Summary
I modelli di xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) e i modelli murini trapiantabili geneticamente modificati ricapitolano fedelmente la malattia umana e sono modelli preferiti per la ricerca di base e traslazionale sul cancro al seno. Qui, viene descritto un metodo per trapiantare ortotopicamente frammenti di tumore al seno nel cuscinetto di grasso mammario per studiare la biologia del tumore e valutare la risposta al farmaco.
Abstract
I modelli preclinici che ricapitolano fedelmente l'eterogeneità del tumore e la risposta terapeutica sono fondamentali per la ricerca traslazionale sul cancro al seno. Le linee cellulari immortalizzate sono facili da coltivare e modificare geneticamente per studiare i meccanismi molecolari, ma la pressione selettiva della coltura cellulare spesso porta ad alterazioni genetiche ed epigenetiche nel tempo. I modelli di xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) ricapitolano fedelmente l'eterogeneità e la risposta al farmaco dei tumori al seno umani. I modelli PDX mostrano una latenza relativamente breve dopo il trapianto ortotopico che facilita lo studio della biologia del tumore al seno e della risposta ai farmaci. I modelli murini geneticamente modificati trapiantabili consentono lo studio dell'immunità del tumore al seno. L'attuale protocollo descrive il metodo per trapiantare ortotopicamente frammenti di tumore al seno nel cuscinetto di grasso mammario seguito da trattamenti farmacologici. Questi modelli preclinici forniscono approcci preziosi per studiare la biologia del tumore al seno, la risposta ai farmaci, la scoperta di biomarcatori e i meccanismi di resistenza ai farmaci.
Introduction
La maggior parte dei decessi per cancro al seno può essere attribuita a malattie ricorrenti resistenti alle terapie convenzionali1,2. L'eterogeneità inter- e intra-tumorale dei tumori al seno contribuisce alla resistenza alla terapia. Inoltre, l'eterogeneità del tumore può compromettere una prognosi accurata e sfidare la gestione della malattia3,4. L'identificazione di biomarcatori predittivi di risposta migliorerà significativamente gli esiti clinici delle pazienti con cancro al seno. Anche se la maggior parte dei tipi di cancro al seno sono tumori immunologicamente "freddi" che probabilmente non rispondono all'immunoterapia, gli inibitori del checkpoint immunitario hanno mostrato risultati promettenti negli studi clinici2,5. Ad esempio, uno studio di fase III ha mostrato un miglioramento della sopravvivenza libera da malattia (DFS) e prove preliminari che atezolizumab (anticorpo monoclonale contro PD-L1) combinato con nab-paclitaxel può fornire un beneficio di sopravvivenza globale rispetto a nab-paclitaxel da solo nei tumori con colorazione PD-L1 ≥1%6. Lo sviluppo di terapie che sensibilizzano i tumori al seno all'immunoterapia rivoluzionerà i regimi di trattamento.
I modelli preclinici che ricapitolano fedelmente l'eterogeneità del cancro al seno umano e la risposta ai farmaci sono fondamentali per studiare la biologia del tumore e identificare potenziali biomarcatori per la terapia mirata. Le linee cellulari immortalizzate sono ampiamente utilizzate per la ricerca sul cancro al seno poiché queste linee cellulari sono facili da coltivare e modificano geneticamente per studiare i meccanismi molecolari. Tuttavia, a causa della pressione selettiva della coltura cellulare a lungo termine in vitro, la deriva genetica può verificarsi nel tempo e le linee cellulari del cancro al seno possono portare alterazioni genomiche specifiche della linea cellulare che sono distinte dalle aberrazioni nei tumori mammari primari7,8,9.
I blocchi tumorali derivati dallo xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) sono in grado di ricapitolare l'eterogeneità della malattia umana e sono istologicamente e immunoistochimicamente simili al tumore di origine10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. È importante sottolineare che i modelli PDX sono fenotipicamente stabili in più trapianti, come evidenziato dall'istologia, dal trascrittoma, dal proteoma e dall'analisi genomica10,11, 12,13, 14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. I modelli PDX mostrano risposte al trattamento paragonabili a quelle osservate clinicamente10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. Sono stati stabiliti modelli PDXper il recettore degli estrogeni positivo (ER +), il recettore del progesterone positivo (PR+),il fattore di crescita epidermico2positivo (ERBB2 +, HER2+)e il carcinoma mammario triplo negativo (TNBC) I modelli PDX e forniscono un'eccellente piattaforma per testare terapie endocrine, chemio e mirate. Tuttavia, un avvertimento principale dei modelli PDX al momento è la mancanza di un sistema immunitario funzionale nel topo.
