Summary
Intracavernosal ist Druck (ICP) eine wichtige Methode, die erektile Funktion von Versuchstieren zu bewerten. Hier wird ein detailliertes Protokoll für den Aufnahmevorgang ICP durch Katheterisierung des Schenkel Penis und dann elektrisch stimuliert die kavernösen Nerven bei Ratten gezeigt.
Abstract
Erektiler Dysfunktion (ED) ist definiert als die Unfähigkeit, zu erreichen oder halten einer Erektion des Penis, und dies ist eine überwiegend männliche sexuelle Störung geworden. Nagetiere sind viele Studien beschäftigt, die Physiologie/Pathologie der erektilen Funktion zu erforschen. Erektilen Funktion bei Nagern kann durch Messung des Intracavernosal Drucks (ICP) ausgewertet werden. In der Praxis kann ICP nach elektrische Stimulation der höhlenartigen Nerven (ZNS) überwacht werden. Der arterielle Druck der Halsschlagader (der mittlere arterielle Druck) dient als Referenz für ICP. ICP Aufnahme Protokolle verwenden, können viele wichtige Parameter der erektilen Funktion aus der ICP-Response-Kurve gemessen werden. Die ICP-Messung bietet mehr Informationen als der Apomorphin-induzierten Erektion des Penis-Test und ist billiger als die telemetrische Überwachung des Corpus cavernosum Penis, so dass diese Methode die beliebteste erektile Funktion auswerten. Jedoch erfordern im Vergleich zu den leicht durchgeführt APO-induzierte erektile Funktionstest, erfolgreiche ICP Aufnahmen Aufmerksamkeit zum Detail, Praxis und Einhaltung der Operationsmethode. In dieser Arbeit erfolgt eine Einführung in die ICP-Aufnahme bei Ratten das Verfahren effizient ergänzen.
Introduction
ED ist definiert als die Unfähigkeit, zu erreichen oder halten einer Erektion des Penis und eine gemeinsame männliche sexuelle Störung1geworden. Versuchstiere dienen und liefern reproduzierbare Modelle um erektile Funktion2zu untersuchen. Für eine lange Zeit sind mehrere größere Tiermodellen eingesetzt worden, für die Untersuchung von erektilen Funktion3,4,5. Obwohl Nagetiere im Vergleich zu anderen Tieren relativ klein sind, dienen sie auch für die Untersuchung der männlichen erektilen Dysfunktion aufgrund mehrere Vorteile6ausstellen. Erstens sind die morphologischen und funktionellen Geschlechtsmerkmale des Menschen bei Nagetieren zusammengefaßt. Zweitens sind im Vergleich zu größeren Tieren in ED Studien verwendet, Nagetiere günstiger zu kaufen, Haus, und zu pflegen. Drittens: gentechnisch veränderte Nager-Modelle bieten Vorteile in reproduzierbar und spätere Verhaltensstörungen sowie Neurophysiologische Studien. Nagetiere sind daher schnell die primäre Versuchstiere in der Studie von erektiler Dysfunktion geworden.
Profitiert von einer rein genetischen Hintergrund und konsequente Kulturbedingungen und haben Nager-Modelle konstant reproduzierbare Daten5,6,7,8bereitgestellt. Unter den zahlreichen verfügbaren Studien in Bezug auf viele Aspekte der erektilen Funktionen, Apomorphin (APO)-induzierte erektile Reaktion Test und der Elektro-Stimulation-induzierten ICP-Response-Test sind die am häufigsten verwendeten Methoden, die zuverlässig erektile reflektieren Funktion9,10,11,12. Die APO-induzierte erektile Funktionstest, entwickelt von Heaton Et al. 13, ist ein Bio-Assay, der nutzt das Phänomen, dass die Verabreichung von Apomorphin Ratten Erektionen und Gähnen entlockt. Als eine einfache, nicht-invasive und stabile Bio-Assay, erektile Funktion zu bewerten ist die APO-induzierte erektile Funktionstest in vielen Studien verbreitet. Dieser Assay spiegelt jedoch nicht ausreichend die Qualität der Erektionen oder die dynamischen Veränderungen des Blutflusses eine erektile Reaktion14zugeordnet. ICP-Messungen wurden zunächst von Quinlan Et Al. entwickelt. 15. bei diesem Verfahren wird ein Katheter gelegt, in der Arteria carotis, systemischen Blutdruck zu messen, und einem anderen Katheter wird in die Schwellkörper Crus aufnehmen der ICP eingefügt. Vor oder während der ICP Aufnahme, eine vasoaktive Agent und/oder des elektrischen Feldes Stimulation der großen Becken Ganglion (MPG) oder CN waren häufig gegeben, um die Ratten-14. Dieser Test wurde ein zuverlässiges Tool zur Bewertung der Therapien und Medikamente für ED und wird wahrscheinlich als eine wichtige Bewertungsmethode in den zukünftigen6verwendet werden.
