Summary
Denne protokollen gir detaljert veiledning for den første og fortsatte generasjons allotransplantasjonen av Drosophila-svulster i magen til voksne verter for å studere ulike aspekter av neoplasi. Ved hjelp av et autoinjektorapparat kan forskere oppnå forbedret effektivitet og tumorutbytte sammenlignet med de som oppnås ved tradisjonelle, manuelle metoder.
Abstract
Denne protokollen beskriver allotransplantasjon av svulster i Drosophila melanogaster ved hjelp av et auto-nanoliter injeksjonsapparat. Ved bruk av et autoinjektorapparat kan trente operatører oppnå mer effektive og konsistente transplantasjonsresultater sammenlignet med de som oppnås ved hjelp av en manuell injektor. Her dekker vi emner på en kronologisk måte: fra krysset av Drosophila-linjer , til induksjon og disseksjon av den primære svulsten, transplantasjon av primærtumoren til en ny voksen vert og fortsatt generasjonstransplantasjon av svulsten for utvidede studier. Som en demonstrasjon bruker vi her Notch intracellulært domene (NICD) overekspresjon indusert spyttkjertel imaginale ringtumorer for generasjonstransplantasjon. Disse svulstene kan først indusert pålitelig i et mikromiljø i overgangssonen i larvens spyttkjertel imaginale ringer, deretter allotransplantert og dyrket in vivo for å studere fortsatt tumorvekst, evolusjon og metastase. Denne allotransplantasjonsmetoden kan være nyttig i potensielle narkotikascreeningsprogrammer, samt for å studere tumor-vert-interaksjoner.
Introduction
Denne protokollen gir en trinnvis veiledning for allotransplantasjon av Drosophila larve spyttkjertel (SG) imaginale ringtumorer i magen til voksne verter ved hjelp av et auto-nanoliter injeksjonsapparat (f.eks. Nanoject). Denne protokollen gir også retninger for den påfølgende re-allografting av svulster i nye generasjoner av voksne verter, noe som gir muligheter for fortsatt longitudinell studie av tumoregenskaper, som tumorutvikling og tumor-vert-interaksjoner. Protokollen kan også brukes mot narkotika screening eksperimenter.
Denne metoden ble utviklet for å forbedre effekten av å utføre tumorallotransplantasjon i Drosophila ved bruk av manuelle injektorer1, som ofte er inkonsekvente i suge- og injeksjonskreftene, noe som fører til suboptimale resultater for tumorallotransplantasjon. Et autoinjektorapparat gir bedre kontroll og kan resultere i lavere flydødelighet etter allograft. En utdannet operatør kunne oppnå en vertsoverlevelsesrate på over 90 % med autoinjektoren, sammenlignet med rundt 80 % da den manuelle injektoren ble brukt1. Den totale tumoroppkjøpsraten er 60% -80% på dag 8-12 etter allograft. Den gjennomsnittlige injeksjonstiden er også forbedret fra 30-40 s per flue ved hjelp av en manuell injektor til 20-25 s per flue ved hjelp av autoinjektoren.
Denne protokollen er blant de første protokollene for å bruke autoinjektorapparatet i Drosophila tumor allotransplantasjon. En nylig studie brukte også autoinjektoren for allotransplantasjon av tumorøse nevrale stamceller2. Tidligere ble autoinjektorapparatet brukt i Drosophila for å studere bakteriell virulens3, parasittiske infeksjoner og vertsforsvar4, samt screening for bioaktivitet av forskjellige forbindelser5. Vår protokoll tilpasser autoinjektorapparatet for bruk av tumorinjeksjon og søker å gi Drosophila-forskere høyere kvalitet og mer konsistente resultater, samtidig som de sparer betydelig tid. Denne protokollen kan ikke bare brukes til allotransplantasjon av svulster, men kan også skreddersys til allotransplantasjon av villtype og mutantvev av lignende kaliber6.
