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Developmental Biology

Diferenciación dirigida de células endoteliales hemogénicas de células madre pluripotentes humanas

Published: March 31, 2021 doi: 10.3791/62391
Automatic Translation
1,2, 3,4, 1,2, 1,2,3,4,5
1Department of Cell Biology, University of Virginia, 2Cardiovascular Research Center, University of Virginia, 3Department of Medicine, Yale University School of Medicine, 4Department of Genetics, Yale University School of Medicine, 5Yale Cardiovascular Research Center, Yale University School of Medicine

Summary

Aquí se presenta un protocolo simple para la diferenciación dirigida de células endoteliales hemogénicas de células madre pluripotentes humanas en aproximadamente 1 semana.

Abstract

Los vasos sanguíneos están distribuidos ubicuamente dentro de todos los tejidos del cuerpo y realizan diversas funciones. Por lo tanto, la derivación de células endoteliales vasculares maduras, que recubren los lúmenes de los vasos sanguíneos, a partir de células madre pluripotentes humanas es crucial para una multitud de aplicaciones de ingeniería y regeneración de tejidos. In vivo, las células endoteliales primordiales se derivan del linaje mesodérmico y se especifican hacia subtipos específicos, incluidos arteriales, venosos, capilares, hemogénicos y linfáticos. Las células endoteliales hemogénicas son de particular interés porque, durante el desarrollo, dan lugar a células madre y progenitoras hematopoyéticas, que luego generan todos los linajes sanguíneos a lo largo de la vida. Por lo tanto, la creación de un sistema para generar células endoteliales hemogénicas in vitro proporcionaría una oportunidad para estudiar la transición endotelial a hematopoyética, y puede conducir a la producción ex vivo de productos sanguíneos humanos y una menor dependencia de donantes humanos. Si bien existen varios protocolos para la derivación de células endoteliales progenitoras y primordiales, no se ha descrito la generación de células endoteliales hemogénicas bien caracterizadas a partir de células madre humanas. Aquí, se presenta un método para la derivación de células endoteliales hemogénicas a partir de células madre embrionarias humanas en aproximadamente 1 semana: un protocolo de diferenciación con células de raya primitivas formadas en respuesta al inhibidor de GSK3β (CHIR99021), luego inducción de linaje de mesodermo mediada por bFGF, seguida de desarrollo de células endoteliales primordiales promovidas por BMP4 y VEGF-A, y finalmente especificación de células endoteliales hemogénicas inducida por ácido retinoico. Este protocolo produce una población bien definida de células endoteliales hemogénicas que se pueden utilizar para comprender mejor su regulación molecular y la transición endotelial a hematopoyética, que tiene el potencial de aplicarse a aplicaciones terapéuticas posteriores.

Introduction

Las células endoteliales (CE) son una población heterogénea de células que realizan múltiples funciones en todo el cuerpo humano y en tejidos diseñados. Además de apoyar y regular otros tipos de células (es decir, cardiomiocitos1, células osteoblásticas,2), estas funciones incluyen formar una barrera selectiva entre la sangre y los tejidos y ayudar en la formación de tejidos3. La diferenciación de CE maduras durante el desarrollo normal requiere diversas vías de señalización. Las CE primordiales se derivan de progenitores del mesodermo, y luego se especifican hacia fenotipos arteriales, venosos, capilares y linfáticos maduros4. Además, también se especifica que un pequeño subconjunto de CE en el saco vitelino extraembrionario y la región embrionaria de Aorta-Gónada-Meonefros (AGM) se conviertan en CE hemogénicas, que dan lugar a células madre y progenitoras hematopoyéticas (HSPC) que migran al hígado fetal y a la médula ósea fetal, donde permanecen postnatalmente y generan todos los tipos de células sanguíneas a lo largo de la vida4. La amplia gama de fenotipos EC es esencial para todo el desarrollo y mantenimiento de los tejidos.

Por lo tanto, las CE y sus derivados son componentes críticos de estudios dirigidos a modelar y dilucidar mecanismos de desarrollo humano y/o enfermedad, así como aplicaciones de medicina regenerativa e ingeniería de tejidos 5,6,7,8. Sin embargo, la principal limitación para este tipo de estudios es la falta de disponibilidad de CE humanas primarias en la cantidad requerida. Se ha estimado que se requeriría un mínimo de 3 x 108 CE para la mayoría de las aplicaciones terapéuticas6. Para resolver este problema, se ha propuesto el uso de células madre embrionarias humanas (hESCs) y células madre pluripotentes inducidas humanas (hiPSCs) debido a su diverso potencial de linaje y su capacidad para generar un gran número de progenie 6,9.

De hecho, la utilidad de las células derivadas de hESCs o hiPSCs ha sido demostrada en múltiples estudios centrados en el modelado de enfermedades y el cribado de fármacos10,11,12. La tecnología Organ-on-a-Chip (OOC) se ha utilizado para recapitular más fielmente la fisiología del cuerpo humano mediante la integración de células y tejidos en andamios tridimensionales. Además, la conexión de múltiples OOC individuales (un llamado cuerpo o humano en un chip, BOC / HOC) se puede lograr a través de microfluídica para permitir la diafonía entre los órganos de interés13,14,15. Los tejidos de soporte, como la vasculatura, son componentes críticos de OOC y BOC / HOC; La incorporación de vasculatura permite el transporte de nutrientes, oxígeno y factores paracrinos a través de los tejidos, promoviendo así el microambiente específico del tejido requerido 3,12. Por lo tanto, los métodos para derivar CE humanas maduras, como las CE arteriales, venosas, linfáticas y hemogénicas, son cruciales para avanzar en estos enfoques de ingeniería de tejidos.

Se han publicado múltiples protocolos que detallan los pasos para la derivación de CE humanas primordiales o progenitoras de hESCs o hiPSCs 5,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 . Muchos de estos protocolos se basan en la formación del cuerpo embrioide (EB) o en el cocultivo de ESCs/iPSCs con una capa de alimentación murina de células del estroma. Estas estrategias tienden a ser difíciles y requieren mucho tiempo, con bajos rendimientos de EC y / o contaminación de EC humanas con células murinas. Los protocolos que se basan estrictamente en el cultivo 2D sin el uso de células estromales a menudo requieren inducciones largas, utilizan combinaciones complejas de factores de crecimiento y / o inhibidores para la inducción, tienen períodos de expansión prolongados después de la separación celular o una combinación de estos factores. El avance del conocimiento de las vías de señalización y los factores involucrados en la derivación de tipos maduros de EC in vivo proporciona la base para un protocolo de diferenciación in vitro sencillo y sólido.