Im Vergleich zu den leicht durchgeführt APO-induzierte erektile Funktionstest, erfordern erfolgreiche ICP Aufnahmen Aufmerksamkeit zum Detail, Praxis und Einhaltung der Operationsmethode. Deshalb bieten wir hier eine detaillierte Beschreibung wie ICP Aufnahme durchzuführen.
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Protocol
Drei-Monate-alten und 18-Monate-alten Sprague-Dawley Ratten wurden in der vorliegenden Studie verwendet. Alle Tiere wurden entsprechend der NIH-Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren bearbeitet. Verfahren im Zusammenhang mit tierischen Probanden stimmten die lokalen institutionellen Animal Care und Ethik-Kommission, mit dem Bemühen, das Leiden der Tiere zu minimieren. Die Protokolle wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) an der technischen Universität Nanjing (Nanjing, China) genehmigt.
Die Ratten wurden in zwei Gruppen entsprechend ihrem Alter und vorläufige Leistung in der APO-induzierte erektile Funktionstest vor der ICP Aufnahme unterteilt: die junge normalen Gruppe (YN) und Alter erektile Dysfunktion Gruppe (AE-Gruppe)10.
1. Vorbereitung vor der Operation
- Manuell machen Sie ein paar bipolare Elektroden für die ICP-Aufnahme (Abbildung 1). Leicht biegen Sie die Enden der Elektroden, und stellen Sie den Abstand zwischen zwei Elektroden auf 1-2 mm breit, wie in Figur 1Adargestellt.
- Schließen Sie die Elektroden an den Stimulator mit Krokodil-Klemmen (Abb. 1AB).
- Bauen die Kathetersystem: Erstens schließen Sie eine subkutane 23G-Nadel an ein 3-Wege-Ventil mit Schlauch an, dann schließen Sie den Absperrhahn an der Drucksensor. Als nächstes befestigen Sie eine 10-mL-Spritze die dritte Ende des Absperrhahn zu Heparin Kochsalzlösung.
- Nach dem Befüllen des Gesamtsystems mit Heparin Kochsalzlösung (200 U/mL) auf Dichtheit überprüfen. Drehen Sie dann die 3-Wege-Hahn abschließend die Spritze oder Druck-Wandler Kanal (Abbildung 1).
- Heben Sie die Nadel 20 cm bis zur Höhe des hölzernen Pad. Kalibrieren Sie den Druck recording-System mit 20 cm H2O. Danach verschieben Sie die Höhe der Nadel, um die Genauigkeit des Systems der Aufnahme zu überprüfen. Wiederholen Sie die Kalibrierung die Genauigkeit bestätigt wurde.
- Übertragen Sie die Ratten aus der Tierhaltung auf die OP-Raum, und es ermöglichen Sie ihnen, die OP-Raum für mindestens 30 min gewöhnt.
- Die autoklaviert Instrumente werden mit 70 % Ethanol kurz vor Operation besprüht.
(2) Chirurgie Verfahren
- Betäuben Sie die Ratte mit einer intraperitonealen Injektion von Natrium-Pentobarbital bei einer Dosis von 45 mg/kg Körpergewicht zu, und warten Sie ca. 5-10 min. Kneifen die Zehen, eine richtige Anesthetization zu bestätigen.