Drosophila NICD-svulsten som brukes i denne protokollen ble først introdusert av Yang et al.7 i SG imaginal ring overgangssone, en "tumor hotspot" som utviser høye nivåer av endogen Janus Kinase / Signal Transducer og Activators of Transcription (JAK-STAT), og c-Jun N-terminal Kinase (JNK) aktivitet. I tillegg har overgangssonen høye nivåer av matriksmetalloproteinase-1 (MMP1)7, noe som gjør denne regionen spesielt gunstig for tumorigenese. Hakkbaneaktivering gjennom NICD-overekspresjon alene er tilstrekkelig til konsekvent å initiere tumordannelse. Disse svulstene kan deretter allotransplanteres for å tillate undersøkelse av et bredt spekter av emner, inkludert tumorcelledeling, invasjon og tumor-vert-interaksjoner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Fremstilling av SG imaginal ring tumor
- Kryss voksne fluer med genotyper av UAS-NICD (Mann: 10-15 fluer) og Act-Gal4, UAS-GFP / CyO; tub-Gal80ts (Jomfru kvinne: 10-15 fluer) og la dem avle i 1 dag ved 18 ° C. De utvalgte voksne fluene bør være 5-9 dager gamle for å sikre høy fruktbarhet.
- La de voksne fluene legge egg i fluefôret i hetteglassene i 24 timer ved 18 °C, og fjern deretter de voksne fluene.
MERK: Flymat tilberedes ved hjelp av standard maismelmatoppskrift fra Drosophila Stock Center8. Hvert hetteglass skal inneholde rundt 10 ml fluefôr. - La eggene ruge i 6 dager ved 18 °C. I løpet av denne perioden vil larvene klekkes ut.
- Overfør hetteglassene som inneholder larver til en inkubator på 29 °C og rug i ytterligere 7 dager.
MERK: Dette inkubasjonstrinnet er valgfritt avhengig av den spesifikke eksperimentelle designen.
2. Fremstilling av voksen villtype Drosophila for allotransplantasjon
- Bedøve villtype eller passende mutant voksne fluer med 100% CO2 og sorter fluer basert på kjønn. Både mannlige og kvinnelige fluer kan brukes som tumorverter.
- Fest et 5 cm langt stykke fluetape til et mikroskopglass med den klebrige siden opp ved å feste den med to mindre tapebiter, en i hver ende.
- Immobiliser fluene ved å feste vingene til båndet. Bruk tang mens du manøvrerer fluene.
- Gjenta trinnet ovenfor for 60-80 voksne fluer som brukes som allograftakseptorer.
MERK: Det er best å organisere fluer i pene rader, med kroppsaksen justert parallelt med hverandre for en mer tidseffektiv injeksjonsprosess senere. Figur 1 viser rader med vertsfluer teipet ned på denne måten.
- Gjenta trinnet ovenfor for 60-80 voksne fluer som brukes som allograftakseptorer.
3. Montering av autoinjektorapparatet
- Koble både autoinjektorapparatet og strømledningen til kontrollerboksen.
- Sett injeksjonsvolumet til 59,8 nL. Dette vil bidra til å opprettholde riktig mengde suge- og injeksjonskrefter under allotransplantasjon.
- Plasser kontrollerboksen og autoinjektoren på motsatte sider av lysmikroskopet.
MERK: For høyrehendte operatører skal kontrollboksen plasseres på venstre side av mikroskopet med injektoren på høyre side. Omvendt for venstrehendte operatører. - Klargjør 3,5'' glasskapillæren for bruk ved å klippe av den lukkede enden med tang.
- Behandle den ene enden av glasskapillæren ved hjelp av en fire-trinns mikropipettavtrekker og varme til en smal, lukket ende ved hjelp av følgende spesifikasjoner i instrumentet: Varme = 650, Kraft = 200 og Avstand = 8. Plasser kapillærene pent inn i avtrekkerapparatet og kjør programmet etter å ha lagt inn de ovennevnte innstillingene.
- Bruk tang til å klippe kapillæren i en ca. 60° vinkel for å lage en skarpere ende for enkel inntreden i voksen flue abdomen1. Se figur 2 for et eksempel på en godt klippet kapillær.
- Skru av hetten på injektoren lett. Hold nede Tom-knappen for å fremme injeksjonsnålen til 70%-80% av den totale lengden vises. For å akselerere kapillær fremgang, trykk på Fyll-knappen én gang mens du samtidig holder nede Empty-knappen .
- Bruk en sprøyte til å fylle glasskapillæren med mineralolje. Sett deretter glasskapillæren forsiktig inn på injektornålen til førstnevnte er godt festet til gummiproppen på injektoren. Skru nå injektorhetten tett.
- Tørk av mineraloljerestene på den ytre overflaten av glasskapillærdekselet for å unngå å forurense mediet under allotransplantasjon.
4. Disseksjon av SG imaginal ring tumor
- Velg en av larvene og overfør den til en disseksjonsplate fylt med 100 μL Schneiders medium for å forberede seg på SG imaginal ringtumordisseksjon.
MERK: Bare prøvene som inneholder svulsten vil forbli som larver. Dette skyldes at tumorvekst forsinker larveutvikling og progresjon9. To tredjedeler av prøvene vil ikke ha svulsten og vil dermed ha utviklet seg til pupper/voksne.- For disseksjon og allotransplantasjonsformål, bruk et stereomikroskop med et 10x-20x forstørrelsesområde.
- Bruk ett par tang for å holde midtseksjonen av larvekroppen, klyp larvehodet med et annet par tang og påfør en strekkkraft på langs.
- Finn larvenes Y-formede SG og isoler den fra resten av larvevevet10.
- Disseker og isoler SG imaginal ring tumor ved å fjerne tilstøtende vev. Se figur 3 for en skildring av denne disseksjonsprosessen.
- Gjenta trinn 4.1-4.4 for ytterligere 10 til 20 SG imaginale ringtumorer basert på forskningsbehov.
5. Allograft av primær SG imaginal ring tumor
- Senk kapillæren ned i Schneiders medium som inneholder de primære SG imaginale ringtumorene. Hold fyllknappen for å fylle glasskapillæren med Schneiders Medium helt til det øverste segmentet på 0,5 cm. Dette toppsegmentet skal forbli fylt med mineralolje.
MERK: Akselerer denne prosessen ved å trykke på Empty-knappen én gang mens du samtidig holder nede Fyll-knappen . - Finn en primær svulst og trykk på Fyll-knappen til svulsten suges inn i kapillæren.
- Sørg for at svulsten sitter på spissen av kapillæren eller flere millimeter unna spissen av kapillæren. Dette bidrar til å unngå at svulsten driver og går tapt i løsningen som finnes i kapillæren. Se figur 4A for en demonstrasjon av riktig tumorplassering mens den sitter i kapillæren.
- Finn en voksen flue immobilisert til båndet på mikroskopglasset. Bruk tang, hold forsiktig nede underlivet. Deretter pierce den nedre laterale neglebåndet i magen med kapillæren. Trykk på Empty-knappen til svulsten kommer inn i den nye vertsbuksen. Se figur 4B for en demonstrasjon av denne teknikken.
- Bruk tang, klyp forsiktig vingene til verten opp for å fjerne den fra båndet. Plasser verten i et nytt hetteglass med fersk mat. Det er best å plassere hetteglasset sidelengs de første 24 timene etter injeksjonen. Hvert hetteglass skal kun inneholde opptil maksimalt 20 fluer.
MERK: Noen vertsfluer vil ha manglende vinger og andre sår på kroppen etter injeksjon og kan feste seg til fluematen hvis hetteglasset er plassert oppreist. - Gjenta trinn 5.2 til 5.4 for å transplantere de gjenværende primære svulstene til sine nye voksneverter.
- Kast kapillærene i beholderen for skarpe gjenstander og rengjør mineraloljerestene fra utsiden av autoinjektoren før du setter apparatet tilbake i esken.
- Oppbevar hetteglasset med verter ved romtemperatur i 1 dag, og overfør deretter hetteglasset til et inkubasjonskammer ved 29 °C. Overfør flueverter til nye hetteglass hver 2-3 dag.
- Overvåk fluevertene daglig og beregn overlevelsesrater. Etter en uke bør svulster være synlige under et stereomikroskop med fluorescensadapter og kan overvåkes kontinuerlig for størrelse og progresjon.
6. Re-allograft av transplanterte svulster
- Rundt 10-14 dager etter allograft, skjerm for svulster som har vokst i vertsmusklene ved hjelp av et fluorescensmikroskop.
- Bedøve en vert med CO2 og legg den i en disseksjonsplate fylt med 100 μL Schneiders medium. Dissekere den dyrkede allotransplanterte svulsten ut av verten ved hjelp av to par tang.
- Bruk ett par tang for å holde nede magen og det andre paret for å snitte opp bukkutikulaen, og utsette den allotransplanterte svulsten1.
- Isoler svulsten forsiktig fra det vedlagte vertsvevet så mye som mulig ved hjelp av fluorescensmarkører som veiledning.
- Gjenta trinn 6.2 for å forberede deg på ytterligere to til tre allotransplanterte svulster.
- Overfør disseksjonsplaten som inneholder de høstede svulstene til scenen i et lysmikroskop.
- Bruk sterile nåler og disseker svulstene i mindre biter som passer for kapillærstørrelsen.
- Gjenta trinn 4.1-4.5 for å forberede den nye generasjonen voksne verter og gjenta trinn 5.1-5.7 for å fullføre allotransplantasjonen av svulstene.
MERK: Suksessraten er generelt høyere for ikke-primære svulster sammenlignet med primære svulster. - Gjenta trinn 6.1-6.6 for hver påfølgende generasjon fluer som ble brukt i studien.
MERK: Velg Drosophila vertslinjer som passer for eksperimentelle behov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Her utførte vi generasjonsal allotransplantasjon av SG imaginale ringtumorer ved hjelp av nanoliterinjeksjonsauinjektorapparatet og gjennomførte påfølgende tumor live-imaging med et konfokalt laserskanningsmikroskop, noe som tillot et dypere dykk i emner av tumorvekst, tumorcellemigrasjon og tumor-vert-interaksjoner. Når du monterer fluer, lim dem til et mikroskopglass og hold dem fast via en polydimetylsiloksan (PDMS) blokk11.
Figur 5A viser et levende bildeopptak av en 1st generasjon (G1) SG imaginal ringtumor som vokser i en voksen verts abdomen på dag 10 etter allotransplantasjon. Dette nivået av bildebehandling kan brukes til å spore prosessen med tumordeling. Figur 5B viser en 6. generasjons (G6) SG imaginal ringsvulst som opptar en stor del av verts abdomen på dag 10 etter allotransplantasjon. Imaging på dette stadiet kan bidra til å avsløre tumorvekstmønstre, samt migrasjons- og invasjonsadferd. Det er viktig å merke seg at selv om dette bildet ble tatt ved hjelp av et konfokalt laserskanningsmikroskop, kan et stereomikroskop med en GFP-fluorescensadapter også brukes ved 2x til 5x forstørrelse, avhengig av tumorstørrelsen.
Figur 1: Vertsfluer teipet og sikret for allotransplantasjon. Vertsfluene teipes ned av vingene og orienteres pent for å forberede seg på den påfølgende transplantasjonsprosedyren. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: En godt klippet injeksjonskapillær. Den røde pilen peker på en skarp kant som trengs for å effektivt gjennombore bukkutikulaen til voksne Drosophila-verter . Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Disseksjon av den primære spyttkjertelen ImR tumor. Prosessen med å dissekere og isolere to primære spyttkjertel ImR-svulster demonstreres kronologisk fra panel (A) til panel (B), ved bruk av to separate snitt. Panel (A) viser spyttkjertelen før tumordisseksjon. De røde pilspissene indikerer de første snittpunktene. De blå pilspissene indikerer de andre snittpunktene. Svulsten ligger mellom de røde og blå pilspissene. Panel (B) viser den isolerte ImR-svulsten etter at de to snittene er laget for å skille den fra normalt spyttkjertelvev. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Passende tumorlokalisasjon i kapillær og injeksjon av tumor i Drosophila host abdomen. Panel (A) viser den mest hensiktsmessige tumorplasseringen i kapillæren. Svulsten uttrykker eGFP (488 nm). Panel (B) viser injeksjonsprosessen. Den røde pilen indikerer tumorinjeksjonsstedet. Den blå pilen viser plassering av tang for å holde nede terminalia av fluen for enklere injeksjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: G1- og G6 ImR-tumor sett i WT Drosophila host abdomen dag 10 etter allotransplantasjon. Dette er ventrale utsikter over fluesaksen med de transplanterte svulstene i grønt. Panel (A) viser en G1-tumor på dag 10 etter allotransplantasjon som uttrykker eGFP (488 nm). Panel (A) er fanget ved hjelp av et konfokalt mikroskop ved hjelp av et 20x objektiv med 0,8 NA og 3x zoom. Panel (B) viser en G6-tumor på dag 10 etter allotransplantasjon som uttrykker eGFP (488 nm). Panel (B) er fanget ved hjelp av et konfokalt mikroskop ved hjelp av et 5x objektiv med 0,25 NA og 1x skannezoom. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tumor allotransplantasjon kan hjelpe forskere løse visse problemer som oppstår under Drosophila tumor vekst og progresjon. En slik utfordring er omgåelse av for tidlig død av tumorbærende larver eller voksne under primær tumorkultur12. I denne sammenheng tillater fortsatt tumor allotransplantasjon svulster å vokse på ubestemt tid, noe som letter langsgående studier av tumorvekst, metastase og evolusjon. Tumorallotransplantasjon er også nyttig for å vurdere ulike aspekter ved vert-tumor-interaksjoner 7,13. Vertsgenotyper kan manipuleres før tumorallograft for å muliggjøre evaluering av vertseffekten på tumorvekst og migrasjon, og på tumorindusert kakeksi14,15. Flueverter med forskjellige genotyper kan utvise forskjellige manifestasjoner av kakeksilignende sløsing som svar på samme svulst. Etter allotransplantasjon kan tumorvertene monteres som forberedelse til in vivo-avbildning ved hjelp av en protokoll tilpasset Koyama og medarbeidere og Ji et al.11,16.
Anvendelsen av autoinjektorapparatet mot Drosophila tumor allotransplantasjon gir en praktisk og grei protokoll som har forbedret effektivitet. Sammenlignet med den manuelleinjektoren 1, tillater denne metoden reproduserbare og store allotransplantasjoner, som kan fremskynde og standardisere tumoradferdsstudier og narkotikascreeningsprosedyrer. Denne forbedrede metoden gir imponerende vertsoverlevelse og tumorutbytte. En utdannet forsker kan oppnå post-allograft vert overlevelse på >90%. Tumorutbyttet kan variere avhengig av om svulsten er primær eller re-allografert. Forskere kan forvente å oppnå tumorutbytte på >50% for primære svulster og >70% for re-allotransplanterte svulster. I tillegg reduserer denne metoden injeksjonstiden per vertsflue med nesten 50% sammenlignet med den manuelle injektormetoden.
Denne prosedyren har sine begrensninger, men hovedsakelig på grunn av inkonsekvens av tumorinnsnitt, injeksjonssted og sårstørrelse. Hvis de primære svulstene ikke kuttes i jevnt store fragmenter før allotransplantasjon, kan visse flueverter motta større fragmenter enn andre. Dette er en forvirrende faktor som påvirker studier som tar sikte på å spore frekvensen av tumorvekst. Dette kan potensielt reduseres ved å måle differensialfrekvensen for tumorvekst med to-dagers intervaller etter allograft. I tillegg, under injeksjonen, bør operatøren velge et konsistent sted i bukkutikulaen over alle vertsfluer. Dette bidrar til å redusere en annen konfunderende variabel som kan påvirke fluevertens overlevelse og den endelige plasseringen av tumorfeste.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Det er ingen interessekonflikter å oppgi blant forfatterne.
Acknowledgments
Vi takker tidligere laboratoriemedlemmer Dr. Sheng-An Yang og Juan-Martin Portilla for deres bidrag til å utvikle denne protokollen. Vi er takknemlige for Dr. Yan Songs laboratorium ved Peking University School of Life Sciences for å dele sin protokoll om manuell allotransplantasjon. Vi takker også Calder Ellsworth og Everest Shapiro for kritisk lesning av manuskriptet.