I modelli murini geneticamente modificati (GEMM), come i modelli di sovraespressione Omozigoti Trp53 null, cMyc, Wnt1, PyMT o Her2, consentono lo studio dell'inizio spontaneo del tumore, della progressione e delle metastasi nel contesto di un sistema immunitario intatto. Tuttavia, la latenza tumorale è lunga, il che rende difficile condurre studi preclinici con più bracci30,31. Tuttavia, GEMM può essere trapiantato in ospiti singenici per generare un numero sufficiente di tumori che ricapitolano strettamente i tumori umani32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Ad esempio, l'epitelio mammario di un topo BALB/c p53-null è stato trapiantato nei cuscinetti adiposi eliminati di topi riceventi wild-type singenici per formare tumori primari, che possono essere ulteriormente trapiantati in ospiti singenici56,57. I tumori p53-null ricapitolati diversi sottotipi di tumori umani.
La combinazione di modelli PDX e GEMM trapiantabile fornisce preziosi strumenti preclinici per studiare la biologia del tumore al seno, la risposta ai farmaci e l'immunità antitumorale. Nel protocollo attuale, viene descritto un metodo di trapianto ortotopico di frammenti tumorali PDX e GEMM nel cuscinetto di grasso mammario del topo. Questi modelli sono suscettibili di passaggi seriali e di solito mantengono un fenotipo stabile. Per mitigare il rischio di deriva genetica o perdita di eterogeneità tra i passaggi nel tempo, più frammenti di tessuto vengono crioconservati ad ogni passaggio per il successivo trapianto nel caso in cui si osservino cambiamenti biologici o morfologici nel tempo29,58.
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Protocol
Tutti i protocolli che utilizzano animali sono stati rivisti e approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). I frammenti tumorali, di circa 1-2 mm3, provengono da stock validamente congelati ottenuti dallo xenotrapianto derivato dal paziente e dal nucleo dei modelli avanzati in vivo presso il Baylor College of Medicine.
1. Preparazione di frammenti di tumore mammario crioconservati per il trapianto
- Trasferire la crioviale con frammenti tumorali dall'azoto liquido a un bagno d'acqua a 37 °C.
- Agitare il crioviale con un occasionale tocco delicato durante lo scongelamento.
- Dopo che il tessuto è stato scongelato, togliere il crioviale dal bagno d'acqua e mescolare con una delicata inversione.
- Asciugare l'esterno della crioviale e spruzzare con etanolo al 70%. Trasferiscilo su una cappa di biosicurezza.
- Trasferire i tessuti tumorali scongelati in un tubo conico da 15 ml riempito con 10 ml di mezzo Eagle modificato (DMEM) di Dulbecco freddo. Mescolare bene invertendo il tubo. Lasciare che i frammenti di tessuto si depositino sul fondo del tubo.
- Aspirare il surnatante e ricandidare in 10 ml di DMEM freddo. Mescolare bene invertendo il tubo. Lasciare che i frammenti di tessuto si depositino sul fondo del tubo.
- Aspirare il surnatante e ricandidare in 10 ml di DMEM freddo. Posizionare il tubo sul ghiaccio.
NOTA: Il tessuto è pronto per il trapianto.
2. Raccolta e preparazione del tumore mammario fresco per il trapianto
- Eutanasia del topo portatore di tumore al seno.
NOTA: l'ospite PDX può essere scid / beige, NSG o NRG topi femmina mentre nello studio attuale vengono utilizzati topi Balb / c di età compresa tra 3 e 5 settimane. - Spruzzare la regione tumorale del topo eutanasizzato con il 70% di etanolo.
NOTA: Cercare di evitare i capelli con il campione tumorale che potrebbe causare la contaminazione di frammenti tumorali per crioconservazione o trapianto. - Con una pinza seghettata per pizzicare e sollevare la pelle che circonda il tumore, utilizzare le forbici per fare una breve incisione.
- Separare il tumore dalla pelle con le forbici per sezionare l'intero tumore dal topo ospite. Tagliare qualsiasi tessuto di grasso di topo rimanente dalla superficie esterna del tumore. Posizionare il tumore in un tubo conico da 15 ml riempito con 5 ml di DMEM freddo.