Anteriormente, se identificaron roles clave para las vías de señalización de Notch y Ácido Retinoico (AR) en la especificación de CE arteriales murinas y hemogénicas, respectivamente, durante el desarrollo. La vía de señalización de Notch desempeña múltiples funciones en la especificación y el mantenimiento del fenotipo arterial de la CE. El trabajo que utilizó el modelo de vascularización retiniana murina identificó una vía en la que el esfuerzo cortante del líquido induce un eje de señalización Notch-Cx37-p27, promoviendo la detención del ciclo celular G1, lo que permite la especificación arterialde EC 27. Se ha planteado la hipótesis de que los estados del ciclo celular desempeñan un papel en las decisiones sobre el destino celular al proporcionar distintas ventanas de oportunidad en las que las células son receptivas a ciertas señales que pueden inducir la expresión génica y cambios fenotípicos28. Esta detención G1 mediada por Notch permitió la expresión de genes enriquecidos en CE arteriales, incluyendo ephrinB2, Cx40, DLL4, Notch1 y Notch 4 (revisado en29,30). También se ha demostrado que la especificación hemogénica de EC se promueve in vivo a través de la señalización de AR31,32. Estudios adicionales identificaron que, aguas abajo de la señalización de AR, la expresión de c-Kit y Notch regula al alza p27, lo que permite la especificación hemogénica en el saco vitelino murino y AGM33. Las CE hemogénicas murinas pueden identificarse mínimamente por la expresión de marcadores endoteliales (es decir, CD31, KDR) y hematopoyéticos (es decir, c-Kit, CD34)4. Finalmente, las CE hemogénicas experimentan una transición endotelial-hematopoyética (EHT) para formar HSPC, que pueden dar lugar a todos los tipos de células sanguíneas 4,34,35.

Trabajos recientes probaron si esta misma jerarquía de señalización puede promover la especificación de EC hemogénica humana. Para ello, se desarrolló un protocolo de cultivo 2D sin suero y alimentador para derivar CE hemogénicas a partir de hESCs, y estas CE hemogénicas se caracterizaron a nivel de una sola célula como CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45-. Este estudio también aprovechó el reportero Fluorescent Ubiquitination Cell Cycle Indicator (FUCCI), que identifica diferentes estados del ciclo celular, utilizando H9-hESCs que expresan el constructo del reportero FUCCI (H9-FUCCI-hESC)36. En estudios con estas células, se demostró que la AR promueve la detención temprana del ciclo celular G1 en las CE, y el estado temprano G1 permite la especificación hemogénica in vitro37. En este documento, se proporciona un protocolo detallado para la diferenciación de estas células endoteliales hemogénicas humanas y ensayos que confirman su identidad. Este método sencillo proporciona un medio útil para generar este subconjunto especializado de CE para futuros estudios de los mecanismos del desarrollo de las células sanguíneas humanas.

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Protocol

1. Reactivos y preparación de reactivos

NOTA: Se proporciona una lista de reactivos en la Tabla de materiales.