WMD mottok finansiering (GM072562, CA224381, CA227789) for dette arbeidet fra National Institute of Health (https://www.nih.gov/) og finansiering (IOS-155790) fra National Science Foundation (htps://nsf.gov/). Finansiørene hadde ingen rolle i studiedesign, datainnsamling og analyse, beslutning om publisering eller utarbeiding av manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Confocal Laser Scanning Microscope | Zeiss | LSM 980 | Also known as "Zeiss LSM 980" |
| Cornmeal Fly Food | Bloomington Drosophila Stock Center | N/A | Also known as "BDSC Standard Cornmeal Food" |
| Dissection Needle (30Gx1/2) | BD PrecisionGlide | 305106 | |
| Dissection Plate | Fisher Scientific | 12-565B | |
| Fly Tape | Fisherbrand | 159015A | |
| Fluoresence Adapter for Stero Microscope | Electron Microscopy Sciences | SFA-UV | Also known as "NightSea Fluorescence Adapter" |
| Fluoresence Microscope | Zeiss | 495015-0001-000 | Also known as "Zeiss Stereo Discovery.V8" |
| Forceps | Fine Science Tools | 11251-10 | Also known as "Dumont #5 Forceps" |
| Glass Capillary (3.5'') | Drummond | 3-000-203-G/X | |
| Glue | Elmer | E305 | Also known as "Elmer Washabale Clear Glue" |
| Light Microscope | Zeiss | 435063-9010-100 | Also known as "Zeiss Stemi 305" |
| Micropipette Puller | World Precision Instruments | PUL-1000 | Also known as "Four Step Micropipette Puller" |
| Nanoject Apparatus | Drummond | 3-000-204 | Also known as "Nanoject II Auto-Nanoliter Injector" |
| Schneider's Medium | ThermoFisher | 21720001 | |
| Syringe (27G x1/2) | BD PrecisionGlide | 305109 | |
| Vial | Fisherbrand | AS507 |
References
- Rossi, F., Gonzalez, C. Studying tumor growth in Drosophila using the tissue allograft method. Nature Protocols. 10 (10), 1525-1534 (2015).
- Magadi, S. S., et al. Dissecting Hes-centred transcriptional networks in neural stem cell maintenance and tumorigenesis in Drosophilia. Development. 147 (22), (2020).
- Haller, S., Limmer, S., Ferrandon, D. Pseudomonas Methods and Protocols. , Springer. 723-740 (2014).
- Letinić, B., Kemp, A., Christian, R., Koekemoer, L. Inoculation protocol for the African malaria vector, Anopheles arabiensis, by means of nano-injection. African Entomology. 26 (2), 422-428 (2018).
- Mejia, M., Heghinian, M. D., Busch, A., Marí, F., Godenschwege, T. A. Paired nanoinjection and electrophysiology assay to screen for bioactivity of compounds using the Drosophila melanogaster giant fiber system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3597 (2012).
- Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Disease Models & Mechanisms. 4 (6), 753 (2011).
- Yang, S. A., Portilla, J. M., Mihailovic, S., Huang, Y. C., Deng, W. M. Oncogenic notch triggers neoplastic tumorigenesis in a transition-zone-like tissue microenvironment. Developmental Cell. 49 (3), 461-472 (2019).
- Bloomington Drosophila Stock Center. BDSC Cornmeal Food. , (2020).
- Garelli, A., Gontijo, A. M., Miguela, V., Caparros, E., Dominguez, M. Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation. Science. 336 (6081), 579-582 (2012).
- Kennison, J. A. Dissection of larval salivary glands and polytene chromosome preparation. CSH Protocols. 2008, (2008).
- Ji, H., Han, C. LarvaSPA, a method for mounting drosophila larva for long-term time-lapse imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), (2020).
- Mirzoyan, Z., et al. Drosophila melanogaster: a model organism to study cancer. Frontiers in Genetics. 10, 51 (2019).
- Bangi, E. Drosophila at the intersection of infection, inflammation, and cancer. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 3, 103 (2013).
- Saavedra, P., Perrimon, N. Drosophila as a model for tumor-induced organ wasting. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1167, 191-205 (2019).
- Figueroa-Clarevega, A., Bilder, D. Malignant drosophila tumors interrupt insulin signaling to induce cachexia-like wasting. Developmental Cell. 33 (1), 47-55 (2015).
- Koyama, L. A. J., et al. Bellymount enables longitudinal, intravital imaging of abdominal organs and the gut microbiota in adult Drosophila. PLOS Biology. 18 (1), 3000567 (2020).