- Rasieren Sie das Fell des Bauches und des Halses mit einen elektrischen Rasierer zu, und legen Sie die Ratte auf seinem Rücken auf ein Heizkissen.
- Wischen Sie den OP-Bereich mit 10 % Povidon-Jod-Lösung getränkten Wattebällchen gefolgt von 70 % igem Ethanol getränkten Wattebällchen. Darüber hinaus gelten Sie ophthalmologischen Salbe um die Augen vor dem Austrocknen zu verhindern.
- Katheterisierung der linken Halsschlagader.
- Die Haut des Halses mit der Zange fassen und einen horizontalen Schnitt in der Mitte des Halses zu machen. Einschneiden der Muskeln, sorgfältig aussetzen der linken Halsschlagader und einen 5-mm-Abschnitt des Schiffes zu isolieren.
- Sorgfältig trennen Sie die Halsschlagader vom Nervus Vagus mit Pinzette, zeichnen Sie eine Seide Naht unter der Arteria carotis und kaudalen Ende des Schiffes anziehen Sie eine lose Krawatte, dann machen Sie einen anderen festen Knoten am kranialen Ende des Schiffes zu.
- Kaudal Klemmen Sie das Schiff mit einer Bulldogge Klammer über die Naht um den Blutfluss zu stoppen.
- Vorsichtig machen Sie einen Einschnitt auf dem Schiff mit mikrochirurgischen Schere, und legen Sie die arteriellen Katheter zum Herzen hin mit Hilfe von Mikro-sezieren Haken und Zange.
- Befestigen Sie die losen kaudalen Ligatur um den Katheter zu sichern. Entfernen Sie die Bulldog-Klemme um den Blutfluss wiederherzustellen.
-
Isolieren der CN und platzieren Sie die Elektroden
- Heben Sie die Haut und Muskeln des Bauches mit einer Zange. Durchschneiden Sie mit der sezierenden Schere das unterere Abdomen in den Penis, einen Mittellinie Schnitt zu machen.
- Schieben Sie den Darm mit Wattestäbchen in den oberen Teil der Bauchhöhle.
- Die Blase mit einer Zange fassen und Herausziehen der Blase aus der Bauchhöhle. Setzen Sie die ventralen Lappen der Prostata, die auf dem ventralen Teil der Harnröhre liegt.
- Ziehen Sie die ventralen Lappen der Prostata, Samenblase und Samenleiter, den dorsalen Lappen der Prostata verfügbar zu machen. Suchen Sie die Haftung der Samenleiter und Prostata.
- Trennen Sie den Abstand zwischen der Prostata und der Samenleiter. Setzen Sie sorgfältig die fibröse Kapsel, die nach der Verknüpfungspunkt der Prostata und Samenleiter befindet. Dann finden Sie die großen Becken Ganglion (Abbildung 2).
Hinweis: Die großen Becken Ganglion und höhlenartigen Nerven können an der Oberfläche der Prostata eingesehen werden. - Trocknen Sie sorgfältig CN Bereich mit einem sterilen Tupfer. Sorgfältig zu isolieren Sie und Haken Sie rechts kavernösen Nerven mit den bipolaren Elektroden.
-
Katheterisierung der linke Schenkel
- Einen kleinen Schnitt in die Haut des Penis mit sezierenden Schere geschnitten, und dann vorsichtig die Haut von den Penisschaft entblößen.
- Sezieren der quergestreiften Muskulatur des Penis. Der obere Zweig der Pubis Knochen zu finden.
- Aussetzen des Bulbospongiosus Muskels, umfasst die spongiöse Birne.
- Teilen Sie die Bulbospongiosus Muskel vom Ischiocavernosus Muskel durch mit gebogenen Pinzette.
- Isolieren Sie Ischiocavernosus Muskel mit gebogenen Pinzette sorgfältig zu, und dann schneiden Sie Ischiocavernosus Muskel, der weiße Tunica Albuginea der Crus Corpus Cavernosum aussetzen.