  1. Obtener las líneas de células madre pluripotentes humanas: H1-hESC, H9-Fucci-hESC.
    NOTA: La generación de CE hemogénicas puede ser más eficiente en la línea celular H1.
  2. Preparar las reservas de proteínas de la matriz: Alícuota de la proteína de la matriz en tubos prerefrigerados de 1,5 ml (sobre hielo) de modo que cada tubo contenga 1 mg de proteína de la matriz. 1 mg de proteína de matriz es suficiente para cubrir todos los pocillos de dos placas de 6 pocillos (12 pocillos en total). Conservar las alícuotas a -20 °C hasta su uso.
    NOTA: Realice todos los pasos que involucren proteína de la matriz en hielo o a 4 °C. Descongele el vial de material congelado de proteína de la matriz en hielo a 4 °C durante la noche. Una vez descongelado, agite el vial para asegurarse de que el contenido esté mezclado. Enfriar previamente los tubos de microcentrífuga de 1,5 ml durante al menos 1 h a -20 °C y transferirlos al hielo inmediatamente antes de la alícuota.
  3. Preparar placas recubiertas de proteínas de la matriz: descongelar las alícuotas de proteínas de la matriz en hielo a 4 °C. Agregue 12.5 ml de DMEM: F12 helado a un tubo cónico preenfriado sobre hielo. Utilizando puntas de pipeta preenfriadas, transfiera una alícuota (1 mg) de proteína de matriz al tubo cónico y mezcle bien pipeteando hacia arriba y hacia abajo. Alícuota 1 ml de proteína de la matriz diluida en cada pocillo de placas de 6 pocillos preenfriadas (en hielo) utilizando una pipeta serológica preenfriada. Agite y balancee las placas para que todo el pozo esté cubierto uniformemente. Incubar las placas durante un mínimo de 30 minutos a temperatura ambiente para permitir que la proteína de la matriz se solidifique. Envolver las placas con parafilm y conservar a 4 °C hasta su uso. Use placas recubiertas de proteína de matriz dentro de las 2 semanas posteriores a la preparación.
    NOTA: Utilice las placas de 6 pocillos recubiertas de proteínas de la matriz para el paso rutinario de las células y la diferenciación a células endoteliales primordiales y hemogénicas. Realice todos los pasos en hielo. Enfriar previamente las placas de 6 pocillos, las puntas de pipeta, las pipetas serológicas y los tubos cónicos antes de su uso durante al menos 1 h a -20 °C. Transfiera estos artículos al hielo cuando estén listos para usar.
  4. Prepare el medio de diferenciación de bases agregando 5 ml de PFHM a 100 ml de medio de diferenciación de células madre pluripotentes. Conservar a 4 °C.
  5. Preparar BSA-PBS al 0,1% disolviendo 0,1 g de BSA en 100 ml de PBS. Esterilizar el filtro BSA-PBS pasando a través de un filtro de 0,22 μm y almacenar a 4 °C.
  6. Preparar 5 mM de HCl diluyendo HCl (12 M) 1:2.400 con agua. Ajuste el pH a 3.0 utilizando NaOH. Esterilizar la solución por filtro pasando a través de un filtro de 0,22 μm y almacenar a 4 °C.
  7. Prepare existencias de bFGF, BMP4, VEGF-A, ácido retinoico (AR) y DLL4.
    1. bFGF: Reconstituir el polvo liofilizado a 100 μg/mL en BSA-PBS al 0,1%. Alícuota y conservar a -20 °C. Utilice las existencias de bFGF dentro de los 3 meses posteriores a la preparación. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
    2. BMP4: Reconstituir el polvo liofilizado a 1 mg/mL en HCl 5mM, pH 3.0. Diluir adicionalmente a 50 μg/ml en BSA-PBS al 0,1%. Alícuota y conservar a -20 °C. Utilice las existencias BMP4 dentro de los 3 meses posteriores a la preparación. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
    3. VEGF-A: Reconstituir el polvo liofilizado a 1 mg/mL en dH2O. Diluir adicionalmente a 100 μg/ml en BSA-PBS al 0,1%. Alícuota y conservar a -20 °C. Utilice las existencias de VEGF-A dentro de los 3 meses posteriores a la preparación. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
    4. RA: Reconstituir el polvo liofilizado a 100 mM en DMSO. Alícuota y conservar a -80 °C. Utilice las existencias de AR dentro de 1 mes de preparación. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
      NOTA: Proteja las existencias de AR de la luz.
    5. DLL4: Reconstituir el polvo liofilizado a 1 mg/mL en PBS. Alícuota y conservar a -20 °C. Utilice las existencias DLL4 dentro de los 12 meses posteriores a la preparación. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
  8. Preparar el medio de diferenciación celular endotelial inmediatamente antes de su uso diluyendo VEGF-A y BMP4 en medio de diferenciación de bases (paso 1.4) de modo que las concentraciones finales sean de 25 ng/ml y 50 ng/ml, respectivamente.
  9. Preparar la AR de trabajo inmediatamente antes de su uso diluyendo 100 mM de material 1:1.000 en DMSO a 100 μM.
    NOTA: Proteja la RA de trabajo de la luz.
  10. Preparar el medio de diferenciación de células endoteliales hemogénicas inmediatamente antes de su uso diluyendo VEGF-A, BMP4 y AR de trabajo en medio de diferenciación de bases (paso 1.4) de modo que las concentraciones finales sean de 25 ng/ml, 50 ng/ml y 0,5 μM, respectivamente.
  11. Prepare el tampón de tinción de anticuerpos haciendo HBSS que contenga 10% de FBS y complemente con reactivo antimicrobiano diluido 1:500. Filtre estéril el tampón y úselo inmediatamente.
  12. Prepare el tampón de clasificación celular haciendo HBSS que contenga 1% de FBS y complemente con reactivo antimicrobiano diluido 1:500. Filtre estéril el tampón y úselo inmediatamente.
  13. Prepare 1 mg/ml de existencias de fibronectina agregando 5 ml de agua estéril a 5 mg de fibronectina liofilizada. Alícuota y conservar a -20 °C. Utilice las existencias de fibronectina antes de la fecha de caducidad en la etiqueta del producto liofilizado. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
  14. Preparar los platos recubiertos de fibronectina de 35 mm. Diluir las reservas de fibronectina (1 mg/ml) a 4 μg/ml en agua estéril. Añadir 1 ml de esta solución de recubrimiento de fibronectina a cada plato e incubar a 37 °C durante 30 min a 1 h. Use los platos inmediatamente después del recubrimiento.
  15. Preparar 3 o 4 ml de alícuotas de medio a base de metilcelulosa siguiendo las instrucciones del fabricante. Conservar las alícuotas a -20 °C hasta su uso. Utilice las alícuotas del medio a base de metilcelulosa antes de la fecha de caducidad indicada en la etiqueta del producto en stock. Descongelar las alícuotas inmediatamente antes de su utilización.
  16. Preparar la solución de recubrimiento DLL4 diluyendo el stock de DLL4 humano recombinante hasta una concentración final de 10 μg/ml en PBS.
  17. Prepare y almacene el medio de crecimiento de células endoteliales de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
  18. Prepare el tampón del análisis de citometría de flujo haciendo PBS que contenga 0.1% de BSA. Filtrar estéril el tampón y almacenar a 4 °C hasta su uso.

2. Cultivo celular y paso de hESCs

  1. Permita que las placas recubiertas de proteínas de la matriz, el medio de crecimiento de células madre y el DMEM: F12 se calienten a temperatura ambiente.
  2. Cultivar las líneas celulares hESC en medio de crecimiento de células madre (2 ml / pocillo) en placas de 6 pocillos recubiertas de proteínas de la matriz en una incubadora de 37 ° C, 5% de CO2 .
  3. Revise las células diariamente y retire las células diferenciadas según sea necesario raspándolas suavemente de la placa con una punta de pipeta p200.
    NOTA: Las células diferenciadas aparecerán en la periferia de las colonias. Consulte el manual del producto del medio de crecimiento de células madre para ver ejemplos de células diferenciadas en cultivo.
  4. Pasan las células una vez que alcanzan el 70%-80% de confluencia. Para pasar celdas, realice los pasos siguientes.
    NOTA: Las células deben dividirse antes de alcanzar una confluencia del 70% al 80% si se produce una mayor diferenciación.
    1. Retire el medio por encima de las células y lave suavemente con 1 ml de DMEM: F12 por pocillo.
    2. Agregue 1 ml de DMEM: F12 por pocillo.
    3. Añadir 160 μL/ml de Dispasa por pocillo e incubar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5% durante 45 min.
    4. Después de la incubación de Dispase, agregue 1 ml adicional de DMEM: F12 por pocillo y pipete suavemente para levantar las células.
      NOTA: Evite disociar las células en una suspensión de una sola célula. Paso de las células como pequeños grumos.
    5. Transfiera las células a un tubo cónico que contenga 12 ml de DMEM: F12 y permita que las células se asienten por gravedad (~ 5-10 min).
    6. Retire el sobrenadante y resuspenda suavemente el pellet en 0,5 ml de medio de crecimiento de células madre por pocillo de células levantadas para obtener pequeños grupos de células.
      NOTA: Evite disociar las células en una suspensión de una sola célula. Paso de las células como pequeños grumos.
    7. Aspire la solución de recubrimiento de proteína de matriz de los pocillos de la placa recubierta de proteína de matriz preparada y agregue 1.5 ml del medio de crecimiento de células madre por pocillo.
    8. Añadir el volumen deseado de células resuspendidas (paso 2.4.6) a cada pocillo de la placa recubierta de proteínas de la matriz preparada.
    9. Incubar la placa en una incubadora deCO2 al 5% a 37 °C. Cambie el medio cada 24 h a un medio de crecimiento de células madre frescas.

