Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Kvantifisere anlegget løselig Protein og fordøyelige karbohydrater innhold, bruke korn (Zea mays) som en Exemplar

Published: August 6, 2018 doi: 10.3791/58164
Automatic Translation
1,2, 1, 3, 2, 2, 1
1Department of Entomology, Texas A&M University, 2Department of Entomology, University of Minnesota, 3Department of Entomology, University of Kentucky

Summary

Protokollene beskrevet her gi en klar og imøtekommende metodikk for måling av løselig protein og fordøyelig (ikke-strukturell) karbohydratholdige innhold i anlegget vev. Evne å kvantifisere disse to plante makronæringsstoffer har viktige implikasjoner for fremme Fræna, ernæringsmessige økologi, plante-herbivore interaksjoner og mat-web økologi.

Abstract

Grunnleggende data brukes vanligvis til å antyde plante kvalitet som en ressurs planteetere. Men begrense ubiquity av karbon i biomolecules, nitrogen-inneholdende anlegget defensive forbindelser, og variasjon i artsspesifikke sammenhenger mellom nitrogen og plante proteininnhold alle nøyaktigheten av disse slutninger. I tillegg forskning fokusert på anlegget og herbivore fysiologi et nivå av nøyaktighet som ikke oppnås bruker generalisert sammenhenger. Metodene presenteres her tilbyr forskere en klar og rask protokoll for direkte måling anlegget løselig proteiner og fordøyelige karbohydrater, to plante makronæringsstoffer tettest knyttet til dyr fysiologiske ytelse. Protokollene kombinerer godt preget kolorimetrisk analyser med optimalisert plante-spesifikke fordøyelsen slik gir presis og reproduserbar resultater. Våre analyser av ulike sukkermais vev viser at disse analyser har følsomheten å oppdage variasjon i plante løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold over flere romlige skalaer. Disse inkluderer mellom anlegget forskjeller over voksende regioner og plantearter eller varianter, samt i anlegget forskjeller i vev type og med posisjonelle forskjeller innenfor samme vev. Kombinere løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold med grunnleggende data har potensial til å gi nye muligheter i plant biology koble mineral plantenæring med anlegget fysiologiske prosesser. Disse analysene også hjelpe generere løselig protein og fordøyelige karbohydrater dataene for å studere ernæringsmessige økologi, plante-herbivore samhandlinger og mat-web dynamikk, som igjen vil forbedre fysiologi og økologiske forskning.

Introduction

Anlegget biomasse danner grunnlaget for nesten alle terrestriske næringskjeder. Planter erverve ernæringsmessige elementene fra jorden gjennom sine røtter systemer og bruker sollys av foliar vev å syntetisere biomolecules. Spesielt karbon- og nitrogen brukes til å opprette karbohydrater, proteiner (består av aminosyrer) og lipider som trengs for å bygge anlegg biomasse (det bør bemerkes at i plante fysiologi begrepet "macronutrient" refererer ofte til jord elementer, for eksempel N, P, K og S, men vil i hele dette papiret termen referere til biomolecules, som proteiner, karbohydrater og lipider). Når planteetere forbruke plantemateriale, er makronæringsstoffer i anlegget vev brutt ned i sine bestanddeler og deretter brukes til å drive de fysiologiske prosessene hos forbrukeren. Dette har anlegget makronæringsstoffer en sterk innflytelse på forbruker fysiologi sammen med viktige implikasjoner for høyere orden økologiske interaksjoner og næringskjeden dynamics.

Over dyreriket er løselig protein og fordøyelige karbohydrater makronæringsstoffer tettest knyttet til overlevelse og reproduksjon ytelse1. Videre regulere fleste dyr aktivt inntak av disse to makronæringsstoffer å møte sine fysiologiske behov1,2. Dette gjelder særlig for insekt planteetere som oppdager konsentrasjonen av sukker og aminosyrer i anlegget vev, som i sin tur leder fôring atferd. Resultatet anlegg løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold har spilt en sterk rolle i utviklingen av plante-insekt interaksjoner.

Mens data på anlegget løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold er relativt sjeldne (men se6,,7,,8,,9,,10,,11), er det en overvekt av data tilgjengelig på anlegget elementært innhold (karbon, nitrogen og fosfor). Hovedsak dette er fordi elementene spiller en primær rolle i anlegget mineral ernæring3,4,5. Der elementene er målt, sammenhenger har blitt benyttet for å ekstrapolere løselig protein og fordøyelige karbohydrater, men nøyaktige beregninger er ofte vanskelig å få. For eksempel, er det umulig å bruke karbon som en indikator på anlegget fordøyelig karbohydratholdige innhold fordi karbon finnes overalt i alle organiske forbindelser. Et sterkere forhold eksisterer mellom grunnleggende nitrogen og plante løselig proteininnhold, og generalisert nitrogen-til-protein omregningsfaktorer benyttes ofte. Men er det sterke bevis for at nitrogen-til-protein konverteringer er svært artsspesifikke12,13,14,15, gjør bruk av generalisert konvertering sikkert unøyaktig. Derfor mangler nitrogen-til-protein omregningsfaktorer ofte presisjon, spesielt i den grad som kreves for ernæringsmessige studier på planteetere. Også kan tilstedeværelsen av N inneholder anlegget allelochemicals, som alkaloider og glukosinolater som er ofte giftige for planteetere, forvirre konverteringene.

Her tilbyr vi to kjemiske analyser for måling av konsentrasjonen av løselig proteiner og fordøyelige karbohydrater i anlegget vev. Disse analyser presenteres separat, men det anbefales at de brukes samtidig å analysere samme plante prøvene for å oppnå en mer omfattende analyse av anlegget makronæringsstoffer. Begge benytter samme metoder, som består av en utvinning trinn, etterfulgt av kvantifisering via absorbance. Anlegget eksempel prep er også like for begge protokollene, gjør det enkelt å kjøre begge analyser i tandem. Nytten av disse analyser ikke stammer fra deres nyhet, som de stole på eldre (Bradford, Jones, Dubois) veletablerte kolorimetrisk analyser16,17,18, men her vi har organisert en tydelig og lett å følge protokoll som kombinerer disse metodene med mer obskure plante-spesifikke utvinning teknikker17,19 for å gjøre bruk av disse analyser mer tilgjengelig for de i anlegget relevante felt.

