorderbeine nach unten.
HINWEIS: Wenn die Ketamin-Xylazin Narkose allein nicht ausreichend ist, inhaliert Isofluran (0,5-1,5%) kann während der Operation geliefert werden.
- Platzieren Sie die Maus unter dem Binokular. Im Schnitt zuvor im ventralen Hals gemacht, necken sanft Fettgewebe und Drüsen entfernt mit einer Pinzette, bis die Halsvene sichtbar gemacht werden kann.
- Bluntly sezieren die Vena jugularis vom Binde- und subkutane Gewebe über und um den Behälter zu befreien, indem die Spitze der Zange zwischen der Vene und Bindegewebe platzieren und die Zange wiederholt parallel zu der Vene öffnet. Als solche wird eine Beschädigung der Vene vermieden werden.
- Isolieren der Jugularvene indem stumpfen Pinzette unter der Vene. Futtermittel drei Stücke von 3,0 Seidenfaden unter der Vene, Position ein Stück proximal zu der Bifurkation der Vena jugularis (cranialen Ligatur) und ein Stück der Nähe des Kopfnickers (caudal Ligatur). Ziehen Sie die kraniale Ligatur und die Schwanz Ligatur die Vene zu dehnen und zu übermäßigen Blutungen zu verhindern, während der Katheter platziert. Tdh eine lose Ligatur mit dem mittleren Gewinde leicht Sicherung des Katheters zu gewährleisten später.
- Verwendung von Mikroscheren, einen Einschnitt macht entlang der Vene zwischen den kranialen und kaudalen Ligaturen und groß genug, um den Katheter zu führen. Ergreifen des Katheters mit einer Pinzette, und legen den Katheter 11 mm in die Vene. Lose um den Katheter sicher durch die Mitte Ligatur Abbinden und die korrekte Platzierung bestätigen, indem Sie vorsichtig mit steriler Kochsalzlösung gespült.
- Sichern Sie den Katheter durch Abbinden fest in der Mitte und Schwanz Ligatur um das Gefäß und Katheter. Tie Enden Schwanz und mittlerer Ligatur fest zusammen, den Katheter zu sichern. Stellen Sie sicher, dass die Knoten nicht die Vene verschließen, indem der Katheter Spülung nach jedem Knoten gemacht. Schließlich binden die Schwanz- und Schädel Ligatur. Schließen Sie den Schnitt mit 5,0 Seidenfäden.
4. Blinddarm Ligatur und Puncture
- Machen einen 1 cm-Mittelschnittes durch die Haut der unteren Hälfte des Bauches mit Skalpell oder eine Schere;nicht zu durchdringen, in die Peritonealhöhle vorsichtig sein.
- Identifizieren der linea alba der Bauchmuskulatur und ein intermuscular Einschnitt Eintritt in die Bauchhöhle zu gewinnen. Finde den Blinddarm, und verwenden blunt anatomische Pinzette Blinddarm zu isolieren und es exteriorisieren.
- Ligieren Caecum bei 50% seiner Länge mit 3,0 Seidennähten. Achten Sie darauf, nicht die lleozökalklappe abzubinden, so dass Darm-Kontinuität aufrechterhalten wird.
- Perforiert Zökum mit einer 18-Gauge-Nadel durch eine einzige durch und durch Punktion der Mitte zwischen der Ligatur und der Spitze des Blinddarms. Nachdem die Nadel zu entfernen, extrudieren aus dem Loch eine kleine Menge von Fäkalien Durchgängigkeit zu gewährleisten.
- Repositionieren, den Darm in der Bauchhöhle, und schließen Sie das Peritoneum und die Haut mit 5,0 Seidennähten.
HINWEIS: im Durchschnitt eine neue Ausbildungs erfordert 10 bis 15 Tiere in der Lage sein, sanft den venösen Katheter zu setzen und durchzuführen CLP innerhalb von 45 min. Nach der Einarbeitungszeit, eine Anästhesie / Chirurgie related Mortalität von 10% zu erwarten.