3. Diferenciación de hESCs a células endoteliales primordiales

  1. Día -1: Cultivo y paso de las células como se describe anteriormente en la sección 2. Sembrar las células (paso 2.4.6) en grupos pequeños (~50 μm) a una densidad de aproximadamente 2 grupos por centímetro cuadrado38.
    NOTA: Evalúe la densidad de la semilla y refine empíricamente si es necesario.
  2. Día 0: 24 h después de sembrar las células, aspirar el medio de cada pocillo y lavar suavemente las células con 1 mL DMEM:F12 por pocillo. Añadir 1 ml del medio de diferenciación de bases que contiene 5 μM GSK3i (CHIR99021, añadido fresco) a cada pocillo e incubar durante 24 h (37 °C, 5% deCO2).
    NOTA: Para todos los pasos de lavado, agregue lentamente el medio de lavado indicado a la placa pipeteando contra la pared del pozo de la placa. Agite suavemente la placa para que toda la superficie del pozo esté cubierta por medios de lavado. Incline ligeramente la placa de modo que los medios de lavado se acumulen en la posición de las seis en punto y aspire cuidadosamente los medios de lavado.
  3. Día 1: Aspirar el medio de cada pocillo y lavar suavemente las células con 1 ml de DMEM: F12 por pocillo. Añadir 1 ml del medio de diferenciación base que contenga 50 ng/ml de bFGF (añadido fresco, 1:2.000 de material congelado) a cada pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  4. Día 2: Aspirar el medio de cada pocillo y lavar suavemente las células con 1 ml de DMEM: F12 por pocillo. Añadir 1 mL del medio de diferenciación celular endotelial a cada pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  5. Día 3: Reemplazar el medio por encima de las células con 1 ml de medio de diferenciación celular endotelial recién preparado por pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  6. Día 4: Reemplazar el medio por encima de las células con 1 mL de medio de diferenciación de células endoteliales recién preparado por pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  7. Día 5: Los FACS purifican las células para evaluar el fenotipo EC (secciones 4-5) o mantenerlas en cultivo y diferenciarse hacia células endoteliales hemogénicas (sección 6).

4. Purificación FACS de células endoteliales primordiales

  1. Aspirar el medio por encima de las células y lavar suavemente una vez con 1 ml de DMEM: F12 por pocillo.
  2. Añadir 1 ml de solución de desprendimiento celular por pocillo e incubar las células durante 12 min en una incubadora deCO2 al 57 °C, o hasta que las células se hayan disociado.
  3. Transfiera las células disociadas a un tubo cónico que contenga 12 ml de DMEM: F12 y pellet por centrifugación durante 5 min, 1,000 x g.
  4. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet en 12 ml de DMEM:F12 para lavar.
  5. Granular las células por centrifugación durante 5 min, 1.000 x g.
  6. Retire el sobrenadante y resuspenda el pellet celular en un tampón de tinción de anticuerpos helado y cuente las células. Ajustar la concentración usando tampón de tinción de anticuerpos helados a 1 x 105 células/ml.
  7. Dividir las células uniformemente en tubos de microcentrífuga en hielo, cada uno con un mínimo de 600 μL de células a 1 x 105 células/ml, para la tinción de anticuerpos.
    NOTA: Se requieren cuatro tubos de células para la tinción de los CE primordiales: control no teñido, control de anticuerpos únicos CD31, control de anticuerpos únicos CD45 y muestra que contiene anticuerpos CD31 y CD45. La información sobre los anticuerpos se proporciona en la Tabla de materiales.
  8. Agregue anticuerpos a los tubos que contienen células, según corresponda, e incube en hielo y protegido de la luz durante 30 minutos.
    1. Control no teñido: No agregue ningún anticuerpo.
    2. Control de anticuerpos CD31 únicos: agregue solo el anticuerpo CD31.
    3. Control de anticuerpos CD45 únicos: agregue solo el anticuerpo CD45.
    4. Muestra: Agregue anticuerpos CD31 y CD45.
      NOTA: La concentración final de anticuerpos en la muestra, así como los conjugados fluorescentes, deben optimizarse en función de los anticuerpos específicos y el clasificador celular utilizado.
  9. Granular las células por centrifugación en una microcentrífuga de mesa a 4 °C durante 5 min a 1.000 x g.
  10. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender los gránulos celulares en 600 μL de tampón de clasificación helada.
  11. Colar las muestras a través de las tapas de filtro de malla de tubos FACS de 5 ml y almacenar las células en hielo, protegidas de la luz, para un FACS inmediato.
  12. Obtener células endoteliales primordiales (CD31+ CD45-), realizando los siguientes pasos.
    1. Identificar la población de células CD45 negativas y la puerta (CD45-).
    2. Dentro de (CD45-), identifique la población de células CD31 positivas (CD31+) y clasifique las células en 6 ml de tampón de clasificación de células heladas. Utilice estas celdas para aplicaciones posteriores (consulte la sección 5).