For begge analyser trekkes plante makronæringsstoffer først fysisk frysing, lyophilizing og sliping plantemateriale. Løselig protein analysen, ytterligere gjøres kjemiske utvinning17,19 gjennom flere runder med vortexing og oppvarming prøver NaOH løsning. Kjente Bradford analysen, utnytte Coomassie briljant blå G-250, brukes deretter å kvantifisere løselig proteiner og polypeptides mellom 3,000-5,000 Daltons16,17. Denne analysen har en rekkevidde mellom 1-20 µg totale proteiner per microplate godt eller < 25 µg/mL, men har ikke måle gratis aminosyrer. Utvinning trinn i fordøyelige karbohydrater analysen er basert på fortynne syre metoden for Smith et al. 20 og isolasjon av løselig sukker, stivelse, og fructosan- men ikke strukturelle karbohydrater. Fenol-sulfuric syre kvantifisering metode er tatt fra Dubois et al. 18 og måler alle mono-, oligo-, og polysakkarider (samt metyl derivater). Denne analysen er kunne kvantifisere bestemt sukker, men her vi bruke det som en indikator på totalt fordøyelig karbohydratholdige innhold (se Smith et al. 20 for mer detaljert analyse). Sammen måle disse analyser to makronæringsstoffer som er sterkt knyttet til plante øko-fysiologi og herbivore ytelse, gir viktige data om ressurskvalitet ved foten av terrestriske næringskjeder. Presentere disse protokollene fremmer generering av anlegget macronutrient datasett for å få en mer grundig forståelse av Fræna herbivore ernæringsmessige økologi og plante-herbivore interaksjoner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. plante samling og bearbeiding

  1. Samle inn og behandle anlegget prøver
    1. Etter samle anlegg prøver, flash-fryse prøver av dipping plantemateriale i flytende nitrogen med tang og lagre på-80 ° C. Hvis anlegget prøvene samlet er for store flash-fryse og raskt kult prøvene med tørris og overføre til en-80 ° C fryser så snart som mulig. Macronutrient innholdet av plantemateriale kan endre etter vev er atskilt fra anlegget, så det er viktig å fryse anlegget prøver så snart som mulig etter samling.
      Forsiktig: Flytende nitrogen kan forårsake alvorlige frostskader når hudkontakt. Kontroller for å transportere flytende nitrogen i godkjent beholdere og ha riktig PPE under sin håndtering, inkludert cryo-hansker, øye googles, ansiktsskjerm, forkle og en labfrakk.
    2. Lyophilize plantemateriale ved hjelp av fryse-tørker for å sikre at vev metabolically inaktive mens vann blir fjernet. Tørr til massen av prøven stabiliserer for å sikre alt vannet er fjernet.
    3. Når prøvene er tørr, grind til et fint pulver en jeksel eller mill. Lagre prøver i et desiccating skap til analyse.

