Summary
Transimmunization (TI) デバイスまたはプレートと関連するプロトコルは、実験的な設定で、体外光化学療法 (ECP) の主要な機能を再現するために開発されており、生理活性、チューナブル樹状の生産を可能にします癌免疫療法のための細胞 (DCs)。
Abstract
体外光化学療法 (ECP) は、皮膚 T 細胞リンパ腫 (CTCL) のために広く使用されている癌免疫療法であり、世界中の350以上の大学センターで手術を行う。ECP の臨床効果と模範的な安全プロファイルが広範に使用されていますが、研究所の ECP モデルがないこともあり、根本的なメカニズムの解明は依然として課題でした。この障害を克服し、ECP 研究のためのシンプルでユーザーフレンドリーなプラットフォームを作成するために、私たちは、マウスモデルと小さな人間の血液サンプルの両方での作業に適した、臨床 ECP 白血球処理装置のスケールダウンバージョンを開発しました。この装置は、Transimmunization (TI) チャンバ、またはプレートと呼ばれます。一連の画期的な実験において、小型化されたデバイスは、いくつかの同系マウス腫瘍モデルにおいて治療的抗癌免疫を定期的に開始する細胞ワクチンを製造するために用いられた。実験系から個々の因子を除去し、生体内抗腫瘍応答への寄与を把握することにより、ECP による免疫化の鍵となる機械的要因を解明しました。まとめて、我々の結果は、ECP による抗腫瘍効果が樹状細胞 (DC) によって開始され、TI プレート内の血小板との血液単球相互作用により生理的に発生し、そのアポトーシス細胞の腫瘍細胞からの抗原を装填したことを明らかにした。死は、photoactivatable DNA 架橋剤 8-methoxypsoralen および UVA 光 (8 モップA) への暴露によって細かく滴定される。マウスに戻ると、この細胞ワクチンは、特異的かつ譲渡可能な抗腫瘍 T 細胞免疫をもたらす。我々は、TI チャンバがヒトの血液処理にも適していることを確認し、活性化状態および臨床 ECP 室から導出されたプロファイルに完全に匹敵するヒト DCs を生産する。ここで提示されたプロトコルは、マウスおよびヒトにおける ECP 研究、8-モップAでのアポトーシス腫瘍細胞の制御生成、および様々な用途のための生理学的ヒトおよびマウス単球由来の DCs の迅速な生産を目的としている。
Introduction
体外光化学療法 (ECP) は、世界中の大学のセンターで広く運用されている確立免疫療法です。その使用は、独自の選択性、安全性、および ECP 療法の双方向の有効性によって駆動されています, ECP は、それがパートナーに見える生理学的免疫システム自体と共有する形質.ECP は、皮膚 T 細胞リンパ腫 (CTCL)1,2の悪性細胞に対して選択的に免疫し、移植、自己免疫、移植片対宿主病 (GvHD) の標的となる抗原に選択的に tolerizing する。3,4. ECP の免疫原性は、CTCL5の無傷の CD8 T 細胞コンパートメントに対する依存性によって強調されているが、特異性は ecp の非常に有利な有害反応プロファイルによって反映するのに対し、移植ではオフターゲット免疫抑制がないGvHD の設定は、非病原性 T 細胞クローンが悪性 T 細胞と共に失われる可能性がある CTCL において日和見感染感受性を増加させない。
ECP の臨床的重要性を考慮すると、そのメカニズムをよりよく理解することで、ECP による治療の範囲をより広い範囲のがんや免疫疾患に拡大し、国際的な関心を刺激しているという希望があります。2つの全国的に認可されたワークショップ、国立衛生研究所 (NIH) の最先端のシンポジウム6とアフェレーシスコンセンサス会議7のためのアメリカの社会は、加速することを目的として、ECP の抗癌性および tolerogenic 効果に対する主要な細胞貢献者の識別。
現在までに、ECP のメカニズムに対処しようとしている数多くのレポートにもかかわらず、2つの主要な障害が科学的進歩を妨げている。まず、実験室の設定での ECP メカニズムの調査は、ECP のセルラーおよびインビボ効果を完全に反映し、動物モデルに適用可能なミニチュア ECP デバイスの欠如によって制限されていました。第2に、臨床現場での ECP サンプルの詳細なラボ分析は、治療センターへのアクセスを必要とする ECP によって処理された患者の免疫細胞の利用が限定的であり、さらにそのタイミング患者の輸液、および reinfused 白血球の妥協のないセットのための倫理的な必要性。
ECP 研究の進行を阻害する障害を解決するために、私たちはセラピーの重要な要素を最も忠実に再現する小型 ECP 装置の開発に向けて準備をしました。標準 ECP 治療では、1 mm 厚の紫外光 (UVA) 透明のプラスチックプレート6,8を通して、患者の leukapheresis に富む白血球の通過を伴う。プレートにおいて、白血球は、methoxypsoralen (8-モップ) に曝露され、UVA 曝露時に一過性に反応性の形態 (8-モップa) に変換された活性化可能な剤であり、その二価を介した DNA 架橋が可能で、ピリミジン塩基上姉妹 DNA 鎖9,10処理された、8-モップA 処理した白血球を回収し、患者に静脈内に戻します。
ECP 自体は双方向の治療であるため、移植、自己免疫、および GvHD の設定において、がんや tolerizing で免疫化することで、モデル ECP の予防接種モード「transimmunization」と tolerogenic モード「transtolerization」と名付けられました。まず、transimmunization モダリティに焦点を当てました。最近報告された、スケーラブルなマウス・ツー・マン ECP 装置の小型化、transimmunization (TI) チャンバまたはプレート、および対応するプロトコルは、がん設定11におけるヒト ECP デバイスのセルラーおよび in vivo 効果の両方を再現する。
Transimmunization を可能な限り臨床的に関連性のあるものにするために、我々は皮下注射された同系マウス腫瘍が触知可能になった後に免疫療法を開始し、確立された癌におけるプロトコールの有効性を試験する。CTCL の ECP と同様に、黒色腫の YUMM 1.7 モデルの原理証明 transimmunization プロトコルは、腫瘍を持つ動物から末梢血単核細胞 (PBMC) を使用します。細胞は、流動下の TI 板を通過する。ミニチュア室での細胞の8モップ治療が可能であるが、それを別々に行うことが好ましく、所望の細胞型のみが8モップAに暴露されることを確実にする。初期の研究では、ECP の tolerogenic 効果は、8-モップa損傷を受けた抗原提示細胞12によって媒介され、免疫作用は標的腫瘍細胞11の8モップの損傷を必要とすることを示している。Transimmunization プロトコルでは、腫瘍細胞または免疫細胞のいずれかを、必要に応じて8モップAに選択的に曝露することができる。8モップA損傷腫瘍細胞および ECP 誘導樹状細胞 (DC) 間の接触時間を最大化することが臨床 ECP13の免疫治療能力を著しく増強することが示されているので、我々は一晩私たちのプロトコルへの共インキュベーションステップ。一晩インキュベートした後、処理された細胞を、腫瘍担持する動物に戻す。
このシステムは、確実に腫瘍の成長を減少させ、確立した同系の腫瘍11を有するマウスにおいて特異的な抗腫瘍免疫を開始し、ECP の臨床的抗腫瘍有効性のメカニズムを分析することを可能にした。いくつかの研究では、ECP 免疫が TI プレート14,15で ex vivo 血小板活性化によって開始されることを実証しました。活性化された血小板は、その後、単球対樹状細胞の成熟14に信号を出し、生理学的 DCs の生産に至る。新たに形成された単球由来 Dc は、8-モップA損傷腫瘍細胞から内在化抗原を架橋し、抗原特異的 T 細胞応答16を活性化することができる。提案されているように、以前12,17, しかし、初期の DCs の8モップA誘発ダメージは、対抗することができるか、または抗腫瘍効果を逆転することができます11, ECP 許容範囲への機械的なリンクを提供します.