5. Ensayo para confirmar el fenotipo de las células endoteliales primordiales

  1. Cubra tres pocillos de una placa de 6 pocillos con una solución de recubrimiento DLL4 de 1 ml/pocillo durante 30 min en una incubadora deCO2 al 5% a 37 °C. Como control, cubra los otros tres pocillos de la placa con 1 ml / pocillo de PBS.
  2. Aspirar la solución de recubrimiento DLL4 y PBS, y colocar en placa 25.000 células endoteliales primordiales clasificadas (ver paso 4.12) en 2 ml de medio de crecimiento de células endoteliales por pocillo.
  3. Incubar las células durante 24 h en una incubadora de 37 °C, 5% CO2 .
  4. Aspirar el medio por encima de las células y lavar una vez con 2 mL/pocillo PBS. Analizar las células mediante qPCR o citometría de flujo (para células que expresan la construcción FUCCI).
    1. Para analizar las células por qPCR, realice los siguientes pasos.
      1. Aspirar el líquido por encima de las células y aislar el ARN en las células utilizando un kit de extracción de ARN de acuerdo con el protocolo del fabricante.
      2. Realice reacciones de transcripción inversa con una mezcla maestra de transcripción inversa de acuerdo con el protocolo del fabricante.
      3. Realice reacciones de qPCR con una mezcla maestra SYBR Green de acuerdo con el protocolo del fabricante.
        NOTA: Los cebadores utilizados (EFNB2, GJA5, GJA4, NR2F2, EPHB4, HEY2) se enumeran en la Tabla 1.
    2. Para analizar las células que expresan la construcción FUCCI por citometría de flujo, realice los siguientes pasos.
      1. Aspirar el líquido por encima de las células y añadir 500 μL/pocillo de tripsina-EDTA al 0,25%.
      2. Incubar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5% hasta que se levanten, ~5 min.
      3. Transfiera las células a un tubo de microcentrífuga y granule las células en una microcentrífuga de 4 °C durante 5 min a 1.000 x g.
      4. Aspirar el sobrenadante y resuspender el pellet en 500 μL de tampón de análisis de citometría de flujo helado.
      5. Colar las muestras a través de la tapa del filtro de malla de un tubo FACS de 5 ml y almacenar las células en hielo, protegidas de la luz, para un análisis de citometría de flujo inmediato.
      6. Analice el porcentaje de células plateadas en el control DLL4 frente al PBS en G1 temprano (sin color), G1 tardío (mCherry+/mVenus-), G1/S (mCherry+/mVenus+) y S/G2/M (mCherry-/mVenus+).

6. Diferenciación de hESCs a células endoteliales hemogénicas

NOTA: Diferenciar las células a las CE primordiales del día 4, como se describe anteriormente en las secciones 3.1-3.6.

  1. Día 5: Aspirar el medio por encima de las células y lavar suavemente las células con 1 ml de DMEM: F12 por pocillo. Añadir 1 ml de medio de diferenciación de células endoteliales hemogénicas recién preparado por pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  2. Día 6: Reemplazar el medio por encima de las células con 1 ml de medio de diferenciación de células endoteliales hemogénicas recién preparado por pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  3. Día 7: Reemplazar el medio por encima de las células con 1 ml de medio de diferenciación de células endoteliales hemogénicas recién preparado por pocillo e incubar 24 h (37 °C, 5%CO2).
  4. Día 8: El FACS aísla células endoteliales hemogénicas (ver sección 7).

7. Aislamiento FACS de células endoteliales hemogénicas

  1. Levantar y lavar las células como se ha descrito anteriormente en las secciones 4.1-4.6.
  2. Dividir las células uniformemente en tubos de microcentrífuga en hielo, cada uno con un mínimo de 600 μL de células a 1 x 105 células/ml, para la tinción de anticuerpos.
    NOTA: Se requieren ocho tubos de células para la tinción de anticuerpos de CE hemogénicos: control no teñido, control de anticuerpos únicos CD31, control de anticuerpos únicos CD45, control de anticuerpos únicos KDR, control de anticuerpos únicos c-Kit, control de anticuerpos únicos CD34, control de anticuerpos únicos VE-cadherina y muestra que contiene los seis anticuerpos.
    NOTA: La información de anticuerpos se proporciona en la Tabla de materiales.
  3. Agregue anticuerpos a los tubos que contienen células, según corresponda, e incube en hielo y protegido de la luz durante 30 minutos.
    1. Control sin teñir: No agregue anticuerpos.
    2. Control de anticuerpos CD31 únicos: agregue solo el anticuerpo CD31.
    3. Control de anticuerpos CD45 únicos: agregue solo el anticuerpo CD45.
    4. Control de anticuerpos únicos KDR: agregue solo el anticuerpo KDR.
    5. Control de anticuerpos únicos c-Kit: Agregue solo el anticuerpo c-Kit.
    6. Control de anticuerpos CD34 únicos: agregue solo el anticuerpo CD34.
    7. Control de anticuerpos únicos contra la cadherina VE: agregue solo el anticuerpo VE-cadherina.
    8. Muestra: Agregue anticuerpos CD31, CD45, KDR, c-Kit, CD34 y VE-cadherina.
      NOTA: La concentración final de anticuerpos en la muestra, así como los conjugados fluorescentes, deben optimizarse en función de los anticuerpos específicos y el clasificador celular utilizado.
  4. Granular las células por centrifugación en una microcentrífuga a 4 °C durante 5 min a 1.000 x g.
  5. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender los gránulos en 600 μL de tampón de clasificación helada.
  6. Colar las muestras a través de la tapa del filtro de malla de tubos FACS de 5 ml y almacenar las células en hielo, protegidas de la luz, para un FACS inmediato.
  7. Para obtener células endoteliales hemogénicas (CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45-), realice los siguientes pasos.
    1. Identificar la población de células CD45- y la puerta (CD45-).
    2. Dentro de (CD45-), identifique la población de células CD31+ y la puerta (CD31+).
    3. Dentro de (CD31+), identifique la población de células VE-Cadherin- y la puerta (CDH5-).
    4. Dentro de (CDH5-), identifique la población y la puerta de células c-Kit+ (KIT+).
    5. Dentro de (KIT+), identifique la población de células CD34+ y la puerta (CD34+).
    6. Dentro de (CD34+), identifique y clasifique las células KDR+ en 6 ml de tampón de clasificación de células heladas. Utilice estas celdas en aplicaciones posteriores (consulte la sección 8).