2. løselig Protein analysen

  1. Eksempel forberedelse
    1. Veie ut Repliker prøver av hvert vev, ca 20 mg hver, til 1,5 mL polystyren microcentrifuge rør og etiketten rør. Disse prøvene vil senere bli referert til som ukjent prøver. Registrere nøyaktig masse hver prøve, så denne informasjonen må beregne % løselig protein i hver ukjent prøve. Bruk microcentrifuge rør med låsing lokk, som ikke-låsing lokk kan åpne under det påfølgende oppvarming trinnet, som resulterer i tap av prøven løsning.
  2. Solubilize og isolere ukjent eksempel proteiner
    1. Bruke en mikro-hindre, legge til 500 µL av 0.1 M NaOH til hver tube. Lukk lokkene tett og sonicate i 30 minutter. Forvarm varmt vann bad 90 ° C.
      Forsiktig: Natriumhydroksid er en sterk base og kan forårsake brannskader når hudkontakt. Selv om 0.1 M NaOH representerer en lav konsentrasjon, vernehansker for å unngå hudirritasjon.
    2. Plasser rør i et rack i varmt vannbad i 15 minutter.
    3. Sentrifuge rør på 15 000 x g i 10 minutter. Pipetter supernatant væsken i nye merket microcentrifuge rør, bruker nye pipette tips for hvert utvalg. Legge til 300 µL av 0.1 M NaOH til røret som inneholder pellets og sentrifuger igjen på 15.000 x g i 10 minutter. Igjen, samle supernatant væske og kombinere det med andre supernatant væske fra samme eksempel. Dette er en potensiell stoppunktet, og prøver kan bli lagret på 4 ° C over natten hvis nødvendig.
  3. Utløse anlegget proteiner
    1. Nøytralisere pH i supernatant løsningen ved å legge til 11 µL av 5,8 M HCl. Bekreft en pH på ~ 7 av dipping lakmus papir i hvert eksempel løsning.
      Forsiktig: Saltsyre er en sterk etsende syre som kan forårsake forbrenning når i kontakt med huden (huden program eller innånding). Vennligst bruke hansker for å forhindre hudirritasjon ved håndtering HCl.
    2. Legg til 90 µL av 100% Trekloredikksyre (TCA) til hver tube og ruge rør på isen i 30 minutter. Nedbør av proteiner blir løsningen fra klar til ugjennomsiktig. Hvis dette ikke skjer etter 30 minutter, kjøleskap rør i 1 time. Dette er en potensiell stoppunktet, og prøver kan bli lagret på 4 ° C over natten hvis nødvendig.
      Forsiktig: Trekloredikksyre er etsende. Vennligst bruk hansker når du håndterer for å unngå kontakt med hud og unngå innånding.
    3. Sentrifuger eksempler på 13000 x g i 10 minutter på 4 ° C. Nøye fjerne TCA supernatant ved suctioning det ut ved å bruke vakuum: knyttet til et glass fin brønnene tips (på samme spiss kan brukes i et datautvalg). Ikke forstyrr protein pellet ved å unngå tunge sugekraft og holde en passende avstand mellom pipette tips og pellet.
    4. Vask pellet raskt med 100 µL av 20 ° C aceton. Dette trinnet fjerner eventuelle gjenværende TCA fra pellets, som kan forstyrre påfølgende Bradford analysen; men vil aceton begynne å oppløse protein pellet hvis venstre kontakt for lang, så aceton bør legges så raskt utdraget fra pellet innen 5 sekunder.
    5. Tillate aceton å fordampe ved å plassere rør i en avtrekksvifte eller kjøleskap. Deretter oppløse protein pellet ved å legge 1 mL av 0.1 M NaOH til hver rør. Fullstendig løse opp pellet kan kreve flere runder med oppvarming i et varmt vann bad, vortexing og sonicating.
      Merk: Jo lenger rør sitte i avtrekksvifte eller kjøleskap og den tørrere pellets kommer, desto vanskeligere de vil være å re solubilize. Det anbefales for å tørke pellet i 30 minutter, og sjekk for tilstedeværelsen av aceton hver 10-15 minutter før det er Fjern at aceton har fordampet (ingen aceton røyk er synlig).
  4. Bland standard løsninger, fortynne ukjent utvalg løsninger og kvantifisere totale proteininnholdet i ukjent prøver ved Bradford analysen.
    1. Forberede bovin immunglobulin G (IgG) standard løsninger konsentrasjonen i tabell 1 (lyofiliserte eller IgG lagerløsning kan blandes med deionisert vann å oppnå hver konsentrasjon). Lagre standarder på 4 ° C. I en 96-brønns tallerken, legger 160 µL av hver IgG standard løsning i tre eksemplarer starter ved A1 godt platen (0 µg/µL i A1, A2, A3 posisjon, 0.0125 µg/µL i B1, B2, B3 stillinger, etc.).
    2. Forberede en fortynnet NaOH løsning ved å legge til 50 µL av 0.1 M NaOH 950 µL destillert vann. Som en tom negativ kontroll, legge til 60 µL av denne løsningen godt platen i tre eksemplarer (G1, G2, G3 posisjoner).
    3. Forberede fortynninger av ukjent eksempler ved å legge til 50 µL av hver eksempel løsning 950 µL destillert vann i en ny 1,5 mL microcentrifuge tube. Legg deretter til 60 µL av hvert utvannet utvalg av godt platen i tre eksemplarer, starter på H1 posisjon. En 96-brønnen platen bør tillate for analyse av 6 standarder, 1 tomme og 25 ukjent prøver når leste i tre eksemplarer. Hver godt plate analysert bør inneholde sin egen IgG standard og tom prøver.
    4. Legg 100 µL destillert vann til alle tomme og ukjent brønner. Nå hver også inneholde totalt 160 µL. bruke en flerkanals pipette (8 kanaler), legge til 40 µL Coomassie briljant blå G-250 protein fargestoff til alle i den første kolonnen i godt platen. Bland fargestoff med prøvene av stuper flere ganger. Gjenta for alle andre kolonner, erstatte pipette tips for å unngå forurensning.
      Forsiktig: Coomassie briljant blå G-250 er irriterende og huden, øyne, eller lungene bør unngås. Vennligst bruke hansker for å unngå kontakt med hud. Hvis hudkontakt oppstår, vil dette produktet flekken.
    5. Bruk en nål til pop bobler i brønnene, som de kan forstyrre microplate spektrofotometer lesing. Rengjør nålen for å unngå forurensning mellom brønner. La microplate ruge ved romtemperatur i 5 minutter.
    6. Bruke et microplate spektrofotometer, posten absorbans verdiene for hver brønn på 595 nm.
    7. Registrere gjennomsnittlig absorbansen for tre tom brønnene og trekke verdien fra hver av standard og ukjent målingene. Deretter registrere gjennomsnittlig absorbansen for hver standard og ukjent prøve.
      Merk: For å beregne hvor mye protein i hver ukjent utvalget med standardkurven, er det enklest å regress gjennomsnittlig absorbansen av hvert mot mikrogram protein i hver standard, men en kan tegne protein konsentrasjonen (μ g/µL) av hver standard hvis ønskelig. Følgende beregninger, imidlertid referere til en standard kurve basert på mikrogram, ikke konsentrasjon (µg/µL).
    8. Tegne gjennomsnittlig absorbansen av hvert mot den totale mengden protein i hver standard godt (tabell 1). Passer en lineære regresjonslinjen til disse data og bruke formelen til å beregne mengden av protein (µg) i hver ukjent prøve vel basert på gjennomsnittlig absorbansen (figur 1a).
      Merk: Korrelasjonskoeffisienten (r verdi) av denne linjen må være større enn 0,98 og rutinemessig 0,99. Standard regresjon vil være spesifikke for hver plate, derav ukjent eksempel brønnene i hver plate må analyseres separat.
    9. Når gjennomsnittlig mengde protein beregnes for hver ukjent eksempel godt, kan du bruke denne formelen til å beregne den totale mengden protein (µg) i hver opprinnelige prøven:
      Mp = (((Wp/60) x 1000) / 50) * 1000
      Mp = µg protein i opprinnelige prøven
      Wp = µg protein i ukjent utvalg godt
      1. Deretter Bruk denne formelen til å finne ut prosentandelen av protein i hvert utvalg:
        Pp = ((Mp/1000) /Mjeg) * 100
        Pp = % protein i utvalg
        Mjeg = første masse utvalg (mg)
        Merk: I noen tilfeller prøven kan overgå øvre absorbansen terskelen. Eventuelt prøve løsninger kan kreve ytterligere fortynning på trinn 2.4.3.
        Flere fortynninger må deretter bli redegjort for i beregninger. Noen microplate reader merker tilbyr også programvare som automatisk beregne gjennomsnittlig protein konsentrasjonen av hvert ukjent utvalg basert på standardkurven.

