Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

الحد الأقصى لقياس القوة التاثنية متساوي القياس من العضلة الأمامية تيبيليس في الجرذ

Published: June 26, 2021 doi: 10.3791/61926
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1, 1, 1, 1
1Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Radboud University Medical Center, Radboud Institute for Health Sciences, Department of Plastic Surgery, Nijmegen, The Netherlands

Summary

تقييم الانتعاش الحركي لا يزال قياس النتيجة المرجعية في الدراسات العصبية الطرفية التجريبية. قياس القوة التايتاني متساوي القياس من العضلة الأمامية الساق في الفئران هو أداة لا تقدر بثمن لتقييم النتائج الوظيفية بعد إعادة بناء عيوب العصب الوركي. وترد تفاصيل الأساليب والفروق الدقيقة في هذه المقالة.

Abstract

إصابات الأعصاب الرضية تؤدي إلى فقدان وظيفي كبير وعيوب الأعصاب القطاعية غالبا ما تتطلب استخدام ترقيع العصب التوسطي الذاتي. نظرا لتوافرها المحدود وما يرتبط بها من مراضة جانب المانحين ، تركز العديد من الدراسات في مجال تجديد الأعصاب على تقنيات بديلة لسد فجوة عصبية مجزأة. من أجل التحقيق في نتائج خيارات العلاج الجراحي أو الدوائي التجريبي ، غالبا ما يستخدم نموذج العصب الوركي للفئران كطاسة بيولوجية. هناك مجموعة متنوعة من قياسات النتائج المستخدمة في نماذج الفئران لتحديد مدى تجديد الأعصاب. تبقى قوة الإنتاج القصوى للعضلات المستهدفة هي النتيجة الأكثر ملاءمة للترجمة السريرية للعلاجات التجريبية. وقد سبق وصف قياس القوة متساوي القياس من تقلص العضلات التيتانيك كبقنية استنساخها وصحيحة لتقييم الانتعاش الحركي بعد إصابة الأعصاب أو إصلاح في كل من الفئران والأرانب نماذج. في هذا الفيديو، سوف نقدم تعليمات خطوة بخطوة من هذا الإجراء لا تقدر بثمن لتقييم الانتعاش الوظيفي للعضلات الأمامية الساق في نموذج عيب العصب الوركي الفئران باستخدام المعلمات الأمثل. سوف نقوم بوصف الاستعدادات اللازمة قبل الجراحة بالإضافة إلى النهج الجراحي وتشريح العصب الثاقب المشترك وتر العضلات الأمامية الساقي. وسيتم تفصيل تقنية قياس القوة التيتازية متساوي القياس. يتم شرح تحديد طول العضلات الأمثل وتواتر نبض التحفيز وقياس الحد الأقصى لانكماش العضلات التيتيني.

Introduction

فقدان الوظيفة الحركية بعد إصابة العصب المحيطي الرضية له تأثير كبير على نوعية الحياة والوضع الاجتماعي والاقتصادي للمرضى1،2،3. تشخيص هذه السكان المريض لا يزال ضعيفا بسبب الحد الأدنى من التحسينات في التقنيات الجراحية على مدى السنوات4. مباشرة من طرف إلى طرف خالية من التوتر إصلاح فوق الجافية يشكل إعادة بناء الذهب الجراحية القياسية. ومع ذلك، في الحالات مع الفجوات العصبية الموسعة تداخل الكسب غير المشروع العصب الذاتي ثبت أن متفوقة5،6. وقد فرضت المراضة موقع المانحة المرتبطة بها وتوافر محدود من الطعوم العصبية الذاتية الحاجة إلى تقنيات بديلة7،8.

وقد استخدمت نماذج تجريبية للحيوانات لتوضيح آلية تجديد الأعصاب الطرفية وتقييم نتائج مجموعة متنوعة من خيارات العلاج الترميمي والصيدلاني8،9. نموذج العصب الوركي الفئران هو النموذج الحيواني الأكثر استخداما10. حجمها الصغير يجعلها سهلة للتعامل مع والمنزل. نظرا لإمكاناتها العصبية الفائقة ، يمكن أن يؤدي الوقت المتضائل بين التدخل وتقييم النتائج إلى تكاليف أقل نسبيا11و12. وتشمل المزايا الأخرى لاستخدامه أوجه التشابه المورفولوجية مع الألياف العصبية البشرية والعدد الكبير من الدراسات المقارنة / التاريخية13. على الرغم من أنه ينبغي التعامل مع هذه الأخيرة بحذر، حيث أن مجموعة واسعة من مقاييس النتائج المختلفة بين الدراسات تجعل من الصعب مقارنة النتائج14و15و16و17و18.

تتراوح مقاييس النتائج لتقييم تجديد الأعصاب من الفيزيولوجيا الكهربية إلى قياس الأنسجة ، ولكن هذه الأساليب تنطوي على ارتباط ولكنها لا تقيس بالضرورة بشكل مباشر عودة الوظيفة الحركية14،15. تجديد الألياف العصبية قد لا تجعل الاتصالات المناسبة التي يمكن أن تسبب المبالغة في تقدير عدد الاتصالات الوظيفية14،15،19،20. يبقى أفضل وقياس سريريا الأكثر صلة لإثبات reinnervation الصحيح من الأجهزة نهاية تقييم وظيفة العضلات21،22،23. ومع ذلك، فإن إنشاء أدوات لتقييم الوظائف الحركية للنماذج الحيوانية يشكل تحديا. وقد وصف مديناسيلي وآخرون لأول مرة تحليل مسار المشي، الذي كان منذ ذلك الحين الطريقة الأكثر استخداما لتقييم الانتعاش الوظيفي في دراسات الأعصاب الطرفية التجريبية21و24و25و26و27و28. تحليل مسار المشي كميا مؤشر وظيفي الوركي (SFI) على أساس قياسات بصمات الكفوف من الفئران المشي21،29. القيود الرئيسية لتحليل مسار المشي ، مثل انكماش إصبع القدم ، automutilation ، تشويه الطباعة وضعف الارتباط مع تدابير أخرى لإعادة إعادة التصنيع ، وقد استلزم استخدام معايير أخرى لقياس كمي من الانتعاش الوظيفي30،31.

في دراسات سابقة في الفئران لويس32 ونيوزيلندا الأرانب33، ونحن التحقق من صحة قياس القوة التايتانية متساوي القياس (ITF) للعضلات الأمامية الساق (TA) وأظهر فعاليته في تقييم استعادة العضلات بعد أنواع مختلفة من إصلاح الأعصاب34،35،36،37،38،39. العضلات TA هو مناسبة تماما بسبب حجمها الكبير نسبيا، ال الداخلي من قبل فرع الشهم من العصب الوركي وخصائص البيوكيميائية أوضح جيدا40،41،42،43. عندما طول العضلات (قوة التحميل المسبق) والمعلمات الكهربائية هي الأمثل ال ITF يوفر تقلب جنبا إلى جنب من 4.4٪ و 7.5٪ في الفئران32 والأرانب33،على التوالي.

تقدم هذه المقالة بروتوكولا مفصلا لقياس ال ITF في نموذج العصب الوركي للفئران ، بما في ذلك وصف شامل للتخطيط اللازم قبل الجراحة ، والنهج الجراحي وتشريح العصب النهم المشترك وتر عضلة TA البعيدة. باستخدام قيم محددة سلفا لكثافة التحفيز ومدته، سيتم تحديد طول العضلات الأمثل وتردد نبض التحفيز. مع هذه المعلمات الأربعة، يمكن قياس ال ITF لاحقا بشكل متسق ودقيق.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تم تنفيذ جميع الإجراءات الحيوانية بموافقة اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوان واستخدامه (IACUC A334818).