TI プレートはまた、ヒト PBMC からの生理学的に活性化された DCs を製造するために使用される。マウスの研究と同様に、ヒトの TI 由来 Dc は、その生成のための血小板の存在下での表現型に依存しており、臨床 ECP プレートで生成されたこれらと同一であるように見え、かつ効率的に処理することが可能であり、ヒト T 細胞の活性化のためのヒト腫瘍抗原11,16をクロス提示する。
ECP 免疫療法のメカニズムを明らかにするにあたって、我々は、所望の抗原特異性の生理学的マウスおよびヒト樹状細胞を迅速に生成するための方法を明らかにし、それを機能的に変調することができる。革新的な TI デバイスとプロトコルは、ECP 研究と治療およびがん免疫療法の分野において、より広範に、そして免疫化または機能的な樹状細胞に関心のある他の分野において、非常に重要な潜在的重要性を持っています。tolerizing モダリティ。この文書が、このような研究分野に関心を持つ人々に必要なツールを提供することを願っています。
Protocol
ここに記載されているすべてのマウスの方法は、動物医療のガイドラインの国立研究所と一致して、エール大学の機関の動物のケアと使用委員会 (IACUC) によって承認を受けています。すべての人間の研究は、書面による同意を得て、健康なボランティアが寄付した血液で行われました。人間の血液研究は、認識された倫理的ガイドライン (例えば、ヘルシンキ宣言、CIOMS、ベルモント報告、米国の共通規則) に従って実施され、そして、議定書番号0301023636の下でエール人間治験審査委員会によって承認を受けました。
注:以下は、マウスの同系腫瘍の抗腫瘍治療のための transimmunization を説明するプロトコルである。
1. 同系 YUMM 1.7 腫瘍移植
- 対象の腫瘍細胞株に適切なようにマウスの側面に同系腫瘍を移植するために確立されたプロトコルに従ってください。
注:以下のプロトコルは、YUMM 1.7 C57BL/6 マウスメラノーマ腫瘍モデルを記載している。YUMM 1.7 黒色腫細胞は、エールボーゼンベルク博士によって親切に提供された。 -
凍結したアリコートの細胞を解凍し、1つの細胞継代の後に細胞を使用します。ダルベッコ改変の修飾ワシの栄養混合物 YUMM 中1.7 細胞 (DMEM/F12)、10% の熱不活性化ウシ胎児血清 (FBS)、1% のペニシリン/ストレプトマイシン、および 1% の非必須アミノ酸を補充し、標準組織培養条件 (37 ° c, 5%co2)。
- 細胞培養プレートまたはフラスコの底部を覆うのに十分なトリプシン− EDTA を加えることによって 60 \ u201270% コンフルエントで YUMM 1.7 細胞を収集する (例えば、T75 フラスコの場合は 4 mL)。
- 細胞培養容器を室温で 3 \ u20124 分間安静にし、容器の底部または側面をそっと軽くたたいて、細胞を切り離すのを助ける。
- ほとんどの細胞が取り外されると、4 mL のトリプシン-ethylenediaminetetraacetic 酸 (EDTA) に 1 mL のウシ胎児血清 (FBS) を加えて、反応を停止させる。15 mL の円錐形の管にピペットで入れることによって細胞を集めなさい。リン酸緩衝生理食塩水 (PBS) でフラスコをすすぎ、同じ回収管にリンスを加えます。PBS でチューブを 15 mL に充填します。
- 小さなアリコートを取り出して細胞を数える。
- 腫瘍細胞を収集するために、標準的な組織培養遠心分離機で 250 x gで10分間スピンダウンします。
- 再懸濁 YUMM 1.7 細胞を 1 x 106 細胞/ml の密度で PBS に
- 100μ l の PBS 中の 1 x 105 yumm 1.7 腫瘍細胞を、レシピエント4〜6週齢の野生型雄 C57BL/6j マウスの右側面に注入し、制度的ガイドラインに従って麻酔をかけた (例えば、3 \ u20125% イソフルラン吸入ガス、麻酔後肢ピンチ反射の欠如により確認された)。
- キャリパーを使用して、垂直腫瘍の直径と高さの隔週測定で腫瘍体積を監視します。YUMM 1.7 (腫瘍の長さ x 幅 x 高さ)/2 を計算します。
- 腫瘍がちょうど触診可能になるとき transimmunization 療法を開始しなさい;YUMM 1.7 腫瘍の場合、これは通常日 7 \ u201210 ポスト腫瘍移植である。
2. Transimmunization 用末梢血単核細胞の収集
- 頬の血を介して各腫瘍を持つマウスから 100 \ u2012150 μ l の血液を収集します。
- 血液が収集されているので、5000 U/mL ヘパリンを含む単一の 15 mL チューブ中の各マウス処置群 (各5つの実験マウス + 5 コントロールマウス) から血液をプールする。回収した100μ l あたり 10% ヘパリンの10μ l を使用してください。
注:血液凝固を避けるために、収集中に頻繁にチューブを混ぜる.腫瘍担持するマウスの制御は実験マウスと同時に採血することができるが、治療群と同等の条件を確実にするために、「コントロール」血液は、廃棄することができるか、または治療群の血液と結合して、追加の治療群についての実験 PBMC を、研究者の裁量で。 - 採血された 5 \ u201210 マウスにつき 4 mL のリンパ球分離培地 (材料の表を参照) を用いて 1 15 mL チューブをセットアップした。血液 (腫瘍を担持するマウスから採取した) を培地の上にゆっくりと層した。1000 \ u20121 で20分間、赤血球から PBMC を分離するために 500 x gでスピンする。
- 遠心分離の終了時に、上部の血漿層を収集し、軟膜の上方に残った〜0.5 の mL を残し、そして後で使用するために 4 °C で保存する (ステップ 7.1)。
- 軟膜 15 mL チューブにバフィーコート層を収集し、PBS で 15 mL を充填し、PBMC を収集するために標準的な組織培養遠心分離機で 250 x gで10分間スピンする。
- 慎重に上清を pipet、チューブをフリックしてペレットを再懸濁。ペレットは柔らかく、失われる可能性があるため、デカントしないでください。PBMC から残りの赤血球を除去するために、2 mL の ACK 赤血球溶解バッファー (材料の表を参照) をチューブに加えます。氷上で10分間インキュベートします。