NOTA: Utilizzare tumori ad una dimensione massima di 1 cm di diametro poiché è probabile che i tumori più grandi contengano nuclei necrotici. - In una cappa di biosicurezza, trasferire il tumore sezionato in una capsula di Petri sterile di 10 cm contenente abbastanza DMEM per prevenire l'essiccazione.
- Tagliare il tumore in 1 mm3 frammenti con bisturi o lama in condizioni asettiche.
NOTA: Il bisturi o la lama devono essere esposti sotto i raggi UV nella cappa di biosicurezza per almeno 20 minuti prima dell'uso. - Trasferire i frammenti tumorali in un tubo conico da 15 ml riempito con DMEM freddo. Posizionare il tubo sul ghiaccio.
NOTA: Il tessuto è pronto per il trapianto. I frammenti tumorali sezionati dallo step 2.4 possono essere, 1) congelati in azoto liquido per l'estrazione di proteine e RNA/DNA, 2) fissati con analisi paraformaldeide (PFA) al 4% o formalina tamponata neutra al 10% (NBF) per ematossilina ed eosina (H&E) e immunoistochimica (IHC), oppure 3) crioconservati in mezzo di congelamento da 1,25 mL (10% dimetilsolfossido [DMSO], 40% DMEM e 50% siero bovino fetale [FBS]) mediante congelamento lento in un congelatore a -80 °C durante la notte e quindi trasferimento in azoto liquido per la conservazione a lungo termine.
3. Preparare l'animale per la chirurgia
- Per la gestione del dolore animale, iniettare per via sottocutanea buprenorfina a rilascio prolungato 60 minuti prima dell'intervento chirurgico alla dose di 1 mg / kg o seguire la guida dell'istituzione per 72 ore di copertura analgesica.
- Impostare la suite chirurgica secondo le linee guida istituzionali per gli interventi chirurgici asettici.
- Anestetizzare una femmina di 4 settimane in una camera di induzione della macchina per anestesia isoflurano alla velocità di ~ 11,25 ml / h. Trasferire il mouse nell'area della procedura, sulla scheda chirurgica sterile (gomma siliconica), dove riceverà l'anestesia attraverso una piccola maschera facciale. Metti il mouse sulla schiena e attacca le gambe nelle loro posizioni naturali.
NOTA: SCID / Beige, NSG o NRG sono utilizzati per PDX e Balb / c viene utilizzato per i modelli di trapianto GEMM. - Applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza.
- Confermare il livello appropriato di sedazione con il pizzico della dita dei dita.
NOTA: Nessuna risposta/movimento dell'animale indica che l'animale è sufficientemente anestetizzato e pronto per l'intervento chirurgico. - Rasare il topo sull'addome inferiore, in particolare la regione intorno al quarto capezzolo dove avrà luogo l'intervento chirurgico.
- Utilizzando un movimento circolare e iniziando al centro del sito chirurgico, lavorare verso i bordi esterni con scrub chirurgico povidone-iodio, seguito dalla rimozione di povidone-iodio con un tampone di etanolo isopropilico al 70%. Ripeti altre due volte.
4. Trapianto di frammenti tumorali nel quarto cuscinetto di grasso mammario (inguinale)
- Utilizzare un drappo chirurgico sterile per coprire il corpo dell'animale tranne il sito di incisione.
NOTA: Confermare il livello appropriato di sedazione con il pizzico della dita prima di effettuare l'incisione. - Usando una pinza seghettata pizzicare e sollevare la pelle al capezzolo #4.
- Con il lato smussato verso il basso, usa le forbici per fare un'incisione parasagittale corta (circa 1 cm), dal capezzolo #4 verso la testa.
- Utilizzando un applicatore con punta di cotone, separare la pelle dal peritoneo sul lato mediale dell'incisione.
- Mentre si tiene premuto il lato laterale dell'incisione, sbucciare delicatamente il cuscinetto di grasso mammario #4 dalla pelle usando lo stesso tampone.
- Una volta separato il cuscinetto di grasso, fissare la pelle con un ago da 27 G vicino al corpo dell'animale.
- Se è sperimentalmente necessario eliminare il cuscinetto adiposo dell'epitelio mammario endogeno del topo, eseguire i seguenti passaggi.
- Usando la pinna seghettata, estendere delicatamente il cuscinetto di grasso lontano dal corpo e localizzare il linfonodo inguinale, che si trova sotto i punti di intersezione dei vasi principali nella ghiandola (vicino a dove la pinna terrà la ghiandola).
- Cauterizzare con cura i vasi mediali al linfonodo e il grasso che unisce il quarto e il quinto cuscinetto di grasso che forma un'area triangolare.
NOTA: spegnere temporaneamente la sorgente di ossigeno per questo passaggio. - Usando le forbici da microssazione, tagliare ogni vaso cauterizzato uno alla volta (per garantire che non ci sia sanguinamento dopo ogni taglio) fino a quando la sezione del cuscinetto di grasso che contiene il linfonodo non viene rimossa.
- Scartare il tessuto del cuscinetto adiposo "cancellato".
- Tenere il quarto cuscinetto di grasso mammario usando una pinffa di separazione smussata. Con l'altra mano, inserire la punta chiusa della pinna fine angolata nel mezzo del cuscinetto di grasso sopra il vaso rimanente e vicino alla parete del peritoneo. Apri lentamente la pinp per creare una piccola tasca. Rimuovere la pinffa fine angolata dal cuscinetto grasso.
- Usando la pinciglia fine angolata, prendi un pezzo di frammento di tumore e inseriscilo nella tasca.
- Aprire lentamente le punte della pince per rilasciare il frammento tumorale nella tasca del cuscinetto di grasso.
- Prelevare con attenzione la pinciglia fine angolata.
NOTA: Guarda la tasca per confermare che il frammento tumorale rimane nella tasca del cuscinetto di grasso mammario quando ritiri la pinci. I tumori possono essere impiantati in entrambi i cuscinetti di grasso controlaterale quando è necessario un eccesso di tessuto tumorale per esperimenti o banche. Gli animali con trapianti a doppia faccia non sono raccomandati per gli studi di trattamento a causa di interazioni note tra tumori controlaterali. In alternativa, un dispositivo trocar potrebbe essere utilizzato per il processo di impianto. - Partendo dalla base dell'incisione, raccogliere la pelle su ciascun lato utilizzando l'artiglio e la pinze seghettate. Unire i due lati e sollevare leggermente per preparare la pelle per l'applicazione della clip per ferite. Srotolare i bordi dell'incisione con la pinza ad artiglio e pizzicare i bordi insieme per formare una superficie continua nella parte superiore.
- Tenendo i due lati insieme con una pinica seghettata, utilizzare l'applicatore di clip per ferite per posizionare una clip per ferita al centro dell'incisione. Se necessario, applicare l'adesivo tissutale alle estremità dell'incisione per tenerle chiuse e fissate.
- Metti l'animale in una gabbia pulita che si trova su una superficie riscaldante. Monitorare il sanguinamento, i segni di deiscenza e il dolore durante il periodo post-chirurgico. L'animale dovrebbe alzarsi e muoversi in pochi minuti dopo l'intervento chirurgico.
- Prestare molta attenzione al sito di incisione e alla salute generale degli animali per almeno 3 giorni dopo l'intervento chirurgico. Seguire le linee guida istituzionali per la gestione del dolore.
- Pulire gli strumenti chirurgici per 10 s in uno sterilizzatore di perle di vetro prima di continuare con il successivo trapianto. Attendere che gli strumenti si raffreddino prima dell'uso.
- Ripetere i passaggi 4.1-4.15 fino a quando tutti i topi sono trapiantati.
NOTA: L'integrazione di estrogeni è necessaria per i tumori ER+, che possono essere forniti attraverso acqua o pellet a rilascio lento59.
5. Monitoraggio della crescita tumorale in risposta al trattamento farmacologico
NOTA: i tumori palpabili dei PDX trapiantabili stabiliti e dei tumori p53-null richiedono tra 2 settimane e 8 settimane per svilupparsi dopo l'intervento chirurgico, a seconda dei tassi di crescita intrinseca del tumore.
- Misurare i tumori in due dimensioni usando le pinze due volte a settimana. Calcola il volume usando la formula:
Volume del tumore (mm3) = L2 x L/2
dove W è la larghezza e L è la lunghezza del tumore. - Iniziare il trattamento farmacologico quando il volume del tumore raggiunge 150-300 mm3.
NOTA: A seconda delle proprietà dei farmaci, il gavage orale o l'iniezione intraperitoneale possono essere utilizzati per portare i farmaci. - Raccogliere campioni di tumore ed eseguire la colorazione IHC60,l'isolamento di proteine e RNA / DNA e la fenotipizzazione immunitaria61 per vari scopi. Raccogliere il sangue ed eseguire la fenotipizzazione immunitaria o utilizzarlo per studi farmacocinetici/farmacodinamici.
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Representative Results
La Figura 1 mostra l'attrezzatura (Figura 1A) e le procedure chiave ( Figura1B) del trapianto ortotopico. La Figura 2 mostra la caratterizzazione di un tumore PDX trapiantato (MC1). Frammenti tumorali (1 mm3)del modello MC1 sono stati trapiantati nel cuscinetto di grasso n. 4 dei topi SCID / Beige. Un mese dopo, la dimensione media del tumore ha raggiunto circa 350 mm3. Il volume del tumore è stato monitorato due volte a settimana per un mese. Normalmente otteniamo tumori palpabili per vari PDX o GEMM in circa 2 settimane a 8 settimane con 1 mm3 frammenti tumorali trapiantati (Figura 2A). I campioni tumorali possono essere raccolti per l'analisi morfologica e di segnalazione (Figura 2B−D). La colorazione H&E è stata eseguita per analizzare la patologia (Figura 2B). L'IHC è stato utilizzato per monitorare marcatori per lignaggio cellulare specifico (cheratina 19 (K19), cellula epiteliale, Figura 2C),stato cellulare (Ki67, proliferazione, Figura 2D)o molecola di segnalazione di interesse.
Figura 1: Schema che mostra la tecnica chirurgica. (A) Attrezzature chirurgiche necessarie per il trapianto ortotopico. (B) Immagine rappresentativa che mostra l'esposizione della pastiglia di grasso mammario per il trapianto di tronco tumorale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Caratterizzazione dei tumori trapiantati. (A) Cinetica rappresentativa della crescita tumorale misurata da una pinza. Volume tumorale (mm3) = W2 x L/2 (W = larghezza e L = lunghezza). (B) Colorazione H&E che mostra patologia di MC1 PDX. IHC che mostra il marcatore epiteliale cheratina 19 (C) e il produttore di proliferazione Ki67 (D) in MC1 PDX. Barra della scala = 20 μm, ingrandimento = 40x. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Per ridurre le variazioni nella crescita del tumore tra gli animali, è fondamentale tagliare il tessuto tumorale in 1 mm3 frammenti per il trapianto. I modelli che crescono i tessuti molli sono più difficili da lavorare e i frammenti tumorali devono essere tagliati leggermente più grandi (1-2 mm3). Quando si posiziona il tessuto nella tasca del cuscinetto di grasso mammario, fare attenzione a non dividere il tessuto in più pezzi in quanto ciò si tradurrà in più piccoli tumori o tumori di forma strana.
Inoltre, utilizzare il tumore fresco per il trapianto di animali che verranno utilizzati per studi di trattamento farmacologico. L'impianto di tessuto dalla crioconservazione produrrà un tasso di presa più variabile e una cinetica di crescita leggermente più lenta. Una volta che i tumori crescono dal materiale crioconservato, la seconda generazione di trapianti produrrà il tasso di presa e la cinetica di crescita tipici per quel modello. Inoltre, cerca di usare tumori con necrosi nulla o lieve per il trapianto. Per la maggior parte dei modelli questo sarà un intervallo di dimensioni di 400-600 mm3. Se si osserva un nucleo necrotico evidente, utilizzare il tessuto dello strato esterno del tumore per il trapianto e non utilizzare le aree necrotiche. È importante mantenere il tessuto tumorale sul ghiaccio e proteggerlo dall'essiccazione.
Per ridurre la variabilità tra i blocchi tumorali di GEMM che potrebbero essere stati derivati dalla periferia o dal nucleo tumorale con diversi microambienti, un metodo alternativo è quello di preparare una sospensione cellulare primaria e trapiantare circa 5.000-30.000 cellule a seconda del modello tumorale nel cuscinetto di grasso mammario. La limitata digestione della collagenasi viene effettuata con collagenasi di tipo I da 1 mg/ml in DMEM/F12 senza additivi per 2 ore a 37 °C ruotando a 125 rpm. Le cellule tumorali mammarie possono essere arricchite da 3 brevi fasi di centrifugazione. In breve, trasferire la sospensione cellulare in un tubo conico da 15 ml e centrifuga a 450 x g per 7 s. Aspirare il surnatante e risuscimere il pellet in 10 ml di 1x soluzione salina tamponata con fosfato di Dulbecco (DPBS). Ripetere la centrifugazione a impulsi per altre due volte. Questo aiuterà a randomizzare le differenze tra i blocchi.