1. معايرة محول القوة

  1. تأكد من توصيل الكمبيوتر بشكل صحيح بجهاز الحصول على بيانات الإدخال/إخراج متعدد الوظائف (DAQ) USB-6009، والذي بدوره يجب توصيله بمحول القوة.
    ملاحظة: قد تتطلب سلالات الفئران والأنواع الأخرى محول قوة تحميل خلايا مختلفة كما يتوقع قوات أعلى 44.
  2. إرفاق المشبك مخصص الطراز من hemostat الجراحية المعدلة إلى محول القوة التي شنت على قاعدة فراغ ذراع رافعة قابل للتعديل.
    ملاحظة: المشبك حسب الطلب يتكون من hemostat الجراحية تعديل مع تشديد المسمار الذي يسمح لتعديل التوتر (الشكل 1).
  3. ضع منصة اختبار زجاج الأكريليك المصنوعة خصيصا ، والتي تحتوي على كتلتين خشبيتين لتثبيت الطرف الخلفي للفئران ، على الطاولة.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام مواد أخرى مثل يوريثان بدلا من الخشب طالما أن الأسلاك K قادرة على اختراق والتركيز.
  4. إرفاق المشبك، محول القوة والجمع بين ذراع رافعة قابل للتعديل عموديا إلى منصة الاختبار باستخدام قاعدة فراغها.
  5. ربط هوك أو حلقة إلى المشبك لأوزان المعايرة.
  6. قم بتشغيل الكمبيوتر وفتح البرنامج (على سبيل المثال، LabVIEW).
  7. بمجرد فتح البرنامج، ابدأ تشغيل الأداة الافتراضية المصنوعة خصيصا (VI) لقياس ال ITF(الشكل 2).
    ملاحظة: يحتوي الشكل 2 على رمز LabVIEW في قصاصة VI. يمكن سحب هذا المقتطف السادس إلى الرسم التخطيطي للكتلة في LabVIEW. سيتم تحويلها تلقائيا إلى رمز رسومي. لهذه التجربة تم تعيين معدل أخذ العينات في 2000 هرتز مع 25 عينات لقراءة لكل تكرار.
  8. تشغيل VI عن طريق الضغط على السهم الأبيض في الزاوية العليا اليسرى وحدد معايرة جديدة. سيتم فتح نافذة جديدة.
  9. بدء عملية المعايرة مع الوزن صفر (فقط المشبك مع ربط المرفقة أو حلقة) واضغط موافق.
  10. على التوالي، إضافة 10 و 20 و 30 و 50 غراما من الوزن واضغط موافق في ما بين كل قياس الوزن.
  11. بمجرد جمع جميع القياسات الخمسة ، انقر على العملية.
  12. تقبل القيم فقط إذا كان الرسم البياني على VI يعرض منحنى خطي موجب (الشكل 3).
  13. قم بإعادة وضع المشبك، وقوة محول الذراع وتركيب ذراع الرافعة القابل للتعديل أفقيا على منصة الاختبار. وسيكون هذا هو الموضع المستخدم لقياس ال ITF.
  14. انقر على صفر وسوف تغلق النافذة تلقائيا.

2. مواضيع الحيوان

  1. استخدام الفئران لويس الذكور وزنها بين 300-500 غرام.
    ملاحظة: للمقارنة بين تجديد الأعصاب، من الضروري استخدام نفس سلالة الفئران في كل من مجموعات التحكم والتجريبية، حيث أن الوزن وحدوث استئصال الخلايا يعتمدان على الإجهاد ويمكن أن يؤثرا بشكل كبير على نتائج ITF10و32و45و46و47.

3. التحضير الجراحي

  1. إعداد جميع الأدوات الجراحية المطلوبة قبل الجراحة (جدول المواد).
  2. وزن الحيوانات لتحديد الكمية المطلوبة من التخدير.
  3. حث التخدير عن طريق وضع الفئران في غرفة الغاز مع 3٪ isoflurane في الأكسجين.
  4. تخدير عميق الجرذ باستخدام مزيج من عشرة أجزاء الكيتامين (100 ملغ / مل) وجزئ واحد xylazine (100 ملغ / مل) بجرعة 1 مل / كغ وزن الجسم عن طريق الحقن داخل الصفاق. مراقبة عمق التخدير على أساس الاستجابة لقرصة إصبع القدم ومراقبة معدل التنفس.
  5. بعد حوالي 30 دقيقة من الجرعة الأولية من كوكتيل الكيتامين / الإكسيلازين ، قم بإعطاء جرعة تكميلية من 0.3-0.6 مل / كجم من وزن الجسم من الكيتامين فقط (100 ملغ / مل) intraperitoneally للحفاظ على التخدير الكافي طوال العملية بأكملها ، والتي تعرف بأنها انخفاض معدل التنفس والاستجابة الغائبة لقرصة إصبع القدم.
    تنبيه: من المهم أن تدار بدقة التخدير المطلوبة كما جرعة زائدة لا يمكن التصدي لها.
  6. حلق بعناية الأطراف الخلفية من الفئران باستخدام مقصات كهربائية.
  7. ضع الجرذ في وضع عرضة على وسادة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية. اختياريا، يمكن مراقبة درجة حرارة الجسم باستخدام مقياس حرارة المستقيم.
  8. حقن 5 مل من كلوريد الصوديوم 0.9٪ (NaCl) تحت الجلد في الجلد فضفاضة على عنق الجرذ للحفاظ على حالة ترطيب كافية طوال العملية.
  9. نظرا لطبيعة عدم البقاء على قيد الحياة لهذا الإجراء ، لا يتطلب المجال الجراحي والأدوات أن تكون معقمة. يجب على الجراح استخدام معدات الحماية الشخصية (PPE) وينصح loupes الجراحية للتصور السليم للهياكل التشريحية.

4. النهج الجراحي للعصب العلوني المشترك

  1. ضع الجرذ في وضع الركد الجانبي الأيمن أو الأيسر اعتمادا على الجانب الذي سيتم قياسه أولا.
  2. إنشاء شق 2-3 سم في الجلد من الفخذ الأجيال القادمة موازية لعظم الفخذ بدءا من trochanter أكبر باستخدام شفرة الجراحية رقم 15.
  3. تحديد الطائرة بين العضلة ذات الرأسين femoris العضلات و maximus الغلوتيوس وعضلات lateralis vastus وإجراء تشريح حاد باستخدام مقص تينوتومي لفصل هذه العضلات وفضح العصب الوركي الكامنة.
  4. حدد موقع التشعب العصب الوركي ووضع متراجع للحصول على وصول أفضل. الفروع الثلاثة للعصب الوركي تشمل العصب الشاه المشترك، العصب الساقي والعصب السمعي.
  5. عزل فرع العصب الشهم المشترك (عادة الفرع الأكثر بطنية) من العصب الوركي باستخدام ملقط جراحي مجهري منحني.
    ملاحظة: في حالة عدم اليقين، وتحفيز بلطف العصب المعزول مع محفز العصب الجراحية ومراقبة الاستجابة الحركية. تحفيز نتائج العصب الشهم المشترك في dorsiflexion من مخلب.

5. تشريح وتر عضلة الساق البعيدة

  1. من أجل كشف عضلة TA وإدخالها ، شق الجلد في الجانب غير الوتري من أسفل الساق ، بدءا من مفصل الركبة والنزول إلى الجانب المتوسط العرق من مخلب الخلفي.
  2. تشريح وتر عضلة TA البعيدة من الأنسجة المحيطة باستخدام مشرط مع شفرة الجراحية رقم 15.
  3. باستخدام ملقط البعوض ، تشريح بصراحة وتر عضلة TA نحو الإدراج وقطع الوتر قدر الإمكان. اترك عضلة TA القريبة دون إزعاج ، مع الحفاظ على البصاق العصبي الوعائي.
    ملاحظة: بانتظام (تقريبا كل 5 دقائق)، رطبة العضلات TA مع ساخنة 0.9٪ NaCl (37 درجة مئوية) لمنع التبريد و المجففة.

