Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Kvantificere plante opløseligt Protein og fordøjeligt kulhydrat indhold, ved hjælp af majs (Zea mays) som en eksemplarisk

Published: August 6, 2018 doi: 10.3791/58164
Automatic Translation
1,2, 1, 3, 2, 2, 1
1Department of Entomology, Texas A&M University, 2Department of Entomology, University of Minnesota, 3Department of Entomology, University of Kentucky

Summary

De protokoller, der er beskrevet heri giver en klar og imødekommende metode til måling af opløseligt protein og fordøjelig (nonstrukturelle) kulhydratindhold i plantevæv. Evnen til at kvantificere disse to plante makronæringsstoffer har stor betydning for at fremme inden for plantefysiologi, ernæringsmæssige økologi, plante-Planteæder interaktioner og fødekæde økologi.

Abstract

Elementært data er almindeligt anvendt til at udlede plantekvaliteten som en ressource til planteædere. Men den store udbredelse af kulstof i biomolekyler, tilstedeværelsen af nitrogen-holdige plante defensive forbindelser og variation i artsspecifikke korrelationer mellem kvælstof og plante proteinindhold alle begrænse nøjagtigheden af disse slutninger. Derudover forskning fokuseret på plante og/eller Planteæder fysiologi kræver en grad af nøjagtighed, der ikke opnås ved hjælp af generelle sammenhænge. De metoder, der præsenteres her tilbyde forskere en klar og hurtig protokol til direkte måling af vegetabilske opløselige proteiner og fordøjelige kulhydrater, to plante makronæringsstoffer mest tæt knyttet til dyrs fysiologiske ydeevne. Protokollerne kombinere godt karakteriseret kolorimetriske assays med optimeret plante-specifikke fordøjelsen skridt til at give nøjagtige og reproducerbare resultater. Vores analyser af forskellige sukkermajs væv vise, at disse assays har følsomhed til at opdage variation i plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold på tværs af flere rumlige skalaer. Disse omfatter mellem plante forskelle på tværs af voksende regioner og plantearter eller sorter, såvel som inden for plante forskelle i vævstype og endda positionel forskelle inden for den samme væv. Kombinere opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold med elementært data har også potentiale til at skabe nye muligheder i Plantebiologi tilsluttes planteernæring mineral med plante fysiologiske processer. Disse analyser også medvirke til at skabe opløseligt protein og fordøjeligt kulhydrat data skulle studere ernæringsmæssige økologi, plante-Planteæder interaktioner og mad-web dynamik, som vil til gengæld øge fysiologi og økologisk forskning.

Introduction

Plantebiomasse udgør grundlaget for næsten alle terrestriske fødevarer-webs. Planter erhverve næringselementer fra jorden gennem deres rødder systemer og udnytte sollys i deres blade væv til at syntetisere biomolekyler. Især kulstof og nitrogen bruges til at oprette kulhydrater, proteiner (som består af aminosyrer), og lipider, der er nødvendige for at bygge plantebiomasse (det skal bemærkes at i plante fysiologi udtrykket "makronæringsstoffer" ofte refererer til jord elementer, såsom Nielsen, P, K og S, men i hele dette papir dette udtryk vil henvise til biomolekyler, såsom proteiner, kulhydrater og lipider). Når planteædere forbruge plantemateriale, er makronæringsstoffer indeholdt i plantevæv opdelt i deres bestanddele og derefter bruges til at drive de fysiologiske processer af forbrugeren. På denne måde har planten makronæringsstoffer en stærk indflydelse på forbrugernes fysiologi sammen med stor betydning for højere orden økologiske interaktioner og fødekæde dynamics.

På tværs af dyreriget er opløseligt protein og fordøjelig kulhydrater makronæringsstoffer mest tæt knyttet til overlevelse, formering og præstationer1. Derudover regulere flertal af dyr aktivt deres indtag af disse to makronæringsstoffer til at opfylde deres fysiologiske krav1,2. Dette er især sandt for insekt planteædere, der registrerer koncentrationerne af sukker og aminosyrer i plantevæv, som igen dirigerer fodring adfærd. Som et resultat, plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold har spillet en stor rolle i udviklingen af plante-insekt interaktioner.

Mens data på plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold er relativt sjældne (men se6,7,8,9,10,11), er der en overvægt af data tilgængelige på anlægget elementært indhold (carbon, nitrogen og fosfor). I vid udstrækning dette er fordi elementer spiller en primær rolle i anlægget mineral ernæring3,4,5. Hvor elementer er målt, korrelationer har været anvendt til at ekstrapolere mængden opløseligt protein og fordøjeligt kulhydrat, men nøjagtige beregninger er ofte vanskeligt at opnå. For eksempel, er det umuligt at anvende CO2 som en indikator for anlægget fordøjeligt kulhydratindhold, fordi kulstof allestedsnærværende findes i alle organiske forbindelser. En stærkere relation mellem elementært kvælstof og plante opløseligt proteinindhold, og generaliseret kvælstof til protein omregningsfaktorer udnyttes ofte. Der er imidlertid stærke beviser for, at kvælstof til protein konverteringer er meget artsspecifik12,13,14,15, at gøre brug af generaliseret konvertering sandsynligvis unøjagtige. På grund af dette mangler kvælstof til protein omregningsfaktorer ofte præcision, især i det omfang, der kræves til ernæringsmæssige undersøgelser af planteædere. Også kan tilstedeværelsen af N-holdige plante jordmiljøet, alkaloider og glucosinolater, som ofte er giftige for planteædere, forvirre disse konverteringer.

Her tilbyder vi to kemiske assays til måling af koncentrationen af opløselige proteiner og fordøjelige kulhydrater i plantevæv. Disse assays landerisikovurderinger fremlægges separat, men det foreslås, at de anvendes samtidig til at analysere de samme plante prøver for at opnå en mere omfattende analyse af planten makronæringsstoffer. Begge anvender lignende metoder, bestående af en ekstraktionstrinet, efterfulgt af kvantificering via absorbans. Plante prøve prep er også ens for begge protokoller, hvilket gør det nemt at køre begge analyser i tandem. Nytten af disse assays ikke stammer fra deres nyhedsværdi, som de afhængige ældre, (Bradford, Jones, Dubois) veletablerede kolorimetriske assays16,17,18, men her vi har arrangeret en tydelig og nem at følge protokol, der kombinerer disse metoder med mere obskure plante-specifikke udvinding teknikker17,19 for at gøre anvendelsen af disse assays mere tilgængelige for dem på plante-relevante områder.

For begge assays, er plante makronæringsstoffer først udvundet fysisk ved frysning, lyophilizing og slibning af plantemateriale. For opløseligt protein assay, er yderligere kemisk ekstraktion gjort17,19 gennem flere runder vortexing og varme prøver i NaOH opløsning. Den velkendte Bradford assay, udnytte Coomassie strålende blå G-250, bruges derefter til at kvantificere opløselige proteiner og polypeptider mellem 3.000-5.000 dalton16,17. Denne analyse har et registreringsområde mellem 1-20 µg samlede proteiner per mikrotiterplade godt eller < 25 µg/mL, men ikke ikke foranstaltning frie aminosyrer. Ekstraktionstrinet af fordøjeligt kulhydrat analysen er baseret på den fortyndede syre metode til Smith et al. 20 og giver mulighed for dyrkning af opløselige sukker, stivelse, og fructosan – men ikke strukturelle kulhydrater. En phenol-svovlsyre syre kvantificering metode er taget fra Dubois et al. 18 og måler alle mono-, oligo- og polysakkarider (samt methyl derivater). Denne analyse er stand til at kvantificere specifikke sukker, men her bruger vi det som en indikator for samlede fordøjeligt kulhydratindhold (Se Smith et al. 20 for nærmere analyse). Sammen, måle disse assays to makronæringsstoffer, der er stærkt bundet til at plante øko-fysiologi og planteædere ydeevne, giver vigtige data på ressource kvalitet i bunden af terrestriske fødevarer-webs. Præsentere disse protokoller fremmer generation af plante makronæringsstoffer datasæt for at opnå en mere grundig forståelse for plantefysiologi, Planteæder ernæringsmæssige økologi og plante-Planteæder interaktioner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. plantebeskyttelsesmidler indsamling og behandling

  1. Indsamle og behandle planten prøver
    1. Efter indsamling af planten prøver, flash-freeze prøver ved at dyppe plantemateriale til flydende kvælstof med pincet og opbevares ved-80 ° C. Hvis planten prøver indsamlet er for stor til flash-freeze, hurtigt cool prøverne bruge tøris og overførsel til en-80 ° C fryser så snart som muligt. Makronæringsstoffer indholdet af plantemateriale kan ændre efter væv er adskilt fra anlægget, så det er vigtigt at fryse plante prøver så hurtigt som muligt efter samling.
      Forsigtighed: Flydende kvælstof kan forårsage svære forfrysninger ved kontakt med huden. Sørg for at transportere flydende kvælstof i godkendte beholdere og bære ordentlig PPE under sin håndtering, herunder cryo-handsker, øjet motorbriller, ansigtsskærm, forklæde og en lab coat.
    2. Lyophilize plantemateriale ved hjælp af en fryse-tørretumbler til sikre, at væv er metabolisk inaktive, mens vand er at blive fjernet. Tørre indtil massen af prøven stabiliserer for at sikre alt vand blev fjernet.
    3. Når prøverne er tørre, male til et fint pulver ved hjælp af en kværn eller mill. Opbevare prøver i en desiccating kabinet indtil analyse.

2. opløseligt Protein Assay

  1. Forberedelse af prøver
    1. Kontraprøverne, der udtages hvert væv, ca 20 mg hver, der afvejes til 1,5 mL polystyren microcentrifuge rør og etiket rør. Disse prøver vil derefter blive omtalt som ukendte prøver. Registrere den nøjagtige masse af hver prøve, som disse oplysninger vil være forpligtet til at beregne % opløseligt protein i hver ukendt prøve. Bruge microcentrifuge rør med låsning låg, som ikke-låsende låg kan åbne under den efterfølgende varme trin, hvilket resulterer i tab af prøveopløsningen.
  2. Solubilize og isolere ukendte prøve proteiner
    1. Ved hjælp af en mikro-pipette, tilføje 500 µL af 0,1 M NaOH til hver tube. Tæt låg stramt og Læg instrumenterne i ultralydsbad i 30 minutter. Forvarm et varmt vand bad 90 ° C.
      Forsigtighed: Natriumhydroxid er en stærk base og kan forårsage brandsår ved kontakt med huden. Selvom 0,1 M NaOH repræsenterer en lav koncentration, bære beskyttende handsker for at undgå hudirritation.
    2. Sted rør i en rist i et varmt vandbad i 15 minutter.
    3. Der centrifugeres rør på 15.000 x g i 10 minutter. Med pipette overfoeres supernatanten til nye mærket microcentrifuge rør, ved hjælp af en ny pipette tip for hver prøve. Tilføje 300 µL af 0,1 M NaOH til rør indeholdende pellet og centrifugeres igen ved 15.000 x g i 10 minutter. Igen, indsamle centrifugatet og kombinere det med andre supernatanten væsken fra samme prøve. Dette er en potentiel stoppunkt, og prøver kan opbevares ved 4 ° C natten over hvis det er nødvendigt.
  3. Bundfald vegetabilske proteiner
    1. Neutralisere pH i opløsningen supernatanten ved at tilføje 11 µL af 5,8 M HCl. Bekræft en pH ~ 7 ved at dyppe lakmuspapir ind hver prøveopløsning.
      Forsigtighed: Saltsyre er en stærkt ætsende syre, som kan forårsage brandsår ved kontakt med huden (huden ansøgning eller indånding). Venligst bære handsker for at undgå hudirritation mens håndtering af HCl.
    2. Tilføje 90 µL 100% trichloreddikesyre (TCA) til hver tube og Inkuber rør på is i 30 minutter. Udfældning af proteiner bliver løsningen fra klar til uigennemsigtig. Hvis dette ikke sker efter 30 minutter, opbevares i køleskab i rør i 1 time. Dette er en potentiel stoppunkt, og prøver kan opbevares ved 4 ° C natten over hvis det er nødvendigt.
      Forsigtighed: Trichloreddikesyre er ætsende. Venligst bære handsker når du håndterer for at forhindre kontakt med hud og undgå indånding.
    3. Centrifuge prøver på 13.000 x g i 10 min. ved 4 ° C. Fjern forsigtigt TCA supernatanten ved sugning det ud ved hjælp af et vakuum linje knyttet til et fint glas mikropipette tip (det samme tip kan bruges på tværs af prøver). Vil ikke forstyrres protein pellet ved at undgå tunge suge og holde en passende afstand mellem pipette tip og pellet.
    4. Vask pellet hurtigt med 100 µL af-20 ° C acetone. Dette trin fjerner enhver resterende TCA fra pellet, som kan forstyrre den efterfølgende Bradford assay; men acetone vil begynde at opløse protein pellet, hvis de blev efterladt i kontakt for længe, så acetone bør der tilføjes derefter hurtigt udvundet af toerstoffet inden for 5 sekunder.
    5. Tillad acetone til at fordampe ved at placere rør i et stinkskab eller køleskab. Derefter opløses protein pellet ved at tilføje 1 mL 0,1 M NaOH til hver tube. Fuldt opløse pellet kan kræve flere runder af varme i et varmt vand bad, vortexing og sonicating.
      Bemærk: Jo længere rør sidde i stinkskab eller køleskab og den tørrere pellets får, jo vanskeligere de vil være at re solubilize. Det foreslås for at tørre pellet i 30 minutter, og derefter check for tilstedeværelse af acetone hver 10-15 minutter, indtil det er klart, at acetone er fordampet (ingen acetone dampe er påviselige).
  4. Bland standardopløsningerne, fortyndes ukendt prøve løsninger, og kvantificere den samlede proteinindhold i ukendte prøver ved hjælp af Bradford assay.
    1. Forberede bovin immunoglobulin G (IgG) standard løsninger i henhold til de koncentrationer, der er anført i tabel 1 (frysetørret eller IgG stamopløsning kan være blandet med deioniseret vand til at opnå hver koncentration). Butik standarder ved 4 ° C. I en 96-brønd plade, tilføje 160 µL af hver IgG oploesning i tredobbelt startende fra godt nummerpladens A1 stilling (0 µg/µL i A1, A2, A3 position, 0.0125 µg/µL i B1, B2, B3 holdninger, osv.).
    2. Forberede en fortyndet NaOH opløsning ved at tilføje 50 µL af 0,1 M NaOH til 950 µL destilleret vand. Som en tom negativ kontrol, skal du tilføje 60 µL af denne løsning på godt pladen i tre eksemplarer (G1, G2, G3 positioner).
    3. Tilberedes fortyndinger af ukendte prøver ved at tilføje 50 µL af hver prøveopløsning 950 µL af destilleret vand i en ny 1,5 mL microcentrifuge tube. Derefter tilføje 60 µL af hver fortyndet prøve til de godt plade i tre eksemplarer, fra startposition H1. En 96-brønd plade bør give mulighed for analyse af 6 standarder, 1 blank og 25 ukendt prøver da læste i tre eksemplarer. Hver godt plade analyseret bør indeholde sine egne IgG standard og Tom prøver.
    4. Tilføje 100 µL af destilleret vand til alle tomme og ukendte prøver brønde. Nu hver godt bør indeholde alt 160 µL. ved hjælp af en multi-kanal pipette (8 kanaler), tilføje 40 µL af Coomassie strålende blå G-250 protein farvestof til hver godt i den første kolonne af godt plade. Bland farvestoffet med prøver af kaster flere gange. Gentag for alle andre kolonner, erstatter pipette tips til at undgå forurening.
      Forsigtighed: Coomassie strålende blå G-250 er en irriterende og kontakt med hud, øjne eller lunger bør undgås. Venligst bære handsker for at undgå kontakt med huden. Hvis kontakt med hud opstår, vil dette produkt plette.
    5. Brug en nål til pop alle bobler i brøndene, da de kan forstyrre mikrotiterplade Spektrofotometer læsning. Ren nål for at undgå kontaminering mellem brønde. Lad mikrotiterplade inkuberes ved stuetemperatur i 5 minutter.
    6. Ved hjælp af en mikrotiterplade Spektrofotometer, registrere absorbans værdier for hver brønd på 595 nm.
    7. Optage den gennemsnitlige absorbans for de tre blanke brønde og trække denne værdi fra hver af standard og ukendte prøve aflæsninger. Derefter registrere den gennemsnitlige absorbans for hver standard og ukendte prøve.
      Bemærk: Hvis du vil beregne mængden af protein i hver ukendt prøve ved hjælp af standardkurven, det er nemmest at relatere den gennemsnitlige absorbansen af hver standard mod mikrogram af protein i hver standard, men man kan afbilde proteinkoncentration (µ g/µL) af hver standard hvis ønskeligt. De følgende beregninger, men henviser til en standardkurve, der er baseret på mikrogram, ikke koncentrationen (µg/µL).
    8. Plot gennemsnitlige absorbansen af hver standard mod den samlede mængde af protein i hver standard godt (tabel 1). Passer en lineær regressionslinje til disse data og bruge ligningen til at beregne mængden af protein (µg) i hver ukendt prøve godt baseret på den gennemsnitlige absorbans (figur 1a).
      Bemærk: Korrelationskoefficient (r -værdien) på denne linje skal være større end 0,98 og rutinemæssigt nær 0,99. Den standard regression vil være specifikke for hver plade, derfor ukendt prøve brønde i hver plade skal analyseres separat.
    9. Når den gennemsnitlige mængde af protein beregnes for hver ukendt prøve brønd, skal du bruge følgende ligning til at beregne den samlede mængde af protein (µg) i hver oprindelige prøve:
      Mp = (((Wp/60) x 1000) / 50) * 1000
      Mp = µg af protein i oprindelige prøve
      Wp = µg af protein i ukendt prøve godt
      1. Brug derefter følgende ligning til at bestemme procentdelen af protein i hver prøve:
        Pp = ((Mp/1000) /Mjeg) * 100
        Pp = % protein i prøven
        Mjeg = indledende massen af prøven (mg)
        Bemærk: I nogle tilfælde prøven kan overgå den øverste absorbans tærskel. I så fald kan prøve løsninger kræve yderligere fortynding på trin 2.4.3.
        Yderligere fortyndinger skal derefter regnskabsføres i efterfølgende beregninger. Nogle mikrotiterplade læseren mærker også give computersoftware, der automatisk beregner den gennemsnitlige proteinkoncentration af hver ukendt prøve baseret på standardkurven data.

3. fordøjeligt kulhydrat Assay

  1. Forberedelse af prøver
    1. Kontraprøverne, der udtages hvert væv, ca 20 mg der afvejes, i glas 15 mL rør med gummi-foret skruelåg (100 mm længde). Disse prøve vil efterfølgende blive omtalt som ukendte prøver. Mærke rør med en vandtæt markør eller med mærkning tape på låg og optage den nøjagtige masse af hver prøve, som disse oplysninger vil være forpligtet til at beregne % kulhydrater i hver ukendt prøve.
  2. Uddrag fordøjelige kulhydrater fra hver ukendt prøve.
    1. Der tilsættes 1 mL af 0,1 M H2så4 til hver tube og skruelåg på rør stramt. Sted i et vandbad med kogende i 1 time.
      Forsigtighed: Svovlsyre er meget ætsende. Venligst bære handsker, øjet motorbriller og et forklæde når håndtering H2så4 og udføre dette trin i et stinkskab.
    2. Køle af rør i et bad med lunkent vand. Hæld tube indholdet i mærket 1,5 mL microcentrifuge rør (ikke Vær bekymret, hvis nogle plante materiale forbliver i glasrør).
    3. Der centrifugeres rør på 15.000 x g i 10 minutter. Fjerne den væske med en mikro-pipette og plads til nye mærket 1,5 mL microcentrifuge rør. Rør kan på dette tidspunkt være nedkølet natten over. Hvis fortsat med analyse, se trin 3.3.2.
  3. Bland standard løsninger og kvantificere den samlede fordøjeligt kulhydratindhold i ukendte prøver.
    1. Forberede D(+) glukose standard løsninger med koncentrationerne, der er anført i tabel 2. Forberede seks glas reagensglas med 400 µL af hver standardopløsning.
    2. Afpipetteres 15 µL af hver ukendt prøve i sin egen reagensglas og tilføje 385 µL destilleret vand til hver for en samlet maengde paa 400 µL i hvert reagensglas. I et stinkskab, tilføje 400 µL 5% fenol til hver standard og ukendt sample Reagensglasset og derefter hurtigt afpipetteres 2 mL koncentreret H2SO4 i hver tube. Ikke røre reagensglas indholdet med pipette tip, bare tilføje løsning overflade (en repeater pipette fungerer bedst for denne).
    3. Lad rør inkuberes i 10 minutter, og derefter forsigtigt vortex rør til at blande indholdet. Der inkuberes i yderligere 30 minutter.
      Forsigtighed: Phenol og svovlsyre er ætsende lokalirriterende. For at beskytte mod udsættelse for hud, øjne og indånding, dette trin skal udføres i en kemisk stinkskab ved hjælp af den korrekte PPE, som omfatter: ansigt skjold eller øjet briller, gummihandsker, lab forklæde og støvler. Blande phenol med svovlsyre også resultater i en eksoterm reaktion, som vil resultere i rør bliver varme.
    4. Der afpipetteres 800 µL af prøven fra hvert rør i hver af 3 polystyren 1,5 mL semi-mikro kuvetter (3 tekniske replikater pr. prøve). Indstille Spektrofotometer at læse på 490 nm. Kalibrere til en tom kuvette indeholdende destilleret vand, før du læser standarder eller ukendte prøver, og periodisk under hele prøven aflæsninger. Kør hver kuvette gennem et spektrofotometer og optage absorbansen. Gennemsnit på tværs af tekniske replikater for hver ukendt prøve.
      Bemærk: I nogle tilfælde prøver kan overgå den øverste absorbans tærskel. Bekræftende, skal prøverne fortyndes på trin 3.2.3. Fortyndingerne skal også regnskabsføres i efterfølgende beregninger.
    5. Beregn den gennemsnitlige absorbans for hver standard.
      Bemærk: Hvis du vil beregne mængden af total fordøjelig kulhydrater findes i hver ukendt prøve ved hjælp af standardkurven, det er nemmest at relatere den gennemsnitlige absorbansen af hver standard mod mikrogram D (+) glukose til stede i hver standard, men man kan også Plot D (+) glucose koncentrationen (µg/µL) af hver standard, hvis ønskeligt. De følgende beregninger, men henviser til en standardkurve, der er baseret på mikrogram, ikke koncentrationen (µg/µL).
    6. Beregn standardkurven ved at plotte de gennemsnitlige absorbans mod den samlede D (+) glukose (µg) i hver standardopløsning. Passer en lineær regressionslinje til disse data, og derefter bruge følgende ligning til at beregne det samlede beløb af kulhydrater (µg) i hver ukendt prøve:
      Mc = (((omx -b)/m)/(15)) * 1000
      Mc = µg af kulhydrater i prøven
      Enx = gennemsnit absorbansen af ukendt prøve
      b = y-skæringspunktet (standard regressionslinjen)
      m = hældning (standard regressionslinjen)
      Korrelationskoefficienten af denne linje bør være større end 0,98 og rutinemæssigt nær 0,99. Brug derefter følgende ligning for at bestemme procentdelen af kulhydrater i hver prøve:
      Pc = ((Mc/1000) / (Mjeg)) * 100
      Pc = % kulhydrater
      Mjeg = indledende massen af prøven (mg)

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

For at vise nytten af disse metoder, analyseret vi opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold af fire forskellige felt og sukkermajs væv, der tjener som særskilte potentielle ernæringsmæssige ressourcer for insekt planteædere. Vi indsamlede kornet fra tre landbrugsområder i USA (Minnesota, North Carolina og Texas), som omfatter fem forskellige sorter af sukkermajs (dvs. genotyper) og en række felt majs som en outgroup. Tabel 3 viser en oversigt over disse majs prøver, og hvor de blev indsamlet. Alle sorter blev indsamlet på modenhed, men på grund af udviklingsmæssige forskelle mellem sorter, de var ikke alle indsamlet på den samme dag efter plantning. Vi forarbejdet ørerne til forskellige væv ved hurtigt at adskille avner (modificeret blade surround cob), og silke (skinnende fibre mellem skallerne og kerner) fra øre før lagring alle væv ved-80 ° C som angivet i metoderne. Hvert væv blev derefter frysetørret. Når tørret, adskilt vi kernerne fra base og spidsen af øret ved barbering off kerner fra den øverste tredjedel (tip) og nederste tredjedel (base) af cob. Næste, alt væv blev malet til et fint pulver. Derefter analyserede vi skallerne, silke, tip kerne og base kerne vævsprøver for opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold i henhold til de procedurer, der er skitseret i ovenstående metoder. I betragtning af begrænsninger på mængden af væv tilgængelige, analyserede vi ialt 217 plante prøver for både opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold.

Opløseligt Protein
Vi løb ni prøve plader gennem Spektrofotometer i alt, og samlede, standard kurver havde høje korrelationskoefficienter (r), med værdier mellem 0.985-1,00. Figur 1 viser standardkurven fremstillet med den højeste (A) og laveste (B) r -værdier til at udstille variabiliteten vi observeret på tværs af pladerne. Vi beregnet % opløseligt protein til alle prøver ved hjælp af oprindelige stikprøve masse (tabel 4) og derefter analyseret data for statistiske forskelle i opløseligt proteinindhold mellem regioner, sorter og vævstyper. Data blev rang-omdannet til at opfylde normalitet antagelser når det er nødvendigt.

Vi observeret betydelige forskelle i opløseligt proteinindhold mellem regioner (Welch ANOVA; F(2, 133,5) = 4.303, P = 0,015), som et resultat, data fra hver region blev efterfølgende analyseres separat. Minnesota prøver viste en betydelig interaktion mellem sort og vævstype på opløseligt proteinindhold (to-vejs ANOVA; F(3, 64) = 16.51, P < 0,001). De fleste væv havde lignende opløseligt protein indhold i begge varianter, undtagen base kerner, hvor sorten sukkermajs indeholdt næsten 7 gange det beløb i forhold til sorten felt majs. For feltet corn sort (Syngenta/NK-3122A-EZ), avner og silke blev lignende og havde det laveste indhold af opløseligt protein af alle væv. Kerner fra spidsen af øret havde den højeste opløseligt proteinindhold, og kerner fra bunden af øret var mellemliggende (figur 2a). For sorten sukkermajs (Providence Bicolor) blev alle væv selvstændig, med avner og silke indeholder det laveste indhold af opløseligt protein og base kerner indeholdt ~2.5 gange mere end tip kerner (figur 2b).

North Carolina prøver viste også en betydelig interaktion mellem sort og vævstype (to-vejs ANOVA; F(3, 77) = 3.33, P < 0,024). De fleste væv viste lignende opløseligt protein indhold på tværs af sorter, undtagen spidsen kerner, som udstillede et højere indhold i ikke -Bt sort (Sweet G90 Hybrid). Bt blev sort (Seedway Bt 1576) avner væv med den laveste opløseligt protein indhold, efterfulgt af silke og tip kerner, som havde et lignende indhold. Base kerner havde den højeste opløseligt proteinindhold, men var ikke statistisk forskellig fra tip kerner (figur 2 c). I den ikke -Bt sort (Sweet G90 Hybrid) var alle væv adskilte undtagen tip og base kerner, som var statistisk ens. Avner havde den laveste opløseligt protein indhold, efterfulgt af silke og tip og base kerner, som havde den højeste indhold (figur 2d).

Texas prøver viste betydelige forskelle i opløseligt proteinindhold mellem sorter (to-vejs ANOVA; F(1, 76) = 12.91, P = 0,001) og væv (to-vejs ANOVA; F(3, 76) = 21.90, P < 0,001), men ingen væsentlig interaktion (to-vejs ANOVA; F(3, 76) = 0.436, P = 0.728). Samlet set sorten bicolor (Sh2 SS2742 NAT III) viste et lavere gennemsnitlige opløseligt proteinindhold end sorten Silver dronning (TRTD F1 (su)). På tværs af begge sorter, avner havde det laveste proteinindhold af, efterfulgt af silke, og derefter tip og basere kerner, som begge havde tilsvarende højt indhold (figur 2e-f).

Fordøjelige kulhydrater
Fordi alle prøver blev analyseret på én gang, løb vi kun en standardkurve. Figur 1 c viser, at korrelationskoefficienten var høj, på 0.998. Vi beregnet % fordøjeligt kulhydratindhold for alle prøver (tabel 5) og derefter analyseret data for statistiske forskelle i fordøjeligt kulhydratindhold mellem regioner, sorter og vævstyper. Data blev rang-transformeret, når det er nødvendigt at opfylde normalitet antagelser.

Der ikke var nogen væsentlige forskelle mellem regioner (ANOVA; F(2, 216) = 1,47, P = 0.231), men af hensyn til kontinuiteten med protein analyser vi igen analyseret data fra hver region separat. Minnesota prøver viste ingen væsentlige forskelle i fordøjeligt kulhydratindhold mellem sorter (to-vejs ANOVA; F(1, 64) = 0.00014, P = 0.990) eller vævstype (to-vejs ANOVA; F(3, 64) = 0.818, P = 0.489). Der var også nogen betydelig interaktion mellem sort og væv (to-vejs ANOVA; F(3, 64) = 2,26, P = 0.092). Figur 2a -b viser, at alle væv udstillet et gennemsnitligt indhold på 36,5% (± 0,53).

North Carolina prøver viste en signifikant effekt af vævstype på fordøjeligt kulhydratindhold (to-vejs ANOVA; F(3, 77) = 3,99, P = 0.011), men ingen effekt af sort (to-vejs ANOVA; F(1, 77) = 1,06, P = 0.307) eller interaktion (to-vejs ANOVA; F(3, 77) = 0.465, P = 0.708). Figur 2 c -d viser at silke havde den laveste fordøjeligt kulhydratindhold, efterfulgt af avner, tip kerner og base kerner. Alt væv var statistisk ens bortset fra silke og base kerner.

Texas prøver viste ingen signifikant effekt af sort (to-vejs ANOVA; F(1, 76) = 0.834, P = 0.364) eller vævstype (to-vejs ANOVA; F(3, 76) = 1,03, P = 0.385), men viste en betydelig interaktion (to-vejs ANOVA; F(3, 76) = 3.34, P = 0,024). Denne effekt blev i høj grad fordi base kerner i sorten bicolor (Sh2 SS2742 NAT III) havde et væsentligt højere fordøjeligt kulhydrat indhold end i sorten Silver dronning (TRTD F1 (su)). Figur 2e -f viser, at der var ingen statistiske forskelle i fordøjeligt kulhydratindhold på tværs af vævstyper i sorten Silver dronning (TRTD F1 (su)), men der var en signifikant forskel mellem silke og base kerne væv for bicolor sort ( Sh2 SS2742 NAT III).

Figure 1
Figur 1. Standard kurver for makronæringsstoffer assays. (A) Standardkurven for opløseligt protein analysen viser pladen med den højeste korrelationskoefficient (bedste kurve). (B) Standardkurven for opløseligt protein analysen viser pladen med den laveste korrelationskoefficient (værste kurve). (C) Standardkurven for fordøjeligt kulhydrat assay. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2. Betyde % opløseligt protein og % fordøjeligt kulhydratindhold for hver vævstype. (A) MN - Bt Syngenta/NK-3122A-EZ (felt majs), (B) MN - ikke -Bt Providence Bicolor, (C) NC - Seedway Bt 1576, (D) NC - ikke -Bt Sweet G90 Hybrid, (E) TX - Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor, (F) TX - sølv dronning TRTD F1 (su). Cirkler viser rådata, mens firkanter viser de gennemsnitlige værdier. Grøn (skallerne), rød (silke), gul (tip kerner) og lilla (base kerner). De stiplede-linjer, der forbinder oprindelse til hver firkant vise P:C forhold til hver enkelt væv (ratio er hældningen på den stiplede linje). Breve vise post hoc resultater for protein forskelle langs top og kulhydrat forskellene langs side, med forskellige bogstaver repræsenterer væsentligt anderledes værdier på tværs af væv. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

IgG koncentration (ug/uL) Protein i standardprøverne (ug)
0.0000 0
0.0125 2
0.0250 4
0.0375 6
0.0500 8
0.1000 16

Bord 1. Standardkurven beregninger for opløseligt protein assay. Mængden af protein i hver standard beregnes ved at tage koncentrationen af hver standard og multiplikation med mængden af standard løsningen i hver brønd (160 µL).

D (+) glukose koncentration (ug/uL) D (+) glukose i standardprøverne (ug)
0.0000 0
0.0375 15
0.0750 30
0.1125 45
0.1500 60
0.1875 75

Tabel 2. Standardkurven beregning for fordøjeligt kulhydrat assay. Mængden af glukose i hver standard beregnes ved at tage koncentrationen af hver standard og multiplikation med mængden af standard løsningen i hvert reagensglas (400 µL).

Regionen Sort Beliggenhed N
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (felt majs) Rosemount, MN (44.7070,-93.1073) 10
ikke - Bt Providence Bicolor Rosemount, MN (44.7070,-93.1073) 10
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid Rocky Mount, NC (35.8918,-77.6780) 10
Seedway Bt 1576 Edenton, NC (36.1758,-76.7057) 10
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor Lubbock, TX (33.6935,-101.8249) 10
Sølv dronning TRTD F1 (su) Lubbock, TX (33.6935,-101.8249) 10

Tabel 3. Sammendrag af majs prøveudtagning placering og sorter. For hver region og sort kombination, 10 ører blev indsamlet og fire væv blev analyseret: skallerne, silke, tip kerner og base kerner.

Regionen Sort % opløseligt protein
skallerne silke Tip kerne base kerne
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (felt majs) 3,29 ± 0,38 4.57 ± 1,27 14,74 ± 1,54 7.07 ± 0,84
ikke - Bt Providence Bicolor 3,35 ± 0,58 6.71 ± 0.70 17.87 ± 3,85 48.41 ± 2,85
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid 2,90 ± 0,60 6.97 ± 0,63 12,95 ± 0,86 12,23 ± 0,83
Seedway Bt 1576 5.48 ± 0,73 9.08 ± 0,62 10,75 ± 0,93 12,76 ± 1.16
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor 7.74 ± 1,03 12,15 ± 0,63 14.79 ± 0,69 14.88 ± 0,48
Sølv dronning TRTD F1 (su) 6.06 ± 1,05 8.17 ± 0,79 12,95 ± 1,19 12,32 ± 1,23

Tabel 4. Mener protein værdier for hver region, sort og væv type. Nedrig procentsatser (af tør masse) er vist ± 1 SE.

Regionen Sort % fordøjelige kulhydrater
skallerne silke Tip kerne base kerne
Minnesota BT Syngenta/NK-3122A-EZ (felt majs) 37.55 ± 0,88 32.31 ± 1.38 36.79 ± 1,60 38.66 ± 1.57
ikke - Bt Providence Bicolor 37.30 ± 0,82 37.31 ± 2.30 35.80 ± 1,77 34.83 ± 1,37
North Carolina ikke - Bt Sweet G90 Hybrid 35.79 ± 0,81 35.28 ± 1.17 36.13 ± 0.91 39.47 ± 1.18
Seedway Bt 1576 35,75 ± 0,58 34.91 ± 0,76 35.73 ± 1,35 37.29 ± 1,13
Texas Sh2 SS2742 F1 NAT III Bicolor 35.55 ± 0.87 33.40 ± 1,10 34.85 ± 1,01 39.14 ± 1,22
Sølv dronning TRTD F1 (su) 34.63 ± 1,13 33.42 ± 2,33 35.16 ± 1.16 33.93 ± 1,03

Tabel 5. Mener kulhydrat værdier for hver region, sort og væv type. Nedrig procentsatser (af tør masse) er vist ± 1 SE.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ved at kombinere veletablerede kolorimetriske assays med effektive anlæg-specifikke udvinding protokoller, give assays demonstreret her en rimelig og nøjagtig metode til måling af plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold. Vores resultater med majs som et eksempel illustrerer, hvordan disse protokoller kan bruges til at opnå præcise målinger på tværs af forskellige biologisk relevante rumlige skalaer. For eksempel, var vi i stand til at opdage forskelle i anlægget opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold mellem geografiske regioner, sorter (eller genotyper), vævstyper og endda rumligt adskilte væv. Begge assays kan gøres ved hjælp af fælles laboratorieudstyr og reagenser, der kræver kun grundlæggende laboratorium færdigheder, og kan analysere et relativt stort antal prøver (50-75) inden for en kort tidshorisont.

Selvom relativt nemme at udføre, nogle trin er mere kritiske end andre, og hvis det gøres forkert kan begrænse nøjagtigheden af resultaterne. For eksempel, er det bydende nødvendigt, at plantematerialer håndteres korrekt under sampling scene. Endda dissekeret plantevæv forbliver metabolisk aktive indtil udsat for en dødelig temperatur, og i løbet af denne periode plante makronæringsstoffer indhold kan ændre. Som et resultat, kan lange tidsperioder mellem plante prøveudtagning og frysning (enten ved flydende N eller fryseren opbevaring) øge sandsynligheden at prøve plante makronæringsstoffer indhold ikke muligvis afspejler det indhold, der var til stede på tidspunktet for prøveudtagningen.

Trin 2.3.3-2.3.5 i protein-protokollen er særlig vigtig for et vellykket resultat, da disse trin vedrører de bundfaldne proteiner. Skal sørges for at undgå at miste nogen af protein pellet når støvsugning supernatanten TCA fra microcentrifuge rør, fordi derved vil resultere i en undervurdering af proteinindhold. Det er også vigtigt, når du vasker protein pellet med acetone til gør det meget hurtigt. Acetone kan forringe pellet, hvis de blev efterladt i kontakt i mere end adskillige sekunder. Vi foreslå begrænser kontakt mellem acetone og pellet til mindre end 5 sekunder. Endelig, når tørring pellet, det er vigtigt at tage sig til kun for at tillade tid nok til acetone til at fordampe. Hvis pelleten er overladt til at tørre alt for længe, bliver det meget svært at resuspend i NaOH. Vi foreslår tørring pellet i 30 minutter, og derefter kontrollere, om tilstedeværelsen af acetone, enten ved at visuelt observere væske i røret eller ved omhyggeligt at registrere lugten af acetone dampe. Fortsætte stavekontrollen pellet hver 10-15 minutter, indtil acetone er fordampet.

Som skitseret i Bradford 197616, kvantificering trin ved hjælp af Coomassie farvning af strålende blå G-250 giver mulighed for høj følsomhed, med en standardafvigelse på kun 5 µg protein/mL, høj protein-dye komplekse stabilitet og begrænsede indblanding fra ikke-protein forbindelser. Denne analyse har et registreringsområde mellem 1-20 µg samlede proteiner per mikrotiterplade godt (low-koncentration assay) eller et maksimum på 25 µg/mL; dog bør enhver koncentration, der overstiger den højeste standard fortyndet og re-analyseres for de mest nøjagtige resultater (protokollen producerer et overskud af løsning i tilfælde af sådanne fortyndinger og re-analyse er nødvendig). Der er en skævhed til farvestof fortrinsvis bindes til grundlæggende aminosyrer som arginin og aromatiske aminosyrerester; Bradford assay er dog den mest præcise og brugervenlig metode til total protein kvantificering i blandet prøver.

Fordøjeligt kulhydrat assay er en hurtig, omkostningseffektiv og enkel metode til kvantificering plante saccharider samtidig udelukke strukturel kulhydrater (f.eks. cellulose), som er ufordøjelig ved de fleste planteædere. De mest problematiske skridt i kulhydrat-assays er trin 3.2.1 og 3.3.2-3.3.4. Her er det afgørende at holde rør oprejst og til at stramme screwcaps godt når kogende, da indførelsen af vand vil fortynde prøver og påvirke nøjagtig kvantificering. Også pleje skal tages, når du arbejder med phenol og koncentreret svovlsyre syre, som begge er stærkt ætsende. Det skal bemærkes, at vi går ind for optagelse prøve absorbans på 490 nm, som er den maksimale absorbans for hexoses, men ikke andre sukkerarter, såsom pentoses og uronic syrer, som har en maksimal absorbans på 480 nm20,21. For sukker blandinger i planten prøver, 490 nm giver en passende bølgelængde for kvantificering samlede kulhydrat indhold22,23,24, men for en mere detaljeret analyse af forskellige sukkerarter Se20, 21. Det bør også bemærkes, at Masuko et al. 23 giver en strømlinet mikrotiterplade metode for phenol-svovlsyre syre kulhydrat analyse.

En anden bemærkelsesværdig metode til estimering plante næringsstof indhold25,26,27 er nær-infrarød spektroskopi (NIRS). NIRS teknologi er almindeligt anvendt i landbruget og fødevareproduktionen. Denne alternative teknik er invasiv, ikke-destruktiv, tager en brøkdel af den tid, der er involveret i alle våde kemi metode, og kan anvendes på forskellige skalaer fra et landskab ned til et enkelt stykke af plantevæv. Denne teknik måler næringsstoffer indirekte og bygger på nøjagtig våde kemi målinger af plante-kemiske interesse for kalibrering. Metoderne beskrevet heri vil derfor have en kritisk plads i fremtiden af plante næringsstofanalyse, sikre, at kalibreringen er baseret på opløselige og fordøjelig makronæringsstoffer kvantificering og ikke forudindtaget af ikke-ernaeringsfysiologisk elementært surrogater.

Metoderne, der præsenteres for måling plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold har betydelige konsekvenser for de miljømæssige og biologiske videnskaber. Trods et væld af oplysninger om elementært sammensætningen af plantevæv mangler oplysninger om plante makronæringsstoffer indhold alvorligt. I betragtning af de begrænsninger, der findes i korrelerede elementært foranstaltninger med makronæringsstoffer er indhold og anerkender den stærke relationer mellem plante ernæringsmæssige indhold og højere orden økologiske processer, at opnå denne form for data afgørende for fremme inden for plantefysiologi, ernæringsmæssige økologi, plante-Planteæder interaktioner, mad-web dynamics11,28,29,30. Det er vores håb at give en klar og imødekommende metode til måling af plante opløseligt protein og fordøjeligt kulhydratindhold vil tilskynde forskere til at indsamle og indarbejde denne type data i fremtidig forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Tak til alle vores samarbejdspartnere, der har bistået med sukkermajs felt samlinger, herunder Dominic Reisig og Dan Mott ved North Carolina State University og Pat Porter på Texas A & M University i Lubbock, TX. Tak til Fiona Clissold for at hjælpe til at optimere protokollerne og for at give ændringer til dette håndskrift. Dette arbejde blev støttet i en del af Texas A & M C. Everette Henrik Fellowship (Institut for entomologi) og bioteknologi risiko vurdering Grant Program konkurrencedygtige tilskud no. 2015-33522-24099 fra det amerikanske Department of Agriculture (tildelt til GAS og STB).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
microplate reader (spectrophotometer) Bio-Rad Model 680 XR
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent concentrate Bio-Rad #5000006 450mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Simpson, S. J., Raubenheimer, D. The Nature of Nutrition: A Unifying Framework from Animal Adapation to Human Obesity. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (2012).
  2. Behmer, S. T. Insect herbivore nutrient regulation. Annual Review of Entomology. 54, 165-187 (2009).
  3. Epstein, E. Mineral nutrition of plants: mechanisms of uptake and transport. Annual Review of Plant Physiology. 7 (1), 1-24 (1956).
  4. Chapin, F. S. III The mineral nutrition of wild plants. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 11 (1), 233-260 (1980).
  5. Marschner, H. Marschner's Mineral Nutrition of Higher Plants. , Academic press. London, UK. (1956).
  6. Stieger, P. A., Feller, U. Senescence and protein remobilization in leaves of maturing wheat plants grown on waterlogged soil. Plant and Soil. 166, 173-179 (1994).
  7. Li, R., Volenec, J. J., Joern, B. C., Cunningham, S. M. Seasonal changes in nonstructural carbohydrates, protein, and macronutrients in roots of alfalfa, red clover, sweetclover, and birdsfoot trefoil. Crop Science. 36, 617-623 (1996).
  8. Sánchez, E., Rivero, R. M., Ruiz, J. M., Romero, L. Changes in biomass, enzymatic activity and protein concentration in roots and leaves of green bean plants (Phaseolus vulgaris L. cv. Strike) under high NH4NO3 application rates. Scientia Horticulturae. 99, 237-248 (2004).
  9. Lenhart, P. A., Eubanks, M. D., Behmer, S. T. Water stress in grasslands: Dynamic responses of plants and insect herbivores. Oikos. 124, 381-390 (2015).
  10. Machado, A. R., Arce, C. C. M., Ferrieri, A. P., Baldwin, I. T., Erb, M. Jasmonate-dependent depletion of soluble sugars compromises plant resistance to Manduca sexta. New Phytologist. 207, 91-105 (2015).
  11. Deans, C. A., Behmer, S. T., Fiene, J., Sword, G. A. Spatio-temporal, genotypic, and environmental effects of plant soluble protein and digestible carbohydrate content: implications for insect herbivores with cotton as an exemplar. Journal of Chemical Ecology. 42 (11), 1151-1163 (2016).
  12. Boisen, S., Bech-Andersen, S., Eggum, B. O. A critical view of the conversion factor 6.25 from total nitrogen to protein. Acta Agriculturae Scandinavica. 37, 299-304 (1987).
  13. Seed protein contents and nitrogen-to-protein conversion factors for some uncultivated tropical plant seeds. Food Chemistry. Ezeagu, I. E., Petzke, J. K., Metges, C. C., Akinsoyinu, A. O., Ologhobo, A. D. 78, 105-109 (2002).
  14. Izhaki, I. Influence of nonprotein nitrogen on estimation of protein from total nitrogen in fleshy fruits. Journal of Chemical Ecology. 19, 2605-2615 (1993).
  15. Mossé, J. Nitrogen to protein conversion factor for ten cereals and six legume or oilseeds. A reappraisal of its definition and determination. Variation according to species and seed protein content. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38, 18-24 (1990).
  16. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).
  17. Jones, C. G., Hare, J. D., Compton, S. J. Measuring plant protein with the Bradford assay. Journal of Chemical Ecology. 15 (3), 979-992 (1989).
  18. Dubois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A., Smith, F. Colormetric method for determination of sugars and related substances. Analytical Biochemistry. 28, 350-358 (1956).
  19. Clissold, F. J., Sanson, G. D., Read, J. The paradoxical effects of nutrient ratios and supply rates on an outbreaking insect herbivore, the Australian plague locust. Journal of Animal Ecology. 75, 1000-1013 (2006).
  20. Smith, D., Paulsen, G. M., Raguse, C. A. Extraction of total available carbohydrates from grass and legume tissue. Plant Physiology. 39 (6), 960-962 (1964).
  21. Cui, S. W. Food carbohydrates: Chemistry, physical properties, and applications. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2005).
  22. Chow, P. S., Landhäusser, S. M. A method for routine measurements of total sugar and starch content in woody plant tissues. Tree Physiology. 24 (10), 1129-1136 (2004).
  23. Masuko, T., Minami, A., Iwasaki, N., Majima, T., Nishimura, S. I., Lee, Y. C. Carbohydrate analysis by a phenol-sulfuric acid method in microplate format. Analytical Biochemistry. 339 (1), 69-72 (2005).
  24. Foley, W. J., McIlwee, A., Lawler, I., Aragones, L., Woolnough, A. P., Berding, N. Ecological applications of near infrared reflectance spectroscopy- a tool for rapid, cost-effective prediction of the composition of plant and animal tissues and aspects of animal performance. Oecologia. 116 (3), 292-305 (1998).
  25. Kokaly, R. F. Investigating a physical basis for spectroscopic estimates of leaf nitrogen concentration. Remote Sensing of Environment. 75 (2), 153-161 (2001).
  26. Schulz, H., Baranska, M. Identification and quantification of valuable plant substances by IR and Raman spectroscopy. Vibrational Spectroscopy. 43 (1), 13-25 (2007).
  27. Cozzolino, D., Morón, A. The potential of near-infrared reflectance spectroscopy to analyse soil chemical and physical characteristics. The Journal of Agricultural Science. 140, 65-71 (2003).
  28. Simpson, S. J., Sword, G. A., Lorch, P. D., Couzin, I. D. Cannibal crickets on a forced march for protein and salt. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (11), 4152-4156 (2006).
  29. Lihoreau, M., Buhl, J., Sword, G. A., Raubenheimer, D., Simpson, S. J. Nutritional ecology beyond the individual: a conceptual framework for integrating nutrition and social interactions. Ecology Letters. 18 (3), 273-286 (2015).
  30. Deans, C. A., Behmer, S. T., Tessnow, A., Tamez-Guerra, P., Pusztai-Carey, M., Sword, G. A. Nutrition affects insect susceptibility to Bt. Scientific Reports. 7, 39705 (2017).

Tags

Miljømæssige videnskaber spørgsmålet 138 makronæringsstoffer ernæring planteæderne landbrug geometriske ramme insekt fysiologi
Kvantificere plante opløseligt Protein og fordøjeligt kulhydrat indhold, ved hjælp af majs (<em>Zea mays</em>) som en eksemplarisk
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Deans, C. A., Sword, G. A., Lenhart, … More

Deans, C. A., Sword, G. A., Lenhart, P. A., Burkness, E., Hutchison, W. D., Behmer, S. T. Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar. J. Vis. Exp. (138), e58164, doi:10.3791/58164 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter