Summary
Qui, presentiamo un protocollo per elaborare il midollo osseo fresco (BM) isolato dal topo o dall'uomo per l'analisi di citometria di massa ad alta dimensione (Cytometria da Time-Of-Flight, CyTOF) delle cellule di filo neutrofilo.
Abstract
In questo articolo, presentiamo un protocollo che è ottimizzato per preservare le cellule di lignaggio neutrofilo in BM fresco per l'intera analisi BM CyTOF. Abbiamo utilizzato un pannello CyTOF a 39 anticorpi di 39 anticorpi mieloidi per valutare il sistema ematopoietico con particolare attenzione alle cellule di linea di neutrofili usando questo protocollo. Il risultato CyTOF è stato analizzato con un algoritmo di riduzione dimensionale delle risorse aperte, viSNE, e i dati sono stati presentati per dimostrare l'esito di questo protocollo. Abbiamo scoperto nuove popolazioni di cellule di lignaggio neutrofia basate su questo protocollo. Questo protocollo di preparazione di BM intero fresco può essere utilizzato per 1), analisi CyTOF per scoprire popolazioni di cellule non identificate da tutta BM, 2), studiando interi difetti BM per i pazienti con disturbi del sangue come la leucemia, 3), assistendo l'ottimizzazione di cicli di citometria di flusso attivati a fluorescenza che utilizzano BM intero fresco.
Introduction
Negli ultimi decenni, i metodi di citometria sono stati un potente strumento per studiare il sistema ematopoietico nel BM. Questi metodi includono la citometria di flusso attivata dalla fluorescenza e il nuovo metodo di CyTOF che utilizza anticorpi con etichettatura di metalli pesanti. Hanno portato a scoperte di molti tipi di cellule in un campione biologico eterogeneo identificando i loro profili unici di espressione dei marcatori di superficie. L'aumento delle sovrapposizioni di spettro associate a più canali porta a una maggiore imprecisione dei dati nelle applicazioni di citometria di flusso attivate dalla fluorescenza. Pertanto, le cellule indesiderate vengono regolarmente rimosse al fine di arricchire le popolazioni cellulari di interesse per l'analisi della citometria del flusso attivata dalla fluorescenza. Ad esempio, I marcatori di cellule mieloidi mature, ad esempio Ly6G (o Gr-1) e CD11b, vengono regolarmente rimossi dai campioni BM utilizzando kit di arricchimento magnetico prima dell'analisi della citometria di flusso cellule staminali ematopoietiche e progenitrici (HPG) o combinando questi marcatori in un unico canale cocktail di scarica1,2,3. Un altro esempio è che i neutrofili vengono regolarmente rimossi dai campioni di sangue umano per arricchire le cellule mononucleari del sangue periferico (PBMC) per gli studi immunologici. Il midollo osseo intero isolato dal topo o dall'uomo, tuttavia, è raramente studiato intatto per l'analisi della citometria.