Il trapianto di epitelio mammario normale non rigenererà un albero duttale morfologicamente normale e funzionale in presenza di epitelio di topo endogeno. È necessario rimuovere l'epitelio endogeno del topo (clearing) affinché il normale trapianto epiteliale cresca62. Tuttavia, il tessuto neoplastico è in grado di crescere anche in presenza di epitelio di topo endogeno intatto. Tuttavia, questo non significa necessariamente che non esistano tali segnali inibitori. La pulizia del cuscinetto di grasso mammario è necessaria per alcuni protocolli sperimentali per vietare l'interazione dell'epitelio mammario endogeno di topo con il materiale innestato. Inoltre, l'epitelio endogeno può complicare alcune analisi a valle come l'analisi del genoma, del trascrittoma e del proteoma.
Il modello PDX e il GEMM trapiantabile possono ricapitolare fedelmente l'eterogeneità dei sottotipi clinici e la risposta alla terapia farmacologica del carcinoma mammario umano. È importante sottolineare che questi modelli sono facili da trapiantare e mantengono un fenotipo stabile durante un numero limitato di passaggi seriali. La crescita del tumore può essere facilmente misurata con le pinze. Un avvertimento del modello PDX e del GEMM trapiantabile è che questi modelli non ricapitolano le prime fasi dell'inizio del tumore. Inoltre, i modelli PDX mancano dell'interazione del tumore con un sistema immunitario funzionale. Questi modelli preclinici forniscono un sistema prezioso per studiare la biologia del cancro al seno e valutare la risposta ai farmaci. La combinazione della risposta ai farmaci con le informazioni genomiche e proteomiche per ciascun modello tumorale faciliterà l'identificazione di biomarcatori per la previsione della risposta e i meccanismi di resistenza al trattamento. Questi tipi di dati possono portare a nuove terapie mirate che potrebbero essere utilizzate da sole e in combinazione con chemioterapia o immunoterapia per migliorare i risultati dei pazienti.
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Disclosures
MTL è il fondatore di un socio accomandato in StemMed, Ltd. e fondatore e manager in StemMed Holdings, il suo socio accomandatario. MTL è fondatore e azionista di Tvardi Therapeutics, Inc. LED è un dipendente retribuito di StemMed, Ltd.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (R37CA228304 e R01HL146642 a Xi Chen, CA148761 a Jeffrey M. Rosen), dal Dipartimento della Difesa degli Stati Uniti (W81XWH-19-1-0524 a Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 a Xiangdong Lv), dall'American Cancer Society (RSG-18-181-01-TBE a Xi Chen) e dal Cancer Prevention and Research Institute of Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award a Xi Chen), il Patient-Derived Xenograft e Advanced In Vivo Models Core presso il Baylor College of Medicine (finanziamento da RP170691 CPRIT Core Facility Award e NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mg/mL Buprenorphine-SR | ZooPharm (via BCM veterinarians) | Sterile | |
| 26G syringe | BD | 148232E | Sterile |
| Betadine Scrub | Fisher | 19-027132 | |
| Cotton Swabs | VWR International Laboratory | 89031-272 | Sterile |
| DMEM | Fisher | MT 10-013-CM | Sterile |
| Electric shaver | Oster | 78005-050 | |
| Glass beads sterilizer (Germinator) | Roboz Surgical Store | DS-401 | |
| Lubricant ophthalmic ointment | Akorn Animal Health | 17478-062-35 | |
| Micro Dissecting Forceps; Serrated, Angular (regular forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5139 | Sterile |
| Micro Dissecting Spring Scissors (fat pad cutter) | Roboz Surgical Store | RS-5658BT | Sterile |
| Micro Forceps (tissue placing forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5069 | Sterile |
| Petri Dish | Fisher | 08-757- 100D | Sterile |
| Sterile drape | Sai Infusion Technology | PSS-SD1 | Sterile |
| Surgery scissors | Roboz Surgical Store | RS-5960 | Sterile |
| Tissue Forceps (claw forceps) | Roboz Surgical Store | RS-5158 | Sterile |
| Wound clip applier | BD Autoclip Wound System | 01-804 | Sterile |
| Wound clip remover | BD Autoclip Wound System | 01-804-15 | Sterile |
| Wound clips | BD Autoclip Wound System | 01-804-5 | Sterile |
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