6. قياس القوة التاثنية متساوي القياس

  1. قم بتوصيل كابلات القطب ثنائي القطب والكابل الأرضي وفقا للونها بجهاز محفز ثنائي القطب.
  2. قم بتوصيل الطرف الآخر من كابلات القطب ثنائي القطب بقطب كهربائي تحت الحد الأدنى.
    ملاحظة: يجب وضع القطب المرجعي (أحمر، أنود) خارج القطب الكهربائي النشط (أسود، كاثود) في مكان قريب.
  3. نقل الحيوان جنبا إلى جنب مع وسادة التدفئة إلى منصة الاختبار.
  4. تثبيت الطرف الخلفي من الفئران إلى كتلة خشبية باستخدام اثنين من أسلاك كيرشنر 1 ملم من خلال الكاحل والخليل الجانبي من عظم الفخذ البعيدة تجنب الجانب الخلفي من الركبة.
    تنبيه: تجنب تلف الأوعية الدموية في الشريان والوريد البوبلايتاليين اللذين يقعان بشكل ظهري في عظم الفخذ.
  5. إرفاق حامل مع المشبك مخصص لمنصة الاختبار باستخدام قاعدة فراغها.
  6. تأمين وتر عضلة TA البعيدة إلى المشبك تعلق على محول القوة.
    ملاحظة: يجب وضع المشبك ومحول القوة بالتوازي مع مسار عضلة TA.
  7. ضع المتراجع في الفخذ البوسترولاتيري للجرذ من أجل الوصول إلى العصب الهني المشترك.
    ملاحظة: يجب أن يبقى العصب الوركي وفروعه رطبة مع نسبة حرارة 0.9٪ من NaCl (37 درجة مئوية) لمنع التبريد و المجفف.
  8. أدخل كابل الأرض في العضلات المحيطة (على سبيل المثال، العضلات الجانبية الشاسعة).
    ملاحظة: يتطلب محفز العشب SD9 كابل أرضي للحد من القطع الأثرية الكهربائية. قد لا تتطلب المحفزات الأحدث كابلا أرضيا إضافيا.
  9. ربط العصب الثافر المشترك إلى القطب subminiature وإصلاح موقفها باستخدام حامل على المنصة (الشكل 4).
    ملاحظة: تأكد من أن العصب الشاه المشترك فقط هو التوصيل بالقطب الكهربائي تحت الحد الأدنى.
  10. تحسين طول العضلات
    1. تشغيل جهاز التحفيز ثنائي القطب وضبط الإعدادات على النحو التالي: نبض أحادي الطور مربع، تأخير 2 مللي ثانية، مدة نبض التحفيز 0.4 مللي ثانية، كثافة التحفيز 2 V.
      ملاحظة: يحدد التأخير الوقت بين نبضة المزامنة وتسليم الحافة الرئيسية للنبض.
    2. حدد اختبار المعلمة ثم قم بتشغيل مجموعة المشغل في VI.
    3. زيادة طول العضلات (التحميل المسبق) عن طريق ضبط ذراع رافعة تعلق على محول القوة.
    4. تبدأ من 10 غرام من التحميل المسبق واستخدام زيادات من 10 غرام حتى يتم تحديد أقصى قوة العضلات النشطة.
    5. لكل التحميل المسبق، وتطبيق اثنين من ارتعاشات واحدة مباشرة بعد بعضها البعض باستخدام الزر على جهاز التحفيز ثنائي القطب. سيكون الإخراج مرئيا على الشاشة ويجب أن يظهر الجرذ dorsiflexion للمخلب.
      ملاحظة: قبل تحفيز العصب، قم دائما بإزالة أي زيادة بنسبة 0.9٪ من NaCl المحيطة بالعصب باستخدام محفزات القطن لضمان عدم إجراء الإشارة إلى الأنسجة المحيطة.
    6. لإيقاف القياس، اضغط على مجموعة المشغل مرة أخرى في VI.
    7. إذا كان البرنامج تلقائيا بالكشف عن اثنين من قوات ذروة الانتاج انقر على قبول. في حالة عدم تحديد البرنامج تلقائيا لقوى الإخراج هذه، اضغط على رفض وحدد القمم يدويا. وسيتم متوسط القوتين ذروة الانتاج إلى متوسط قوة الانتاج الذروة(الشكل 5).
    8. حساب قوة العضلات النشطة عن طريق طرح التحميل المسبق من متوسط قوة الانتاج الذروة.
    9. دون القوة النشطة لكل تحميل مسبق لتصور الاتجاه والتعرف على القوة النشطة القصوى(الشكل 6). ويمكن أيضا استخدام جدول بيانات.
  11. قياس القوة التيتازية متساوي القياس
    1. بعد تحديد طول العضلات المثالي، دع العضلات ترتاح عند التحميل المسبق لمدة 5 دقائق قبل بدء تقلصات العضلات التيتينية.
    2. وفي الوقت نفسه، قم بالتبديل من اختبار المعلمة إلى اختبار التردد على VI وضبط كثافة التحفيز إلى 10 V على جهاز التحفيز ثنائي القطب.
    3. الحفاظ على مدة النبض التأخير والتحفيز في 2 مللي ثانية و 0.4 مللي ثانية، على التوالي.
    4. قياس قوة العضلات التيتازية متساوي القياس باستخدام زيادة ترددات التحفيز بدءا من 30 هرتز مع زيادات من 30 هرتز حتى يتم ملاحظة هضبة القوة القصوى.
    5. انقر على جمع الزناد وتعيين إلى طول العضلات الأمثل محددة سلفا.
    6. اضغط على زر التكرار على جهاز التحفيز ثنائي القطب للحث على التحفيز التيناتي لمدة أقصاها 5 ثوان أو حتى يتم ملاحظة ذروة القوة بوضوح.
      ملاحظة: قبل تحفيز العصب، قم دائما بإزالة أي زيادة بنسبة 0.9٪ من NaCl المحيطة بالعصب باستخدام محفزات القطن لضمان عدم إجراء الإشارة إلى الأنسجة المحيطة.
    7. لجمع البيانات، اضغط على "المشغل" تجميع مرة أخرى وتوثيق الحد الأقصى لقوة الإخراج. في حالة عدم اكتشاف البرنامج تلقائيا لأقصى قوة إخراج قصوى، اضغط على رفض وحدد الذروة يدويا.
    8. دع العضلات ترتاح مرة أخرى عند صفر التحميل المسبق لمدة 5 دقائق قبل بدء تقلصات العضلات التيتينية التالية.
      ملاحظة: بانتظام (تقريبا كل 5 دقائق)، رطبة العضلات TA مع ساخنة 0.9٪ NaCl (37 درجة مئوية) لمنع التبريد و المجففة.
    9. مواصلة زيادة وتيرة التحفيز حتى يتم الوصول إلى أقصى هضبة القوة. سيتم تعريف هضبة القوة على أنها القوة التيتازية متساوية القياس القصوى.
      ملاحظة: بعد هذه الخطوة، قم بإزالة الأسلاك K، تدبيس أو خياطة الجلد وتكرار الإجراء بأكمله إلى الطرف الخلفي المقابل، بدءا من الخطوة 4.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

