Summary
Patient-derived xenograft (PDX) modellen en transplanteerbare genetisch gemanipuleerde muismodellen getrouw de menselijke ziekte samenvatten en zijn voorkeursmodellen voor fundamenteel en translationeel borstkankeronderzoek. Hier wordt een methode beschreven om borsttumorfragmenten orthotopisch in het borstvetkussen te transplanteren om tumorbiologie te bestuderen en de respons van geneesmiddelen te evalueren.
Abstract
Preklinische modellen die tumorheterogeniteit en therapeutische respons getrouw samenvatten, zijn van cruciaal belang voor translationeel borstkankeronderzoek. Onsterfelijke cellijnen zijn gemakkelijk te kweken en genetisch te modificeren om moleculaire mechanismen te bestuderen, maar de selectieve druk van celkweek leidt vaak tot genetische en epigenetische veranderingen in de loop van de tijd. Patient-derived xenograft (PDX) modellen getrouw de heterogeniteit en geneesmiddelrespons van menselijke borsttumoren samenvatten. PDX-modellen vertonen een relatief korte latentie na orthotopische transplantatie die het onderzoek naar de biologie van borsttumoren en de respons op geneesmiddelen vergemakkelijkt. De transplanteerbare genetisch gemanipuleerde muismodellen maken de studie van borsttumorimmuniteit mogelijk. Het huidige protocol beschrijft de methode om borsttumorfragmenten orthotopisch in het borstvetkussen te transplanteren, gevolgd door medicamenteuze behandelingen. Deze preklinische modellen bieden waardevolle benaderingen voor het onderzoeken van borsttumorbiologie, medicijnrespons, ontdekking van biomarkers en mechanismen van medicijnresistentie.
Introduction
De meeste sterfgevallen door borstkanker kunnen worden toegeschreven aan terugkerende ziekten die resistent zijn tegen conventionele therapieën1,2. De inter- en intratumorale heterogeniteit van borstkankers dragen bij aan therapieresistentie. Bovendien kan tumorheterogeniteit van de juiste prognose beïnvloeden en het ziektebeheeruitdagen 3,4. Identificatie van voorspellende biomarkers van respons zal de klinische resultaten van patiënten met borstkanker aanzienlijk verbeteren. Hoewel de meeste soorten borstkanker immunologisch 'koude' tumoren zijn die waarschijnlijk niet reageren op immunotherapie, zijn immuuncheckpointremmers veelbelovend gebleken in klinische onderzoeken2,5. Een fase III-studie toonde bijvoorbeeld een verbeterde ziektevrije overleving (DFS) en voorlopig bewijs dat atezolizumab (monoklonaal antilichaam tegen PD-L1) in combinatie met nab-paclitaxel een algemeen overlevingsvoordeel kan bieden in vergelijking met nab-paclitaxel alleen in tumoren met ≥1% PD-L1-kleuring6. De ontwikkeling van therapieën die borsttumoren sensibiliseren voor immunotherapie zal een revolutie teweegbrengen in de behandelingsregimes.
Preklinische modellen die de heterogeniteit van menselijke borstkanker en medicijnrespons getrouw samenvatten, zijn van cruciaal belang om tumorbiologie te bestuderen en potentiële biomarkers voor gerichte therapie te identificeren. Onsterfelijke cellijnen worden veel gebruikt voor borstkankeronderzoek, omdat deze cellijnen gemakkelijk te kweken en genetisch te modificeren zijn om moleculaire mechanismen te bestuderen. Vanwege de selectieve druk van langdurige celkweek in vitro, kan genetische drift echter in de loop van de tijd optreden en kunnen borstkankercellijnen cellijnspecifieke genomische veranderingen dragen die verschillen van aberraties in primaire borsttumoren7,8,9.
Patiënt-afgeleide xenograft (PDX) tumorbrokken zijn in staat om de heterogeniteit van menselijke ziekten samen te vatten en zijn histologisch en immunohistochemisch vergelijkbaar met de tumor van oorsprong10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Belangrijk is dat PDX-modellen fenotypisch stabiel zijn over meerdere transplantaties, zoals blijkt uit histologie, transcriptoom, proteoom en genomische analyse10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. PDX-modellen tonen behandelingsresponsen die vergelijkbaar zijn met die waargenomen klinisch10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. PDX-modellen voor oestrogeenreceptorpositief (ER+),progesteronreceptorpositief (PR+),epidermale groeifactor 2 positief (ERBB2+, HER2+) en triple negatieve borstkanker (TNBC) PDX-modellen zijn vastgesteld en bieden een uitstekend platform om endocriene, chemo- en gerichte therapieën te testen. Een belangrijk voorbehoud van PDX-modellen op dit moment is echter het ontbreken van een functioneel immuunsysteem in de muis.