8. Ensayo de unidad formadora de colonias

  1. Descongelar las alícuotas de medio a base de metilcelulosa siguiendo las instrucciones del fabricante.
    NOTA: Una alícuota de 3 ml es suficiente para dos muestras y una alícuota de 4 ml es suficiente para tres muestras.
  2. Contar las células endoteliales hemogénicas clasificadas obtenidas en el paso 7.7.
  3. Siguiendo las instrucciones del fabricante, calcule el volumen de células clasificadas para agregar a cada medio alícuota a base de metilcelulosa para que cada muestra contenga un mínimo de 1,000 células endoteliales hemogénicas.
    NOTA: El número de celdas se puede ajustar según sea necesario.
  4. Agregue el volumen calculado de células al medio alícuota a base de metilcelulosa y al vórtice a fondo. Deje que los cultivos medios a base de metilcelulosa reposen a temperatura ambiente durante 10 minutos, o hasta que las burbujas se disipen.
  5. Aspire la solución de recubrimiento de fibronectina de los platos preparados de 35 mm. Siguiendo las instrucciones del fabricante, dispensar 1 ml de cultivo de medio a base de metilcelulosa por plato de 35 mm. Gire suavemente el plato para distribuir uniformemente el cultivo.
  6. Coloque estos platos de 35 mm, así como dos platos adicionales de 35 mm llenos de agua estéril, dentro de un plato de cultivo de tejidos de 15 cm.
  7. Incubar los cultivos en una incubadora deCO2 a 37 °C, al 5%, y observar los cultivos los días 8 y 14.
    1. El día 8, cuente las colonias CFU-E y BFU-E.
    2. El día 14, cuente las colonias CFU-GM y CFU-GEMM.
      NOTA: Consulte el manual de medios a base de metilcelulosa para la identificación morfológica de los tipos de colonias.

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Representative Results

En la Figura 1 se muestra un esquema que describe la especificación de las CE primordiales y las CE hemogénicas de las hESCs, y una imagen representativa de las células 24 h después del recubrimiento. Después de la especificación, los CE primordiales y los CE hemogénicos se purifican con FACS en los días 5 y 8, respectivamente. Las CE primordiales se definen como CD31+ CD45- y las CE hemogénicas se definen como CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherina- CD45-. En la Figura 2 se muestra una estrategia representativa de activación por citometría de flujo para CE primordiales y purificación hemogénica de EC. Las células se bloquean inicialmente en función de la expresión negativa de CD45 y la expresión positiva de CD31 para obtener CE primordiales purificadas (Figura 2A). Para obtener CE hemogénicas purificadas, las células se activan inicialmente como en la Figura 2A y luego se purifican aún más en función de la expresión positiva o negativa de (en orden) VE-Cadherina (CDH5), c-Kit (KIT), CD34 y KDR (Figura 2B).

Para evaluar el potencial de las células endoteliales CD31+ CD45- primordiales derivadas de H9-Fucci-hES, aisladas mediante FACS en el día 5 de diferenciación (sección 4 del protocolo), para dar lugar a subtipos endoteliales, las células purificadas se siembran en placas recubiertas con el ligando Notch DLL4 para inducir la especificación arterial, o PBS (control), y se incuban durante 24 h a 37 °C, Incubadora 5% CO2. Luego, las células se lisan con tampón de lisis de ARN, se extrae el ARN y se transcribe inversamente a ADNc, y se realiza qPCR para comparar los niveles de expresión génica en las células tratadas con DLL4 frente a las células de control. Como era de esperar, las células endoteliales cultivadas en DLL4 han aumentado la expresión del gen HEY2 sensible a Notch, así como de los genes asociados a las arterias EFNB2, GJA5 y GJA4. Además, estas células también tienen una expresión disminuida del factor de transcripción venosa NR2F2 (Figura 3A). Alternativamente, para determinar el efecto del tratamiento DLL4 en el estado del ciclo celular, las células CD31+ CD45- purificadas por FACS se incuban en placas recubiertas con DLL4 o PBS durante 24 h, se levantan y se analizan en función de la expresión de hCdt1(30/120)-mCherry (G1 tardío) y hGem(1/110)-mVenus (S/G2/M). De acuerdo con los hallazgos de que la señalización de Notch promueve la detención tardía del ciclo celular G127, un mayor porcentaje de CE primordiales se detienen en G1 tardío después del crecimiento en presencia de DLL4, en comparación con las células de control (Figura 3B, C).

Para verificar el potencial hematopoyético de las células endoteliales hemogénicas, las células endoteliales CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45- aisladas mediante FACS (métodos de la sección 7) se siembran en un medio a base de metilcelulosa formulado para el crecimiento de células progenitoras hematopoyéticas en ensayos de unidades formadoras de colonias (UFC) y se dejan crecer durante 14 días. Las colonias eritroides de UFC-E y las colonias eritroides de unidades formadoras de explosiones (BFU)-E se cuentan el día 8 (Figura 4A, B), y las colonias de granulocitos/macrófagos CFU-GM y GFU-GEMM (granulocitos, eritroides, macrófagos y megacariocitos) progenitores hematopoyéticos multipotentes el día 14 (Figura 4C y D). Por cada 1.000 CE hemogénicas plateadas, se generan aproximadamente 20 UFC (Figura 4F). Las células con morfología de células endoteliales también se pueden ver en los cultivos (Figura 4E); Estas son las células endoteliales hemogénicas que dan lugar a progenitores hematopoyéticos multilinaje en un solo nivel celular37.