وتستخدم خمسة بارامترات لقياس قياس ال ITF. وتشمل هذه التوتر العضلي (قوة التحميل المسبق)، وكثافة التحفيز (الجهد)، وتواتر نبض التحفيز، ومدة التحفيز 0.4 مللي ثانية وتأخير 2 مللي ثانية. قبل قياس ال ITF ، يجب تحديد التوتر العضلي الأمثل باستخدام اثنين من تقلصات العضلات الارتعاشية الواحدة بكثافة 2 V أثناء اختبار المعلمة. هذه المحفزات تسبب dorsiflexion من مخلب وإنتاج إشارة الإخراج على الرسم البياني في السادس(الشكل 5). هذه المنحنيات نشل واحد من الناحية المثالية لديها ارتفاع عمودي سريع يمثل فترة الانكماش تليها مباشرة فترة انخفاض عمودي أبطأ مما يدل على فترة الاسترخاء. سيقوم البرنامج بمتوسط هاتين القوتين ذروة الانتاج ، ولكن القوة النشطة يجب أن تحسب يدويا عن طريق طرح قوة التحميل المسبق من قوة الانتاج المتوسط. في المثال في الشكل 5،ينتج عن التحميل المسبق ل 10 جم قوتي إخراج قصوى تبلغان 411.09 جرام (4.03 N) و379.78 جرام (3.73 N)، والتي يبلغ متوسطها متوسط قوة ذروة الإنتاج 395.43 جرام (3.88 N). عندما تكون القوى النشطة لكل تحميل مسبق مخططة في رسم بياني، يمكن تحديد أقصى قوة نشطة. هذه القوى النشطة تنتج عادة منحنى على شكل جرس وأقصى قوة نشطة للفئران لويس وزنها 300-500 غرام ينبغي أن يكون حوالي 30-40 غرام (0.29-0.39 N) (الشكل 6).