Recentemente, CyTOF è diventato uno strumento rivoluzionario per studiare il sistema ematopoietico4,5,6. Con CyTOF, gli anticorpi con etichettatura fluoroforo sono sostituiti da anticorpi etichettati come reporter ad elemento pesante. Questo metodo consente la misurazione simultanea di oltre 40 marcatori senza la preoccupazione di sovrapposizione dello spettro. Ha permesso l'analisi di campioni biologici intatti senza passaggi di pre-esaurimento o un canale di scarico. Pertanto, possiamo visualizzare il sistema ematopoietico in modo completo con dimensionalità ad alto contenuto da tradizionali grafici di citometria di flusso 2D. Le popolazioni cellulari omesse in passato durante il processo di deplezione o gating possono ora essere portate alla luce con i dati ad alta dimensione generati da CyTOF4,5. Abbiamo progettato un pannello anticorpale che misura contemporaneamente 39 parametri nel sistema ematopoietico con un focus sul linaggio mieloide7. Rispetto ai dati convenzionali sulla citometria del flusso, l'interpretazione e la visualizzazione dei dati unidimensionali senza precedenti generati da CyTOF è difficile. Scienziati computazionali hanno sviluppato tecniche di riduzione della dimensionalità per la visualizzazione di set di dati ad alta dimensione. In questo articolo è stato utilizzato l'algoritmo viSNE, che utilizza la tecnica t-Distributed Stochastic Neighbor Embedding (t-SNE) per analizzare i dati CyTOF e per presentare il risultato di alta dimensione su una mappa bidimensionale conservando la struttura ad alta dimensione dei dati8,9,10. Nel grafico tSNE, celle simili sono raggruppate in sottoinsiemi e il colore viene utilizzato per evidenziare la caratteristica delle celle. Ad esempio, nella Figura 1 le celle mieloidi vengono distribuite in diversi sottoinsiemi di celle in base alle somiglianze dei relativi modelli di espressione di 33 marcatori di superficie risultanti da CyTOF (Figura 1)4. Qui abbiamo studiato il midollo osseo del topo con il nostro pannello CyTOF di 39 marcatori segnalato in precedenza dall'analisi viSNE7. L'analisi viSNE dei nostri dati CyTOF ha rivelato una popolazionecellulare non identificata che hamostrato caratteristiche sia HSPC (CD117 ) che neutrofili (Ly6G ) (Figura 2)7.
In conclusione, presentiamo un protocollo per elaborare il midollo osseo intero fresco per l'analisi CyTOF. In questo articolo, abbiamo usato il midollo osseo del topo come esempio, mentre questo protocollo può essere utilizzato anche per elaborare campioni di midollo osseo umano. I dettagli specifici per i campioni di midollo osseo umano sono notati anche nel protocollo. Il vantaggio di questo protocollo è che contiene dettagli come il tempo di incubazione e la temperatura che sono stati ottimizzati per preservare le cellule di lignaggio di neutrofili in tutto il midollo osseo per consentire l'indagine sul midollo osseo intero intatto. Questo protocollo può anche essere facilmente modificato per le applicazioni di citometria di flusso attivate dalla fluorescenza.
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Protocol
Tutti gli esperimenti seguiti hanno approvato le linee guida del La Jolla Institute for Allergy and Immunology Animal Care and Use Committee, e l'approvazione per l'uso dei roditori è stata ottenuta dal La Jolla Institute for Allergy and Immunology secondo i criteri delineati in la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio degli Istituti Nazionali di Sanità.
1. Raccoglitore del midollo osseo del mouse (BM)
- Acquista topi C57BL/6J da un fornitore commerciale. Nutrire la dieta standard del chow del roditore e la casa in gabbie di microisolatore in una struttura priva di agenti patogeni.
- Utilizzare topi maschi, 6-10 settimane di età, per scopi sperimentali. Eutanasia per inalazione di CO2 seguita dalla lussazione cervicale.
- Posizionare il mouse su un cuscinetto chirurgico sterile con il lato dell'addome verso l'alto. Sterilizzare la pelle dell'area dell'addome e degli arti posteriori spruzzando 70% etanolo. Utilizzare un paio di forbici chirurgiche dissecille per tagliare la cavità addominale aperta.
- Rimuovere la pelle per esporre gli arti posteriori. Utilizzare un paio di pinze di vestire smussato-punta per tenere la tibia del mouse proprio sotto la caviglia. Utilizzare un altro paio di pinze di medicazione curve per stabilizzare la tibia sotto le pinze di medicazione con punta smussata. Rompere la tibia ed esporre l'osso strappando il muscolo con le pinze spogliatoio smussato-.
NOT: La tibia è vagamente attaccata all'articolazione del ginocchio e può essere facilmente individuata utilizzando le pinze per la medicazione con punta smussata. - Mettere la tibia a freddo 1x PBS.