De genetisch gemanipuleerde muismodellen (GEMM), zoals Trp53 homozygote null, cMyc, Wnt1, PyMT of Her2 overexpressiemodellen, maken de studie van spontane tumorinitiatie, progressie en metastase mogelijk in de context van een intact immuunsysteem. De tumorlatentie is echter lang, waardoor het moeilijk is om preklinische onderzoeken uit te voeren met meerdere armen30,31. GEMM kan echter worden getransplanteerd naar syngenetische gastheren om voldoende tumoren te genereren die menselijke tumoren nauw samenvatten32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Het borstepitheel van een p53-nul BALB / c-muis werd bijvoorbeeld getransplanteerd in de geklaarde vetkussens van syngenetische wild-type ontvangende muizen om primaire tumoren te vormen, die verder kunnen worden getransplanteerd in syngenetische gastheren56,57. De p53-nul tumoren recapituleerden verschillende subtypes van menselijke tumoren.
De combinatie van PDX-modellen en transplanteerbare GEMM biedt waardevolle preklinische hulpmiddelen om de biologie van borsttumoren, geneesmiddelrespons en antitumorimmuniteit te onderzoeken. In het huidige protocol wordt een methode van orthotopische transplantatie van PDX- en GEMM-tumorfragmenten in de borstvetmat van de muis beschreven. Deze modellen zijn vatbaar voor seriële passages en behouden meestal een stabiel fenotype. Om het risico op genetische drift of verlies van heterogeniteit over passages in de loop van de tijd te verminderen, worden meerdere weefselfragmenten bij elke passage gecryopreserveerd voor daaropvolgende transplantatie in het geval dat biologische of morfologische veranderingen in de loop van de tijd worden waargenomen29,58.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle protocollen waarbij dieren worden gebruikt, zijn beoordeeld en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). De tumorfragmenten, ongeveer 1−2 mm3 groot, zijn afkomstig van venijnig bevroren voorraad verkregen uit de Patient-Derived Xenograft en Advanced In Vivo Models Core aan het Baylor College of Medicine.
1. Bereiding van gecryopreserveerde borsttumorfragmenten voor transplantatie
- Breng het cryoviale met tumorfragmenten over van vloeibare stikstof naar een waterbad van 37 °C.
- Roer het cryoviaal met af en toe een zachte beweging tijdens het ontdooien.
- Nadat het weefsel is ontdooid, neemt u het cryoviale uit het waterbad en mengt u door zachte inversie.
- Droog de buitenkant van het cryoviaal af en spuit met 70% ethanol. Breng het over naar een bioveiligheidskap.
- Breng de ontdooide tumorweefsels over in een conische buis van 15 ml gevuld met 10 ml koud Dulbecco's gemodificeerd Eagle-medium (DMEM). Meng goed door de buis om te keren. Laat de weefselfragmenten naar de bodem van de buis zakken.
- Adem het supernatant op en resuspend in 10 ml koude DMEM. Meng goed door de buis om te keren. Laat de weefselfragmenten naar de bodem van de buis zakken.
- Adem het supernatant op en resuspend in 10 ml koude DMEM. Plaats de tube op ijs.
OPMERKING: Het weefsel is klaar voor transplantatie.
2. Verzameling en voorbereiding van verse borsttumor voor transplantatie
- Euthanaseer de borsttumordragende muis.
OPMERKING: PDX-gastheer kan SCID / Beige, NSG of NRG vrouwelijke muizen zijn, terwijl in de huidige studie vrouwelijke Balb / c-muizen van 3−5 weken worden gebruikt. - Spuit het tumorgebied van de geëuthanaseerde muis met 70% ethanol.
OPMERKING: Probeer haar met het tumormonster te vermijden dat besmetting van tumorfragmenten voor cryostorage of transplantatie kan veroorzaken. - Met gekartelde tang om de huid rond de tumor te knijpen en op te tillen, gebruikt u een schaar om een korte incisie te maken.
- Scheid de tumor van de huid met de schaar om de hele tumor van de gastheermuis te ontleden. Snijd eventueel achtergebleven vetmatweefsel van de muis af van het buitenoppervlak van de tumor. Plaats de tumor in een conische buis van 15 ml gevuld met 5 ml koude DMEM.
OPMERKING: Gebruik tumoren met een maximale diameter van 1 cm, omdat grotere tumoren waarschijnlijk necrotische kernen bevatten. - Breng in een bioveiligheidskap de ontleedde tumor over naar een steriel petrischaaltje van 10 cm met voldoende DMEM om uitdroging te voorkomen.
- Snijd de tumor in 1 mm3 fragmenten met scalpel of mes onder aseptische omstandigheden.