5. Post-chirurgische Behandlung und Flüssigkeitstherapie
- Platzieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern, den Katheter an den Befestigungsdraht mit Klebeband. Bewegen Sie die Maus auf einen einzelnen Käfig. Verwenden, um einen Ständer mit einstellbarem Klemm der Schwenkvorrichtung 25 cm über der Maus zu halten und Band fest den freien Teils des Metallbefestigungsdrahtes an den Drehpunkt des Schwenks.
- Befestigen einer Spritze, die die Mischung von symmetrischen Kolloide und Kristalloide (1: 4), die an die venöse Leitung Flüssigkeitszufuhr zu starten.
- Platzieren Sie den Käfig in einem temperierten (27 ° C) Tierschrank mit 12 h Licht und Dunkel-Zyklen und starten intravenöse Flüssigkeit Reanimation (10 ml / kg / h) über eine Spritze präzise getriebene Infusionspumpe. Käfig bereitzustellen Anreicherung wie Verschachtelung Material und ein Holzblock.
6. Intensive Care
- Um 6 h nach der Operation, injiziert subkutan Schmerz medication und Antibiotika (0,3 ml Buprenorphin (0,15 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16.67mg / kg)). HINWEIS: Im Anschluss an Standard-Labortiermedizin Praxis, die erste Dosis von Schmerzmitteln wird vor dem ersten chirurgischen Eingriff gegeben und dann wie von der Institution Veterinärpolitik gerichtet. Subkutane Injektionen sollten sorgfältig in den subkutanen Raum injiziert werden.
- Nach 20 - 24 h der Flüssigkeitszufuhr, ersetzen die Kristalloide / Kolloide durch totale parenterale Ernährung (6,67 ml / kg / h).
HINWEIS: totale parenterale Ernährung verabreicht (5,8 kcal / 24 h) umfasst rund 40% des täglichen Kalorienbedarfs von Mäusen, ähnlich wie die frühen Kalorienzufuhr der Patienten in der Intensivstation. - Subkutan verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (0,6 ml Buprenorphin (0,3 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16,67 mg / kg) alle 12 h während der gesamten Dauer der kritischen Erkrankung.
- Schauen Sie sich die Tiere mindestens alle 3 Stunden während des Tages. Beurteilen Sie das Leiden durch einen Schmerz gebenNote basierend auf der validierten Maus Grimasse Skala 11. Intensivieren für Tiere mit einem hohen Schmerz-Score zu überwachen.
7. Ende des Experiments
HINWEIS: Zustimmung und Empfehlungen auf der Ebene der Schwere des Modells und Richtlinien und Richtlinien für die menschlichen Endpunkte sollten von der lokalen Institutional Ethical Review Board für Tierforschung gesucht werden.
HINWEIS: Bei einer nicht-funktionellen venösen Leitung wie blockierte Katheter, Delokalisierung des Katheters, Probleme mit der Spritzenpumpe, das Tier von der Studie ausgeschlossen und euthanasiert.
- Am Ende der Versuchsperiode, tief anästhesieren die Maus eine Mischung aus 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml (13 mg / kg), Xylazin verwenden. Euthanize die Maus durch das Blut durch Herzpunktion zurückzieht. Shop-Snap gefrorene Gewebeproben von Interesse bei -80 ° C.
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Representative Results
C57BL / 6-Mäuse wurden schwer krank gemacht, wie oben beschrieben. Wir führten zwei Experimente post-CLP Überleben bis zwei Zeitpunkt zu bewerten: Überleben bis zum Tag 5 (n = 15) und das Überleben bis zum Tag 7 (n = 22) nach CLP. Überlebenskurven der beiden Experimente waren nicht signifikant unterschiedlich (im Vergleich bis zum Tag 5), was auf die Reproduzierbarkeit des experimentellen Aufbaus. Nicht überlebende Tiere wurden Tod oder eingeschläfert aufgrund des Erreichens menschlicher Endpunkte gefunden. Ligation von 50% des Blinddarms in Kombination mit Antibiotika, Flüssigkeits Reanimation und parenteraler Ernährung über einen venösen Katheter in der Vena jugularis, wie beschrieben, führte zu einer 13% Mortalität nach 1 Tag kritischer Krankheit, 24% Mortalität nach 3 Tagen kritische Krankheit, 27 bis 31% nach 5 Tagen der Mortalität der kritischen Erkrankung und 36% nach 7 Tagen der kritischen Krankheit. Die gesunden Paar gefütterten Mäuse, die auf die Nährstoffzufuhr Kalorien waren der kritisch eingeschränktill Mäuse zeigten keine Sterblichkeit.