- 15 mL に PBS でチューブを充填し、PBMC を収集するために、標準的な組織培養遠心分離機で 250 x gで10分間スピンダウン。
- 慎重に上清を pipet、フリックでペレットを再懸濁。ペレットは柔らかく、失われる可能性があるため、デカントしないでください。
注:この段階で、精製された PBMC は、実験に最も適するように修飾することができる。種々の PBMC 成分 (血小板、単球、他の免疫細胞型) は、必要に応じて PBMC から枯渇または単離されることができる。また、PBMC 自体は、セクション4の前または後 (プレート継代の前後—セクション2またはセクション5の前) に、プロトコルステップ 3.3 \ u 20123.8 に従って yumm 1.7 細胞に PBMC を置換することによって、8モップ A に曝露することができる。これは、治療の免疫原性能力を切り捨てる, 代わりに免疫寛容を促進します。. - 各治療群 (各5つの実験マウス + 5 コントロールマウス) について、PBMC ペレットを300μ l FBS で再懸濁。
3. 8-腫瘍細胞のモップ/UVA 治療
- 培養し、YUMM 1.7 腫瘍細胞を収集し、ステップ1.2 〜1.3 に記載されているように、8モップA露出腫瘍細胞抗原源を調製する。
- 5匹のマウスの治療群あたり 2.5 x 106 yumm 1.7 の腫瘍細胞を調製する。各処置群について、再懸濁は、2.5 x 106 細胞/300 μ l で腫瘍細胞ペレットを FBS 中で (〜 8.33 x 106 細胞/ml) に投与する。
- 組織培養フードが消灯した後、100 ng/mL の最終8モップ濃度のための YUMM 1.7 腫瘍細胞懸濁液に8モップ (材料のテーブルを参照) を追加します。
注意: 8-モップは photoactivatable DNA 損傷剤と発癌物質です。取り扱いと塗布の際は注意し、露出した皮膚との接触を避け、適切に廃棄してください。 - 細胞をよく混ぜ合わせ、細胞容器を錫箔で包み、20分間 37 °C でインキュベートします。
- 12ウェル組織培養プレートを、5匹のマウスのすべての治療群 (2.5 x 106 yumm 1.7 腫瘍細胞)に 1 ML の FBS で充填し、4 °C で20分間冷蔵する。
- UVA 光源をオンにして温めます。
注意:UVA 光は発癌性物質である。UVA 光源で作業する場合は、迅速かつ慎重に作業し、露出から肌を保護し、顔や目を保護するために、顔の盾やゴーグルを使用しています。 - 20分後、冷蔵12ウェルプレート (ステップ 3.5) を組織培養フードに移動させ、ウェルから FBS を除去し、300μ l (2.5 x 106 細胞/ウェル) のモップ露出した腫瘍細胞 (ステップ3.4 から) を1ウェルあたり加える。
- 細胞含有プレートを、4 J/cm2 の全照射用に予加温された UVA 光源に晒す。
注:ここに記載されている8モップ濃度と UVA 量は、YUMM 1.7 腫瘍細胞株について較正している。8-モップ/UVA 用量の滴定を、曝露の1週間以内に 100% の腫瘍細胞死を引き起こすのに十分な、効果的な殺傷用量を決定するために、各実験腫瘍細胞株について実施すべきである。これは、インビボでマウスの TI 実験にとって極めて重要であり、細胞は宛 orbitally (ステップ 6.1) であり、したがって損傷を受けていない腫瘍細胞は、治療された動物において眼腫瘍を形成し得る。ガイドラインとして, UVA の 4 \ u20128 J/cm2, 100 \ u2012200 Ng/mL 8-モップ, ほとんどの腫瘍細胞株のための典型的な有効範囲である. - 各ウェルから8モップの A処理腫瘍細胞を収集し、プレートを旋回させると慎重にピペットで通して、完全な細胞回復を保証します。
4. TI プレートの継代細胞
- 5匹のマウスの各処置群について、適切な PBMC の1つの 1.5 mL 円錐管300μ l (ステップ2.11 から) および300μ l の 8-モップA処理腫瘍細胞 (ステップ3.9 から) を結合する。細胞を混ぜる。
- 10 mL シリンジを使用して、TI チューブの「入口」および「出口」セットを充填します (
資料表)FBS 付き。チューブクランプを開いてチューブを充填し、シリンジを取り外す前にチューブが充填されたらクランプを閉じ、チューブ内部に FBS を保持します。 - P1000 ピペットを使用して、PBMC および腫瘍細胞混合物 (ステップ4.1 から) を TI プレートに添加する (材料の表を参照)。45°の角度でプレートを保持し、ピペットチップを TI プレートの吸気口にしっかりと置き、プレートをゆっくりと充填して泡を避けます。
- ピペットプランジャーを放す前に、ピペットチップを吸気口から取り外します。版は450μ l を握る;残りのセルを 1.5 mL の円錐形のチューブに戻します。
- FBS 充填チューブ、セル充填 TI プレート、および 37 °C の組織培養インキュベーター内の残りの細胞を含む 1.5 mL の円錐管を1時間インキュベートします。インキュベーション後、TI チューブを重力によって空にし、クランプを解放します。
- P1000 ピペットを使用して、プランジャーをプレートポートに押し下げた状態でピペットチップを挿入して、TI プレートからセルを取り外します。45°の角度でプレートを保持し、P1000 ピペットチップを充填します。セルを元の 1.5 mL の円錐形のチューブに戻します。
- TI プレートを実行するには、出口チューブをプレートに接続し、TI プレートをプレート走行システムに固定します。
- 1ml のシリンジを使用して、600μ l の PBMC と腫瘍細胞混合物を 1.5 mL の円錐形のチューブから引き、シリンジ内の任意の気泡を取り除き、クランプを開いて入口チューブにシリンジを取り付け、流体がチューブの端に達するまでゆっくりと充填する。
- 入口管の自由端を TI 板に取り付け、残りの容積をやさしく装填し続けます。入口クランプを閉めます。
- 1 mL シリンジを取り外し、入口チューブをシリンジポンプに接続します。細胞のコレクションのためのきれいな 1.5 mL の円錐形の管に出口の管をしっかり固定しなさい。