3. fordøyelige karbohydrater analysen

  1. Eksempel forberedelse
    1. Veie ut Repliker prøver av hvert vev, ca 20 mg hver, i glass 15 mL rør med gummi-lined skrulokk (100 mm lengde). Disse prøven vil senere bli referert til som ukjent prøver. Merk rør med en vanntett markør eller merking tape på lokkene og registrere nøyaktig masse hver prøve, så denne informasjonen må beregne % karbohydrater i hver ukjent prøve.
  2. Pakk ut fordøyelige karbohydrater fra hver ukjent prøve.
    1. Legge 1 mL av H 0.1 M2slik4 hvert rør og skrulokk på rør tett. Plasser i en kokende vannbad i 1 time.
      Forsiktig: Svovelsyre er svært etsende. Vennligst bære hansker, øye googles og en forkle når du håndterer H2så4 og utføre dette trinnet i avtrekksvifte.
    2. Kjøl deg ned rør i lunket vannbad. Hell innhold i merket 1,5 mL microcentrifuge rør (ikke vær bekymret hvis noen plante materielle levninger i glass rør).
    3. Sentrifuge rør på 15 000 x g i 10 minutter. Fjern supernatant væsken med en mikro-hindre og Legg til nye merket 1,5 mL microcentrifuge rør. Rør kan oppbevares i kjøleskap over natten på dette punktet. Hvis fortsetter med analysen, se trinn 3.3.2.
  3. Bland standard løsninger og kvantifisere den totale fordøyelige karbohydratholdige innholdet av ukjent prøver.
    1. Forberede D(+) glukose standard løsninger med konsentrasjonen oppført i tabell 2. Forberede seks reagensglass med 400 µL av hver standard løsning.
    2. Pipetter 15 µL av hver ukjent prøve i sin egen reagensglasset og legge 385 µL destillert vann til hver for et totalt volum på 400 µL i hver reagensrør. Legge til 400 µL av 5% fenol hver standard og ukjent reagensglasset avtrekksvifte, og deretter raskt Pipetter 2 mL konsentrert H2SO4 i hver retning. Ikke trykk test innhold med Pipetter spissen, bare legge til løsning overflaten (en repeater pipette fungerer best for dette).
    3. La rør ruge i 10 minutter, og deretter nøye vortex rør for å blande innholdet. Inkuber ekstra 30 minutter.
      Forsiktig: Fenol og svovelsyre er etsende irritanter. For å beskytte mot eksponering for hud, øyne og innånding, dette trinnet skal utføres i kjemisk avtrekksvifte bruker riktig PPE, som inkluderer: møte skjold eller øye briller, gummihansker, lab forkle og støvler. Blander fenol med svovelsyre også resulterer i en eksoterm reaksjon, som vil resultere i rør blir varm.
    4. Pipetter 800 µL av prøve fra hver rør i hver av 3 polystyren 1,5 mL semi micro cuvettes (3 teknisk gjentak per prøve). Angi spektrofotometer lese på 490 nm. Kalibrere til tom søppel som inneholder destillert vann før du leser standarder eller ukjent prøver, og midlertidig gjennom eksempel målinger. Kjøre hver cuvette gjennom et spektrofotometer og registrere absorbansen. Gjennomsnitt over teknisk replikerer for hver ukjent prøve.
      Merk: I noen tilfeller prøver kan overgå øvre absorbansen terskelen. Hvis så, prøver må fortynnes på trinn 3.2.3. Fortynninger må også bli redegjort for i beregninger.
    5. Beregne gjennomsnittlig absorbansen trukket.
      Merk: For å beregne hvor mye total fordøyelige karbohydrater i hver ukjent utvalget med standardkurven, er det enklest å regress gjennomsnittlig absorbansen av hvert mot mikrogram D (+) glukose i hver standard, men en kan også tegn D (+) glukose konsentrasjon (µg/µL) av hver standard hvis ønskelig. Følgende beregninger, imidlertid referere til en standard kurve basert på mikrogram, ikke konsentrasjon (µg/µL).
    6. Beregne standardkurven ved plotting gjennomsnittlig absorbansen mot den totale mengden D (+) glukose (µg) i hver standard løsning. Tilpasse en lineær regresjon linje til disse dataene, og deretter bruke denne formelen til å beregne den totale mengden karbohydrater (µg) i hvert ukjent utvalg:
      Mc = (((enx -b)/m)/(15)) * 1000
      Mc = µg karbohydrater i utvalg
      Enx = gjennomsnittlig absorbansen av ukjent prøve
      b = y-skjæringspunktet (standard regresjonslinjen)
      m = skråningen (standard regresjonslinjen)
      Korrelasjonskoeffisienten til denne linjen må være større enn 0,98 og rutinemessig 0,99. Deretter Bruk denne formelen til å finne ut prosentandelen av karbohydrater i hvert utvalg:
      Pc = ((Mc/1000) / (Mjeg)) * 100
      Pc = % karbohydrater
      Mjeg = første masse utvalg (mg)

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Slik viser nytten av disse metodene, analyserte vi løselig protein og fordøyelige karbohydrater innholdet i fire forskjellige felt og mais vev som fungerer som tydelig potensielle ressurser for insekt planteetere. Vi samlet ører av korn fra tre landbruket regioner i USA (Minnesota, North Carolina og Texas), omfatter fem forskjellige varianter av sukkermais (dvs. genotyper) og en rekke feltet korn som en outgroup. Tabell 3 viser et sammendrag av disse korn prøver og der de var samlet. Alle varianter ble samlet på modenhet, men på grunn av utviklingsmessige forskjeller mellom varianter, de var ikke alle samlet på samme dag etter planting. Vi behandlet ørene til forskjellige vev ved å raskt skille skall (endrede bladene omgir cob) og silke (skinnende fiber mellom skrelle og kjerner) fra øret før lagring alle vev ved-80 ° C som angitt i metoder. Hvert vev ble deretter fryse-tørket. Når tørket, skilte vi kjerner fra basen og spissen av øret av barbering av kjerner fra den øverste tredjedel (tips) og nedre tredjedel (basis) av cob. Deretter alle vev ble malt til et fint pulver. Vi deretter analysert skall, silke, tips kjernen og base kjernen vevsprøver løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold i henhold til prosedyrene som er skissert i metodene ovenfor. Gitt begrensninger på mengden vev tilgjengelig, analyserte vi totalt 217 anlegget prøver både løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold.