- Stechen Sie nach der anatomischen Richtung der Crus Corpus Cavernosum die Nadel vorsichtig in die Crus Schwellkörper durch den weißen Tunica Albuginea.
Hinweis: Dies ist ein entscheidender Schritt zur erfolgreichen Katheterisierung. Eine kleine Menge von heparinisierten Kochsalzlösung injiziert werden kann, und eine leichte penile Tumeszenz sollten beachtet werden, wenn die Nadel richtig eingelegt wurde. - Sorgfältig lösen Sie die Nadel und vermeiden Sie jede gleiten die Nadel oder Unterbrechung der Verbindungsschlauch. Auf Undichtigkeiten prüfen.
(3) stimulieren Sie die CN
- Öffnen Sie das Softwareprogramm für Druck Signalaufzeichnung und starten Sie die Druck-Signal-Aufnahme.
- Legen Sie die Parameter der Stimulation: 15 Hertz, Pulsbreite von 5 Millisekunden, 5 Volt und eine 60 s Dauer. Stimulieren Sie kN bei einer Frequenz von 15 Hz mit einer Pulsbreite von 5 ms.
Hinweis: Ein starken Anstieg des ICP kann beobachtet werden, während der Anwendung der elektrischen Stimulation. - Eine 30-minütige Ruhepause zwischen Stimulationen zu ermöglichen. Das Maximum der aufeinander folgenden Stimulation in jedes Tier ist dreimal.
(4) das Verfahren beenden
- Verwalten Sie nach der Aufnahme Euthanasie durch die Injektion von einer Überdosis von Pentobarbital-Natrium in einer Dosis von 150 mg/kg Körpergewicht. Bestätigen Sie den Tod von Ratten, durch die Überprüfung ihrer arteriellen Drucks. Die Ratten, und reinigen Sie die Chirurgie-Tools.
(5) Datenanalyse
- Speichern und Exportieren der Daten aus der Software. Die Antwort wird gemeinhin als das Verhältnis von ICP zu systemischen arteriellen Mitteldruck (MAP) dargestellt. Das Verhältnis von Peak ICP/MAP wurde berechnet, um die erektile Funktion bewerten.
- Pool-Daten von mindestens fünf Ratten und analysieren mit Statistiksoftware. Unterschiede sind statistisch signifikant angesehen, wenn p < 0,05, mit der Student t-Test.
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Representative Results
Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass Erektionsstörungen im Alter Männchen ist immer ein weit verbreitetes Problem. Medizinischer Behandlung ist jedoch bei der Verwaltung der alterungsbedingte ED16begrenzt. In Nager-Modelle der alterungsbedingte ED werden viele Therapien auf die erektile Funktion des gealterten Ratten getestet. Wie wir oben eingeführt haben, könnte der ICP-Aufnahme-Test verwendet werden, unterscheiden die ED-Tiere von der Gesamtbevölkerung von Versuchstieren, die ist auch wertvoll, um die Wirkung der möglichen Behandlung oder Medikamente auf erektile Funktion zu quantifizieren.
Wie in Abbildung 3Adargestellt, war die typische ICP Reaktionskurve der ED-Fraktion (im Alter von ED Ratten, AE, 18-Monate-alten) viel niedriger als die Kontrollgruppe Kurve (junge normale Ratten, YN, 3-Monate-alten). In der Regel wurde die höchste ICP für statistische Analysen gewählt. Nach der Berechnung des Verhältnis von ICP/MAP, die gepoolten Daten von 5 Ratten zeigten, dass das ICP/MAP-Verhältnis in AE-Gruppe gegenüber auch verminderte deutlich, dass in Kontrollgruppen (Abb. 3 b). Neben diesen zwei Schlüsselparameter der Gipfel ICP, das Plateau ICP, die Abschwellung-Zeit, die Dauer des Ansprechens und die Fläche unter der Kurve alle deutlich zurückgegangen im Alter ED Ratten (Tabelle 1). Diese ICP Aufzeichnung von Daten bieten eine quantitative Messmethode um erektile Funktion zu reflektieren.
Abbildung 1: manuell vorgenommen, Katheter, bipolare Elektroden und den Stimulator und Signal Aufzeichnungssystem für ICP Aufnahme. Der Katheter und die Elektroden sind mit den Stimulator und Signal System Aufzeichnungsgeräte verbunden. Die Katheter-enden werden in die linke Arterie oder Crus Schwellkörper den Druck aufnehmen eingefügt. Die Elektroden befinden sich unter den höhlenartigen Nerven (ZNS). (A) die Enden der Elektroden sind leicht gebeugt. ()B) der Stimulator und Signal System Kontrollgerät. (C) manuell zusammengebauten Katheter. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: die anatomische Position von großen Becken Ganglion und höhlenartigen Nerven. Wie in der Abbildung dargestellt, befindet sich das große Becken Ganglion am seitlichen Rand der Prostata. Die höhlenartige Nerven in eine Ratte ist ein deutliche Nerv, der sich von dem großen Becken Ganglion. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: Repräsentative ICP Aufnahme von unterschiedlich alten Ratten. (A) Darstellung der ICP Änderungen während der höhlenartigen Nervenstimulation. Kontrollgruppe (der junge normalen Ratten, YN, 3-Monate-alten Ratten); ED-Fraktion (die im Alter von ED Ratten, AE, 18 Monate alten). Der Balken unter ICP-Wirkungs-Kurve stellt den Zeitplan für die elektrische Stimulation. ()B) der erektilen Funktion Index (intrakavernose Druck/mittleren arteriellen Druck) der verschiedenen Verum-Gruppe wird angezeigt. Daten aus mindestens fünf Ratten werden als mittlere ±standard Abweichung dargestellt; Unterschiede sind statistisch signifikant angesehen, wenn *p < 0,05, mit der Student t-Test. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| Junge normale (YN) | Im Alter von erektiler Dysfunktion (AE) | |
| (Mean±SD) | (Mean±SD) | |
| basalen ICP | 22.3±3.7 (MmHg) | 21.9±5.2 (MmHg) |
| Peak ICP | 172.8±7.6 (MmHg) | 105.4±4.9 (MmHg) * |
| Plateau ICP | 165.4±2.5 (MmHg) | 86.5±4.1 (MmHg) ** |
| Latenz, Erektion | 10.3±1.6 (s) | 15.1±2.3 (s) |
| Abschwellung Zeit | 46.7±2.6 (s) | 11.8±3.3 (s) * |
| Dauer des Ansprechens | 107.2±3.7 (s) | 71.7±4.2 (s) * |
| Fläche unter der Kurve | 17436.9±736.4 | 6426±428.3 ** |
| Anzahl der Erektionen | 3±0.0 | 3±0.0 |
Tabelle 1: Parameter der erektilen Funktion bei jungen und alten erektile Dysfunktion Ratten. Die basale intrakavernose Druck (ICP), Peak ICP, ICP, Latenz, Erektion, Abschwellung Zeit, Dauer des Ansprechens, die Anbaufläche für die ICP-Zeit-Reaktionskurve plateau und die Anzahl der Erektionen beobachtet in 30 min berechnet und ausgedrückt als mittlere ±standard Abweichung (n = 5). Unterschiede sind statistisch signifikant angesehen, wenn *p < 0,05 oder **p < 0,01, mit der Student t-Test.