OPMERKING: Het scalpel of mes moet gedurende ten minste 20 minuten voorafgaand aan gebruik worden blootgesteld aan UV in de bioveiligheidskap. - Breng de tumorfragmenten over naar een conische buis van 15 ml gevuld met koude DMEM. Plaats de tube op ijs.
OPMERKING: Het weefsel is klaar voor transplantatie. De ontleedde tumorfragmenten uit stap 2.4 kunnen worden, 1) vastgevroren in vloeibare stikstof voor eiwit- en RNA/ DNA-extractie, 2) gefixeerd met 4% paraformaldehyde (PFA) of 10% neutraal gebufferd formaline (NBF) voor hematoxyline en eosine (H & E) en immunohistochemie (IHC) analyse, of 3) gecryopreserveerd in 1,25 ml vriesmedium (10% dimethylsulfoxide [DMSO], 40% DMEM en 50% foetaal runderserum [FBS]) door een nacht langzaam in te vriezen in een vriezer van -80 °C en vervolgens over te gaan op vloeibare stikstof voor langdurige opslag.
3. Bereid het dier voor op een operatie
- Voor pijnbestrijding bij dieren, injecteer subcutaan buprenorfine aanhoudende afgifte 60 minuten voorafgaand aan de operatie in een dosis van 1 mg / kg of volg de richtlijn van de instelling voor 72 uur pijnstillende dekking.
- Stel de chirurgische suite in volgens de institutionele richtlijnen voor aseptische operaties.
- Anesthetiseer een 4 weken oud vrouwtje in een inductiekamer van het isofluraan anesthesieapparaat met een snelheid van ~ 11,25 ml / h. Breng de muis over naar het ingreepgebied, op de steriele (siliconenrubberen) operatiekaart, waar hij via een klein gezichtsmasker anesthesie krijgt. Leg de muis op zijn rug en plak de poten in hun natuurlijke posities vast.
OPMERKING: SCID/Beige, NSG of NRG worden gebruikt voor PDX en Balb/c wordt gebruikt voor GEMM-transplantatiemodellen. - Breng oogheelkundige zalf aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
- Bevestig het juiste niveau van sedatie door teen te knijpen.
OPMERKING: Geen enkele reactie/beweging van het dier geeft aan dat het dier voldoende verdoofd is en klaar is voor een operatie. - Scheer de muis op de onderbuik, vooral het gebied rond de vierde tepel waar de operatie zal plaatsvinden.
- Met behulp van een cirkelvormige beweging en beginnend in het midden van de operatieplaats, werk naar de buitenranden met povidon-jodium chirurgische scrub, gevolgd door verwijdering van povidon-jodium met een 70% isopropyl ethanol pad. Herhaal dit nog twee keer.
4. Transplantatie van tumorfragmenten in het vierde (inguinale) borstvetkussen
- Gebruik een steriel chirurgisch gordijn om het lichaam van het dier te bedekken, behalve de incisieplaats.
OPMERKING: Bevestig het juiste niveau van sedatie door teen te knijpen voordat u de incisie maakt. - Met behulp van gekartelde tang knijp en til de huid op bij de # 4 tepel.
- Gebruik met de stompe kant naar beneden een schaar om een korte (ongeveer 1 cm) parasagittale incisie te maken, van de # 4 tepel naar het hoofd.
- Gebruik een applicator met katoenen punt om de huid te scheiden van het peritoneum aan de mediale kant van de incisie.
- Terwijl u de laterale kant van de incisie vasthoudt, pelt u voorzichtig het # 4 borstvetkussen van de huid met hetzelfde wattenstaafje.
- Zodra het vetkussen is gescheiden, pint u de huid vast met een naald van 27 G dicht bij het lichaam van het dier.
- Als het experimenteel noodzakelijk is om het vetkussen van endogene muismamapitheel te verwijderen, voert u de volgende stappen uit.
- Gebruik de gekartelde tang voorzichtig om het vetkussen van het lichaam af te strekken en de inguinale lymfeklier te lokaliseren, die zich onder de snijpunten van de belangrijkste bloedvaten in de klier bevindt (dicht bij waar de tang de klier zal vasthouden).
- Cauteriseer de bloedvaten zorgvuldig mediaal naar de lymfeklier en het vet dat de vierde en vijfde vetkussens samenvoegt, wat een driehoekig gebied vormt.
OPMERKING: Schakel de zuurstofbron voor deze stap tijdelijk uit. - Knip met behulp van een micro-ontleedschaar elk dichtgeschroeid vat één voor één (om ervoor te zorgen dat er na elke snede geen bloeding is) totdat het gedeelte van het vetkussen dat de lymfeklier bevat, is verwijderd.
- Gooi het "opgeruimde" vetkussenweefsel weg.
- Houd het vierde borstvetkussen vast met een stompe scheidings tang. Steek met de andere hand de gesloten punt van de schuine fijne tang in het midden van het vetkussen boven het resterende vat en dicht bij de wand van het peritoneum. Open langzaam de tang om een klein zakje te maken. Verwijder de schuine fijne tang uit het vetkussen.
- Gebruik de schuine fijne tang om een stuk tumorfragment te nemen en in de zak te steken.
- Open langzaam de uiteinden van de tang om het tumorfragment in de vetkussenzak vrij te maken.
- Trek de schuine fijne tang voorzichtig terug.
OPMERKING: Kijk naar de zak om te bevestigen dat het tumorfragment in de zak van het borstvetkussen blijft bij het terugtrekken van de tang. Tumoren kunnen worden geïmplanteerd in beide contralaterale vetkussens wanneer overtollig tumorweefsel nodig is voor experimenten of bankieren. Dieren met dubbelzijdige transplantaties worden niet aanbevolen voor behandelingsstudies vanwege bekende interacties tussen contralaterale tumoren. Als alternatief kan een trocar-apparaat worden gebruikt voor het implantatieproces. - Begin vanaf de basis van de incisie en verzamel de huid aan elke kant met behulp van de klauw en de gekartelde tang. Breng de twee zijden samen en til iets op om de huid voor te bereiden op het aanbrengen van de wondclip. Maak de randen van de incisie los met de klauw tang en knijp de randen samen om een doorlopend oppervlak aan de bovenkant te vormen.
- Houd de twee zijden bij elkaar met een gekartelde tang en gebruik de wondclipapplicator om een wondclip in het midden van de incisie te plaatsen. Breng indien nodig weefsellijm aan op de uiteinden van de incisie om ze gesloten en beveiligd te houden.
- Plaats het dier in een schone kooi die zich op een verwarmend oppervlak bevindt. Controleer op bloedingen, tekenen van dehiscentie en pijn tijdens de postoperatieve periode. Het dier moet binnen enkele minuten na de oproergie op en in beweging zijn.
- Let goed op de incisieplaats en de algehele gezondheid van de dieren gedurende ten minste 3 dagen na de operatie. Volg de institutionele richtlijnen voor pijnbestrijding.
- Reinig de chirurgische hulpmiddelen gedurende 10 s in een glazen kralen sterilisator voordat u doorgaat met de volgende transplantatie. Wacht tot het gereedschap is afgekoeld voor gebruik.
- Herhaal stap 4.1−4.15 totdat alle muizen zijn getransplanteerd.
OPMERKING: Oestrogeensuppletie is vereist voor ER+ tumoren, die kunnen worden geleverd via water of pellets met langzame afgifte59.
5. Monitoring van tumorgroei als reactie op medicamenteuze behandeling
OPMERKING: Palpabele tumoren van gevestigde transplanteerbare PDX's en p53-nul tumoren duurt tussen 2 weken en 8 weken om zich te ontwikkelen na de operatie, afhankelijk van de intrinsieke tumorgroeisnelheden.
- Meet tumoren in twee dimensies met behulp van remklauwen twee keer per week. Bereken het volume met behulp van de formule:
Tumorvolume (mm3) = B2 x L/2
waarbij W breedte is en L de lengte van de tumor. - Start de medicamenteuze behandeling wanneer het tumorvolume 150−300 mm bereikt3.
OPMERKING: Afhankelijk van de eigenschap van de geneesmiddelen kan orale maagsonde of intraperitoneale injectie worden gebruikt om de geneesmiddelen af te leveren. - Verzamel tumormonsters en voer IHC-kleuring60,eiwit- en RNA / DNA-isolatie en immuunfenotypering61 uit voor verschillende doeleinden. Verzamel bloed en voer immuunfenotypering uit of gebruik het voor farmacokinetische / farmacodynamische studies.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figuur 1 toont de apparatuur (Figuur 1A) en de belangrijkste procedures (Figuur 1B) van orthotopische transplantatie. Figuur 2 toont de karakterisering van een getransplanteerde PDX-tumor (MC1). Tumorfragmenten (1 mm3) van het MC1-model werden getransplanteerd in het # 4 vetkussen van SCID / Beige-muizen. Een maand later bereikte de gemiddelde tumorgrootte ongeveer 350 mm3. Het tumorvolume werd gedurende één maand tweemaal per week gecontroleerd. Normaal gesproken verkrijgen we palpabele tumoren voor verschillende PDX of GEMM in ongeveer 2 weken tot 8 weken met 1 mm3 getransplanteerde tumorfragmenten (figuur 2A). Tumormonsters kunnen worden verzameld voor morfologie en signaleringsanalyse(figuur 2B−D). H&E-kleuring werd uitgevoerd om de pathologie te analyseren(figuur 2B). IHC werd gebruikt om markers te controleren voor specifieke cellijn (keratine 19 (K19), epitheelcel, figuur 2C),celstatus (Ki67, proliferatie, figuur 2D)of signaalmolecuul van belang.
Figuur 1: Schema van de operatietechniek. (A) Chirurgische apparatuur die nodig is voor de orthotopische transplantatie. (B)Representatieve afbeelding van de blootstelling van borstvetkussen voor tumorstamtransplantatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Karakterisering van de getransplanteerde tumoren. ARepresentatieve kinetiek van tumorgroei gemeten door een remklauw. Tumorvolume (mm3) = B2 x L/2 (W = breedte en L = lengte). (B)H&E-kleuring die pathologie van MC1 PDX aantoont. IHC toont epitheliale marker keratine 19 (C) en proliferatiemaker Ki67 (D) in MC1 PDX. Schaalbalk = 20 μm, vergroting = 40x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Om variaties in tumorgroei tussen dieren te verminderen, is het van cruciaal belang om het tumorweefsel in 1 mm3-fragmenten te snijden voor transplantatie. Modellen die zacht weefsel kweken zijn moeilijker om mee te werken en de tumorfragmenten moeten iets groter worden gesneden (1−2 mm3). Wanneer u het weefsel in de borstvetzak plaatst, moet u ervoor zorgen dat het weefsel niet in meerdere stukken wordt gesplitst, omdat dit zal resulteren in meerdere kleine tumoren of vreemd gevormde tumoren.
Gebruik bovendien verse tumor voor het transplanteren van dieren die zullen worden gebruikt voor medicamenteuze behandelingsstudies. Het implanteren van weefsel uit cryopreservatie zal een meer variabele take rate en een iets langzamere groeikinetiek opleveren. Zodra tumoren groeien uit het gecryopreserveerde materiaal, zal de tweede transplantatiegeneratie de typische take rate en groeikinetiek voor dat model opleveren. Probeer bovendien tumoren zonder of milde necrose te gebruiken voor transplantatie. Voor de meeste modellen zal dit een maatbereik zijn van 400−600 mm3. Als een duidelijke necrotische kern wordt waargenomen, gebruik dan weefsel van de buitenste laag van de tumor voor transplantatie en gebruik de necrotische gebieden niet. Het is belangrijk om het tumorweefsel op ijs te houden en te beschermen tegen uitdroging.
Om de variabiliteit tussen tumorbrokken van GEMM te verminderen die mogelijk zijn afgeleid van de periferie of tumorkern met verschillende micro-omgevingen, is een alternatieve methode om een primaire celsuspensie voor te bereiden en ongeveer 5.000−30.000 cellen te transplanteren, afhankelijk van het tumormodel in het borstvetkussen. De beperkte collagenasevertering wordt uitgevoerd met 1 mg/ml type I collagenase in DMEM/F12 zonder toevoegingen gedurende 2 uur bij 37 °C draaiend bij 125 tpm. Borsttumorcellen kunnen worden verrijkt door 3 korte centrifugatiestappen. Breng de celsuspensie kort over in een conische buis van 15 ml en centrifugeer bij 450 x g gedurende 7 s. Zuig het supernatant op en resuspend de pellet in 10 ml 1x Dulbecco's fosfaat gebufferde zoutoplossing (DPBS). Herhaal de pulscentrifugering nog twee keer. Dit zal helpen om verschillen tussen brokken te randomiseren.
Transplantatie van normaal borstepitheel zal een morfologisch normale en functionele ductale boom niet regenereren in aanwezigheid van endogene muizenepitheel. Het is noodzakelijk om het endogene muizenepitheel (clearing) te verwijderen voor de normale epitheliale transplantatie om te groeien62. Neoplastisch weefsel kan echter groeien, zelfs in de aanwezigheid van intact endogene muizenepitheel. Toch betekent dit niet noodzakelijkerwijs dat dergelijke remmende signalen niet bestaan. Het opruimen van borstvetkussens is noodzakelijk voor bepaalde experimentele protocollen om de interactie van endogene muismamapitheel met het geënt materiaal te verbieden. Bovendien kan het endogene epitheel sommige downstream-analyses zoals genoom-, transcriptoom- en proteoomanalyse bemoeilijken.
Het PDX-model en de transplanteerbare GEMM kunnen de heterogeniteit van klinische subtypen en de respons op medicamenteuze therapie van menselijke borstkanker getrouw samenvatten. Belangrijk is dat deze modellen gemakkelijk te transplanteren zijn en een stabiel fenotype behouden tijdens een beperkt aantal seriële passages. Tumorgroei kan eenvoudig worden gemeten met remklauwen. Een kanttekening bij het PDX-model en de transplanteerbare GEMM is dat deze modellen de vroege stappen van tumorinitiatie niet samenvatten. Ook missen PDX-modellen de interactie van de tumor met een functioneel immuunsysteem. Deze preklinische modellen bieden een waardevol systeem om borstkankerbiologie te bestuderen en de respons op geneesmiddelen te evalueren. Het combineren van geneesmiddelrespons met de genomische en proteomische informatie voor elk tumormodel zal de identificatie van biomarkers voor responsvoorspelling en behandelingsresistentiemechanismen vergemakkelijken. Dit soort gegevens kan leiden tot nieuwe gerichte therapieën die alleen en in combinatie met chemotherapie of immunotherapie kunnen worden gebruikt om de resultaten voor de patiënt te verbeteren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
MTL is de oprichter van een beperkte partner in StemMed, Ltd. en oprichter en manager in StemMed Holdings, de algemene partner. MTL is een oprichter van en een aandeelhouder in Tvardi Therapeutics, Inc. LED is een gecompenseerde werknemer van StemMed, Ltd.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health (R37CA228304 en R01HL146642 aan Xi Chen, CA148761 aan Jeffrey M. Rosen), het Amerikaanse ministerie van Defensie (W81XWH-19-1-0524 aan Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 aan Xiangdong Lv), American Cancer Society (RSG-18-181-01-TBE aan Xi Chen) en cancer prevention and research institute of Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award aan Xi Chen), de Patient-Derived Xenograft and Advanced In Vivo Models Core aan het Baylor College of Medicine (financiering van RP170691 CPRIT Core Facility Award en NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mg/mL Buprenorphine-SR | ZooPharm (via BCM veterinarians) | Sterile | |
| 26G syringe | BD | 148232E | Sterile |
| Betadine Scrub | Fisher | 19-027132 | |
| Cotton Swabs | VWR International Laboratory | 89031-272 | Sterile |
| DMEM | Fisher | MT 10-013-CM | Sterile |
| Electric shaver | Oster | 78005-050 | |
| Glass beads sterilizer (Germinator) | Roboz Surgical Store | DS-401 | |
| Lubricant ophthalmic ointment | Akorn Animal Health | 17478-062-35 | |
| Micro Dissecting Forceps; Serrated, Angular (regular forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5139 | Sterile |
| Micro Dissecting Spring Scissors (fat pad cutter) | Roboz Surgical Store | RS-5658BT | Sterile |
| Micro Forceps (tissue placing forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5069 | Sterile |
| Petri Dish | Fisher | 08-757- 100D | Sterile |
| Sterile drape | Sai Infusion Technology | PSS-SD1 | Sterile |
| Surgery scissors | Roboz Surgical Store | RS-5960 | Sterile |
| Tissue Forceps (claw forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5158 | Sterile |
| Wound clip applier | BD Autoclip Wound System | 01-804 | Sterile |
| Wound clip remover | BD Autoclip Wound System | 01-804-15 | Sterile |
| Wound clips | BD Autoclip Wound System | 01-804-5 | Sterile |
References
- Waks, A. G., Winer, E. P. Breast Cancer Treatment: A Review. JAMA. 321 (3), 288-300 (2019).
- Harbeck, N., et al.
- Harbeck, N., Salem, M., Nitz, U., Gluz, O., Liedtke, C. Personalized treatment of early-stage breast cancer: present concepts and future directions. Cancer Treatment Reviews. 36 (8), 584-594 (2010).
- Zardavas, D., Irrthum, A., Swanton, C., Piccart, M. Clinical management of breast cancer heterogeneity. Nature Reviews Clinical Oncology. 12 (7), 381 (2015).
- Esteva, F. J., Hubbard-Lucey, V. M., Tang, J., Pusztai, L. Immunotherapy and targeted therapy combinations in metastatic breast cancer. The Lancet Oncology. 20 (3), e175-e186 (2019).
- Schmid, P., et al. Atezolizumab and nab-paclitaxel in advanced triple-negative breast cancer. New England Journal of Medicine. 379 (22), 2108-2121 (2018).
- Tsuji, K., et al. Breast cancer cell lines carry cell line-specific genomic alterations that are distinct from aberrations in breast cancer tissues: comparison of the CGH profiles between cancer cell lines and primary cancer tissues. BMC Cancer. 10 (1), 15 (2010).
- Neve, R. M., et al. A collection of breast cancer cell lines for the study of functionally distinct cancer subtypes. Cancer Cell. 10 (6), 515-527 (2006).
- Clarke, R. Human breast cancer cell line xenografts as models of breast cancer-the immunobiologies of recipient mice and the characteristics of several tumorigenic cell lines. Breast Cancer Research and Treatment. 39 (1), 69-86 (1996).
- DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514 (2011).
- Kuperwasser, C., et al. Reconstruction of functionally normal and malignant human breast tissues in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America of the United States of America. 101 (14), 4966-4971 (2004).
- Vaillant, F., et al. Targeting BCL-2 with the BH3 mimetic ABT-199 in estrogen receptor-positive breast cancer. Cancer Cell. 24 (1), 120-129 (2013).
- Li, S., et al. Endocrine-therapy-resistant ESR1 variants revealed by genomic characterization of breast-cancer-derived xenografts. Cell Reports. 4 (6), 1116-1130 (2013).
- DeRose, Y. S., et al. Patient-derived models of human breast cancer: protocols for in vitro and in vivo applications in tumor biology and translational medicine. Current Protocols in Pharmacology. 60 (1), 14.23.11-14.23.43 (2013).
- Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., Clarke, M. F. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (7), 3983-3988 (2003).
- Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
- Zhang, H., et al. Patient-derived xenografts of triple-negative breast cancer reproduce molecular features of patient tumors and respond to mTOR inhibition. Breast Cancer Research. 16 (2), R36 (2014).
- Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7 (2), 118 (2007).
- Sheffield, L. G., Welsch, C. W. Transplantation of human breast epithelia to mammary-gland-free fat-pads of athymic nude mice: Influence of mammotrophic hormones on growth of breast epithelia. International Journal of Cancer. 41 (5), 713-719 (1988).
- Sebesteny, A., et al. Primary human breast carcinomas transplantable in the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 63 (6), 1331-1337 (1979).
- Sakakibara, T., et al. Growth and metastasis of surgical specimens of human breast carcinomas in SCID mice. The Cancer Journal from Scientific American. 2 (5), 291-300 (1996).
- Rae-Venter, B., Reid, L. M. Growth of human breast carcinomas in nude mice and subsequent establishment in tissue culture. Cancer Research. 40 (1), 95-100 (1980).
- Outzen, H., Custer, R. Brief communication: Growth of human normal and neoplastic mammary tissues in the cleared mammary fat pad of the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 55 (6), 1461-1466 (1975).
- Noël, A., et al. Heterotransplantation of primary and established human tumour cells in nude mice. Anticancer Research. 15 (1), 1-7 (1995).
- Naundorf, H., Fichtner, I., Büttner, B., Frege, J. Establishment and characterization of a new human oestradiol-and progesterone-receptor-positive mammary carcinoma serially transplantable in nude mice. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 119 (1), 35-40 (1992).
- Murthy, M. S., Scanlon, E. F., Jelachich, M. L., Klipstein, S., Goldschmidt, R. A. Growth and metastasis of human breast cancers in athymic nude mice. Clinical and Experimental Metastasis. 13 (1), 3-15 (1995).
- Fichtner, I., Becker, M., Zeisig, R., Sommer, A. In vivo models for endocrine-dependent breast carcinomas: special considerations of clinical relevance. European Journal of Cancer. 40 (6), 845-851 (2004).
- Ding, L., et al. Genome remodelling in a basal-like breast cancer metastasis and xenograft. Nature. 464 (7291), 999 (2010).
- Zhang, X., et al. A renewable tissue resource of phenotypically stable, biologically and ethnically diverse, patient-derived human breast cancer xenograft models. Cancer Research. 73 (15), 4885-4897 (2013).
- Borowsky, A. D. Choosing a mouse model: experimental biology in context-the utility and limitations of mouse models of breast cancer. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), a009670 (2011).
- Caligiuri, I., Rizzolio, F., Boffo, S., Giordano, A., Toffoli, G. Critical choices for modeling breast cancer in transgenic mouse models. Journal of Cellular Physiology. 227 (8), 2988-2991 (2012).
- Backlund, M. G., et al. Impact of ionizing radiation and genetic background on mammary tumorigenesis in p53-deficient mice. Cancer Research. 61 (17), 6577-6582 (2001).
- Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052-1058 (2000).
- Hüsler, M. R., et al. Lactation-induced WAP-SV40 Tag transgene expression in C57BL/6J mice leads to mammary carcinoma. Transgenic Research. 7 (4), 253-263 (1998).
- Simin, K., et al. pRb inactivation in mammary cells reveals common mechanisms for tumor initiation and progression in divergent epithelia. PLoS Biology. 2 (2), e22 (2004).
- Sandgren, E. P., et al. Inhibition of mammary gland involution is associated with transforming growth factor α but not c-myc-induced tumorigenesis in transgenic mice. Cancer Research. 55 (17), 3915-3927 (1995).
- Gallahan, D., et al. Expression of a truncated Int3 gene in developing secretory mammary epithelium specifically retards lobular differentiation resulting in tumorigenesis. Cancer Research. 56 (8), 1775-1785 (1996).
- Tsukamoto, A. S., Grosschedl, R., Guzman, R. C., Parslow, T., Varmus, H. E. Expression of the int-1 gene in transgenic mice is associated with mammary gland hyperplasia and adenocarcinomas in male and female mice. Cell. 55 (4), 619-625 (1988).
- Guy, C. T., Cardiff, R., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
- Guy, C. T., et al. Expression of the neu protooncogene in the mammary epithelium of transgenic mice induces metastatic disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (22), 10578-10582 (1992).
- Xu, X., et al. Conditional mutation of Brca1 in mammary epithelial cells results in blunted ductal morphogenesis and tumour formation. Nature Genetics. 22 (1), 37 (1999).
- Maroulakou, I. G., Anver, M., Garrett, L., Green, J. E. Prostate and mammary adenocarcinoma in transgenic mice carrying a rat C3 (1) simian virus 40 large tumor antigen fusion gene. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (23), 11236-11240 (1994).
- Yin, Y., et al. Characterization of medroxyprogesterone and DMBA-induced multilineage mammary tumors by gene expression profiling. Molecular Carcinogenesis. 44 (1), 42-50 (2005).
- Cressman, V. L., et al. Mammary tumor formation in p53-and BRCA1-deficient mice. Cell Growth and Differentiation-Publication American Association for Cancer Research. 10 (1), 1-10 (1999).
- Li, Z., et al. ETV6-NTRK3 fusion oncogene initiates breast cancer from committed mammary progenitors via activation of AP1 complex. Cancer Cell. 12 (6), 542-558 (2007).
- Pond, A. C., et al. Fibroblast growth factor receptor signaling dramatically accelerates tumorigenesis and enhances oncoprotein translation in the mouse mammary tumor virus-Wnt-1 mouse model of breast cancer. Cancer Research. 70 (12), 4868-4879 (2010).
- Sinn, E., et al. Coexpression of MMTV/v-Ha-ras and MMTV/c-myc genes in transgenic mice: synergistic action of oncogenes in vivo. Cell. 49 (4), 465-475 (1987).
- Muller, W. J., et al. The int-2 gene product acts as an epithelial growth factor in transgenic mice. The EMBO Journal. 9 (3), 907-913 (1990).
- Liu, S., et al. Expression of autotaxin and lysophosphatidic acid receptors increases mammary tumorigenesis, invasion, and metastases. Cancer Cell. 15 (6), 539-550 (2009).
- Torres-Arzayus, M. I., et al. High tumor incidence and activation of the PI3K/AKT pathway in transgenic mice define AIB1 as an oncogene. Cancer Cell. 6 (3), 263-274 (2004).
- Chan, S. R., et al. STAT1-deficient mice spontaneously develop estrogen receptor α-positive luminal mammary carcinomas. Breast Cancer Research. 14 (1), R16 (2012).
- Jiang, Z., et al. Rb deletion in mouse mammary progenitors induces luminal-B or basal-like/EMT tumor subtypes depending on p53 status. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3296-3309 (2010).
- Adams, J. R., et al. Cooperation between Pik3ca and p53 mutations in mouse mammary tumor formation. Cancer Research. 71 (7), 2706-2717 (2011).
- Pei, X. H., et al. CDK inhibitor p18INK4c is a downstream target of GATA3 and restrains mammary luminal progenitor cell proliferation and tumorigenesis. Cancer Cell. 15 (5), 389-401 (2009).
- Bultman, S., et al. Characterization of mammary tumors from Brg1 heterozygous mice. Oncogene. 27 (4), 460 (2008).
- Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052 (2000).
- Zhang, M., et al. Identification of tumor-initiating cells in a p53-null mouse model of breast cancer. Cancer Research. 68 (12), 4674-4682 (2008).
- Landis, M. D., Lehmann, B. D., Pietenpol, J. A., Chang, J. C. Patient-derived breast tumor xenografts facilitating personalized cancer therapy. Breast Cancer Research. 15 (1), 201 (2013).
- Zhang, X., Lewis, M. T. Establishment of Patient-Derived Xenograft (PDX) Models of Human Breast Cancer. Current Protocols in Mouse Biology. 3 (1), 21-29 (2013).
- Chi, V., Chandy, K. G. Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs. Journal of Visualized Experiments. (8), e308 (2007).
- Zhao, N., et al. Pharmacological targeting of MYC-regulated IRE1/XBP1 pathway suppresses MYC-driven breast cancer. Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1283-1299 (2018).
- DeOme, K., Faulkin, L., Bern, H. A., Blair, P. B. Development of mammary tumors from hyperplastic alveolar nodules transplanted into gland-free mammary fat pads of female C3H mice. Cancer Research. 19 (5), 515 (1959).