بالنسبة لتحفيزات التينات أثناء اختبار التردد ، يتم زيادة كثافة التحفيز إلى جهد فوق الأقصى (10 V) لضمان التنشيط الأقصى لجميع وحدات محرك العضلات TA باستخدام ترددات متزايدة. منحنى التيناتيك الأمثل يزيد وينخفض بشكل حاد ولديه مرحلة هضبة تتناقص ببطء مع الحد الأدنى من التذبذبات. 11- يصور الشكل 7 مثالا على منحنى تيناتي عند تردد تحفيزي قدره 30 هرتز بقوة تينتينية متساوية القياس 803.25 غرام (7.88 ن). تعرف أعلى هضبة قوة بأنها الحد الأقصى لل ITF.

Figure 1
الشكل 1: صورة المشبك مخصصة على غرار من hemostat الجراحية وتعديلها مع تشديد المسمار الذي يسمح لتعديل التوتر.

Figure 2
الشكل 2: رمز رسومية للأداة الظاهري لقياس القوة التيتازية متساوي القياس على LabVIEW. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: معايرة محول القوة. وينبغي أن تؤدي المعايرة الناجحة لمحول القوة مع خمسة أوزان (0 و10 و20 و30 و50 غرام) إلى منحنى خطي إيجابي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4:نظرة عامة تخطيطية على الإعداد التجريبي لقياس القوة التيتازية متساوي القياس.( حقوق الطبع والنشر واستخدامها بإذن من مؤسسة Mayo (مايو) للتعليم الطبي والبحوث؛ جميع الحقوق محفوظة. أعيد طبعها من: شين، ر. ه. وآخرون. طريقة قياس القوة التاثنية متساوي القياس من الأمامية الساق في الفئران. الجراحة المجهرية. 28 (6), 452-457 (2008)). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: ممثل واحد نشل منحنيات لتحسين طول العضلات. لكل قياس التحميل المسبق، يتم تطبيق اثنين من الارتعاشات واحدة. هذه المنحنيات نشل واحد لديها ارتفاع عمودي سريع (فترة الانكماش) تليها انخفاض عمودي (فترة الاسترخاء). وسيتم متوسط قوتي ذروة الإنتاج إلى متوسط قوة ذروة الإنتاج. في هذا المثال مع فأر لويس، يؤدي التحميل المسبق ل 10 غرام إلى قوتي إخراج قصوى تبلغان 411.09 جرام (4.03 N) و379.78 جرام (3.73 N)، وهو متوسط يبلغ متوسط قوة ذروة الإنتاج 395.43 جرام (3.88 N). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 6
الشكل 6:طول العضلات الأمثل (التحميل المسبق). يمكن حساب قوة العضلات النشطة عن طريق طرح التحميل المسبق من متوسط قوة إخراج الذروة. يجب توثيق قوة العضلات النشطة لكل حمل مسبق حتى تظهر قطرة في قوة العضلات النشطة. سيتم استخدام التحميل المسبق الذي ينتج أعلى قوة عضلية نشطة لقياس قوة التيناتية متساوي القياس. يجب أن يكون التحميل المسبق الأمثل للفئران لويس وزنها 300-500 غرام حوالي 30-40 غرام (0.29-0.39 N) (N = 10). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 7
الشكل 7: ممثل منحنى القوة التاثنية متساوي القياس. منحنى التيناتيك الأمثل يزيد بشكل حاد، ثم لديه مرحلة الهضبة تناقص ببطء تليها انخفاض حاد. تعرف أعلى هضبة قوة بأنها الحد الأقصى لل ITF. يصور هذا المثال المنحنى التيناتي عند تردد تحفيزي 30 هرتز بقوة تينتينية متساوية القياس 803.25 جم (7.88 N). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

يصف هذا البروتوكول طريقة تم التحقق منها مسبقا للحصول على قياسات ال ITF القصوى الدقيقة لعضلات TA في نموذج الفئران32. استعادة أقصى قدر من القوة بعد العلاجات التجريبية لإعادة بناء الأعصاب هو من الاهتمام الرئيسي في الإعداد السريري لأنه يثبت أن العصب ليس فقط تجدد، ولكن أيضا جعل اتصالات العمل مع العضلات المستهدفة. يمكن استخدام ال ITF في نموذج فجوة عصبية صغيرة ، مثل نموذج العصب الوركي للفئران32، ومع بعض التعديلات على البروتوكول ، يمكن استخدامه أيضا في نموذج أرنب الفجوة العصبية الأكبر33.

هناك العديد من الخطوات الحاسمة التي ينبغي النظر فيها لضمان قياسات القوة العضلية متساوي القياس القصوى متسقة وموثوق بها. وقد سبق وصف أهمية اختيار بعناية نوع التخدير لمنع الآثار الجانبية للعضلات الهيكل العظمي32,33. وقد أظهرت استخدام isoflurane انخفاض تعتمد على الوقت في قوة العضلات, والتي يمكن تفسيرها من خلال قدرتها على حث reticulum الساركوبلازمي حفز الإفراج عن الكالسيوم33,48. وقد ثبت تأثير الكيتامين / xylazine على قوة العضلات لتكون ضئيلة استنادا إلى تجربتنا والدراسة السابقة32. كما أن التعلق الآمن بوتر عضلة TA البعيدة بمحول القوة له أهمية كبيرة للقياسات الدقيقة. وينبغي منع انزلاق أو تمزق في وتر أو تصحيح مباشرة. لذلك ، تم إنشاء المشبك حسب الطلب من hemostat الجراحية وتعديلها مع تشديد المسمار. وقد وصفت مجموعات بحثية أخرى تقنية تجفيف الوتر لمدة 30 دقيقة تقريبا لتعزيز ميكانيكيا واجهة بين الوتر والمشبك49. من أجل الحفاظ على القدرة على التحمل من العضلات من المهم جدا لتجنب الجفاف من العضلات TA وتر مع NaCl الحارة 0.9٪ وتنفيذ فترة راحة 5 دقائق بين كل التحفيز التيتاني. وتستند فترة الراحة على نشاط نظام الفوسفاجين، المعروف أيضا باسم مصدر الطاقة الفوري، وهو أمر مهم لتقلصات العضلات المتفجرة. وهو يتألف من الأدينوزين ثلاثي الفوسفات (ATP) ونشاط فوسفات الكرياتين ويوفر الطاقة لأقل من 10 ثوان من النشاط الأقصى. يتطلب ما يقرب من 3-5 دقائق لتجديد 100٪ من فوسفاجين50.

نحن ندرك القيود المفروضة على الطريقة الموضحة في هذا الفيديو. لا تسمح طبيعة الإجراء غير البقاء على قيد الحياة بإجراء قياسات تسلسلية بمرور الوقت. بالإضافة إلى ذلك، هو بروتوكول اختبار مفصلة وتستغرق وقتا طويلا. خلال فترة الاختبار التي تستغرق من ساعة إلى ساعتين، يخضع العصب والعضلات لعدد كبير من التحفيزات التي قد تؤدي إلى تعب العضلات مع احتمال انخفاض في ال ITF. هذا ، ومع ذلك ، ثبت أن تكون أقل بروزا في نموذج الفئران مقارنة مع أرنب33.

في الختام، يعتبر قياس ال ITF الموصوف في هذا الفيديو أداة لا تقدر بثمن في دراسات الأعصاب الطرفية التجريبية لقياس الانتعاش الحركي. عند تقديم مقاييس نتائج أخرى مثل الفيزيولوجيا الكهربية والأنسجة ، يمكن توفير تقييم عالمي لوظيفة الأعصاب.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgments

تم دعم الأبحاث التي تم الإبلاغ عنها في هذا المنشور من قبل المعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية للمعاهد الوطنية للصحة تحت الجائزة رقم RO1 NS 102360. المحتوى هو فقط مسؤولية المؤلفين ولا يمثل بالضرورة وجهات النظر الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4x4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the "de Medinaceli" and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), Kaunas. (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J. Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). Sperelakis, N. , Academic Press. 801-821 (2012).

Tags

علم الأعصاب، العدد 172، إصابة العصب، تجديد العصب، العصب الوركي، الانتعاش الوظيفي، الوظيفة الحركية، قوة العضلات التيتازية، نموذج الفئران
الحد الأقصى لقياس القوة التاثنية متساوي القياس من العضلة الأمامية تيبيليس في الجرذ
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bedar, M., Saffari, T. M.,… More

Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter