Summary
このプロトコルは、血液脳関門透過性を高めるために、焦点を合わせて超音波およびマイクロバブル治療中にげっ歯類脳の生体 内 多光子蛍光イメージングをリアルタイムで可能にする外科的および技術的処置を記述する。
Abstract
血液脳関門(BBB)は、脳への薬物の正常な送達のための重要な課題です。マイクロバブルの存在下での超音波暴露は、BBBの透過性を一時的かつ局所的に増加させる有効な方法として出現しており、BBBを介した薬物のパラおよびトランス細胞輸送を促進する。超音波マイクロバブル治療中に血管系をイメージングすることは、脳内の超音波マイクロバブル治療のメカニズムとダイナミクスに関する貴重で新しい洞察を提供します。
ここでは、環トランスデューサと20倍の対物レンズを合わせた頭蓋窓を用いた生体内多光子顕微鏡の実験手順を提示する。このセットアップは超音波マイクロバブルの処置の間に脳の高い空間的および時間的決断のイメージ投射を可能にする。脳への光学的アクセスは、開いた頭蓋骨窓を介して得られる。簡単に言えば、頭蓋骨の直径3〜4mmの部分を取り除き、脳の露出した領域はガラスカバースリップで密封される。2番目のガラスカバースリップに取り付けられた0.82 MHzリングトランスデューサーが上部に取り付けられています。アガロース(1%w/v)は、超音波の伝播を妨げる気泡を防ぐために、トランスデューサーのカバースリップと頭蓋窓を覆うカバースリップの間に使用されます。無菌手術と抗炎症対策がとられると、超音波マイクロバブル治療およびイメージングセッションを数週間にわたって繰り返し行うことができます。蛍光デキストランコンジュゲートは、静脈構造を可視化し、超音波マイクロバブル誘導効果(例えば、漏れ動態、血管変化)を定量するために静脈内に注入される。この論文では、頭蓋窓の配置、リングトランスデューサの配置、イメージング手順、一般的なトラブルシューティング手順、および方法の利点と制限について説明します。
Introduction
神経疾患を治療するための重要な課題は、血液脳関門(BBB)の存在です。BBBは、親水性、荷電、極性、および大きな(>400 Da)分子が脳のパレンチマ1に入るのを制限する。脳のパレンチマにBBB全体の治療を提供するために現在使用される1つの方法は、頭蓋内注射の立体的な使用である2.調査中の他の侵襲性の低い方法は、BBB3を介して受容体媒介性送達のための薬物を設計する、または鼻腔内注射4 または過浸透性溶液の投与などの標的領域の空間精度において制限されるなどの使用される技術の複雑さによって妨げられる。
超音波を全身に注入されたマイクロバブルと組み合わせて使用することは、超音波造影剤であり、BBB6の透過性を一過性に増加させる非侵襲的手段として開発されている。焦点を合わせたトランスデューサ7またはトランスデューサ8,9のステアブルなフェーズドアレイを使用することにより、超音波は、オフターゲット効果を最小限に抑え、ミリメートルレベルの精度で脳内の選択された領域を標的にすることができます。超音波マイクロバブル治療は、磁気共鳴画像法ガイダンス7、10、11、12、13、14または立体的フレーム15を使用して、各被験者の脳解剖学にカスタマイズすることができる。さらに、マイクロバブル16,17,18からの音響放射をモニタリングすることで、BBB透過性の増加の程度をリアルタイムで制御することができます。超音波マイクロバブル治療の安全性と実現可能性を調査する臨床試験は、現在世界中で進行中です(例えば、ClinicalTrials.gov 識別子NCT0418764)。
超音波マイクロバブルBBB治療は、典型的には、BBB透過性の増加を誘発する治療を確認することによって評価され、コントラスト強化された磁気共鳴画像法で視覚化されるか、またはインビボイメージングまたはエクスビボ構造における色素外除術によって可視化される。しかし、ほとんどの顕微鏡分析は、超音波マイクロバブル治療の完了後にex vivoを行い、それにより超音波暴露中および直後に動的生物学的応答を欠く。超音波暴露中に行われるリアルタイムイメージングは、超音波マイクロバブルBBB治療を促進するメカニズムと下流応答を理解するのに役立ち、治療用途に対する理解を深める可能性があります。さらに、生体内イメージング技術を用いた慢性頭蓋窓の使用は、超音波マイクロバブル治療の時間的側面を評価するための縦方向の研究を可能にするであろう。
このプロトコルの目的は、げっ歯類の急性および慢性研究のための超音波マイクロバブル治療のリアルタイムマルチフォトン画像化を行うために必要な外科的および技術的処置を記述することです(図1)。これは2つの部分で達成される:最初に、生体内のイメージ投射を可能にする頭蓋窓を作成し、第2に、同時超音波処理および画像化を可能にするために、上にリングトランスデューサーを取り付ける。頭蓋窓は、神経血管結合20、β-アミロイド病原性21、および神経免疫学22のインビボイメージングのために神経科学者によって広く使用されてきた。このプロトコルでは、マウスおよびラットの頭蓋骨に急性(非回復)および慢性(回復)頭蓋窓を作成するための外科的処置が記載されている。頭蓋窓の方法論、特に慢性実験については、23,24,25が十分に文書化されている。既存の文献と一致するために、用語「急性」と「慢性」は、このプロトコル全体で使用されます。インビボイメージング用のリングトランスデューサの設計も以前に説明されている26。これらの技術の利用可能性と超音波マイクロバブル治療のリアルタイムイメージングから得ることができる洞察にもかかわらず、この技術を使用して文献を正常に公開した研究ラボは非常に少ない26,27,28,29,30,31,32 .このように、このプロトコルでは、これらのリアルタイム超音波マイクロバブル実験を行う外科的および技術的詳細が記載されている。BBB実験に対して指定された超音波処理および画像化パラメータが最適化されている一方、脳への超音波暴露の他の効果、例えば、神経変調33,34、βアミロイドプラークモニタリング31、および免疫細胞応答32は、この技術を用いても調べることができる。
Protocol
以下の実験手順はすべて、ノルウェー食品安全局、サニーブルック研究所の動物ケア委員会、カナダ動物ケア評議会によって承認され、実施されました。
1. 材料準備
- 頭蓋窓の外科および超音波マイクロバブルの処置のために必要な材料を準備する。慢性頭蓋窓、殺菌されたツールおよび材料、無菌の外科スペース、および手術前および手術後の薬物投与のために23,24,25が必要である。
- トランスデューサおよびカバースリップの準備
- トランスデューサの物理的な整合性を確認する:亀裂やへこみを探します。トランスデューサの上部と側面の電極がそのままであることを確認します。
- シアノアクリル酸接着剤を小皿に入れます。接着剤の薄い層をトランスデューサの表面に広げるためにアプリケーターを使用します。
- ガラスカバースリップにトランスデューサを置きます。20~30sの場合はしっかりと押し下げます。
注:3Dプリント金型を使用すると、ガラスカバースリップをリングトランスデューサと整列させ、カバースリップとリングトランスデューサにしっかりと圧力を加えることができます(図2)。 - トランスデューサとカバースリップの間の気泡を確認します。気泡がある場合は、カバースリップを取り外し、空気が超音波の伝播を妨げるように、ステップ1.2.3から繰り返します。室温で一晩硬化させます。
- ガラスカバースリップに付着したら、トランスデューサと一致します(図3)。
注:このプロトコルは、カスタムマッチング回路を備えた50 Ωインピーダンスと0°位相負荷に合わせて、社内で製造された鉛ジルコネートチタン化リングトランスデューサ(10mm外径、厚さ1.4mm、高さ1.2mm)35を使用します。トランスデューサは厚みモードで0.82 MHzで駆動され、カバースリップの下に約1mmの円形焦点点を生成します。類似の特性(10mm外径、厚さ1.5mm、高さ1.1mm)のリングトランスデューサは26を特徴としており、多光子顕微鏡実験27,28,29,31,32,36に広く使用されています。
- トランスデューサの再利用とカバースリップの交換
- カバースリップが割れたり、以前の実験の破片(毛皮、接着剤など)が残っている場合は交換してください。カバースリップを取り除くために、トランスデューサとカバースリップを20分間アセトンに浸して接着剤を溶かします。
注:アセトンは、トランスデューサおよび/または電極の完全性に影響を与える可能性があります。この手順を進める前に、製造元に確認してください。 - カバースリップを鉗子でそっと引っ張って、アセトンが接着剤を溶かしたかどうかを確認します。アセトンの長時間の暴露を避けるために10分ごとに1回チェックしてください。
- カバースリップが割れたり、以前の実験の破片(毛皮、接着剤など)が残っている場合は交換してください。カバースリップを取り除くために、トランスデューサとカバースリップを20分間アセトンに浸して接着剤を溶かします。
2. 動物の準備
- 誘導室で医療用空気、酸素、イオフルランを混合して動物を麻酔します。
注:キャリアガスとしての酸素の使用は、マイクロバブルの半減期に影響を与えると報告されています37,38そしてBBB透過性27の増加を引き起こした超音波マイクロバブルの大きさを減少させるが、低酸素症および死亡率39のリスクを減少させる可能性があります。プロジェクトの目的と獣医のアドバイスに基づいてキャリアガスを選択してください。ケタミン/キシラジンカクテルなどの注射用麻酔薬も使用できます。しかし、吸入可能な麻酔薬を使用する場合、麻酔と血中酸素濃度の面を制御することが容易です。 - 足指ピンチを行うことで、動物が十分な麻酔面を達成したことを確認します。動物の体重を量って、デキストラン、マイクロバブル、および投与する薬物の投与量を決定する。動物の頭から毛皮を取り除き、動物を定位フレームに置きます。
- 急性実験では、デキストランおよびマイクロバブル注射のために全身循環へのアクセスを確立する必要があります。これを達成するために、尾静脈に27gカテーテルを挿入します。
メモ:レトロ軌道注入も可能ですが、マルチフォトンイメージング中のヘッドエリアの作業スペースが限られているため、尾静脈が推奨されます。 - 動物を定位フレームに移し、麻酔を鼻コーンに切り替えます。加熱パッドや温水で満たされた手袋などの熱源を使用して、動物のコア温度を37 °Cに保ちます。
- 直腸プローブを用いて動物の温度を監視し、パルスオキシメータを用いて動物生理学を行います。眼科軟膏を適用します。適切な手術前の鎮痛薬および/または抗炎症薬を注入する( 資料表を参照)。
- 頭蓋窓の手術を開始する前に、麻酔の平面と動物の心拍数、O2 飽和度、呼吸数、温度を確認してください。
- 頭蓋窓の手術を開始するには、脱毛クリームを塗布したり、毛皮のバリカンを使用して頭の毛を取り除きます。目の間から首の前半分まで毛皮を取り除きます(図4A)。
注:脱毛クリームとの長時間の接触は、皮膚を燃やします。慢性頭蓋窓の手術の場合は、ベタジンの交互ワイプで頭皮を洗浄し、毛皮の除去後70%EtOHを洗浄します。無菌手術のための手術スペースを準備します。無菌はステップ2.15まで維持されなければならない。 - 頭皮を取り除くために、矢状縫合糸に沿って、非支配的な手で保持された鉗子を使用して目の間の皮膚を持ち上げます。湾曲したはさみを使用して、皮膚を取り除き、頭頂骨を露出させた(図4B)。頭蓋骨や頭皮からの出血がある場合は綿棒でしっかりと圧力をかける。次のステップに進む前に出血を止めなければならない。
注:急性手術の場合、皮膚を押し戻し、液体シアノアクリレート接着剤または組織接着剤を使用して頭蓋骨に付着させることができます。 - 綿棒を使用して頭蓋骨の外表面を覆う骨膜を取り除きます。
- 手術顕微鏡(6-25x)と歯科ドリル(0.5 mmドリルバリ、中速)を使用して、頭頂骨に円を輪郭を描き、頭蓋骨の頭蓋窓の所望の位置を示します(図5)。これらの領域が薄く、大きな血管を重ねているため、矢状縫合糸、λ、およびブレグマは避けてください。
注: 穴あけができるように、マーカーとステンシルを使用して頭蓋骨に頭蓋ウィンドウの輪郭を描くことができます(図 5A)。ラットの場合、円形の頭蓋窓の代わりに長方形を掘削する方が簡単かもしれません。ラットの頭蓋骨の厚さのために、0.5 mmドリルビットを使用して掘削プロセスを完了する前に、0.7 mmドリルビットを使用してコンパクトボーンの頭蓋窓の輪郭を描きます。 - ドリルビットで穏やかな圧力を適用します。過剰な圧力は、脳組織に損傷を引き起こすリスクを高めます.掘削中に頭蓋骨が過熱するのを防ぐために、注射器を使用して頭蓋骨に生理食い物を滴下するか、生理食音に浸した外科スポンジを塗布します。
- 得られた骨の島が頭蓋骨の残りの部分から分離するまで、頭蓋骨を掘削して冷却するのとを交互に行います。鉗子またはドリルビットを使用して骨の島に穏やかな圧力を加えることによって、掘削の進捗状況を確認してください。骨の島が頭蓋骨の残りの部分から分離するまで掘削を続けます。
注:頭蓋骨の最も薄い領域の小さな亀裂は、掘削がほぼ完了していることを示す良い指標です。骨の島を早期に取り除こうとすると、骨の破片が脳組織に浸透し、硬膜に損傷を与え、炎症や出血を引き起こす可能性があります。 - 骨島の縁、または上部のコンパクトな骨層をつかむべき細かい鉗子のペアを使用して骨の島を取り除く(図6A)。生理的に浸した外科用スポンジを塗布して、脳を湿らせておく。出血が観察された場合は、出血している領域に外科用スポンジを置きます。出血が止まるまで次のステップに進まないでください。
注:5分後に出血が続く場合、動物は多光子イメージング実験に使用できません。ラットの場合、硬膜が厚い場合は、硬膜を除去する必要がある場合がある。硬膜を除去するには、操作顕微鏡に高い倍率と一対の細かい鉗子を使用してください。 - 頭蓋窓を配置するには、鉗子のペアでガラスカバースリップを拾い、片側に生理焼言を一滴置き、頭蓋骨の穴の上に操縦します。カバースリップの下に気泡がないことを確認します。
注:マウスには5mmのガラスカバースリップ、ラットには8mmを使用してください。ラットの場合、頭蓋骨の厚さのために、カバースリップと脳の間のスペースを埋めるために生理液の代わりにアガロース溶液を使用する。トランスデューサーとそのカバースリップは、頭蓋窓に別のカバースリップを使用する代わりに、頭蓋骨に直接付着させることもできます。このオプションでは、ステップ 3.1 に進みます。詳細については 、図1 を参照してください。 - シアノアクリル酸接着剤の層をカバースリップの周囲に広げ(図6B)、頭蓋骨に取り付けます。カバースリップの下に接着剤がないことを確認します。接着剤が脳に接触しないように、カバースリップに圧力をかける。
- 接着剤が完全に乾燥したら、歯科ドリルを使用して接着剤の表面を出します。すべての接着剤の破片が外科領域から取除かれていることを確認してください。
注意:慢性の頭蓋窓の場合は、必要な外科後の薬剤(材料表を参照)を注入し、創傷ケアとソフトフード用の軟膏を提供し、ヒートランプの下で動物を回復します。
3. リングトランスデューサの配置
- 1%(w/v)アガロース溶液を準備します。小さなビーカーまたはアーレンマイヤーフラスコに、0.1 gのアガロースと 10 mL の PBS (1x) または生理液を加えます。アガロースがホットプレートにビーカーを置くか、電子レンジ(30〜45 s)で溶液を加熱することによって完全に溶解するまで溶液を沸騰させます。
- 手順 3.2 ~ 3.5 は、アガロース溶液が急速に冷却されるため、時間に敏感です。1 mL シリンジにアガロースの 0.5 mL を引き出します。
注:脳の完全性を保護するために、アガロースの温度が使用前に体温に近いものであることを確認してください。 - アガロースを頭蓋窓のカバースリップに自由に堆積させます。
注:組織がブランチする場合、アガロースの温度が高すぎました。動物は安楽死させなければならない。脳を覆う別のカバースリップがない場合(すなわち、トランスデューサーとそのカバースリップは、脳に直接配置され、ステップ2.14を参照)、アガロースはこのステップで脳の表面に沈着する必要があります。 - トランスデューサを頭蓋窓の上に置きます(図6C)。トランスデューサーと頭蓋窓の間にアガロースが最小限になるようにしっかりとした圧力をかける。トランスデューサが中心(XY平面)であり、頭蓋骨窓に平行(Z平面)であり、アガロースに気泡がないことを確認します。
- アガロースがゼリー様の一貫性に冷却されたら、へらまたはメスを使用してトランスデューサーのカバースリップの周囲から余分なアガロースを切り取る。トランスデューサのカバースリップの下に気泡がないことを確認します。
- へらを使用して、トランスデューサのカバースリップの周囲にシアノクリレート接着剤の層を広げ、トランスデューサーが頭蓋骨にしっかりと付着するように頭蓋骨まで延びる。
- 接着剤が完全に乾燥するまでトランスデューサーにしっかりと圧力を維持します(10-15分)。
4. 多光子顕微鏡イメージング
- 動物を対物レンズの下に置きます(図7A)。対物レンズがリングトランスデューサの中心に、トランスデューサと平行であることを確認します(図7B)。水浸しの対物レンズを使用する場合は、リングトランスデューサの中心を脱イオン水と脱気水で満たします。
注:脱気水は、適切な超音波の伝播のために重要です。 - 対物レンズを最高位置から開始し、リングトランスデューサ内になるまで対物レンズをゆっくりと下げます(図7A、B)。対物レンズがトランスデューサやカバースリップと衝突しないようにします。
注: 接眼レンズを交互に使用して、対物レンズの Z 位置が脳の表面と面内にあるかどうかを確認し、目で、対物レンズがトランスデューサやカバースリップと衝突しないことを確認します。尾静脈を通る蛍光デキストランの注入に続く接眼を通して、pial血管を視覚化することがより容易である場合があります(図7C)。 - イメージング用のマルチフォトン顕微鏡を準備します。
注:このプロトコルは、直立した多光子顕微鏡と20〜25倍の対物レンズを使用し、2mmの作業距離を持ち、カバースリップを超えて脳の円質子に集中するのに十分です。 - デキストランを準備します。メーカーの指示に従って、適切な量のPBSをデキストランのバイアルに追加します。デキストラン溶液を1〜3分間ボルテックスし、デキストラン粉末が完全に溶解していることを確認した。デキストラン溶液を尾静脈に注入します。
- イメージ スキャンの設定
- 接眼レンズを使用して、対物レンズが脳に平行であることを確認します。XZとYZのずれを修正するために動物を傾けます。
- 多光子顕微鏡で視野を選択します。超音波暴露前にXYZスキャンを設定して、超音波暴露前に脈管構造のベースライン画像を持つ。
注:典型的なイメージングパラメータは、深さ300~800μm、ステップサイズ2~5μm、10~20時間のスタックです。撮像シーケンス中に、透きレンズがトランスデューサまたはカバースリップに接触しないようにします。
5. 超音波暴露
- すべてのBNCケーブルが正しく接続されていることを確認します(図3)。
- 超音波マイクロバブル処理の前、中、および後のイメージスタックをキャプチャするのに十分な長さであるXYZTイメージスキャンを設定します。
- メーカーの指示に従ってマイクロバブルを準備します。尾静脈にマイクロバブルを注入し、イメージングを開始します。
注:マイクロバブル注入は注入ポンプと一貫した注入率を保障し、同時マイクロバブル注入およびイメージ投射を可能にするために行うことができる。イメージング中にマイクロバブルを注入する場合は、検出器を周囲光にさらすことなく、尾静脈に簡単にアクセスできることを確認してください。 - 超音波処理を開始します。
注:典型的な超音波処理パラメータは次のとおりです:10 msサイクル、0.2-0.4の機械的指数、および1〜4 Hz間のパルス繰り返し周波数.前臨床超音波マイクロバブル研究で使用される超音波処理およびマイクロバブルパラメータは広範囲に研究されており、文献に十分に文書化されています(例えば、レビューについては 40 を参照)。 - 超音波処理の持続期間を通じてマルチフォトンイメージングを継続し、超音波処理の終わりに従います。これはBBB透過性の増加を示すため、血管からの除外に注意してください。
注:血管外空間でデキストランが検出されたが、視野の周囲に検出された場合、視野外に血管が影響を受ける可能性があります。これは、対物レンズの焦点を持つトランスデューサのずれから生じる可能性があります。このシナリオでは、トランスデューサを再調整するよりも、対物レンズを動かしたり、動物を再配置したりして、視野を調整する方が簡単です。 - 画像化が完了したら、深部麻酔またはCO2 窒息下で動物の子宮頸部脱臼を安楽死させる。慢性頭蓋窓の場合は、露出した頭蓋骨に歯科用セメントの層を広げます。
メモ:慢性的な頭蓋窓の場合、ステップ2.8で頭皮が取り除かれるため、これは必要ありませんが、窓の周りの皮膚を縫合することができます。
6. 画像解析
- イメージ スタックをエクスポートします。
- 画像解析ソフトウェア(例えば、オリンパスフルオビュー、ImageJ/FIJI、ビットプレーンイマリス、サーモフィッシャーサイエンティフィックアミラ)および/またはプログラミングツール(例えば、Python、MATLAB)を使用して画像を分析します。
Representative Results
成功した超音波マイクロバブル治療は、血管内から血管外空間への蛍光デキストランの外開法によって検出され得る(図8)、BBB透過性の増加を示す。リングトランスデューサの圧力フィールドに応じて、パイル血管および/または毛細血管が影響を受けます。
超音波マイクロバブル治療によって誘導される血管変化を評価するために、対象となる血管の直径を、超音波マイクロバブル処理の前、中、および後に測定することができる(図9)。これは、市販のソフトウェア(例えば、オリンパスフルビューソフトウェア)で手動で行うことができます。画像取得中に、ボーラスデキストラン注射およびラインスキャンも血流を評価するために使用することができます30,41。薬物送達の代表的なモデルとしてデキストラン漏れの運動を評価するために、MATLAB26,27,29,41などのツールを用いて血管内空間と血管外空間間の信号強度を評価することができる(図10)。
画像処理は、ImageJ/FIJI を使用して実現できます。ImageJ/FIJIはMATLABと互換性があり、血管の変化や蛍光性物体間の長さや距離(例えば、血管へのβアミロイドプラーク)などの生物学的画像解析で一般的な分析を行うのに適したオープンソースソフトウェアです。ImageJ/FIJI で作成された画像処理パイプラインは、カスタムマクロを記述することで自動化できます。
血管の3Dセグメンテーションや細胞追跡などのより複雑な解析は、より高度な半自動ソフトウェアを使用して達成できます(図11)。セグメンテーションの後、血管を細動脈、小枝、毛細血管として、直径、分岐、トートのパターン、および流れ方向に基づいて分類するなど、より具体的な分析を行うことができます 42,43。機械学習アルゴリズムは、血管のセグメンテーションを自動化するために開発されました22,44。
図1:生体内多光子超音波マイクロバブル脳実験の一般的なワークフロー。 このプロトコルに記載された生体内多光子超音波マイクロバブル脳実験の一般的なワークフローが示されている。(A)(A1)マウスおよび(A2)ラットの動物調製、(B)デキストラン注射、(C)マイクロバブル注射、(D)前処理イメージング、(E)治療およびイメージング、(F)後処理イメージングおよびデータ分析。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図2:3Dプリント金型の断面と上図(A)金型の断面。シアノアクリル酸接着剤の薄い層がリングトランスデューサの上面に塗布され、カバースリップが上に置かれます。スタンプは、カバースリップやリングトランスデューサーに圧力をかけてもしっかりと適用するために使用できます。(B) 金型のトップビュー。ノッチは、準備されたトランスデューサの除去を容易にするために、金型に追加することができます。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図3:超音波のセットアップ。 超音波実験のための典型的なハードウェアが示されている。超音波パラメータは、信号発生器によって設定され、トリガされ、アンプによって増幅されます。パワーメーターは、信号をマッチングボックスに送信する前に前方および反射力を記録するために使用できます。特に明記されていない限り、すべての接続はBNCケーブルを使用して実現されます。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:毛皮の除去と頭皮の除去の領域. (A)毛皮の除去は目の間から開始し、首の前半分まで伸びる必要があります。(B)頭皮除去は、頭頂骨を露出するのに十分であるべきである。出血は続行する前に停止する必要があります。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図5:頭蓋ウィンドウの概要 頭蓋の窓は頭頂骨の上に置かれている。(A) 頭蓋窓の輪郭を頭蓋骨に描き、穴あけ加工を助けることができる。(B)頭蓋窓の輪郭は、コンパクトな骨を通して掘削した後に見ることができます。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図6:頭蓋窓とトランスデューサの位置合わせ。 (A)頭蓋窓は頭頂骨に作成される。骨の島が取り除かれ、下の脳が露出した。(B)ガラスカバースリップがシアノアクリル酸接着剤を使用して頭蓋骨に密封されると、頭蓋窓が完成します。(C)トランスデューサは頭蓋窓を中心にし、シアノアクリル酸接着剤を使用して接着する。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図7:対物レンズとトランスデューサの位置決 め(A,B)対物レンズは、リングトランスデューサに中央に配置されています。(C)蛍光デキストランで満たされた血管は、眼球を通して、蛍光の下で見える。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図8:BBB透過性の増加を誘導する超音波マイクロバブルの最大投影マルチフォトン画像。 超音波マイクロバブル治療後の血管系(A)前および(B)の最大投影画像。成功した超音波マイクロバブル治療は、治療後のBBB透過性の増加を観察することによって確認することができ、蛍光デキストランの外蒸気(矢印)として視覚化される。スケールバー:50 μm. この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図9:超音波マイクロバブル治療によって誘発される血管調節の分析。 超音波マイクロバブル治療の前、中、および後の脳血管の最大投影画像。マイクロバブルはすべての画像に存在します。(A)前処理条件と比較して、超音波マイクロバブル治療中に(B)明確な血管調節が観察され得る(赤い矢印)。BBB透過性の増加を媒介する超音波マイクロバブルは、血管内空間(黄色の矢印)への血管内からの蛍光デキストランの漏出からの治療後にも明らかである。(C)超音波をオフにすると、血管径は前処理、ベースラインサイズに戻る。(D)血管の変化は、超音波マイクロバブル処理の前、中、および後に対象血管の直径をプロットすることによって分析することができる。スケールバー:100 μm(未発表の作品) この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図10:超音波マイクロバブル治療に続く漏れ動態の分析。 BBB透過性の上昇は、血管内から血管外空間への蛍光デキストランの漏出として可視化される。BBB透過性の変化は、(A)前および(B)超音波マイクロバブル治療後に取得した画像スタックを比較する場合に明らかである。(C)漏れ動態は、血管外区画(黄色の長方形)におけるデキストランの強度、体積、速度を追跡することによって分析できます。スケールバー:50μm(未発表作品) この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図11:多光子顕微鏡XYZスタックの血管セグメンテーション. (A)トランスジェニックEGFPラットにおける血管の深さ(XYZ)スタック。血管は、テキサス赤70kDaデキストラン(赤)の静脈内注射を介して可視化される。緑色チャネルは、蛍光細胞および組織自己蛍光を示す。(B)血管の3D再構成を作成し、血管の種類に応じて色分けして、型特異的な分析を容易にする。静脈/静脈は青色、動脈/細動脈は赤、毛細血管はシアンです。スケールバー:50 μm。ビットプレーン・イマリスを使用して作成された再構築。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
Discussion
脳の生体内多光子顕微鏡モニタリングは、超音波暴露時の脳応答を研究するための貴重なツールです。我々の知る限りでは、ここで説明するプロトコルは、超音波マイクロバブル治療中に脳のパレンチマの多光子顕微鏡イメージングを行う唯一の方法である。頭蓋窓の作成とリングトランスデューサの使用は、高い空間的および時間的分解能での超音波マイクロバブル治療に対する血管、細胞、およびその他の下流応答をリアルタイムで監視することを可能にする。他のグループは、超音波マイクロバブル治療の完了後に多光子顕微鏡イメージングを行い、それによって治療に対する脳実質のリアルタイム応答を欠く19。説明された手順は、超音波マイクロバブル治療の背後にある急性メカニズムを照らすのに役立つ可能性のあるデータの収集を可能にする、改善された時間制御を提供する。定量的および定性的なデータは、蒸発性キネティックス27,29,30、βアミロイドプラーク容積31、および細胞ダイナミクス32の変化のような、取得した画像スタックから抽出および分析することができる。
プロトコル全体で、いくつかのトラブルシューティング手順が強調表示されました。まず、特にオペレータエラーの影響を受けやすい外科的ステップが強調された。例えば、頭蓋窓の外科手術中のアガロースの使用およびトランスデューサーの配置。手術中の動物生理学のモニタリングや、注射前のデキストランの徹底的なボルテックスなど、動物の不快感や死を防ぐための措置も提供されました。第2に、トランスデューサの物理的な仕様、および対物レンズ、トランスデューサ、および頭蓋窓の位置合わせも強調された。リングトランスデューサの仕様とその音響特性は、動物モデルと同様に使用される対物レンズを考慮して決定する必要があります。具体的には、リングトランスデューサの内径は対物レンズを囲むのに十分な大きさでなければならないが、動物の頭蓋骨にしっかりと取り付けられるほど小さい。さらに、トランスデューサの焦点領域は、使用する対物レンズの範囲と一致する必要があります。
一般的な課題は、頭蓋窓とリングトランスデューサが対物レンズに対して角度が付いているということです。頭蓋窓とトランスデューサを備えた対物レンズの適切なセンタリング(XY)およびアライメント(Z)は、トランスデューサの焦点領域、したがって治療された脳組織の領域がイメージングの視野と一致し、対物レンズとトランスデューサの間の衝突のリスクを低減することを保証する。アライメントは、動物の頭部位置を調整したり、固定されている立体フレームを回転させることによって達成できます。
顕微鏡部品(例えば、検出器、ビームスプリッター)および画像取得パラメータは、研究の目的に基づいて選択されるべきである。ここでは、長い焦点距離(>2mm)の対物レンズは、対物レンズと脳の間に位置するカバースリップとリングトランスデューサの存在により使用されます。アップライト顕微鏡は、特に脳実験のために、動物を操縦するためのより多くのスペースを可能にするので、また推薦される。超音波マイクロバブルの運動学を捕捉するために、血管内色素の漏出を誘発し、高い時間分解能が良好であり、これは共鳴走査システムを用いて達成することができる。これを、ガリウムヒ素リン化(GaAsP)検出器などの高感度検出システムと組み合わせることで、より良好な画像が得られます。
提示された実験手順には、いくつかの制限があります。まず、外科的処置は非常に侵襲的であり、炎症を最小限に抑えることができるが45の炎症を引き起こすことが報告されている。さらに、脳の窓の手術によって誘発される免疫応答は、手術後2〜4週間で解決することが観察された23,24,25.また、特に過度の力や速度で行う場合、掘削プロセスは、熱、振動、および加圧の発生による下層組織への損傷を引き起こす可能性があります。頭蓋窓の手術および多光子イメージングもまた、脳温度47に影響を与える観察されている。これらの制限は、手付かずの頭蓋窓の慎重な作成、慢性頭蓋窓を有する動物の適切な回復、およびフィードバック制御を備えた加熱源を使用した規範的な体温の維持を通じてある程度減少することができる。第2に、撮像深さは、使用する顕微鏡および対物レンズによって制限される。例えば、海馬などのより深い脳構造における超音波マイクロバブル治療の効果は、上皮質組織48の除去や皮質浸透と組み合わせたマイクロレンズの使用などのより侵襲的な手段なしには研究できない。長時間の作業距離を持つ対物レンズを使用すると、この問題をある程度解決できますが、光の貫通は深度が高い場合にも制限されます。
このプロトコルの代表的な画像は野生型げっ歯類から取得されたが、提示された実験手順は、アルツハイマー病31などのトランスジェニック動物および疾患モデルにも適用することができる。超音波誘発神経変調などのBBB変調と無関係の超音波実験も、このプロトコル33,34を用いて監視することができる。他の可能な用途は、超高速カメラ50と共焦点顕微鏡を組み合わせるなど、異なる顕微鏡または検出器のセットアップを使用することによって達成することができる。光漂白と光毒性は、励起量が大きいため、共焦点顕微鏡では比較的悪いですが、超高速イメージングは、脳の毛細血管内皮細胞-マイクロバブル相互作用を高時間分解能で視覚化することを可能にし、超音波マイクロバブルBBB治療を促進するメカニズムをさらに照らすことができます。結論として、説明されたプロトコルは、超音波マイクロバブルBBB実験によって誘導される血管および細胞効果をリアルタイムで監視する方法を提供し、これらの治療を駆動するメカニズムをさらに決定するツールを提供するとともに、超音波マイクロバブル治療に対する脳実質の下流応答を照らす。
Disclosures
カリッサ・プーン、メリーナ・ミューレンプフォード、マリーケ・オルスマン、キャサリーナ・デ・ランゲ・デイヴィスは、金融的または非金融的競合する利益相反を宣言しません。スピロス・コトプーリスは正社員で、超音波とマイクロバブル/クラスター強化薬物送達を開発しているEXACTセラピューティクスASの株式を所有しています。クラルボ・ハイニネンはFUSインスツルメンツの創設者であり、そこから非研究関連のサポートを受けています。
Acknowledgments
動物の住宅は、比較医療コア施設(CoMed、NTNU)によって提供されました。図3は BioRender.com で作成されました。ビデオの録画と編集は、NTNU自然科学学部のウェブマスターであるPer Henningによって行われました。このプロジェクトは、ノルウェー科学技術大学(NTNU、ノルウェーのトロンハイム)、ノルウェー研究評議会(RCN 262228)、カナダ衛生研究所(FDN 154272)、国立衛生研究所(R01 EB003268)、サニーブルック健康科学センターの焦点を当てた超音波研究のテメルティチェアによって資金提供されました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ring transducer placement | |||
| Agarose (powder) | Sigma-Aldrich | A9539 | |
| Beaker or Erlenmeyer flask (50 ml) | VWR | 213-0462 or 214-1130 | |
| Cyanoacrylate glue (gel) | Loctite | 1363589 | |
| Glass coverslips (13 mm) | Thermo Fisher Scientific | CB00130RA120MNT0 | Coverslip for ring transducer. |
| Hot plate or microwave | Corning | PC-400D | To heat agarose solution. |
| PBS (1X) | Sigma-Aldrich | P4417 | |
| Ring transducer | Custom-made | Custom-made | Custom-made. E.g. https://doi.org/10.1109/ULTSYM.2014.0518 |
| Rubber stopper | VWR | 217-0867 | |
| Animal preparation and drugs | |||
| Bupivacaine*A | Aspen | 169912 | Dose: 1 mg/kg, s.c., local anesthetic injected at incision site. |
| Buprenorphine*A | Indivior | 521634 | Dose mouse: 0.05-0.1 mg/kg, s.c., opioid, administer pre-surgery. |
| Buprenorphine*A | Indivior | 521634 | Dose rat: 0.01-0.05 mg/kg, s.c.. |
| Carprofen*C | Pfizer | DIN 02255693 | Dose: 5 mg/kg, s.c., NSAID, adminster post-surgery. |
| Depilatory cream | Veet | N/A | For complete fur removal after trimming. |
| Dexamethasone*C | Sandoz | DIN 00664227, 2301 | Dose: 3 mg/kg, i.m., corticosteroid, reduces cerebral edema, administer pre-surgery. |
| Enrofloxacin*C | Bayer | DIN: 02249243 | Dose: 5 mg/kg, i.p., antibiotic, administer post-surgery. |
| Fur clippers | Aesculap | 90200714 | Exacta/Isis. |
| Heating pad | Physitemp Instruments INC | HP-1M | |
| Isoflurane | Baxter | ESDG9623C | Dose: 3% induction, 1% maintenance; anesthetic. |
| Meloxicam*A | Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH | 25388 | Dose mouse: 2-3 mg/kg, s.c., NSAID, administer pre-surgery. |
| Meloxicam*A | Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH | 25388 | Dose rat: 1 mg/kg, s.c. |
| Pulse oximeter | STARR Life Sciences Corp | N/A | MouseOx. |
| Stereotaxic frame | Kopf | Kopf 900 | |
| Sterile ophthalmic ointment | Théa | 597562 | Viscotears. |
| Tail vein catheter (24 G) | BD Neoflon | 391350 | |
| * Discuss dosing and type of administration with veterinarian prior to use. A For acute window surgeries, C For chronic window surgeries. Dose for mice and rats are the same unless otherwise specified. | |||
| Material and equipment for cranial window placement | |||
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Curved fine surgical scissors | Fine Science Tools | 14002-12 | |
| Cotton or fibreless swabs | Chemtronics | CX50 | |
| Cyanoacrylate glue (gel) | Loctite | 1594457 (gel), 230992 (liquid) | If unavailable, liquid cyanoacrylate glue can be mixed with extra-fine acrylate powder. |
| Dental cement | Lang Dental | Jet Set-4 Denture Repair Package | |
| Dental micromotor hand drill | FOREDOM | K.1070-2 | High speed rotary micromotor kit with 2.35 mm collet. |
| Forceps | Fine Science Tools | 11152-10, 11370-40 | |
| Glass coverslips | Thermo Fisher Scientific | CB00050RA120MNT0 (5 mm) | Mouse cranial windows. |
| Glass coverslips | Thermo Fisher Scientific | CB00080RA120MNT0 (8 mm) | Rat cranial windows. |
| Micro drill burrs (0.5 mm) | Meisinger | HM71005 (0.5 mm) | |
| Micro drill burrs (0.7 mm) | Meisinger | HM71007 (0.7 mm) | |
| Stereo microscope | Nikon | SMZ645 | |
| Surgical gelatin sponge | Ethicon | MS0005 | |
| Vetbond Tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
| Weigh boats / trays | VWR | 10803-148 | |
| * Autoclave drapes, tools, materials, and gowns, and use sterile surgical gloves, for chronic cranial window surgeries. | |||
| Multiphoton microscopy | |||
| 20x water immersion objective | Olympus | XLUMPLFLN20 XW | Numerical aperture 1.0, working distance 2.0 mm. |
| Fluorescent dextran (e.g. FITC 70 kDa) | Sigma Aldrich | 46945 | Recommended 10 kDa-2 MDa. |
| MaiTai DeepSee Ti:Sapphire laser oscillator | Spectra-Physics | N/A | |
| SliceScope microscope | Scientifica | N/A | |
| Ultrasound treatment | |||
| 50 dB RF Amplifier | E&I | 2100L | |
| Matching circuit | Custom-made | Custom-made | Custom-made. |
| Microbubbles | Bracco Imaging | N/A | SonoVue (Bracco Imaging, Europe). Dose 1 ml/kg. |
| Microbubbles | Lantheus | N/A | Definity (Lantheus Medical Imaging, North America). Dose 0.02-0.04 ml/kg. |
| Signal generator | Agilent Technologies | 33500B |
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