Abbildung 2: Überlebenskurven nach 5 oder 7 Tagen der kritischen Erkrankung. Es gab keine Mortalität in der Gruppe von gesunden Tieren (A, B, gestrichelte Linie - gesunder Tiere ohne Operation). Fünf Tage nach der Operation (A), Mortalitätsrate betrug 27% ( durchgezogene Linie). Sieben Tage nach der Induktion der Sepsis (B) betrug die Mortalitätsrate 36%. Mäuse mit undichten oder verdrängt Katheter wurden aus dem Versuch (15%) ausgeschlossen. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Wir entwickeln ein klinisch relevantes Mausmodell der kritischen Erkrankung, durch die cecal Ligatur und Einstichverfahren Kombination für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter zu induzieren. Dieser Versuchsaufbau reproduzierbar ist, ermöglicht die längere Phase der kritischen Erkrankung und führt zu einer stabilen Sterblichkeit zu untersuchen, hiermit die menschliche klinische Situation nachahmt 1.
Cecal Ligatur und Einstich wurde als Tiermodell der akuten kritischen Erkrankung weitgehend anerkannt , dass die wichtigsten Merkmale der Sepsis 6, 7 wiedergibt . Allerdings ist dieses Modell der akuten kritischen Erkrankung nicht das Studium der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund erlauben, und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind. Darüber hinaus präklinischen Ergebnisse mit diesem Modell scheitern oft an TRANSLATe der klinischen menschlichen Einstellung 8, 9, 10. Daher entwickelten wir ein Modell, bei dem eine zentrale venöse Leitung Platzierung der Ermittler umfangreiche Flüssigkeitstherapie verabreichen können, Drogen und totale parenterale Ernährung. Diese unterstützende Maßnahmen sind von entscheidender Bedeutung für kritisch kranke Patienten, um die akute Phase der kritischen Erkrankung zu überleben. Trotz der Platzierung dieser zentralen Venenkatheter, sind die Tiere noch in der Lage, sich frei mit relativ geringen Beschwerden zu bewegen. Täglich Schmerzmittel hilft Leiden zu lindern, als 11 von der Maus Grimasse Skala von Schmerz beurteilt. Dieses Modell enthält auch andere wesentliche Aspekte der unterstützende Pflege für kritisch kranke Patienten, wie Behandlung mit Antibiotika und Schmerzmitteln.
Dieses Modell hat einige Einschränkungen. Zunächst wird das umfangreiche chirurgische Verfahren ist anspruchsvoll und erfordert eine ausreichende Ausbildung. Nieding mit ausreichender Ausbildung, im Durchschnitt 10% der operierten Tiere sterben während oder unmittelbar nach der Operation. Außerdem Katheter, die nicht gut aufgestellt sind, kann in den Brustkorb des Tieres zu Austreten von Reanimation Flüssigkeiten oder parenteraler Ernährung führen. Im Durchschnitt 15% der überlebenden Tiere haben während der Studie aufgrund dieser Katheter verbundenen Probleme ausgeschlossen werden. Somit wird, wenn man die erforderliche Anzahl von Tieren, die für ein Experiment berechnet, hat man in Betracht einen 25% Überschuss infolge der Operation und Katheter bedingten Verluste zu nehmen. Zweitens mit nur einem Venenzugangspunkt, Antibiotika und Schmerzmittel haben noch subkutan zweimal täglich verabreicht werden. Tatsächlich Kompatibilität der parenteralen Ernährung mit Antibiotika und Schmerzmittel Medikamente können nicht garantiert werden und damit Co-Infusion sollte vermieden werden. Spülen der Leitung durch eine Bolus-Injektion ist auch möglich, technisch nicht wegen der begrenzten Blutvolumen der Mäuse. Drittens, die Anästhesie und Chirurgie benötigt to Stellen Sie den Katheter wird eine schwere Stressreaktion von selbst induzieren. Wir verwenden gesunde Tiere ohne Operation als Kontrollen und betrachten den Katheter im Zusammenhang Chirurgie als Teil der kritischen Krankheit, vergleichbar zu dem, was menschliche chirurgischen Intensivpatienten zu ertragen haben. Viertens, während der postoperativen Schmerzmittel und Antibiotika und die Verwendung eines zentralen Venenkatheter erhöht die klinische Relevanz des murinen CLP-Modells, unser Modell imitieren Verabreichung von parenteraler Ernährung zu ermöglichen, ist noch nicht vollständig die klinische menschliche Situation. Tatsächlich aufgrund der geringen Tiergröße herausfordernd es ist, mehrere erweiterte unterstützende Techniken, wie zum Beispiel Nierenersatztherapie einzuführen. Allerdings erlaubt die Verwendung dieses Modells genetische Störung, von entscheidenden Bedeutung bei der Pathogenese der kritischen Erkrankung zu entwirren.