- Successivamente, spostare le pinze curve stabilizzanti verso il basso verso il femore. Far scorrere le pinze contundenti sotto l'articolazione del ginocchio e tenere la rotula. Spogliare la rotula tirandola delicatamente verso l'alto. Esporre il femore strappando il muscolo attaccato alla rotula. Tenere il femore esposto dalle pinze di medicazione curva e tagliare il femore dal fondo dell'osso utilizzando forbici chirurgiche di sezionamento.
- Mettere il femore a freddo 1x PBS.
- Forare un foro nel tubo di microcentrifuga da 0,5 mL con un ago da 18 G.
- Collocare sia la tibia che il femore nello stesso tubo di microcentrifuga da 0,5 mL con l'estremità aperta delle ossa rivolte verso il basso verso il foro.
- Posizionare il tubo da 0,5 mL contenente sia tibia che femore in un tubo di microcentrifuga da 1,7 mL.
- Girare i tubi a doppio strato contenenti sia tibia che femore a 5.510 x g per 30 s nella microcentrifuga.
- Assicurarsi che il BM venga estratto dalle ossa e pelleta sul fondo del tubo. Sganciare il tubo da 0,5 mL contenente le ossa saldi. Il mouse BM è pronto per i passaggi successivi.
NOTA: Il BM umano viene raccolto presso le risorse cliniche come descritto in precedenza11.
2. Stain BM cellule per CyTOF
- Risospendere il BM in 1 mL 1x macchia di lisi di cellsi rossa (RBC). Per la BM umana, risospendere l'intero BM in un volume 10x di 1x red Blood Cell (RBC) buffer di lisi. Incubare per 10 min a temperatura ambiente (RT).
- Girare il tubo a 350 x g per 5 min a 4 gradi centigradi. Per BM umano, ripetere i passaggi 2.1 e 2.2 prima di procedere al passaggio 2.3.
- Aspirare con attenzione il supernatore e lasciare il pellet senza interruzioni. Risospendere il pellet con 1 mL di PBS freddo 1x. Filtrare il pellet in un tubo conico da 15 mL attraverso un colino cellulare da 70 m. Le cellule BM sono ora completamente isolate nel tubo dal muscolo e dai detriti ossei. Lavare le cellule aggiungendo 9 mL di 1x PBS freddo nel tubo.
- Girare il tubo da 15 mL a 350 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Aspirare con attenzione il supernatante e risospendere le cellule BM con PBS freddo da 10 mL. Prendete un'aliquota di celle per il conteggio. Contare le cellule usando un emocitometro.
- Aliquota 5 x 106 cellule BM in un nuovo tubo da 15 mL per la colorazione CyTOF.
- Girare l'aliquota del tubo da 15 mL a 350 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Aspirare con attenzione il supernatore e risospendere le cellule BM con 125 nM Cisplatin in 1 mL di CyTOF Staining Buffer come indicatore di vitalità per il campione. Incubare per 5 min a RT.
- Dopo l'incubazione, aggiungere 4 mL di tampone di colorazione CyTOF al tubo. Girare il tubo a 350 x g per 5 min a 4 gradi centigradi. Per il BM umano, aggiungere il 10% del siero UMANO AB nel buffer di colorazione CyTOF.
- Aspirare con attenzione il supernatante e risospendere le cellule BM con 50 .L di Fc Receptor soluzione di blocco. Incubare per 10 min a 4 gradi centigradi. Salta questo passaggio per il BM umano.
- Aggiungere al campione 50 l del cocktail anticorpale CyTOF 5 fatto in casa in modo che il volume di colorazione totale sia 100 l. Delicatamente pipetta da mescolare. Incubare per 30 min a 4 gradi centigradi. Il volume finale del cocktail anticorpale è di 100-L sia per i campioni di BM del topo che per quelli umani.
- Aggiungere 2 mL di cuscinetto di colorazione CyTOF ad ogni tubo dopo l'incubazione per lavare le cellule, ruotare il tubo a 350 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Ripetere il passaggio 2.12 per un totale di due orme.