Figure 1
Figura 1: Protocolo para la especificación de CE primordiales y hemogénicas . (A) Diagrama esquemático del protocolo de diferenciación. Las células madre embrionarias se colocan en placas el Día -1 en placas recubiertas de proteínas de la matriz y se dejan adherir durante la noche. Las células se tratan los días 0 y 1 con el inhibidor de GSK3i (CHIR99021) y bFGF, respectivamente, para inducir la estriación primitiva y la especificación del mesodermo, respectivamente. A partir del día 2, las células se tratan con una combinación de BMP4 y VEGF-A para promover el desarrollo primordial de la CE. Los CE primordiales (círculo rojo) se purifican el FACS el día 5. Alternativamente, para generar CE hemogénicas, el medio por encima de los CE primordiales se intercambia el día 5 a un medio de diferenciación hemogénica fresco que contiene BMP4, VEGF-A y AR. Este medio se reemplaza diariamente hasta el día 8, cuando los AE hemogénicos (estrella roja) se purifican con FACS. (B) Colonias en el día 0 de diferenciación, barra de escala = 100 μm. El Panel A ha sido modificado de Qiu et al.37 con permiso de Elsevier. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Análisis FACS de CE hemogénicas derivadas de hESCs. Estrategia representativa de activación por citometría de flujo para la purificación de (A) CE primordiales y (B) CE hemogénicas. Tenga en cuenta que, dado que las CE hemogénicas se derivan de las CE primordiales, la estrategia de activación por citometría de flujo para CD45 y CD31 es idéntica para ambas poblaciones celulares. En la fila superior de cada panel (muestra) se muestran las células que se diferenciaron a CE hemogénicas como se describe en la sección 6 del protocolo y se tiñeron con anticuerpos como se describe en la sección 7.3.8 del protocolo. En la fila inferior de cada panel (control) se muestran las células no teñidas que se diferenciaron durante 8 días sin tratamiento para la AR. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: La inducción DLL4 de células endoteliales primordiales H9-Fucci CD31+ CD45- da como resultado una detención tardía de G1 y un aumento de la expresión génica arterial. (A) El tratamiento DLL4 de células endoteliales primordiales derivadas de CD31+ CD45-H9-hESC que expresan la construcción de Fucci purificada en el día 5 de diferenciación da como resultado un aumento de la expresión de genes arteriales (i-iii) y el gen sensible a Notch Hey2 (v), que se acompaña de una disminución concomitante en la expresión del gen venoso NR2F2 (iv). (B) Gráficos representativos de FACS que muestran la distribución del estado del ciclo celular de 5.000 CD31+ CD45- derivados de H9-Fucci cultivados en PBS (control) o DLL4 durante 24 h. (C) La inducción de DLL4 da como resultado un aumento del 15% en las células en la fase G1 tardía en comparación con el control. Los datos son el promedio de muestras triplicadas del mismo experimento que se muestra en el panel (B). Las barras de error indican la desviación estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Análisis del potencial hematopoyético de CE hemogénicas derivadas de hESCs. Imágenes representativas que muestran la morfología de la colonia eritroide CFU-E derivada de H1-hESC (barra de escala = 35 μm), (B) colonia eritroide BFU-E (barra de escala = 75 μm), (C) colonia de granulocitos/macrófagos CFU-GM, (D) colonia progenitora hematopoyética multipotente CFU-GEMM y (E) colonia de granulocitos/macrófagos CFU-GM con células endoteliales subyacentes (CE) (flechas rojas). (F) número y distribución de UFC formadas por 1.000 células endoteliales hemogénicas en placas. Barra de escala = 100 μm en (C-E). Se pueden encontrar imágenes adicionales de UFC diferenciadas utilizando este protocolo en Qiu et al.37. El Panel F ha sido modificado de Qiu et al.37 con permiso de Elsevier. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Nombre Adelante Marcha atrás
EFNB2 TATGCAGAACTGCGATTTCCAA TGGGTATAGTACCAGTCCTTGTC
EPHB4 CGCACCTACGAAGTGTGTGA GTCCGCATCGCTCTCATAGTA
GJA5 CCGTGGTAGGCAAGGTCTG ATCACACCGGAAATCAGCCTG
GJA4 ACACCCACCCTGGTCTAC CACTGGCGACATAGGTGCC
HEY2 GCCCGCCCTTGTCAGTATC CCAGGGTCGGTAAGGTTTATTG
NR2F2 GGACCACATACGGATCTTCCAA ACATCAGACAGACCACAGGCAT

Tabla 1: Información del manual de qPCR

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Discussion

En este documento, se describen los pasos para producir células endoteliales hemogénicas a partir de células madre embrionarias humanas en aproximadamente 1 semana utilizando un sistema de cultivo 2D sin alimentador murino y suero (Figura 1). Este protocolo amplía un método descrito por Sriram et al. (2015) para obtener CE primordiales38. La naturaleza primordial y el potencial de especificación de los CD31+ CD45- EC se demuestra cultivando estas células en placas recubiertas con DLL4 y observando cambios en la expresión génica consistentes con la especificación arterial (Figura 3). Además, la ganancia de identidad arterial se asocia con la detención tardía del ciclo celular G1 (Figura 3), lo que es consistente con estudios previos27. Después de cultivar CE primordiales durante 3 días adicionales en presencia de 0,5 μM AR, 25 ng/mL BMP4 y 50 ng/mL VEGF-A, fue posible generar y aislar AEC hemogénicas (Figura 2) que son capaces de dar lugar a CFU-eritroide, BFU-eritroide, UFC-granulocitos/macrófagos, y CFU-granulocitos, eritrocitos, macrófagos y colonias de UFC-granulocitos, eritrocitos, macrófagos y megacariocitos (Figura 4 ). Utilizando este método en un estudio recientemente publicado, se observaron cambios en la expresión génica durante un período de 8 días consistentes con pérdida de pluripotencia, raya primitiva e inducción del mesodermo, adquisición de la identidad de las células endoteliales y, finalmente, identidad hematopoyética37. Además, el tratamiento con AR indujo la detención temprana del ciclo celular G1 para permitir la especificación hemogénica de EC37.