- シリンジ・ポンプの流量を 0.09 mL/min に調整しますが、ポンプはまだ始動しません。TI プレート〜 30°をシリンジ・ポンプ側に向けて傾け、ti プレート実行プラットフォームまたは任意の他の手段 (例えば、プレートの一端の下にある小さな平らな物体) を使用する。
- 注意深く入口の管のクランプを放しなさい。シリンジ・ポンプを始動し、TI プレートがどのように充満しているか注意深く観察し、必要に応じてチューブまたはプレートをフリックして、気泡が流れを妨げるようにしてください。
- TI プレートが完全に充填されると、それが空になると反対方向に ~ 30°傾斜します。すべての細胞および液体が 1.5 mL の円錐形のコレクションの管にあるとき、ポンプを停止しなさい。
- TI プレートを洗浄するには、シリンジ・ポンプから入口チューブを外し、600μ l FBS を充填した1ml のシリンジに接続し、手順 4.8 \ u 20124.9 の手順に従ってください。
- シリンジ・ポンプの流量を 0.49 mL/min に調整し、入口クランプを放し、ステップ 4.12 \ u 20124.13 で説明されているように TI プレートを実行し、同じ 1.5 mL 円錐形チューブで洗浄を収集します。すべての接着細胞をデタッチして溶出するのを助けるために、TI プレートをゆっくりと全体をフリックまたはタップします。
- 8分間のベンチトップ microfuge でのコレクション 1.5 mL の円錐形の管を 250 x gで回しなさい。上清を捨てる。
5. 一晩培養培地用自家マウス血清の調製
- 10 \ u201212 週齢の C57BL/6J マウスから血液を採取し、任意の制度的承認方法 (例えば、眼の出血、尾静脈の出血、頬の出血、または心臓穿刺による末端出血) で、抗凝固剤なし。必要な血清の300μ l ごとの1つの mL の血を集めると見積もってください。
注:一つは、実験において5匹のマウスのすべての治療群に対して300μ l の血清を必要とするであろう。 - 血液を4° c で一晩凝固させます。
- 凝固した血液を 3000 x gで15分間回転させる。上部の血清含有層を慎重に収集する
注:血清は、一晩細胞インキュベーション培地 (ステップ 6.1) を作るためにすぐに使用することができ、または将来の実験のために保存される。血清を保持するために、-20 ° c でアリコートで凍結する。
6. 抗原との PBMC の一晩共インキュベーション
- 再懸濁は、PBMC および腫瘍細胞ペレット (ステップ 4.5) を、15% の自家マウス血清を有する 2 mL の透明 RPMI (ステップ5で調製した) で処理する。プレートを 35 mm 非組織培養処理した滅菌ディッシュに、標準組織培養条件下で一晩インキュベートした (37 ° c、5% co2)。
注:PBMC が非細胞性抗原 (ペプチド、ナノ粒子、タンパク質など) で使用されている場合は、プロトコルのセクション3を省略し、セクション2から直接セクション4に進み、TI プレート通過 PBMC に所望の抗原を追加し、ここで一晩共インキュベーションする。ステップ 6.1. - 翌日、皿の底から付着した細胞をティッシュカルチャースクレーパーで慎重に切り離し、細胞の採取を確実にするために掻き取りながら皿を回転させる。15 mL のチューブ内の細胞を収集します。.
- 2 mL の PBS をディッシュに追加し、同じチューブに細胞を収集し、削り取り工程を繰り返します。35 mm ディッシュを 1 mL PBS でリンスし、リンスを同じチューブに追加します。
- 細胞を収集するために、標準的な組織培養遠心分離機で 250 x gで10分間スピンします。慎重に上清を pipet し、チューブをフリックしてペレットを再懸濁。ペレットは柔らかく、失われる可能性があるため、デカントしないでください。
7. TI 処理細胞を腫瘍担持するマウスに再注入する
- 自家血漿のスピンダウン (ステップ2.4 で調製) で15分間 750 x gで微粒子を沈殿させる。再懸濁は、自己血漿または PBS の600μ l 中の細胞ペレット (ステップ6.4 から) を培養する。
- 適切に麻酔をかけた u20125 のレトロ軌道叢にマウス当たり100μ l の細胞を注入する (例えば、3 \ 1% イソフルラン吸入ガス、後肢のピンチ反射の欠如により麻酔が確認された) 腫瘍を有する実験マウス。所望であれば、自己血漿単独、又は PBS の100μ l の制御腫瘍担持するマウスを再注入する。
- YUMM 1.7 腫瘍担持するマウスについては、治療 (ステップ 2-7.2) を週2回、3週間、合計6つの治療について繰り返す。月曜日と木曜日に腫瘍を有するマウスを毎週 (プロトコルセクション 2 \ u20124) から PBMC を収集して処理し、火曜日と金曜日にオーバーナイトインキュベーション (プロトコルセクション 5 \ u20127) 後に再注入する。
注:この治療レジメンは、マウスにおける YUMM 1.7 腫瘍の特異的な増殖動態について開発された。より遅いまたはより速い腫瘍増殖率を有する他の腫瘍系に対して滴定する必要があるかもしれない-それぞれの治療回数を増加または減少させる。 - 隔週の測定によって腫瘍の容積を監察しなさい— (火曜日および金曜日) 療法管理の時には、ノギスを使用して縦の腫瘍の直径そして高さの。制御腫瘍の容積が機関の指針および議定書によって許可される最大サイズに達するとき実験を終了しなさい。
8. ヒト血液の Ssmall 量を治療するためのプロトコールの適応
- ヒトの血液から PBMC を最初に単離することによって、人間の細胞で使用するためのプロトコルを適応させる。抗凝固剤としてヘパリンを使用し、任意の好ましい PBMC 分離プロトコールを有する。
- 最良のプロトコル結果のために、単離された PBMC のフラクションが生理的な血小板数を含んでいることを確認してください。血小板数を監視する任意の標準的な血液学のカウンターを使用して前および後 PBMC の分離。
- ヒト細胞性抗原源を使用する場合、YUMM 1.7 細胞についてセクション3に記載の手順に従ってヒト抗原細胞を治療する。滴定 8-それに応じてモップと UVA 用量.
- セクション4で説明したプレート通過ステップを実行し、TI プレートあたり最大 3 x 107の PBMC を使用します。
- 培養は、選択した細胞/他の抗原を用いて一晩中、セクション6に記載されているように、ステップ6.1 において一晩培養培地用の自家マウス血漿に対して 15% のヒト AB 血清を代用する。
- 得られた細胞を任意のアッセイで使用する。例えば、抗原反応性 T 細胞との共培養は、TI 処理細胞によって開始された抗原特異的 T 細胞応答を観察する。
Representative Results
我々は最近、マウスツーマンスケーラブルミニチュア ECP デバイス、TI プレート (図 1a) を開発し、対応する治療プロトコルを設計しました。デバイスとプロトコルは、「transimmunization」と呼ばれる、それを免疫化するためのキーセルラーおよび in vivo の機能を再現します。
原理証明ネズミ transimmunization プロトコル11 (図 1b) は、腫瘍担持するマウスからの末梢血単核細胞 (PBMC) の体外 TI プレート通路から、アポトーシス 8-モップ A –露出された腫瘍細胞。特に、TI の部屋は透明であり、標準的な顕微鏡のスライドのフォーマットに一致させるために大きさ、議定書のあらゆるポイントの TI の版内の細胞の相互作用の容易な視覚化を可能にする (ビデオ 1)。TI −プレート活性化免疫細胞を、8モップA露出アポトーシス腫瘍細胞と共に一晩インキュベートし、腫瘍細胞の取り込み、処理、および DCs への腫瘍抗原の伝達を促進する。翌日、共インキュベートされた細胞混合物は、腫瘍担持する動物の血流に戻される。コントロール動物は同一の血液採取手順を経て、腫瘍増殖に lymphodepletion の影響を正常化するが、代わりに PBS 再注入を受ける。全ての動物における腫瘍増殖は、実験を通して監視される。
YUMM 1.7 同系マウス黒色腫モデル18を用いた研究では、transimmunization プロトコルを週2回、3週間にわたって繰り返し、各動物において合計6つの治療を行った (図 1b)。治療は、治療された全ての動物 (> 100) において忍容性を示し、2年間にわたって行われた9回の独立した実験において認められるように、治療動物対対照家畜における YUMM 1.7 腫瘍増殖の減少を一貫して示すものであった (図2a、B)。この結果は、実施された全ての実験にわたる transimmunization および対照動物における累積腫瘍増殖データを示す (図 2a)、並びに1つの実験内の個々の動物に対する代表的な腫瘍成長曲線を、センスを提供するシステムの変動性のことです (図 2b)。
我々は、プロトコルの成功が、処置された PBMC における単球の存在、PBMC 画分における血小板の存在、および TI プレート通過ステップに決定的に依存することを発見した。プレート継代が省略されると、または血小板または単球が PBMC 画分から枯渇した場合に、治療効果が観察されなくなる (図 3a)。この治療はまた、アポトーシス腫瘍細胞の存在を必要とする。免疫細胞または抗原源のいずれかが存在しない場合、または抗原が一致しない場合、たとえば YUMM 1.7 の腫瘍を持つマウスが MC38 大腸癌細胞を用いて治療される場合には、効果がない (図 3b)。免疫化の結果についても、8モップAへの PBMC 曝露を避けることが重要です。8-モップa曝露 PBMC だけでなく、abrogate、またはおそらく逆であっても、抗腫瘍免疫 (図 3c) は、同様の数の 8-モップa露出と 8-モップの実験のように、未暴露細胞の免疫能を阻害するだけでなく、保護された PBMC を、観察できない抗腫瘍効果で使用した (図 3c)。
ヒト PBMC を用いて、TI チャンバおよび transimmunization プロトコルは、DC への単球活性化をもたらし、臨床 ECP プレートによって達成されたものから細胞表面および細胞内活性化マーカーによって区別できない (表 1)。マウス研究のように、DC 活性化 (図 4a) および transimmunization 生成された DCs が抗原を処理して存在する能力 (図 4b、C) は、PBMC における血小板の存在、および TI プレートの継代において決定的に依存する。Transimmunization 活性化されたヒト DCs は、ペプチド抗原 (図 4b) のいずれか、または 8-モップA 露出したヒト腫瘍細胞全体からの抗原を効果的に処理および交差させることができ、インビトロでヒト抗原特異的 T 細胞株を活性化するアッセイ (図 4c) は、TI および血小板依存的な方法で (図4b、C)。
図 1: Transimmunization (TI) チャンバとプロトコル回路図。(A) transimmunization 処理室 (TI 板) の図及び仕様。(B) transimmunization 処理実験ワークフローの概略説明。簡単に言えば、同系腫瘍細胞を用いて動物を皮下 (s.c.) に接種する。触知可能な腫瘍を有する動物は、採血によって週2回、血液からの PBMC の単離、PBMC が 8-モップ/UVA 処理された腫瘍細胞の存在下での自家血小板被覆 TI 板を通過する、PBMC および腫瘍細胞共インキュベーション一晩、同じ腫瘍担動物に静脈内に細胞を再注入する。腫瘍体積は実験全体を通して測定される。この図は11から変更されています。この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 2: Transimmunization は yumm 1.7 黒色腫の同系腫瘍の増殖を制御する。(A) yumm 1.7 腫瘍体積を 1 x 105 yumm 1.7 腫瘍細胞に接種した C57BL/6 マウスについてプロットし、6つの transimmunization 処置 (黒線)、または6つの対照処置 (灰色線) のいずれかを受けた。データは、2年間にわたって実施された9つの独立した実験に累積する。(B) 1 つの代表 yumm 1.7 transimmunizaton 実験から、個々のマウスの腫瘍の成長を示す各ラインを含むデータ。(AおよびB)全ての実験においてマウスの「PBS 制御」は、実験動物と同じスケジュールで採血したが、6個の滅菌 PBS 再注入を受けた。誤差バーは、Sidak の多重比較検定を使用して各時点で計算された SEM、p 値を表します。* *, p = 0.0013;, p < 0.0001.この図は11から変更されています。この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 3: Transimmunization は、TI プレート通過された PBMC 画分で単球および血小板を必要とするが、また 8-モップの抗原一致腫瘍細胞の治療と PBMC のスペアリングを8つのモップで要求する。(A) yumm 1.7 腫瘍体積を 1 * 105 yumm 1.7 腫瘍細胞に接種した C57BL/6 マウスについてプロットし、6つの transimmunization 処置 (実線の黒色線)、6つの制御処置 (実線の灰色の線)、または6つの TI 処置を受けた単球または血小板がプレート継代工程前に PBMC から枯渇したところ (CD11b および a − CD41 枯渇キットを用いてそれぞれ)、またはプレート通路が省略された (点線)。(B) 腫瘍体積が 1 x 105 yumm 1.7 腫瘍細胞で接種された C57BL/6 マウスのためにプロットされ、6つの transimmunization 処置 (実線黒色線) のいずれかを受け、6つの制御処置 (実線の灰色の線)、PBMC 単独 (破線)、8−モップa処理された yumm 1.7 細胞は、または 8-モップA処理 MC38 腫瘍細胞 (点線) を使用して TI。(C) 経時的腫瘍体積 1 x 105 yumm 1.7 腫瘍細胞を接種した C57BL/6 マウスについてプロットし、6つの Transimmunization 処置 (実線の黒線)、6つの制御処置 (実線の灰色の線)、6つの TI 処置を受けるPBMC をプレート継代の直前に 8-モップaに均一に曝露し、プレート継代直後に pbmc を 8-モップaに均一に曝露した6つの TI 治療、またはプレート継代後の TI 細胞を混合した6つの治療法で1:18モップ照射に均一に暴露された PBMC の同数 (点線) である。(A、 B 、 C)全ての実験においてマウスの「PBS 制御」は、実験動物と同じスケジュールで採血したが、6個の滅菌 PBS 再注入を受けた。データは代表的な実験のために提供される。バーは、Sidak の多重比較検定を使用して各時点で計算された SEM、P 値を表します。*, p < 0.05;* *, p < 0.01;, p < 0.001;, p < 0.0001;NS = 相違点は重要ではありません。この図は11から変更されています。この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 4: TI チャンバを有する TI プロトコルは、ヒト PBMC における DC 成熟、ユニークな活性化プロファイル、および T 細胞活性化能力を急速に誘導し、プレート継代および血小板に依存する。