- Preparare una soluzione di formaldeide fresca dell'1,6% dall'ampule di riserva del 16%. Diluire 1 parte della formaldeide stock con 9 parti di 1x PBS.
- Aspirare con attenzione il supernatante e risospendere il pellet con 1 mL di soluzione FA fresca 1,6%. Incubare per 15 min a RT.
- Girare il tubo a 800 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Aspirare con attenzione il supernatante e risospendere il pellet cellulare con soluzione di intercalazione 125 nM in 1 mL fix/perm buffer.
- Incubare il campione in soluzione di intercalazione durante la notte a 4 gradi centigradi.
3. Preparare le celle per l'acquisizione CyTOF
- Delicatamente vortice e spin cellule a 800 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Lavare le cellule aggiungendo 2 mL di buffer di colorazione CyTOF, ruotare le cellule a 800 x g per 5 min a 4 gradi centigradi e rimuovere il supernatante per aspirazione.
- Risospendere le cellule in 1 mL di diH2O. Riservare un piccolo volume (circa 10 o L) da ogni tubo per contare le cellule.
- Ruotare le celle a 800 x g per 5 min a 4 gradi centigradi.
- Ripetere i passaggi 3.3 e 3.4.
- Aspirare con attenzione il supernatante e lasciare le cellule nel pellet. Le cellule BM sono ora pronte per la sospensione alla concentrazione di 1 x 106 cellule/mL per l'acquisizione di CyTOF.
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Representative Results
La figura 1 è presentata come risultato di esempio dagli esperimenti CyTOF. Su questa trama tSNE le cellule su più tessuti del topo sono state raggruppate in sottoinsiemi in base alla somiglianza dei loro profili di espressione dei marcatori di superficie misurati da un pannello CyTOF a 33 parametri. Le cellule con proprietà più simili sono state raggruppate automaticamente, come i neutrofili, i macrofagi o i controller di dominio in base all'espressione dei 33 marcatori su ogni cellula.
La figura 2 è presentata come risultato di esempio per l'esperimento CyTOF BM del mouse utilizzando il protocollo presentato in questo studio. Il protocollo ha conservato l'integrità dell'intero BM, portando alla scoperta di unapopolazione cellulare precedentemente sconosciuta che co-esprime neutrofili (Ly6G , Figura 2A) e HSPC (CD117, Figura 2B) marcatori di superficie firma simultaneamente. Questa popolazione di cellule mostra un modello distinto dell'espressione del marcatore di superficie misurato dal nostro pannello CyTOF (Figura 2C) ed è stato omesso da precedenti ricerche progenie mieloidi a causa di Ly6G- esaurimento cellulare1,2, 3. Ancora più importante, questo risultato ha portato alla scoperta del piccolo sottoinsieme del cluster sul lato sinistro della mappa viSNE che non esprime Ly6G tuttavia è stato raggruppato strettamente alle cellule CD117-Ly6G, il che suggerisce la somiglianza di queste cellule cellule al lignaggio neutrofilo basato sull'espressione dei 39 marcatori utilizzati per questo esperimento CyTOF.
Abbiamo usato il profilo di espressione del marcatore dai dati CyTOF mostrati nella Figura 2C per costruire un pannello FACS (fluorescenza-attivata di smistamento cellulare) a 13 colori che ci permette di isolare i progenitori di neutrofoni dai progenitori di flusso per i saggi funzionali a valle ( Figura 3).
Figura 1: Esempio del grafico tSNE derivato da CyTOF. La dimensionalità aggregata della tSNE ha ridotto i dati a singola cellula di tutti i tessuti di topi analizzati e il colore è stato codificato dai 28 cluster "senza supervisione". Le identità grossolane di ogni cluster sono state annotate sulla base di varie analisi pubblicate. Questa cifra è stata modificata dal riferimento4. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 : l'analisi automatizzata a cella singola di Lin-CD117-Ly6A/E- Le cellule HSPC nel midollo osseo identificano una popolazione progenitrice di neutrofili distinta. Le mappe viSNE di Lin-CD117-Ly6A/E- Le celle HSPC vengono visualizzate come sovrapposizioni di punti per visualizzare i 5 cluster automatizzati. (A) Il modello di espressione Ly6G e (B) CD117 è mostrato sulla mappa viSNE di Lin-CD117-Ly6A /E- HSPC cellule come punti colorati dello spettro. (C) I modelli di espressione dei marcatori indicati sono mostrati come sovrapposizioni dell'istogramma di ogni cluster. Questa cifra è stata modificata rispetto al riferimento7. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 : strategia di gating FACS dimostrata con set di dati CyTOF (Mitometria di massa). La popolazione bersaglio manualmente è stata riportata alla mappa viSNE automatizzata per la convalida. Questa cifra è stata modificata rispetto al riferimento7. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Negli ultimi decenni, la citometria di flusso basata sulla fluorescenza è stata utilizzata come metodo principale per studiare le linee cellulari e l'eterogeneità1,2,3. Sebbene la citometria di flusso abbia fornito dati multidimensionali, questo metodo è limitato da scelte di parametri e sovrapposizione spettrale. Per superare la debolezza della citometria di flusso abbiamo approfittato di CyTOF, che utilizza isotopi di metalli pesanti invece di fluorofori per etichettare gli anticorpi che eliminano il crosstalk tra i canali rivelatori o l'autofluorescenza delle cellule, quindi, possono misurare molti più parametri contemporaneamente a livello di singola cellula e generano una valutazione molto più profonda della diversità cellulare12. Le popolazioni cellulari omesse in passato durante il processo di esaurimento o di gating, soprattutto le cellule immunitarie importanti come le cellule di lignaggio di neutrofi che sono state a lungo considerate omogenee13,14, possono essere meglio caratterizzate da CyTOF 2 ,3,7.
Per accogliere questo potente strumento di citometria della CyTOF per studiare l'eterogeneità cellulare e caratterizzare le popolazioni di cellule rare, i protocolli che preservano l'integrità dei campioni biologici sono estremamente pratici per gli studi di eterogeneità. Qui abbiamo descritto un protocollo per elaborare l'intero BM per CyTOF che consente la caratterizzazione completa di nuove popolazioni di cellule in BM intero intatto, che può essere utilizzato per studi su topi o umani. Il midollo osseo intero isolato dal topo e dall'uomo contiene popolazioni cellulari, in particolare cellule di lignaggio neutrofico che sono altamente fragili e sensibili ai cambiamenti ambientali come le condizioni di temperatura e coltura. In questo protocollo, abbiamo ottimizzato la temperatura e le condizioni di incubazione per ogni fase al fine di preservare queste popolazioni sensibili al livello massimo. In questo modo l'integrità di tutte le cellule del midollo osseo è ben protetta. Con il pannello marcatore personalizzato incorporato in questo protocollo, i ricercatori possono identificare più cellule di interesse in diversi campi di ricerca.
Sebbene il CyTOF sia un potente strumento analitico del punto finale per la scoperta di nuove popolazioni di cellule ed è in grado di prevedere la funzione delle nuove popolazioni in base alle loro caratteristiche di marcatore, questa tecnologia è limitata per ulteriori studi funzionali a valle. Per abilitare gli studi funzionali a valle, abbiamo usato viSNE per caratterizzare in modo completo ogni cluster esaminando il loro livello di espressione di ogni 39 marcatori e trovato le combinazioni di marcatori distinti come mostrato Figura 2C. Sebbene i dati CyTOF non possano essere applicati alle attuali tecnologie di selezione, il suo vantaggio sulla misurazione simultanea di molti parametri potrebbe aiutarci a identificare la migliore combinazione di marcatori entro parametri limitati. Questa fase critica dell'analisi dei dati ci ha aiutato a sfruttare appieno i risultati CyTOF per progettare un pannello di ordinamento basato sulla fluorescenza compatibile con FACS. Ad esempio, in questo esperimento, abbiamo usato queste informazioni nella Figura 2C per costruire un pannello FACS a 13 colori che ci permette di isolare il progenitore neutrofilo (NeP) dalla citometria di flusso per i saggi funzionali a valle (Figura 3). Utilizzando CyTOF e FACS in una pipeline, questi metodi insieme potrebbero consentire l'isolamento dei nuovi tipi di cellule scoperti per studi funzionali come morfologia, versatilità, analisi in vitro e studi in vivo.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Ringraziamo il nucleo di Cytometry LJI Flow per l'assistenza con la procedura di citometria di massa. Questo lavoro è stato supportato dalle sovvenzioni NIH R01HL134236, P01HL136275 e R01CA202987 (tutte a C.C.H) e ADA7-12-MN-31 (04) (a C.C.H. e Y.P. ) .
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CyTOF Antibodies (mouse) | |||
| Anti-Mouse CD45 (Clone 30-F11) -89Y | Fluidigm | Cat# 3089005B | |
| Anti-Human/Mouse CD45R/B220 (Clone RA36B2)-176Yb | Fluidigm | Cat# 3176002B | |
| Anti-mouse CD105 (Clone MJ7/18)-Purified | Biolegend | Cat# 120402; RRID:AB_961070 | |
| Anti-mouse CD115 (CSF-1R) (Clone AFS98)-Purified | Biolegend | Cat# 135502; RRID:AB_1937293 | |
| Anti-Mouse CD117/c-kit (Clone 2B8)-166Er | Fluidigm | Cat# 3166004B | |
| Anti-mouse CD11a (Clone M17/4)-Purified | Biolegend | Cat# 101101; RRID:AB_312774 | |
| Anti-Mouse CD11b (Clone M1/70)-148Nd | Fluidigm | Cat# 3148003B | |
| Anti-Mouse CD11c (Clone N418)-142Nd | Fluidigm | Cat# 3142003B | |
| Anti-mouse CD127 (IL-7Rα) (Clone A7R34)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 133919; RRID:AB_2565433 | |
| Anti-Mouse CD150 (Clone TC1512F12.2)-167Er | Fluidigm | Cat# 3167004B | |
| Anti-mouse CD16.2 (FcγRIV) (Clone 9E9)-Purified | Biolegend | Cat# 149502; RRID:AB_2565302 | |
| Anti-Mouse CD162 (Clone 4RA10 (RUO))-Purified | BD Biosciences | Cat# 557787; RRID:AB_647340 | |
| Anti-mouse CD169 (Siglec-1) (Clone 3D6.112)-Purified | Biolegend | Cat# 142402; RRID:AB_10916523 | |
| Anti-mouse CD182 (CXCR2) (Clone SA044G4)-Purified | Biolegend | Cat# 149302; RRID:AB_2565277 | |
| Anti-mouse CD183 (Clone CXCR3-173)-Purified | Biolegend | Cat# 126502; RRID:AB_1027635 | |
| Anti-mouse CD335 (NKp46) (Clone 29A1.4)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 137625; RRID:AB_2563744 | |
| Anti-mouse CD34 (Clone MEC14.7)-Purified | Biolegend | Cat# 119302; RRID:AB_345280 | |
| Anti-mouse CD41 (Clone MWReg30)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 133919; RRID:AB_2565433 | |
| Anti-Mouse CD43 (Clone S11)-146Nd | Fluidigm | Cat# 3146009B | |
| Anti-Mouse CD48 (Clone HM48.1)-156Gd | Fluidigm | Cat# 3156012B | |
| Anti-mouse CD62L (Clone MEL-14)-MaxPar Ready | ThermoFisher | Cat# 14-1351-82; RRID:AB_467481 | |
| Anti-mouse CD71 (Clone RI7217)-Purified | Biolegend | Cat# 113802; RRID:AB_313563 | |
| Anti-mouse CD90 (Clone G7)-Purified | Biolegend | Cat# 105202; RRID:AB_313169 | |
| Anti-Mouse F4/80 (Clone BM8)-159Tb | Fluidigm | Cat# 3159009B | |
| Anti-mouse FcεRIα (Clone MAR-1)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 134321; RRID:AB_2563768 | |
| Anti-mouse GM-CSF (MP1-22E9 (RUO))-Purified | BD Biosciences | Cat# 554404; RRID:AB_395370 | |
| Anti-Mouse I-A/I-E (Clone M5/114.15.2)-174Yb | Fluidigm | Cat# 3174003B | |
| Anti-Mouse Ki67 (Clone B56 (RUO))-Purified | BD Biosciences | Cat# 556003; RRID:AB_396287 | |
| Anti-Mouse Ly-6A/E (Sca-1) (Clone D7)-169Tm | Fluidigm | Cat# 3169015B | |
| Anti-Mouse Ly6B (Clone 7/4)-Purified | abcam | Cat# ab53457; RRID:AB_881409 | |
| Anti-mouse Ly-6G (Clone 1A8)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 127637; RRID:AB_2563784 | |
| Anti-Mouse NK1.1 (Clone PK136)-165Ho | Fluidigm | Cat# 3165018B | |
| Anti-Mouse Siglec-F (Clone E50-2440 (RUO))-Purified | BD Biosciences | Cat# 552125; RRID:AB_394340 | |
| Anti-Mouse TCRβ (Clone H57-597)-143Nd | Fluidigm | (Clone H57-597)-143Nd | |
| Anti-mouse TER-119/Erythroid Cells (Clone TER-119)-MaxPar Ready | Biolegend | Cat# 116241; RRID:AB_2563789 | |
| Chemicals, Peptides and Recombinant Proteins | |||
| Antibody Stabilizer | CANDOR Bioscience | Cat# 130050 | |
| Bovine Serum Albumin | Sigma-Aldrich | Cat# A4503 | |
| Cisplatin-194Pt | Fluidigm | Cat# 201194 | |
| eBioscience 1x RBC Lysis Buffer | ThermoFisher | Cat# 00-4333-57 | |
| eBioscience Foxp3 / Transcription Factor Staining Buffer Set | ThermoFisher | Cat# 00-4333-57 | |
| EQ Four Element Calibration Beads | Fluidigm | Cat# 201078 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | ThermoFisher | Cat# AM9260G | |
| Fetal Bovine Serum | Omega Scientific | Cat# FB-02 | |
| HyClone Phosphate Buffered Saline solution | GE Lifesciences | Cat#SH30256.01 | |
| Intercalator-Ir | Fluidigm | Cat# 201192B | |
| MAXPAR Antibody Labeling Kits | Fluidigm | http://www.dvssciences.com/product-catalog-maxpar.php | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | Cat# 158127 | |
| Sodium azide | Sigma-Aldrich | Cat# S2002 | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | Cat# X100 | |
| Trypsin EDTA 1x | Corning | Cat# 25-053-Cl | |
| Experimental Model: Organism/Strains | |||
| Mouse: C57BL/6J | The Jackson Laboratory | Stock No: 000664 | |
| Software Alogrithm | |||
| Bead-based Normalizer | Finck et al., 2013 | https://med.virginia.edu/flow-cytometry-facility/wp-content/uploads/sites/170/2015/10/3_Finck-Rachel_CUGM_May2013.pdf | |
| Cytobank | Cytobank | https://www.cytobank.org/ | |
| Cytofkit v1.r.0 | Chen et al., 2016 | https://bioconductor.org/packages/release/bioc/html/cytofkit.html | |
| t-SNE | van der Maaten and Hinton, 2008 | https://cran.r-project.org/web/packages/Rtsne/index.html | |
References
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