Recientemente, Ohta et al. (2019) describieron un protocolo para la diferenciación de CE hemogénicas de hPSCs39. Sin embargo, el protocolo descrito anteriormente ofrece ventajas significativas: 1) este método no requiere la formación de esferoides; 2) este protocolo utiliza una incubadora estándar de 37 ° C, 5% deCO2 en lugar de una incubadora hipóxica, eliminando la necesidad de equipos especializados dedicados; y 3) este protocolo utiliza solo un medio (medio de diferenciación de células madre pluripotentes suplementado con PFHM), una ventaja de ahorro de costos, mientras que el protocolo Ohta requiere dos medios para la inducción. Otro estudio publicado recientemente por Galat et al. (2017) describió un protocolo en el que se utilizó la inducción de CHIR99021 para generar una población de células endoteliales hemogénicas CD34+ 40. Estas células también expresaron CD31 y fueron capaces de dar lugar a células endoteliales cuando se cultivaron en condiciones de monocapa o células que expresan marcadores mieloides y linfoides después del cocultivo con células OP9 u OP9-DLL4, respectivamente, en presencia de citoquinas adicionales. El requisito de cocultivo adicional podría conducir a la contaminación potencial de las poblaciones celulares deseadas con células murinas. Además, aunque Ohta et al. y Galat et al. utilizaron un período de inducción hemogénica que fue más corto que el descrito aquí (4 días y 5 días, respectivamente vs. 8 días), ambos definieron los CE hemogénicos como CD34+, mientras que este protocolo utilizó una definición más estricta: CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45- . Si bien CD34 es reconocido como un marcador de células hematopoyéticas, también es expresado por otros tipos de células no hematopoyéticas, como las células estromales mesenquimales y las células endoteliales41. La definición de CE hemogénicas en este protocolo (CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45-) es, por lo tanto, más rigurosa y representa una población más definida.

Una limitación para el uso de hESCs o hiPSCs en aplicaciones terapéuticas es el gran número de células requeridas, y los métodos estándar de derivación 2D están restringidos principalmente a diferenciaciones a pequeña escala. Utilizando líneas hiPSC, Olmer et al. (2018) demostraron la viabilidad de ampliar la producción de CE CD31+ funcionales que expresan marcadores celulares arteriales (DLL4) y venosos (EPHB4) utilizando cultivo en suspensión o un biorreactor de tanque agitado6. Es importante destacar que demostraron que podían obtener 1,18 x 107 CE CD31+ que coexpresan CD34 y KDR a partir de un solo matraz que contenía 20 ml de cultivo en suspensión. Para obtener los 3 x 108 CE necesarios para la mayoría de las aplicaciones terapéuticas, se necesitarían algo más de dos matraces de 500 ml6. Los experimentos futuros deberían explorar la aplicación de técnicas de escalado al protocolo presentado aquí para la producción a gran escala de CE hemogénicas.

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Disclosures

El autor no tiene nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue parcialmente apoyado por las subvenciones de los NIH HL128064 y U2EB017103. El apoyo adicional fue proporcionado por CT Innovations 15-RMB-YALE-04 subvención.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
15 cm dishes Corning 430599 tissue culture treated
35 mm dishes Corning 430165 tissue culture treated
6-well plates Corning 3516 tissue culture treated
Antimicrobial reagent
Brand Name: Normocin		 Invitrogen ant-nr-1
bFGF R&D systems 233-FB-025 use at 50 ng/mL
BMP4 BioLegend 595202 use at 25 ng/mL
Bovine Serum Albumin (BSA) Fisher Scientific BP1600-1
Cell Detatchment Solution
Brand Name: Accutase		 Stemcell Technologies 7920
Dimethyl Sulfoxide (DMSO) Sigma Aldrich D2650-100mL
Dispase Stemcell Technologies 7913
DLL4 R&D systems 1506-D4/CF recombinant human; use at 10 μg/mL
DMEM:F12 Gibco 11320-033
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS) Gibco 14190144
Endothelial cell growth medium
Brand Name: EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit (EGM-2)		 Lonza CC-3162
FACS tubes Corning 352235 polystyrene round bottom with filter cap
Fetal Bovine Serum (FBS) Gemini Bio 100-106
Fibronectin ThermoFisher Scientific 33016015 use at 4 μg/cm2
GSK3i/CHIR99021 Stemgent 04-0004-02 10 mM stock; use at 5 μM
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) Gibco 14175-095
Hydrochloric Acid (HCl) Fisher Scientific A144S-500
Matrix protein 
Brand Name: Matrigel		 Corning 356230 Growth factor reduced. Refer to the Certificate of Analysis for the lot to determine the protein (Matrigel) concentration. This concentration is required to calculate the volume of Matrigel that contains 1 mg of protein.
Methylcellulose-based medium
Brand Name: MethoCult H4435 Enriched		 Stemcell Technologies 4435
Pluripotent stem cell differentiation medium
Brand Name: STEMdiff APEL 2		 Stemcell Technologies 5270
Pluripotent stem cells: H1, H9, H9-FUCCI WiCell WA09 (H9), WA01 (H1) human; H9-FUCCI were obtained from Dr. Ludovic Vallier's lab at Cambridge Stem Cell Institute
Protein-Free Hybridoma Medium (PFMH) Gibco 12040077
Retinoic Acid Sigma Aldrich R2625-50mg use at 0.5 μM
Reverse transcription master mix
Brand Name: iScript Reverse Transcription Supermix		 BioRad 1708840
RNA extraction kit
Brand Name: RNeasy Mini Kit		 Qiagen 74104
Sodium Hydroxide (NaOH) Fisher Scientific SS255-1
Stem cell growth medium
Brand Name: mTeSR1		 Stemcell Technologies 85850
SYBR Green master mix
Brand Name: iTaq Universal SYBR Green Master Mix		 BioRad 1725121
Trypsin-EDTA Gibco 25299956 0.25%
VEGF165 (VEGF-A) PeproTech 100-20 use at 50 ng/mL
α-CD31-FITC BioLegend 303104 2 μg/mL*
α-CD34-Pacific Blue BioLegend 343512 2 μg/mL*
α-CD45-APC/Cy7 BioLegend 304014 2 μg/mL*
α-c-Kit-APC BioLegend 313206 2 μg/mL*
α-Flk-1-PE/Cy7 BioLegend 359911 2 μg/mL*
α-VE-Cadherin-PE BioLegend 348506 2 μg/mL*
* Antibody fluorescent conjugates should be optimized based on the cell sorter used. Presented here are the final concentrations utilized in this study.

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References

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Diferenciación dirigida de células endoteliales hemogénicas de células madre pluripotentes humanas
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Nelson, E. A., Qiu, J., Chavkin, N.… More

Nelson, E. A., Qiu, J., Chavkin, N. W., Hirschi, K. K. Directed Differentiation of Hemogenic Endothelial Cells from Human Pluripotent Stem Cells. J. Vis. Exp. (169), e62391, doi:10.3791/62391 (2021).

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