CD11c+細胞における指定されたマーカーの FACS 分析は、新たに孤立したヒト PBMC のうちのいずれか (「対照」)、TI プロトコール (「ti」) で処理された pbmc、または、プレート継代が省略した場合の ti 処置 pbmc を用いて、血小板を枯渇させるCD41 ビーズキットをプレート通路前に、または上記の両方が実施した。データは3人の血液ドナーと6回の独立した実験を要約する。バーは平均値を表し、誤差バーは対応する t 検定を使用して計算された各比較の SEM P 値を表します。*, p < 0.05;* *、p < 0.01。パネルは11から変更されました。B.血小板含有または血小板減少した TI 処置されたヒト PBMC を、無関係な (SIINFEKL) ペプチドと共に一晩共インキュベートした、または、頭頸部扁平上皮癌に関連した HPV に対して長いペプチドと共に用いられる。PBMC を、その後、E7 ペプチドに特異的に反応性のヒト CD8 T 細胞株を刺激するために使用した。T 細胞刺激は培養5日後の IFNg 生産により測定した。(C) 血小板含有または血小板減少した TI 処置されたヒト PBMC を、8-モップA処置を受けた頭頸部扁平上皮癌細胞株 SCC61 で一晩共インキュベートした (SCC61 hpv E6/7) か、発現していない (SCC61 hpv) 抗原性 HPV E6 および E7 タンパク質19.PBMC を、その後、E7 ペプチドに特異的に反応性のヒト CD8 T 細胞株を刺激するために使用した。T 細胞刺激は培養5日後の IFNg 生産により測定した。(BおよびC)データは、それぞれに3つの反復を含む代表的な実験を示す。バーは平均値を表し、誤差バーは Sidak の多重比較検定を使用して計算された各比較の SEM P 値を表します。, p < 0.001;, p < 0.0001.この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
| マーカー | パラメーター | 未処理 | TI プロトコルを使用した ECP プレート | Ti プロトコルを使用した TI プレート | p 値 ECP 対 TI |
| HLA-DR | Δ MFI | 100.1 ±42.4 | 439.8 ±152.5 | 417.7 ±152.2 | Ns |
| CD80 | Δ | 3.9 ±1.1 | 22.3 ±7.2 | 24.5 ±7.2 | Ns |
| CD83 | Δ MFI | 0.3 ±0.2 | 53.3 ±9.7 | 51.4 ±17.4 | Ns |
| CD86 | Δ MFI | 10.8 ±1.7 | 103.9 ±23.4 | 87.1 ±17.6 | Ns |
| PLAUR | Δ MFI | 54.5 ±12 | 721.4 ±183.6 | 528.7 ±135.5 | Ns |
| ICAM1 | Δ MFI | 12.2 ±1.6 | 179.6 ±28.5 | 192.5 ±25.4 | Ns |
| ITGB5 | Δ MFI | 53.6 ±25.7 | 97.1 ±31.6 | 103.8 ±32.8 | Ns |
| CCL2 (MCP-1) | Δ | 0.6 ±0.5 | 70.1 ±6.7 | 55.2 ±8.9 | Ns |
| CXCL5 | Δ | 0.7 ±0.4 | 39.1 ±7.2 | 41.5 ±4.7 | Ns |
| CXCL16 | Δ | 0.3 ±0.2 | 28.0 ±8.8 | 35.3 ±11.7 | Ns |
| CD105 (endoglin) | Δ MFI | 3.6 ±0.3 | 124.3 ±25.4 | 141.8 ±33.2 | Ns |
| CD112 (nectin 2) | Δ MFI | 10.9 ±1.8 | 47.3 ±5.2 | 50.9 ±9.2 | Ns |
| CD120a (TNFR-1) | Δ MFI | 10.1 ±2.6 | 2.2 ±1.4 | 1.8 ±1.1 | Ns |
| CD137L (4-1BBL) | Δ MFI | 2.9 ±1.5 | 1.0 ±0.4 | 1.2 ±0.6 | Ns |
表 1: ti チャンバを有する ti プロトコルは、臨床 ECP 室と ti プロトコルによって誘導されたものと同等の DC 成熟を迅速に誘導する。新たに分離した PBMC (「未処理」) のいずれかの中の生きたヒト CD11c + 細胞における対応する IgG コントロールからの示されたマーカーの変化の FACS 分析は、PBMC が TI プロトコルに続く臨床 ECP プレートを通過した (「TI プロトコルを用いた ECP プレート」)一晩インキュベート、または TI プロトコル (「TI プレート・プロトコル」) で処理した PBMC を分析し、次の一晩インキュベートを分析した。HLA-DR のような、細胞集団全体が変化したマーカーについては、データは平均蛍光強度の変化 (MFI) として表される。CCL2 のようなマーカーを発現する細胞のサブセットのみのマーカーの場合、live CD11c + PBMC のパーセントマーカー陽性細胞の差は代わりに表される。データは3人の血液ドナーと6回の独立した実験を要約する。各マーカーのデータは、平均値 (SEM) の aver ±標準誤差として表される。対の t 検定を使用して計算された各比較の P 値。NS = 相違点は重要ではありません。テーブルは11から変更されました。
ビデオ 1: TI プレート内の血小板および免疫細胞相互作用の生細胞イメージング
PBMC を上述のプロトコルセクション2に記載したように調製し、セクション4に記載されているように transimmunization プレートに曝露し、ステップ4.2.3 における静的なインキュベーション期間を除いて、1時間から30分に短縮した。TI プロトコルの間、標準の顕微鏡スライドと同じ大きさの TI プレートを、蛍光画像化システムのスライド保持段階に嵌合し、その中の細胞を、プレート充填時に40倍の倍率と37° c で画像化した (4.2.2)、プレートインキュベーション (4.2.3)、プレートフロー (4.3.5) のステージがあります。連続画像を取得し、「自動スキャンルーチン」ソフトウェアを使用して制作された映画。ビデオの下のキャプションは、セルが撮影されているプロトコルのステージを示しています。ビデオ内の矢印と円 (関連するキャプション付き) は、対象のセルと領域を示します。10μ m のスケールバーは、ビデオ全体の右下隅に存在します。この動画を見るにはここをクリックしてください。(右クリックしてダウンロードします。
Discussion
初めて上述した小型化されたデバイスおよびプロトコルは、マウス実験システムにおける ECP のメカニズムの効率的な実験室調査を可能にし、そして小さなヒト血液サンプル中である。これは偉大な進歩です。例えば、それは我々が最初にマウスモデル11における固形腫瘍に対する transimmunization の有効性を実証することを可能にし、ヒト腫瘍学における同様の適用の将来の可能性を開く。
ここで説明する transimmunization デバイスとメソッドの開発に先立って、ECP のすべての側面を完全に調査することは不可能でした。マウスモデルにおいて、治療の8モップA態様はペトリ皿12,20内の細胞を処理することによって幾分複製することができたが、その方法をプレート通路に統合する能力はなかったが、これはECP の生理学的 DC 活性化14にとって極めて重要な動的血小板相互作用を提供する。人間の研究では、あるいは、フロー成分が完全に存在していたが、8モップAに選択的に特定の細胞成分を暴露する能力、またはそれからそれらを保護する機能は、21、22を欠いていた。これにより、ECP メカニズムの完全な理解と、イミュニティまたはトレランスの最適化が妨げられました。さらに、臨床 ECP 装置で作業するために必要な血液量が多く、科学的な調査を妨げる。ここで初めて説明した、小型化された ECP デバイスとプロトコルにより、効率的で、完全に柔軟性があり、チューニング可能なラボ ECP モデルが実現します。さらに、TI の版は顕微鏡によって版内の細胞の相互作用の実時間視覚化そして監視を可能にする。
インビボおよび ex インビボシステムの両方を使用してプロトコルの成功のために、処理された PBMC が機能 DCs に活性化することができる単球を含むことが重要である。この活性化が進行するためには、PBMC の画分が健康で生理学的な数、活性化可能なの血小板を含んでいること、および TI プレートの通過プロトコルが密接に従っていることを確実にすることも必要である。新たに活性化された DCs を特定の反応性に向けるためには、抗原を提供する必要があります。我々は、抗がん免疫に対する抗原送達の最も効率的な方法は、抗原含有8モップA露出腫瘍細胞を用いた新たに活性化された DCs の一晩の共インキュベーションであることを見出した。これは、Dc がそれらを選択することを可能にすることによって、腫瘍抗原の事前の知識を必要とせずに免疫原性抗がん反応を作成できるという追加の利点を有する。しかし、抗原が知られている場合には、遊離ペプチドを共インキュベーション中の抗原として使用すると、ex vivo システムでいくつかの成功がありました。免疫原性の適用のために、DCs 自身は露出の 8 モップから保護されるべきである。最後に、インビボ実験において、抗腫瘍免疫が可能である動物モデルで働くことが重要である。Transimmunization は、自然と適応免疫応答を開始するために体内で動作する活性化された、抗原特異的 Dc を作成することによって動作します。治療されたマウスにおける NK、CD4、または CD8 T 細胞の障害活動または欠如は、プロトコルの有効性5,11に影響を与える。
ここで説明するプロトコルは、マウス固体同系の腫瘍モデル用に最適化された原理証明ですが、多くの機会を明らかにしています。腫瘍学における ECP のメカニズムは単に解明されているだけであり、理解を改善する余地はまだまだある。より広義には、生理学的に活性化されたマウスおよびヒト DCs を生成し、抗原特異的免疫の方に選択的に誘導する能力は、癌を超えた多くの潜在的な用途を有する。同様のことを行うことができるが、その代わりに、ECP 自体の tolerizing の有効性によって示唆されるように、DCs を抗原特異的な耐性の方に向けることで、広範囲にわたる医学的影響もあります。この方法では、我々はツールを提供し、生理学的な DC 療法に興味を持っている人のための研究の生産性の道を開くことを願っています。
Disclosures
エール大学は、エールのスタートアップ企業である Transimmune AG に認可されたリチャード・ Edelson 教授の樹状細胞研究に由来する特許を保有しています。リチャード・ Edelson とマイケル・ Girardi は Transimmune AG の科学コンサルタントであり、オルガソボレフは Transimmune AG の従業員です。Transimmune AG には、現在市販されている製品はありませんが、共同作業により、本稿で使用している Transimmune プレートを製造しています。これらの3人の著者は、将来的にこれらの発見の商業化から利益を得ることができる可能性があります。
Acknowledgments
この作業は、NIH-NCI 胞子付与 1 P50 CA121974 (r. Edelson、m. Girardi) によって支持されました。NIH がんセンター支援 3 P30 CA16359-28S1 (r. Edelson, m. Girardi) をサポートしています。ハワード・ヒューズ医学研究所トレーニングフェローシップ (Vassall);NY 心財団 (r. Edelson、a. ベンチュラ、Vassall、h. Ezaldein) があります。R01 CA196660-01 からボーゼンベルクに部分的なサポートが提供されました。
著者は、彼のメンタリング、指導、そして実験的な洞察力についてロバート・ Tigelaar 博士に感謝しています。我々は、フラウンホーファー IBMT、特にトルステン・・ノール博士の同僚に感謝し、ECP に相当する TI チャンバーの開発と提供を行いました。ニコラス Theodosakis は、YUMM 実験の初期段階を親切に助けました。私たちは、ボランティアの献血、インガー・クリステンセン、および彼女の専門スタッフであるイェール ECP 治療センターで、自発的な献血支援に感謝しています。ウェンデル・ヤーブローかとナタリア Issaeva 博士は、SCC61 と SCC61 ・ E6/7 細胞株を優しく共有してくれました。プロジェクトの技術支援については、ジュリア・ルイス博士に FACS プロトコルのアドバイスを、メネット、g. Tokmoulina、c. コートエール FACS コアで感謝します。TI のプレート内の細胞の映画の画像は、フェリックス・リベラ-モリーナの助けを借りて取得されました, 博士, 細胞生物学とイェール映画イメージングセンターの学部, イェール医科大学.映画の制作は、イェール医科大学コミュニケーションズ事務所シニアビデオプロデューサーのアンドリュー・オズボーンによって監修されました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 8-MOP (UVADEX 20ug/mL, 10 mL) | Therakos, Inc | Rx only, NDC No. 64067-0216-01 | Protocol steps 3 and 8 - mouse and human 8-MOP/UVA treatment of cells |
| AB serum | Lonza BioWhittaker | 14-498E | Protocol step 8.5 - overnight culture of human PBMC |
| ACK red cell lysis buffer | Lonza BioWhittaker | 10-548E | Protocol step 2 - mouse PBMC preparation |
| Anesthesia Tabletop V1 system with active scavenging | VetEquip | 901820 | Protocol steps 1 and 7 - mouse sc tumor introduction and TI administration |
| Autologous mouse plasma | prepare in lab | n/a | Prepare per protocol step 2.4, use in 7.1 - mouse TI treatment administration |
| Autologous mouse serum | prepare in lab | n/a | Prepare per protocol step 5, use in step 6.1 - overnight culture of mouse PBMC |