Løselig Protein
Vi kjørte ni eksempel plater gjennom spektrofotometer totalt, og samlet, standard kurver hadde høy korrelasjonskoeffisienter (r), med verdier mellom 0.985-1,00. Figur 1 viser standardkurven med den høyeste (A) og laveste (B) r -verdier viser variasjon vi observert over plater. Vi beregnet % løselig protein for alle prøver ved første prøve masse (Tabell 4), og deretter analysert dataene for statistiske forskjeller i løselig proteininnhold mellom regioner, varianter og vev typer. Data var rang-forvandlet å møte normalitet forutsetninger når det er nødvendig.

Vi observerte betydelige forskjeller i løselig proteininnhold mellom regioner (Welch ANOVA; F(2, 133,5) = 4.303, P = 0.015), som et resultat, data fra hver region ble senere analysert separat. Minnesota prøvene viste en signifikant interaksjon mellom utvalg og vev type på løselig proteininnhold (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 64) = 16.51, P < 0,001). De fleste vev hadde lignende løselig protein innhold i begge varianter, unntatt base kjerner, der sukkermais ulike inneholdt nesten 7 ganger beløpet i forhold til feltet korn variasjon. For feltet korn variasjon (Syngenta/NK-3122A-EZ), skall og silke lignet og hadde lavest løselig proteininnhold av alle vev. Kjerner fra spissen av øret har høyeste løselig proteininnhold og kjerner fra bunnen av øret er middels (figur 2a). For sukkermais sorten (Providence Bicolor) var alle vev tydelig, med skall og silke med lavest løselig proteininnhold og base kjerner inneholdt ~2.5 ganger mer enn tips kjerner (figur 2b).

North Carolina prøver viste også en betydelig interaksjon mellom ulike og vev type (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 77) = 3.33, P < 0.024). De fleste vev viste lignende løselig protein innhold over varianter, unntatt tips kjerner som viste en høyere innhold i ikke -Bt utvalg (Sweet G90 Hybrid). For Bt var utvalg (Seedway Bt 1576) skall vevet med det laveste løselig proteinet innhold, etterfulgt av silke og tips kjerner, som hadde en lignende innhold. Base kjerner hadde det høyeste løselig proteininnholdet, men var ikke statistisk forskjellig fra tips kjerner (figur 2 c). I ikke -Bt utvalg (Sweet G90 Hybrid) var alle vev tydelig bortsett fra tips og base kjerner som var statistisk lignende. Skall hadde det laveste løselig proteinet innhold, etterfulgt av silke og tips og base kjerner som hadde høyest innholdet (figur 2d).

Texas prøver viste betydelige forskjeller i løselig proteininnhold mellom varianter (toveis VARIANSANALYSE; F(1, 76) = 12.91, P = 0,001) og vev (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 76) = 21.90, P < 0,001), men ingen betydelig interaksjon (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 76) = 0.436, P = 0.728). Total, bicolor variasjonen (Sh2 SS2742 NAT III) viste en lavere gjennomsnittlig løselig proteininnhold enn sølv Queen variasjon (TRTD F1 (su)). Over begge varianter, skall hadde det laveste proteininnholdet, etterfulgt av silke, og deretter tips og basere kjerner, begge hadde tilsvarende høyt innhold (figur 2e-f).

Fordøyelige karbohydrater
Fordi alle prøver ble analysert samtidig, løp vi bare en standardkurve. Figur 1 viser at korrelasjonskoeffisienten var høy, med 0.998. Vi beregnet % fordøyelige karbohydrater innholdet for alle utvalg (tabell 5) og deretter analysert dataene for statistiske forskjeller i fordøyelig karbohydratholdige innhold mellom regioner, varianter og vev typer. Dataene var rang-transformert når det er nødvendig å møte normalitet forutsetninger.

Det var ingen betydelige forskjeller mellom regioner (ANOVA; F(2, 216) = 1,47, P = 0.231), men for kontinuitet med protein analysene vi igjen analysert dataene fra hver region separat. Minnesota prøver viste ingen betydelige forskjeller i fordøyelig karbohydratholdige innhold mellom varianter (toveis VARIANSANALYSE; F(1, 64) = 0.00014, P = 0.990) eller vev type (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 64) = 0.818, P = 0.489). Det var også ingen betydelig interaksjon mellom ulike og vev (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 64) = 2,26, P = 0.092). Figur 2a -b viser at alle vev utstilt et gjennomsnittlig innhold på 36,5% (± 0.53).

North Carolina prøver viste en signifikant effekt av vev type på fordøyelig karbohydratholdige innhold (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 77) = 3,99, P = 0,011), men ingen effekt av utvalg (toveis VARIANSANALYSE; F(1, 77) = 1.06, P = 0.307) eller interaksjon (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 77) = 0.465, P = 0.708). Figur 2 c -d viser at silke hadde den laveste fordøyelige karbohydratholdige innholdet, etterfulgt av skall, tips kjerner og base kjerner. Alle vev var statistisk lignende bortsett fra silke og base kjerner.

Texas prøver viste ingen signifikant effekt av utvalg (toveis VARIANSANALYSE; F(1, 76) = 0.834, P = 0.364) eller vev type (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 76) = 1,03, P = 0.385), men viste en signifikant interaksjon (toveis VARIANSANALYSE; F(3, 76) = 3.34, P = 0.024). Denne effekten var hovedsakelig fordi base kjerner i bicolor variasjonen (Sh2 SS2742 NAT III) hadde en betydelig høyere fordøyelige karbohydrater innhold enn i sølv Queen variasjonen (TRTD F1 (su)). Figur 2e -f viser var det ingen statistisk forskjeller i fordøyelig karbohydratholdige innhold over vev typer i sølv Queen utvalg (TRTD F1 (su)), men det var en betydelig forskjell mellom silke og base kjernen vev for bicolor utvalg ( Sh2 SS2742 NAT III).