| Zur Fehlerbehebung Symptome | Mögliche Ursachen und Vorschläge |
| Kein Druck von ICP oder Karte | Ausrüstung-Problem: Überprüfen Sie den Status der Geräte |
| Durchsickernproblem: checken das Rohr, sicherstellen, dass die Verbindung ist intakt und anschließend den Absperrhahn, und sei es in der richtigen Position | |
| Niedriger Druck nach elektrischer Stimulation erhöht | Ungenügende oder keine Stimulation: Überprüfen Sie die Verbindung der Elektroden aus dem Stimulator, CN, versuchen Neupositionierung der Elektroden |
| Schäden an den CN: versuchen Sie anregende kontralateralen CN | |
| Leckage: Überprüfen der Insertionsstelle des ICP-Katheters als Leckage aus Insertionsstelle der ICP sinkt | |
| Blutungen | Überprüfen Sie die blutende Stelle; Wenn die Arterie perforiert ist, am Ende des Experiments. Wenn die Zucht in der ICP-Insertionsstelle geschieht, ist erneute Punktion sehr schwierig, vielleicht sogar unmöglich |
Tabelle 2: Problembehandlung für die ICP-Aufnahmevorgang. Drei häufige Symptome in der ICP-Chirurgie, mögliche Ursachen und Vorschläge.
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Discussion
ICP ist ein direktes Maß der erektilen Funktion eine zuverlässige Methode14. Es ermöglicht die Erfassung von Daten auf basale ICP, ICP, Spitze plateau, ICP, Erektion und Abschwellung gelegentlich, Dauer der Reaktion, etc.. Neben diesen gemessenen Parameter direkten, gibt es einige andere Indexparameter: (1) "T80", die Zeit zu 80 % des Peak ICP; (2) "D20", die Zeit auf 20 % des Peak ICP zu verringern; (3) "ΔT80", die Rate der Zunahme des Drucks (pro Sekunde) bei T80; und (4) "ΔD20", die Rate der Abnahme des Drucks (pro Sekunde) bei D20. Diese Parameter ermöglichen für die Quantifizierung von jeder Stufe und die Qualität der ICP Antwort, das spiegeln die Auswirkungen der Krankheit und untersuchen die Wirksamkeit von Medikamenten14,17. Diese Aufzeichnungsmethode ICP ist in Tiermodellen ED verbreitet. Wir haben in diesem Protokoll die ICP-Reaktion bei jungen und alten ED Ratten verglichen. Bei Bedarf Verabreichung von Medikamenten über intrakavernose Katheter kann es durch die Platzierung von einem anderen intrakavernose Katheter in die kontralaterale Crus Corpus Cavernosum17erfolgen. Das Gesamtvolumen der Injektion sollte weniger als 0,1 mL betragen. Systematische Medikamentengabe kann mittels subkutaner oder intraperitonealer Injektion durchgeführt werden. Ggf. intravenöse Verabreichung der rechten Halsschlagader in Erwägung gezogen werden.
Obwohl ICP Chirurgie etwas technisch anspruchsvoll ist und ein tiefes Verständnis der unteren Bauch- und Becken-Organe Anatomie erfordert, mit Zeit und Mühe kann man das Protokoll meistern. Da der Katheter und Elektroden durch den Experimentator manuell vorgenommen werden, muss der Drucksensor geprüft und kalibriert jedes Mal vor dem Start des Experiments werden. Die Elektroden sollten dünn sein und der Abstand zwischen den beiden Elektroden sollte klein genug, um effizient die Nerven zu stimulieren. Es ist wichtig, stretching oder andere Schädigung des Nervs bei Platzierung der Elektroden zu vermeiden. Es ist wichtig, gerade die Nadel in der linken Schenkel ohne Rutschen oder Abwurf eingesetzt. Drei häufige Symptome sind in Tabelle 2aufgeführt, die berücksichtigt werden könnten, wenn einige Symptome auftreten.
Diese Aufzeichnungsmethode ICP ist auch übertragbar auf Mäuse. Die Körper der Mäuse sind jedoch kleiner als Ratten, ICP Aufnahme bei Mäusen härter zu machen. Wenn ICP Aufnahmen bei Mäusen durchgeführt wurden, konnten kleinere mittelständische Injektionsnadeln verwendet werden.
ICP-Aufnahme hat auch seine Grenzen und andere Methoden in Betracht. In der Regel ICP Aufnahme operiert an narkotisierten Tieren, und die Tiere werden nach der kurzfristigen ICP Messung eignet sich nicht für die longitudinale Überwachung des ICP geopfert. Eine deutliche Verbesserung der direkten ICP Aufzeichnungsmethode führt ICP Aufnahmen auf bewusste, frei beweglichen Ratten, die ist gut in die Protokolle geschrieben von Hedlund Et al.beschrieben. 17 diese Methode bietet die Möglichkeit, den Intracavernosal Druck für längere Zeiträume aufzeichnen. Vor kurzem wurden Fortschritte sollen einen telemetrischen Ansatz bewusst, frei beweglichen Tieren18,19,20. Obwohl der telemetrische Ansatz viele Vorteile gegenüber traditionellen ICP Aufnahme hat, erfordert teure Ausrüstung zu konvertieren und die konvertierten Drucksignale empfangen. Für die Überwindung der Katheterisierung Methode, beschreiben Adachi Et Al. einen Weg, um erektile Antworten zu untersuchen, durch die kontinuierliche Messung des Durchmessers der Penisse in Ratten21. Bei dieser Methode wird ein paar Piezoelektrische Kristalle auf der Welle des Corpus Cavernosum Penis gelegt. Zwei Parameter werden definiert, um die erektile Reaktion zu bewerten: (1) "D-Max": die maximale entwickelt Penis Durchmesser während der Messung; und (2) "T50 %": die Zeit von der maximalen Antwort auf 50 % Erholung der die maximale Reaktion bei anästhesierten Ratten. Mit diesem Protokoll spiegeln die Veränderungen des Durchmessers des Penis auch treu die Qualität der erektile Reaktion; Darüber hinaus wird das Gewebe während der gesamten Messung nicht verletzt. Diese Sonomicrometry Methode erfordert jedoch wie der telemetrischen Ansatz auch spezifische und relativ teure Ausrüstung zu konvertieren und erhalten die Änderungen der Durchmesser des Penis.
Zusammenfassend ist ICP Aufnahme eine präzise, relativ günstig und preiswerte Methode. Wir glauben, dass diese Einführung kann helfen, den Einsatz der ICP-Methode und weitere Vorkenntnisse der Pathologie und Physiologie der erektilen Dysfunktion zu verlängern.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch die grundlegenden Forschungsmittel für die zentralen Universitäten (020814380018, 020814380077), der China Scholarship Council (CSC, Nr. 201606195024), Natural Science Foundation der Provinz Jiangsu (BK20160138) und Key-Projekt unterstützt. von Wissenschaft und Technologie Development Foundation, Nanjing Medical University (2014NJMUZD053) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 2-3 month | ||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 15-18 month | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Saline | Sigma-Aldrich, S7653 | dissolve 8.5 gram sodium chloride in distilled water | |
| Pentobarbital sodium solution | Sigma-Aldrich, P3761 | dissolve 1 gram in 100 ml saline | |
| Povidone-iodine | BTP Pharmaceutical Co. Limited | 10% (V/V) | |
| Ethanol | China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM) | 70% (V/V) | |
| Heparin | Sigma-Aldrich, H3149 | dissolve 20000U heparin in 100 ml saline | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| Hypodermic needle | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 23G | |
| Syringe | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 10 ml | |
| Three-way stopcock | Chengdu Instrument factory | TSK 01 | |
| Electrode | Chengdu Instrument factory | JST-1 | |
| Catheter tube | Chengdu Instrument factory | PE-10, PE-50 | |
| Operating scissors | Shanghai operation equipment factory | J22010, J22020 | |
| Ophthalmic operating scissors | Shanghai operation equipment factory | Y00010, Y00020 | |
| Ophthalmic forceps | Shanghai operation equipment factory | JD1010, JD1020 | |
| MicroScissors | World Precision Instruments | WAA260 | |
| silk suture | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 5-0 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Stimulator | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | 15 Hz, 5 ms pulse, 5 V, 60 s duration and 5 minutes interval | |
| Multichannel signal collection processing system | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | Blood pressure model | |
| Pressure transducer | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100) | 40KPa |
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