| C57Bl/6J mice | Jackson labs | 0000664 | Protocol steps 1, 2, 5 and 7 - mouse tumor injection, blood/serum collection, and therapy return |
| Cheek bleed GoldenRod lancet, 5 um | Medipoint | 9891620 | Protocol step 2 - mouse PBMC preparation |
| Clear RPMI | Gibco by LifeTech | 11835-030 | Protocol steps 6 and 8 - overnight culture of mouse/human PBMC |
| DMEM/F12 | Gibco by LifeTech | 11330-032 | Protocol steps 1 and 2 - YUMM1.7 cell culture |
| EasyGrip Petri Dishes, 35mm | Falcon | 351008 | Protocol steps 5 and 8 - overnight culture of mouse/human PBMC |
| Eppendorf 1.5mL conical tubes | DOT scientific | 1700-GMT | Protocol steps 1-8 |
| FBS (fetal bovine serum, heat-inactivated) | SAFC Biosciences | 12306C-500mL | Protocol steps 1-4 - YUMM1.7 cell culture, 8-MOP/UVA treatment of cells, TI plate |
| Hemavet 950FS hematology counter | Drew Scientific | HV950FS | Protocol step 8.2 - monitoring human platelet numbers |
| Heparin 5,000U/mL | McKesson Packaging services | 949512 | Protocol steps 2 and 8 - mouse and human PBMC preparation |
| Isoflurane | Abbott Laboratories | 5260-04-05 | Protocol steps 1 and 7 - mouse sc tumor introduction and TI administration |
| Lympholyte M lymphocyte isolation medium | Cedarlane Labs | CL5035 | Protocol step 2 - mouse PBMC preparation |
| Non-essential amino acids | Gibco by LifeTech | 11140-050 | Protocol steps 1 and 2 - YUMM1.7 cell culture |
| PBS (1x DPBS, (-) Ca+2, (-) Mg+2) | Gibco by LifeTech | 14190-144 | Protocol steps 1-7 |
| Pen/strep | Gibco by LifeTech | 15140-122 | Protocol steps 1 and 2 - YUMM1.7 cell culture |
| Polypropylene 15mL conical tubes | Falcon | 352097 | Protocol steps 1-8 |
| Programmable 2-channel syringe pump | New Era Pump Systems Inc | model NE-4000 | Protocol steps 4 and 8 - running the TI plate |
| Retro-orbital injection needles, 27G x 1/2 | BD Biosciences | 305109 | Protocol step 7 - mouse TI treatment administration |
| Syringes, 10mL (LUER-LokTip) | BD Biosciences | 309604 | Protocol steps 4, 8 - running the TI plate |
| Syringes, 1mL (Slip tip) | BD Biosciences | 309659 | Protocol steps 1, 4, 7, 8 |
| TI plate and tubing set | Transimmune AG | not commercially available | Please contact Prof. R. Edelson or Transimmune in order to obtain the device on a collaborative basis. |
| TI plate running platform | Transimmune AG | not commercially available | Please contact Prof. R. Edelson or Transimmune in order to obtain the device on a collaborative basis. |
| Tissue culture flasks, T75 (75 cm2) | Falcon | 353136 | Protocol steps 1, 2, 6 and 8 - mouse and human cell culture |
| Tissue culture plates, 12-well | Falcon | 353043 | Protocol steps 3 and 8 - mouse and human 8-MOP/UVA treatment of cells |
| Tissue culture scrapers | Falcon | 353085 | Protocol steps 6 and 8 - overnight culture of mouse/human PBMC |
| Trypsin-EDTA 0.25% (1x) | Gibco by LifeTech | 25200-056 | Protocol steps 1 and 2 - YUMM1.7 cell culture |
| Tumor injection needles, 25G x 5/8 | BD Biosciences | 305122 | Protocol step 1 - mouse subcutaneous tumor introduction |
| UVA irradiator | Johnson and Johnson | not commercially available | The apparatus was specifically developed by J&J for Prof. R. Edelson's laboratory. Several machines are available in the laboratory on a collaborative basis; please contact Prof. R. Edelson for use of one. Alternative UVA irradiators are commercially available but have not been tested by us. |
| Invitrogen EVOS FL Auto 2 Imaging System | Invitrogen | fluorescence imaging instrument |
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