Figure 1
Figur 1. Standard kurver for macronutrient analyser. (A) standardkurven for løselig protein analysen viser platen med høyeste korrelasjonskoeffisienten (beste kurve). (B) standardkurven for løselig protein analysen viser platen med lavest korrelasjonskoeffisienten (verste kurve). (C) standardkurven for fordøyelige karbohydrater analysen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2. Mener % løselig protein og % fordøyelig karbohydratholdige innhold for hver vev. (A) MN - Bt Syngenta/NK-3122A-EZ (feltet korn), (B) MN - ikke -Bt Providence Bicolor, (C) NC - Seedway Bt 1576, (D) NC - ikke -Bt Sweet G90 Hybrid, (E) TX - Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor, (F) TX - sølv Queen TRTD F1 (su). Sirklene viser rå data, mens ruter viser mener verdiene. Grønn (skall), rød (silke), gul (tips kjerner) og lilla (base kjerner). De prikkete linjene koble opprinnelsen til hver rute viser P:C forholdet for hvert vev (forholdet er skråningen av stiplede). Brev viser post hoc resultater for protein forskjeller langs toppen og karbohydrater forskjellene langs siden, med forskjellige bokstaver representerer vesentlig ulike verdier over vev. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

IgG konsentrasjon (ug/uL) Protein i Standard prøver (ug)
0.0000 0
0.0125 2
0.0250 4
0.0375 6
0.0500 8
0.1000 16

Tabell 1. Standardkurve beregninger for løselig protein analysen. Hvor mye protein i hver standard beregnes ved å ta konsentrasjonen av hver standard og multiplisere det med mengden av standard løsning i hver brønn (160 µL).

D (+) glukose konsentrasjon (ug/uL) D (+) glukose i Standard prøver (ug)
0.0000 0
0.0375 15
0.0750 30
0.1125 45
0.1500 60
0.1875 75

Tabell 2. Standardkurve beregning for fordøyelige karbohydrater analysen. Mengden av glukose i hver standard beregnes ved å ta konsentrasjonen av hver standard og multiplisere det med mengden av standard løsning i hver test rør (400 µL).

Regionen Utvalg Beliggenhet N
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (feltet korn) Rosemount, MN (44.7070,-93.1073) 10
Non - Bt Providence Bicolor Rosemount, MN (44.7070,-93.1073) 10
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid Rocky Mount, NC (35.8918,-77.6780) 10
Seedway Bt 1576 Edenton, NC (36.1758,-76.7057) 10
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor Lubbock, TX (33.6935,-101.8249) 10
Sølv Queen TRTD F1 (su) Lubbock, TX (33.6935,-101.8249) 10

Tabell 3. Sammendrag av mais prøvetaking plasseringen og varianter. For hver kombinasjon av regionen og utvalg, 10 ører var samlet og fire vevene ble analysert: husk, silke, tips kjerner og base kjerner.

Regionen Utvalg % løselig protein
skrelle silke tips-kjernen Base kjernen
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (feltet korn) 3.29 ± 0,38 4.57 ± 1.27 14.74 ± 1,54 7.07 ± 0.84
Non - Bt Providence Bicolor 3,35 ± 0.58 6.71 ± 0.70 17.87 ± 3,85 48.41 ± 2,85
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid 2,90 ± 0.60 6,97 ± 0,63 12.95 ± 0,86 12.23 ± 0,83
Seedway Bt 1576 5.48 ± 0.73 9.08 ± 0,62 10.75 ± 0.93 12.76 ± 1,16
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor 7.74 ± 1.03 12.15 ± 0,63 14.79 ± 0.69 14.88 ± 0.48
Sølv Queen TRTD F1 (su) 6.06 ± 1.05 8.17 ± 0,79 ± 12.95 1,19 12.32 ± 1.23

Tabell 4. Mener protein verdier for hver region, utvalg og vev. Mener prosenter (av tørr masse) vises ± 1 SE.

Regionen Utvalg % fordøyelige karbohydrater
skrelle silke tips-kjernen Base kjernen
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (feltet korn) 37.55 ± 0,88 32.31 ± 1,38 36.79 ± 1.60 38.66 ± 1.57
Non - Bt Providence Bicolor 37.30 ± 0,82 37.31 ± 2,30 35.80 ± 1,77 34.83 ± 1.37
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid 35.79 ± 0,81 35.28 ± 1.17 36.13 ± 0,91 39.47 ± 1,18
Seedway Bt 1576 35.75 ± 0.58 34.91 ± 0.76 35.73 ± 1.35 37.29 ± 1.13
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor 35.55 ± 0.87 33.40 ± 1,10 34.85 ± 1.01 39.14 ± 1,22
Sølv Queen TRTD F1 (su) 34.63 ± 1.13 33.42 ± 2,33 35.16 ± 1,16 33.93 ± 1.03

Tabell 5. Mener karbohydrater verdier for hver region, utvalg og vev. Mener prosenter (av tørr masse) vises ± 1 SE.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ved å kombinere veletablerte kolorimetrisk analyser med effektiv plante-spesifikke utvinning protokoller, gi analyser demonstrert her en rimelig og nøyaktig metode for å måle anlegget løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold. Våre resultater med mais som et eksemplar illustrerer hvordan disse protokollene kan brukes å få nøyaktige mål på tvers av forskjellige biologisk relevante romlige skalaer. For eksempel kunne vi oppdage forskjeller i anlegget løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold mellom geografiske regioner, varianter (eller genotyper), vev typer, og selv romlig segregerte vev. Begge analyser kan gjøres ved hjelp av vanlige laboratorieutstyr og reagenser, krever bare grunnleggende laboratorium ferdigheter, og kan analysere et relativt stort antall prøver (50-75) innen kort tid.

Selv om det er relativt enkelt å utføre, noen trinn er mer kritisk enn andre, og hvis gjort feil kan begrense nøyaktigheten til resultatene. For eksempel er det viktig at plantemateriale håndteres korrekt under prøvetaking scenen. Selv dissekert anlegget vev blir metabolically aktiv til utsatt for en dødelig temperatur, og under denne perioden anlegget macronutrient innholdet kan endres. Resultatet kan lange tidsperioder mellom anlegget prøvetaking og frysing (enten av flytende N eller fryser lagring) øke sannsynligheten for at anlegget macronutrient innhold ikke gjenspeiler innholdet som fantes på tidspunktet for prøvetaking.