Es hat sich herausgestellt, dass die Sterblichkeit und die Schwere des CLP Verfahren kann, notwendig, durch den Teil des Blinddarms, sofern sie als manipuliert werden gezeigt, die ligiert ist, durch die Größe und number der Einstiche, subkutane Fluid Reanimation und tägliche Verabreichung von Antibiotika 6, 12. Wir wählen ein Protokoll , in dem wir die ersten 20 h umfassende Flüssigkeit Reanimation mit 10 ml / kg / h zur Verfügung gestellt, wie es zuvor gezeigt worden ist , dass diese die Mortalität 13 verbessert. Unsere Anpassungen sollten in das Protokoll aufgenommen werden, wenn ein Modell einer längeren kritischen Krankheit wird anstelle eines Modells der Letalität gewünscht. Dieses Mausmodell verwendet einen mittleren Grad CLP, intravenöse Flüssigkeitstherapie und Antibiotika - Behandlung, um ein klinisch relevantes Modell der kritischen Erkrankung zu schaffen, wie durch seine verlängerte Überlebenskurven gezeigt, die die Überlebensrate der menschlichen Sepsis 1 nachahmt. Die ICU Patientenpopulation, als die allgemeine Bevölkerung altert 14. Um die menschliche ICU Einstellung noch enger zu imitieren, kann man reife Mäuse (6 Monate) verwenden, wie sie in dieser Studie verwendet wird, oderder klinischen Relevanz des Versuchsmodells zu verbessern.
Abschließend erfordert dieses Mausmodell eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein Modell der kritischen Erkrankung, die die Ermittler die Aspekte der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen ermöglicht.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine | Ecuphar | Vetergesic 0.3 mg/mL | |
| C57BL/6 | Janvier labs | C57BL/6JRj | |
| colloids | Fresenius Kabi | Volulyte 6% | |
| crystalloids | Baxter | Plasmalyte a viaflo | |
| Ethilon 3.0 | Ethicon | F3211 | |
| Imipenem | MSD | Tienam 500 mg powder for injection fluid | |
| Isoflurane | Eurovet | Iso-vet | |
| Ketamine | Eurovet | Nimatek 100 mg/mL | |
| LocTite Super glue3 all plastics | Rectavit | 119818 | |
| Mersilk 3.0 | Ethicon | L192 | |
| Mersilk 5.0 | Ethicon | F682 | |
| Microrenathane .025" O.D. x .012" I.D. | Bioseb | MRE-025 | |
| olimel N7E | Baxter | ||
| PE10 - Polyethylene .011" x .024" | Instech Solomon | BTPE-10 | |
| PE-50 tubing .023" x.038" | Instech Solomon | BTPE-50 | |
| Rodent Swivel 20 G | Bioseb | RS-20G | |
| Ropivacaïne | Astrazenica | Naropin 2 mg/mL | |
| Xylazine | VMD | Xylazine hydrochloride 2% |
References
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