Trinn 2.3.3-2.3.5 i protein protokollen er spesielt viktig for et vellykket resultat, som følgende håndtere utfelt proteiner. Man må være forsiktig å unngå å miste noen av protein pellet når vacuuming supernatant TCA fra microcentrifuge rør, fordi dette vil føre til en undervurdering av proteininnhold. Det er også viktig når du vasker protein pellets med aceton til gjøre det svært raskt. Aceton kan redusere pellet hvis igjen i kontakt i flere sekunder. Du bør begrense kontakt mellom aceton og pellets til mindre enn 5 sekunder. Til slutt, når du tørker pellet, det er viktig å ta vare for å la bare aceton til å fordampe. Hvis pellet er igjen for å tørr for lenge, blir det svært vanskelig å resuspend i NaOH. Vi foreslår tørking av pellets i 30 minutter, og deretter sjekke etter aceton, ved visuelt observere væske i røret eller nøye oppdage lukten av acetone røyk. Kontrollere pellet hver 10-15 minutter før aceton har fordampet.

Som beskrevet i Bradford 197616, tillate kvantifisering trinnene bruker Coomassie briljant blå G-250 fargestoff høy følsomhet, med et standardavvik bare 5 µg protein/mL, høy protein-dye komplekse stabilitet og begrenset forstyrrelser av ikke-protein forbindelser. Denne analysen har en rekkevidde mellom 1-20 µg totale proteiner per microplate godt (lav-konsentrasjon analysen) eller maksimum 25 µg/mL; men bør noen konsentrasjon som overskrider den høyeste standarden, utvannet og re-analyseres for de mest nøyaktige resultatene (protokollen produserer et overskudd av løsning i tilfelle slike fortynninger og re-analyse er nødvendig). Det er en skjevhet på fargestoff fortrinnsvis binde til grunnleggende aminosyrer, som arginin og aromatiske aminosyre rester; Bradford analysen er imidlertid den mest nøyaktige og enkle å bruke metoden for totalt protein kvantifisering i blandet prøver.

Fordøyelige karbohydrater analysen er en rask, kostnadseffektiv og enkel metode for å kvantifisere anlegget saccharides mens utenom strukturelle karbohydrater (for eksempel cellulose), som de ufordøyelige ved de fleste planteetere. Vanskeligst trinnene i karbohydrater analyser er skritt 3.2.1 og 3.3.2-3.3.4. Her er det avgjørende å holde rør oppreist og stram velsmakende godt når koking, som innføring av vann vil utvanne prøver og påvirke nøyaktig kvantifisering. Også omsorg må tas når du arbeider med fenol og konsentrert sulfuric syre, som begge er svært etsende. Det bør bemerkes at vi argumentere opptak eksempel absorbans ved 490 nm, som er maksimalt absorbansen for hexoses, men ikke andre sukker, som pentoses og uronic syrer som har en maksimal absorbansen på 480 nm20,21. For sukker blandinger i anlegget prøver, 490 nm gir en passende bølgelengde for kvantifisere samlede karbohydratholdige innhold22,23,24, men for en mer detaljert analyse av ulike sukker se20, 21. Det skal også bemerket at Masuko et al. 23 gir en strømlinjeformet microplate metode for fenol-sulfuric syre karbohydrater analyse.

En annen bemerkelsesverdig metode for beregning av anlegget næringsstoffer innhold25,26,27 er nær infrarød spektroskopi (NIRS). NIRS teknologi er mye brukt i landbruk og matproduksjon. Denne alternative teknikken er noninvasive, ikke-destruktiv tar en brøkdel av tiden involvert i en våt kjemi metode og kan brukes på ulike nivå fra en liggende ned til en personlige del av anlegget. Denne teknikken måler næringsstoffer indirekte og avhengig av nøyaktig våt kjemi målinger av anlegget kjemiske rundt for kalibrering. Metodene som er beskrevet her vil derfor ha en kritisk plass i fremtiden av anlegget næringsstoffer analyse, sikre at kalibreringen er basert på løselig og fordøyelig macronutrient kvantifisering og ikke partisk av ikke-nutritive elementær surrogater.

Metodene presentert for å måle anlegget løselig protein og fordøyelige karbohydrater innholdet ha betydelige konsekvenser for miljø og biologiske fag. Til tross for et vell av informasjon om grunnleggende sammensetningen av anlegget vev, er informasjon om anlegget macronutrient innholdet alvorlig mangler. Gitt begrensningene som finnes i samkjøre elementær tiltak med macronutrient er innhold og anerkjenne det sterke forholdet mellom anlegget ernæringsmessig innhold og høyere orden økologiske prosesser, å få denne type data avgjørende for fremme innen Fræna, ernæringsmessige økologi, plante-herbivore interaksjoner, næringskjeden dynamics11,28,29,30. Det er vårt håp at gir en klar og imøtekommende metodikk for måling av anlegget løselig protein og fordøyelig karbohydratholdige innhold vil oppmuntre forskere til å samle og innlemme denne typen data i fremtidig forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Takk til alle våre samarbeidspartnere som har bidratt med sukkermais feltsamlinger, inkludert Dominic Reisig og Dan Mott ved North Carolina State University og Pat Porter ved Texas A & M University i Lubbock, TX. Takk til Fiona Clissold for å optimalisere protokollene og for endringer i dette manuskriptet. Dette arbeidet var støttes delvis av Texas A & M C. Everette Salyer fellesskap (avdeling av entomologi) og bioteknologi risiko vurdering Grant Program konkurransedyktig gi nr 2015-33522-24099 fra det amerikanske Department of Agriculture (til gass og STB).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
microplate reader (spectrophotometer) Bio-Rad Model 680 XR
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent concentrate Bio-Rad #5000006 450mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Simpson, S. J., Raubenheimer, D. The Nature of Nutrition: A Unifying Framework from Animal Adapation to Human Obesity. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (2012).
  2. Behmer, S. T. Insect herbivore nutrient regulation. Annual Review of Entomology. 54, 165-187 (2009).
  3. Epstein, E. Mineral nutrition of plants: mechanisms of uptake and transport. Annual Review of Plant Physiology. 7 (1), 1-24 (1956).
  4. Chapin, F. S. III The mineral nutrition of wild plants. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 11 (1), 233-260 (1980).
  5. Marschner, H. Marschner's Mineral Nutrition of Higher Plants. , Academic press. London, UK. (1956).
  6. Stieger, P. A., Feller, U. Senescence and protein remobilization in leaves of maturing wheat plants grown on waterlogged soil. Plant and Soil. 166, 173-179 (1994).
  7. Li, R., Volenec, J. J., Joern, B. C., Cunningham, S. M. Seasonal changes in nonstructural carbohydrates, protein, and macronutrients in roots of alfalfa, red clover, sweetclover, and birdsfoot trefoil. Crop Science. 36, 617-623 (1996).
  8. Sánchez, E., Rivero, R. M., Ruiz, J. M., Romero, L. Changes in biomass, enzymatic activity and protein concentration in roots and leaves of green bean plants (Phaseolus vulgaris L. cv. Strike) under high NH4NO3 application rates. Scientia Horticulturae. 99, 237-248 (2004).
  9. Lenhart, P. A., Eubanks, M. D., Behmer, S. T. Water stress in grasslands: Dynamic responses of plants and insect herbivores. Oikos. 124, 381-390 (2015).
  10. Machado, A. R., Arce, C. C. M., Ferrieri, A. P., Baldwin, I. T., Erb, M. Jasmonate-dependent depletion of soluble sugars compromises plant resistance to Manduca sexta. New Phytologist. 207, 91-105 (2015).
  11. Deans, C. A., Behmer, S. T., Fiene, J., Sword, G. A. Spatio-temporal, genotypic, and environmental effects of plant soluble protein and digestible carbohydrate content: implications for insect herbivores with cotton as an exemplar. Journal of Chemical Ecology. 42 (11), 1151-1163 (2016).
  12. Boisen, S., Bech-Andersen, S., Eggum, B. O. A critical view of the conversion factor 6.25 from total nitrogen to protein. Acta Agriculturae Scandinavica. 37, 299-304 (1987).
  13. Seed protein contents and nitrogen-to-protein conversion factors for some uncultivated tropical plant seeds. Food Chemistry. Ezeagu, I. E., Petzke, J. K., Metges, C. C., Akinsoyinu, A. O., Ologhobo, A. D. 78, 105-109 (2002).
  14. Izhaki, I. Influence of nonprotein nitrogen on estimation of protein from total nitrogen in fleshy fruits. Journal of Chemical Ecology. 19, 2605-2615 (1993).
  15. Mossé, J. Nitrogen to protein conversion factor for ten cereals and six legume or oilseeds. A reappraisal of its definition and determination. Variation according to species and seed protein content. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38, 18-24 (1990).
  16. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).
  17. Jones, C. G., Hare, J. D., Compton, S. J. Measuring plant protein with the Bradford assay. Journal of Chemical Ecology. 15 (3), 979-992 (1989).
  18. Dubois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A., Smith, F. Colormetric method for determination of sugars and related substances. Analytical Biochemistry. 28, 350-358 (1956).
  19. Clissold, F. J., Sanson, G. D., Read, J. The paradoxical effects of nutrient ratios and supply rates on an outbreaking insect herbivore, the Australian plague locust. Journal of Animal Ecology. 75, 1000-1013 (2006).
  20. Smith, D., Paulsen, G. M., Raguse, C. A. Extraction of total available carbohydrates from grass and legume tissue. Plant Physiology. 39 (6), 960-962 (1964).
  21. Cui, S. W. Food carbohydrates: Chemistry, physical properties, and applications. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2005).
  22. Chow, P. S., Landhäusser, S. M. A method for routine measurements of total sugar and starch content in woody plant tissues. Tree Physiology. 24 (10), 1129-1136 (2004).
  23. Masuko, T., Minami, A., Iwasaki, N., Majima, T., Nishimura, S. I., Lee, Y. C. Carbohydrate analysis by a phenol-sulfuric acid method in microplate format. Analytical Biochemistry. 339 (1), 69-72 (2005).
  24. Foley, W. J., McIlwee, A., Lawler, I., Aragones, L., Woolnough, A. P., Berding, N. Ecological applications of near infrared reflectance spectroscopy- a tool for rapid, cost-effective prediction of the composition of plant and animal tissues and aspects of animal performance. Oecologia. 116 (3), 292-305 (1998).
  25. Kokaly, R. F. Investigating a physical basis for spectroscopic estimates of leaf nitrogen concentration. Remote Sensing of Environment. 75 (2), 153-161 (2001).
  26. Schulz, H., Baranska, M. Identification and quantification of valuable plant substances by IR and Raman spectroscopy. Vibrational Spectroscopy. 43 (1), 13-25 (2007).
  27. Cozzolino, D., Morón, A. The potential of near-infrared reflectance spectroscopy to analyse soil chemical and physical characteristics. The Journal of Agricultural Science. 140, 65-71 (2003).
  28. Simpson, S. J., Sword, G. A., Lorch, P. D., Couzin, I. D. Cannibal crickets on a forced march for protein and salt. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (11), 4152-4156 (2006).
  29. Lihoreau, M., Buhl, J., Sword, G. A., Raubenheimer, D., Simpson, S. J. Nutritional ecology beyond the individual: a conceptual framework for integrating nutrition and social interactions. Ecology Letters. 18 (3), 273-286 (2015).
  30. Deans, C. A., Behmer, S. T., Tessnow, A., Tamez-Guerra, P., Pusztai-Carey, M., Sword, G. A. Nutrition affects insect susceptibility to Bt. Scientific Reports. 7, 39705 (2017).

Tags

Miljømessige Sciences problemet 138 makronæringsstoffer ernæring herbivory landbruk geometriske rammeverk insekt fysiologi
Kvantifisere anlegget løselig Protein og fordøyelige karbohydrater innhold, bruke korn (<em>Zea mays</em>) som en Exemplar
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Deans, C. A., Sword, G. A., Lenhart, … More

Deans, C. A., Sword, G. A., Lenhart, P. A., Burkness, E., Hutchison, W. D., Behmer, S. T. Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar. J. Vis. Exp. (138), e58164, doi:10.3791/58164 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter